وأيد هذا العمل في جزء من 1R03DK096151.

تم شراء جميع الفئران من مختبر جاكسون (بار هاربور، ME)، ويوجد تحت ظروف خالية الممرض في جامعة كولورادو دينفر، مرفق مركز باربرا ديفيس الحيوانية وفقا للمبادئ التوجيهية المعاهد الوطنية للصحة وبموافقة من جامعة كولورادو دينفر IACUC. 1. المانحة الكلى الحصاد <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعقيم جميع الأدوات، وارتداء القفازات المعقمة في جميع أنحاء الداخلي والحفاظ على مجال معقم. أداء جميع العمليات الجراحية باستخدام مجهر التشغيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جراحيا إزالة الكلى الماوس المانحة من-تخدير بنتوباربيتال (60mg / كغ IP) الجهات المانحة. تأكد عمق التخدير بواسطة إصبع القدم قرصة، ومراقبة معدل التنفس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مقطع الفراء ثم لشل حركة الماوس بنسبة 4 في اتجاه والقيود. تحضير الجلد مع بوفيدون اليود وثنى الماوس بطريقة عقيمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل 2 سم خط الوسط شق البطن الرأسي ودخول تجويف البطن. سحب الأمعاء متفوق وتخريج ذلكإلى صدره. الحفاظ على الأمعاء ملفوفة في الشاش المعقم رطبة طوال الإجراء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد هوية السفن البطن كبيرة وتعبئتهم، وتحديد أي فروع أسفل الظهر وإما يكوي أو ligate لهم 10/0 النايلون خياطة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> على الفور البعيدة في الأوعية الكلوية اليسرى ندف الوريد الأجوف السفلي (IVC) والشريان الأورطي البطني (AA) وبصرف النظر عن طريق تشريح حادة على مدى ما يقرب من 2mm و. Ligate مع 10/0 النايلون وتقسيم الشرايين الصغيرة وفروع وريدية من الأوعية الكلوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الآن فصل الوريد الكلوي من الشريان الكلوي بعناية من قبل تشريح حادة من هذه الهياكل. وهذا يسمح لخلق دقيق للرقعة كاريل في نهاية القريبة من الوريد الكلوي، والتي سيتم استخدامها لتشكيل مفاغرة نهاية إلى جنب إلى المستلمين IVC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد وligate وتقسيم السفن الكظرية اليسرى. هذا يسمح بالوصول إلى الشريان الأورطي الكظري ويتم وضع خياطة 6-0 الحرير حول الشريان الأورطي في إطار التحضير للربط، ولكن ليست مرتبطة في الوقت الحالي. </لى&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعبئة الكلى والسفن والحالب من بها أمام المحيطة بها. تدوير الكلى إلى اليمين وligate / تقسيم أي فروع الخلفي. ثم تعود الكلى إلى اليسار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الآن توجيه الانتباه إلى الحالب. من دون إزعاج نقير كلوي تحرير الحالب من المناطق المحيطة بها أمام مع الحرص على الحفاظ على الأوعية الحالب. تقسيم الحالب في مستوى الأسهري. الكلى جاهز الآن للشفاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن ببطء 300 وحدة من الهيبارين في IVC القاصي وبالتالي heparinizing الجهة المانحة. التعادل لأسفل الخيط الحرير 6-0 وضعت حول AA الكظري ويروي الكلية اليسرى عن طريق الشريان الأورطي البطني البعيدة مع 0.8ml من الحل الهيبارين المالحة (100 U / مل). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة لم تعد نضح إنشاء كاريل التصحيح وريدي فورا للقضاء على ارتجاعي في الكلى. سحب الوريد الكلوي نحو الكلى وكشف عن AA والشريان الكلوي تحت. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقسيم الشريان الأورطي المجاور للالشريان الكلوي خلق كعب والبريد الكفة كما هو مبين في الشكل 1. إزالة الكلى والسفن والحالب من الجهة المانحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الكلى مباشرة إلى مستلم معدة سلفا (0 دقيقة البارد الوقت نقص التروية) أو تخزينها في 4 درجة مئوية في حل من اختيار لوقت محدد مسبقا حتى وقت الزرع. الموت الرحيم الجهات المانحة التي exsanguanation وخلع عنق الرحم. إجمالي الوقت للتعافي الكلى المانحة تقريبا. 15-20 دقيقة. </li></ol> 2. الكلى زراعة تقنية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الماوس المتلقي مع بنتوباربيتال (60mg / كغ جرعة أولية IP، من 25mg جرعة تكميلية / كغ IP إذا لزم الأمر). تأكد عمق التخدير بواسطة إصبع القدم قرصة، ومراقبة معدل التنفس. مقطع الفراء ثم شل الماوس بنسبة 4 في اتجاه والقيود وتطبيق مرهم للعين للعيون. تحضير الجلد مع بوفيدون اليود وثنى الماوس بطريقة عقيمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل 2 سم خط الوسط شق البطن الرأسي ودخول تجويف البطن. سحب الأمعاءمتفوق وتخريج إلى صدره. الحفاظ على الأمعاء ملفوفة في الشاش المعقم رطبة طوال الإجراء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في هذا الوقت إجراء استئصال الكلية اليمنى. Ligate الشريان الكلوي والوريد مع 6-0 خيوط الحرير. استئصال القاصي الكلى إلى الغرز. Ligate الحالب مع 6-0 الحرير ثم تقسيم الأقرب إلى الكلى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عزل الشريان الأورطي البطني والوريد الأجوف السفلي (IVC) أدناه الأوعية الكلوية. ضع 4-0 العلاقات القطن حول الأبهر والوريد الأجوف السفلى متفوقة ثم أقل شأنا من موقع مفاغرة. تحديد وligate أي سفن قطني داخل الميدان مع 10-0 النايلون خياطة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقدة العلاقات القطن، لأول مرة أدنى تليها متفوقة. وبهذه الطريقة يتم الاحتفاظ بعض الدم في الشريان الأورطي جعل بضع الأبهر أسهل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشكيل بضع الأبهر بإبرة 30G للدخول إلى تجويف الشريان الأورطي. تمديد شق مع المقص الصغير غرامة على طول حوالي 2mm و. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل حد لمفاغرة جانب الكفة الأبهر المانحة الكعب وأصابع القدمين لالشريان الأورطي المستلم في الشكل التالي. وضع 10-0 النايلون خياطة إقامة غرزة في الشريان الأورطي المانحة وإلى الزاوية السفلية من شق في الشريان الأورطي المتلقي وربطة عنق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الثاني 10-0 النايلون مقابل لأول مرة في الشريان الأورطي المانحة والزاوية العليا من شق في الشريان الأورطي البطني وربطة عنق. جعل خط خياطة يمتد من أعلى إلى أدنى في الجدار الجانبي من الشريان الأورطي وربطة عنق ضد غرزة إقامة ضعت سابقا. ثم خياطة الجدار الإنسي بطريقة تشغيل وربطة عنق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل حد لمفاغرة الجانب من الوريد الكلوي المانحة إلى المستلم IVC في الشكل التالي. ثقب IVC بإبرة 30G وتوسيع شق مع المقص الصغير غرامة. ربط الوريد الكلوي المانحة إلى الزاوية السفلية من شق في IVC مع 10-0 النايلون. جعل خط خياطة تشغيل بين الوريد الكلوي وIVC وربطة عنق. ملاحظة: من المهم بمكان أيضا أن سمك الكامل يمر من إبرة خياطة بما في ذلك adventit الأوعية الدمويةوحقق الجيش العراقي والبطانية. انقلاب للخارج من حواف يضمن أيضا أن هناك البطانية إلى البطانية الاتصال، والذي يساعد في الختم والشفاء من anastomoses. في حين أن عامل التخثر لوقف نزيف الدم يمكن أن تكون مفيدة للحد من التسريبات، ونحن نوصي بأن الطبيب الجراح بدلا من ذلك الاعتماد على أسلوب جيد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من أن anastomoses هي &quot;نظيفة&quot;. وهذا يعني، أن الجدران المعارضة لا اشتعلت عند وضع غرز. وهذا يؤدي إلى انقباض كبير في التدفق من شأنها أن تؤدي إلى الكسب غير المشروع فشل وفي الحالات القصوى إلى شلل هند أطرافهم. ملاحظة: هناك عامل آخر بالغ الأهمية هو ضمان أن التوتر من خطوط خياطة المفاغرة هو أيضا الأمثل. فضفاضة جدا، وسوف يكون هناك تسرب لا رجعة فيه، وضيق جدا وتضيق لتدفق سيؤدي. إذا على الجانب الشرياني هذا سوف يؤدي ذلك إلى ضعف التروية من الكسب غير المشروع، إذا كان على الجانب الوريدي الكلى ازدحام سيؤدي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الافراج عن القاصي 4-0 القطن التعادل إعادة إنشاء التدفق الوريدي. مرة واحدة الارقاء من الوريديوقد لوحظ لنا مفاغرة تدريجيا تخفيف الداني التعادل 4-0 القطن ومراقبة مفاغرة شريانية لالارقاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الروابط القطن من الماوس مرة واحدة وتعتبر كل من anastomoses آمنة. بيرس المثانة مع إبرة 20 G خلق اثنين من الثقوب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تمرير نصائح من ملقط المنحنية من خلال الثقوب وسحب الحالب المانحة من خلال المثانة مع ملقط مع نهاية القريبة من الحالب التي ترتكز على جدار المثانة مع اثنين من 10-0 خيوط النايلون. تقليم طول الزائد من الحالب جاحظ من الحفرة الثانية مما يسمح الحالب إلى التراجع داخل المثانة وإغلاق الفتحة مع اثنين من 10-0 خيوط النايلون. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إرجاع الأمعاء إلى البطن. إغلاق جدار البطن في طبقتين باستخدام 5-0 خياطة الحرير بطريقة قيد التشغيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدارة بلعة 1.0 مل من العقيمة، محلول ملحي دافئ في البطن كما الانعاش السوائل عند الإغلاق، وحقن 0.8 مل من المعتاد المالحة تحت الجلد بعد العملية. لا supporti أخرىيلزم اتخاذ تدابير هاء أثناء الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استرداد الحيوان على بطانية الاحترار. مجموع وقت زرع تقريبا. 35-45 دقيقة. إدارة المسكنات مثل البوبرينورفين، 0.05 ملغ / كغ، SC، 0.1-0.2 مل في بداية الإجراء وكل 6-12 ساعة لمدة 72 ساعة بعد المرجع. </li></ol> 3. الجزء المقابل استئصال الكلية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تبعا لمتطلبات البروتوكول، بعد عدة أيام من إجراء عملية الزرع، إجراء استئصال الكلية المقابل تحت التخدير الأيزوفلورين (5٪ الأيزوفلورين استنشاقه لتحريض، 1،5-2،0٪ للصيانة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أدخل تجويف البطن وسحب بلطف الأمعاء إلى اليمين الحيوان. فضح الكلية اليسرى وتشريح حادة من اللفافة المحيطة بها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Ligate في الشريان الكلوي، الوريد والحالب مع خيوط الحرير 6-0 ثم استئصال الكلى فوق الغرز وإزالة الكلى. إجمالي الوقت المنطوق تقريبا. 10 دقيقة. </li></ol> 4. تقييم الكسب غير المشروع <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مقياس creati المصلتسعة باستخدام طريقة تتجمع القلوية (رد فعل جافي). </li></ol>

<ol>
	<li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity.</a> Transplant Proc. 5 (1), 721-725 (1973).</li><li>Kalina, S. L., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microsurgical+technique+for+renal+transplantation+in+mice.">A microsurgical technique for renal transplantation in mice.</a> Aust N Z J Surg. 63 (3), 213-216 (1993).</li><li>Han, W. R., Murray-Segal, L. J., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+technique+for+kidney+transplantation+in+mice.">Modified technique for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 19 (6), 272-274 (1999).</li><li>Ge, F., Gong, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Strategies+for+successfully+establishing+a+kidney+transplant+in+a+mouse+model.">Strategies for successfully establishing a kidney transplant in a mouse model.</a> Exp Clin Transplant. 9 (5), 287-294 (2011).</li><li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Learning+curve,+surgical+results+and+operative+complications+for+kidney+transplantation+in+mice.">Learning curve, surgical results and operative complications for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 26 (8), 590-593 (2006).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D,+H-2K,+and+non-H-2+antigens+in+rejection.">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li><li>Zhang, Z., Chen, H., Qian, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+Transplantation+in+Mice.">Kidney Transplantation in Mice.</a> Experimental Organ Transplantation. , 45-64 (2013).</li><li>Zhang, L., Moskovitz, M., Piscatelli, S., Longaker, M. T., Siebert, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamic+study+of+different+angled+end-to-side+anastomoses.">Hemodynamic study of different angled end-to-side anastomoses.</a> Microsurgery. 16 (2), 114-117 (1995).</li><li>Liu, Q., Mirc, D., Fu, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+mechanisms+of+thrombosis+in+intact+bent+microvessels+of+rat+mesentery.">Mechanical mechanisms of thrombosis in intact bent microvessels of rat mesentery.</a> J Biomech. 41 (12), 2726-2734 (2008).</li><li>Chesnutt, J. K., Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tortuosity+triggers+platelet+activation+and+thrombus+formation+in+microvessels.">Tortuosity triggers platelet activation and thrombus formation in microvessels.</a> J Biomech Eng. 133 (12), 121004 (2011).</li><li>Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+vessel+buckling+within+soft+surrounding+tissue+generates+tortuosity.">Blood vessel buckling within soft surrounding tissue generates tortuosity.</a> J Biomech. 42 (16), 2797-2801 (2009).</li><li>Gutierrez-Diaz, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraluminal+thrombus+and+neointimal+hyperplasia+after+microvascular+surgery.">Intraluminal thrombus and neointimal hyperplasia after microvascular surgery.</a> Surg Neurol. 24 (2), 153-159 (1985).</li><li>Khouri, R. K., Cooley, B. C., Kenna, D. M., Edstrom, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thrombosis+of+microvascular+anastomoses+in+traumatized+vessels:+fibrin+versus+platelets.">Thrombosis of microvascular anastomoses in traumatized vessels: fibrin versus platelets.</a> Plast Reconstr Surg. 86 (1), 110-117 (1990).</li><li>Johnson, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initial+platelet+deposition+at+the+human+microvascular+anastomosis:+effect+on+downstream+platelet+deposition+to+intact+and+injured+vessels.">Initial platelet deposition at the human microvascular anastomosis: effect on downstream platelet deposition to intact and injured vessels.</a> Plast Reconstr Surg. 90 (4), 650-658 (1992).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

اتقان هذه التقنية زرع أمر صعب، ولكن بمجرد إنجازه وإنما هي أداة بحث قوية جدا. سوف يكافأ الجراح المريض / الباحث عن طريق الاهتمام بأدق التفاصيل واتساق التقنية، والذي هو المفتاح لإتقان أي عملية جراحية، حتى أكثر من ذلك في النماذج الحيوانية الصغيرة. الصعوبات التقنية لاتقا?...

منذ عام 1973 كان نموذج زرع الكلى في الفئران أداة بحث قيمة، ولكن أعاقت المسائل التقنية استخدامه على نطاق واسع. على مر السنين العديد من الصحف قد نشرت تفصيل التحسينات / التحسينات على هذا الإجراء. كنموذج للأوعية دموية في المقام الأول زرع الأعضاء الصلبة هذا الإجراء هو على الارجح في المرتبة الثانية بعد منتبذ نموذج زرع القلب الذي ابتكر أيضا من قبل المختبر روسيل في 1973 6. كلا النموذجين تصلح للبحث في الاستجابات رفض خيفي، وتطوير وظيفة الكسب غير المشروع تأخر وإصابة نقص التروية ضخه. واحدة من القضايا الأكثر شيوعا ليتم الإبلاغ مع زرع الكلى هي معدلات عالية نسبيا من تخثر الشرايين 4،5،7 التي مررنا بها أيضا في مختبرنا. لذلك شرعنا في إجراء استعراض أدبيات تشكيل خثرة وربما العثور على سبب هذه المشكلة التقنية ووضع أيضاحل ممكن. السبب الأكثر احتمالا لتجلط الدم هو مسار متعرج إلى حد ما يأخذ الدم من الشريان الأورطي المتلقي، في الشريان الأورطي الكلوي المانحة ثم إلى الشريان الكلوي المانحة. هذا المسار يسبب اضطرابات في الشريان الكلوي الذي يمكن أن يؤدي إلى تنشيط صفائح الدم وتشكيل خثرة. استنادا إلى الملاحظات الأخيرة والبحث من المؤلفات ذات الصلة 8-14 توصلنا مع تقنية جديدة التي قللت تجلط الدم إلى 0٪. تقنية الموضحة هنا تختلف من التقنيات ذكرت سابقا في تشكيل الشرايين الكعب والقدم صفعة المرافق التي تحسن تدفق الدم ويقلل بشكل ملحوظ تشكيل خثرة. وشكلت صفعة بقسمة الشريان الأورطي الأشعة تحت الكلى في وجه الفوهة الشرايين الكلوية في زاوية أقل من 45 درجة إلى المحور الطولي من الشريان الأبهر (الشكل 1A و 1B). هذه النتائج في الكفة تقريبا 2mm و في الطول. يتم تشكيل كاريل التصحيح وريدي من قبل transecting صالوريد ENAL في IVC وبالتالي زيادة قطر الكفة. والأشعة تحت الكلى المانحة البطن الشريان الأورطي الكعب والقدم صفعة هو anastomosed نهاية إلى الجانب إلى الشريان الأورطي البطني المستفيدة والوريد الكلوي المانحة / IVC التصحيح هو anastomosed نهاية إلى الجانب إلى المستلم في البطن الأجوف السفلي الأجوف (IVC) . ثم يتم عرض الحالب إلى ويرتكز إلى المثانة كما وصفها هان وآخرون 3. لهذه الدراسة زراعة غير المعالجة مع أوقات نقص التروية الدافئ فقط (أي، لا نقص التروية الباردة) ومقارنة. في هذه الحالة يشير نقص التروية الدافئ إلى الوقت من وقف تدفق الدم عبر الكلى المانحة (الخطوة 1.11 أدناه) وضخه من الكسب غير المشروع في المتلقي (الخطوة 2.11 أدناه). يشير نقص التروية الباردة إلى الوقت الذي الكلى لا perfused ويتم الاحتفاظ في التخزين البارد حتى بداية إجراء عملية الزرع.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Instrument</td>
			<td>Roboz #</td>
			<td>Fine Science Tools #</td>
			<td>Arosurgical #</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight micro-dissecting forcep #5</td>
			<td>RS-5015</td>
			<td>11295-51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved micro-dissecting forcep #7</td>
			<td>RS-5047</td>
			<td>11297-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved serrated forcep</td>
			<td>RS-5137</td>
			<td>11052-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas micro-dissecting scissors, short</td>
			<td>RS-5610</td>
			<td></td>
			<td>09.140.08</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Micro-dissecting scissors, straight, sharp, long</td>
			<td></td>
			<td>11.602.11</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro spring handle needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>11.549.15</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight mosquito forcep</td>
			<td></td>
			<td>91308-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-dissecting scissors, straight, blunt</td>
			<td>RS-5962</td>
			<td>14078-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-dissecting scissors, curved, blunt</td>
			<td>RS-5981</td>
			<td>14079-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro retractor</td>
			<td>RS-6540</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instrument tray, 10&#8221; x 6 &#189;&#8221; x &#190;&#8221;</td>
			<td>RT-1350S</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk suture, 5/0, 22.5m spool</td>
			<td></td>
			<td>18020-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10/0 nylon</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>T4A10Q07</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5/0 silk</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>E19A05N</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gloves</td>
			<td></td>
			<td>Drapes</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biogel from Medex Supply</td>
			<td></td>
			<td>Precept, #64-9012-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringes</td>
			<td></td>
			<td>Cotton applicators</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B-D 1cc insulin, #329424</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">Fisher-brand, #23-400-100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-Iodine swabs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PDI, #B40600</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4/0 Cotton ties</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Domestic cotton autoclaved with instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine kidney transplant technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

هذه التقنية الجراحية يسمح لأي بسيطة الكسب غير المشروع دراسات البقاء على قيد الحياة / الرفض، أو بروتوكولات تجريبية معقدة للغاية. في الأرقام أدناه ونحن لشرح مزايا استخدام هذه التقنية المحسنة مفاغرة شريانية. باستخدام هذه التقنية خفضنا بشكل كبير من الإصابة بتجلط الشراي...

Watch this Scientific Journal Video about Murine Kidney Transplant Technique at JoVE.com

Murine Kidney Transplant Technique

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

الكلى الفئران زرع تقنية

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Research

JoVE Journal

Medicine

15.8K Views.  University of Colorado, Denver. The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis. 

Video: Murine Kidney Transplant Technique

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

وهناك طريقة لعزل جزيرة الفئران تحت المحفظة وزراعة الكلى

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

الفئران عنق الرحم القلب زرع نموذج باستخدام أزرار وتقنيات التعديل

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for liver transplantation die without receiving an organ transplant or are delisted for disease progression. One strategy to increase the donor pool is the utilization of marginal grafts, such as fatty livers, grafts from older donors, or donation after cardiac death (DCD). The current preservation technique of cold static storage is only poorly tolerated by marginal livers resulting in significant organ damage. In addition, cold static organ storage does not allow graft assessment or repair prior to transplantation.
These shortcomings of cold static preservation have triggered an interest in warm perfused organ preservation to reduce cold ischemic injury, assess liver grafts during preservation, and explore the opportunity to repair marginal livers prior to transplantation. The optimal pressure and flow conditions, perfusion temperature, composition of the perfusion solution and the need for an oxygen carrier has been controversial in the past.
In spite of promising results in several animal studies, the complexity and the costs have prevented a broader clinical application so far. Recently, with enhanced technology and a better understanding of liver physiology during ex vivo perfusion the outcome of warm liver perfusion has improved and consistently good results can be achieved.
This paper will provide information about liver retrieval, storage techniques, and isolated liver perfusion in pigs. We will illustrate a) the requirements to ensure sufficient oxygen supply to the organ, b) technical considerations about the perfusion machine and the perfusion solution, and c) biochemical aspects of isolated organs.

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

Marginal grafts, such as fatty livers, grafts from older donors, or livers retrieved after cardiac death (DCD) tolerate conventional, cold static storage only poorly. We developed a novel model of subnormothermic ex vivo liver perfusion for preservation, assessment, and repair of marginal liver grafts prior to transplantation.

تقنية Subnormothermic<em&gt; فيفو السابقين</em&gt; الكبد الإرواء للتخزين، تقييم، وإصلاح الطعوم الكبد الهامشية

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

الفئران غيري مكاني القلب زرع تقنية

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Technique of Porcine Liver Procurement and Orthotopic Transplantation using an Active Porto-Caval Shunt

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. Each year, a considerable number of patients on the liver transplantation waiting list die without receiving an organ transplant or are delisted due to disease progression. Even after a successful transplantation, rejection and side effects of immunosuppression remain major concerns for graft survival and patient morbidity. 
Experimental animal research has been essential to the success of liver transplantation and still plays a pivotal role in the development of clinical transplantation practice. In particular, the porcine orthotopic liver transplantation model (OLTx) is optimal for clinically oriented research for its close resemblance to human size, anatomy, and physiology. 
Decompression of intestinal congestion during the anhepatic phase of porcine OLTx is important to guarantee reliable animal survival. The use of an active porto-caval-jugular shunt achieves excellent intestinal decompression. The system can be used for short-term as well as long-term survival experiments. The following protocol contains all technical information for a stable and reproducible liver transplantation model in pigs including post-operative animal care.

Experimental animal research plays a pivotal role in the development of clinical transplantation practice. The porcine orthotopic liver transplantation model (OLTx) closely resembles human conditions and is frequently used in clinically oriented research. The following protocol contains all information for a reliable porcine OLTx model using an active porto-caval-jugular shunt.

تقنية المشتريات الكبد الخنازير وزرع مثلي باستخدام أحدث بورتو الأجوف التحويلة

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. Each year, a considerable number of patients on the liver transplantation ...

Mouse Model of Alloimmune-induced Vascular Rejection and Transplant Arteriosclerosis

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune system of the recipient causes damage of the arterial wall and dysfunction of endothelial cells and smooth muscle cells. This triggers a pathological repair response that is characterized by intimal thickening and luminal occlusion. Understanding the mechanisms by which the immune system causes vasculature rejection and TA may inform the development of novel ways to manage graft failure. Here, we describe a mouse aortic interposition model that can be used to study the pathogenic mechanisms of vascular rejection and TA. The model involves grafting of an aortic segment from a donor animal into an allogeneic recipient. Rejection of the artery segment involves alloimmune reactions and results in arterial changes that resemble vascular rejection. The basic technical approach we describe can be used with different mouse strains and targeted interventions to answer specific questions related to vascular rejection and TA.

We describe a protocol for aortic interposition grafting in mice. The goal of the protocol is to provide a model with which to study pathological processes and therapeutic strategies relevant to alloimmune reactions in arteries and the resultant arterial changes that contribute to organ transplant failure.

نموذج الفأر من منيع للمستضد الخيفي الناجم عن رفض الأوعية الدموية وزراعة تصلب الشرايين

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune ...

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

The severe organ shortage has resulted in increased use of marginal kidney grafts for transplantation. This has triggered interest in alternative storage methods, since marginal grafts especially tolerate cold storage poorly. The technique of normothermic ex vivo kidney perfusion (NEVKP) represents a novel preservation method for kidney grafts prior to &#160;transplantation.

سوي الحرارة<em&gt; السابقين فيفو</em&gt; الإرواء الكلى للحفاظ على الكلى الطعوم قبل الزرع

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

An &#8220;All-laser&#8221; Endothelial Transplant

The &#8220;all laser&#8221; assisted endothelial keratoplasty is a procedure that is performed with a femtosecond laser used to cut the donor tissue at an intended depth, and a near infrared diode laser to weld the corneal tissue. The proposed technique enables to reach the three main goals in endothelial keratoplasty: a precise control in the thickness of the donor tissue; its easy insertion in the recipient bed and a reduced risk of donor lenticule dislocation. The donor cornea thickness is measured in the surgery room with optical coherence tomography (OCT), in order to correctly design the donor tissue dimensions. A femtosecond laser is used to cut the donor cornea. The recipient eye is prepared by manual stripping of the descemetic membrane. The donor endothelium is inserted into a Busin-injector, the peripheral inner side is stained with a proper chromophore (a water solution of Indocyanine Green) and then it is pulled in the anterior chamber. The transplanted tissue is placed in the final and correct location and then diode laser welding is induced from outside the eyeball. The procedure has been performed on more than 15 patients evidencing an improvement in surgery performances, with a good recovery of visual acuity and a reduced donor lenticule dislocation event.

An &amp;#8220;All-laser&amp;#8221; Endothelial Transplant

An all laser procedure is proposed in the endothelial transplant. The surgical technique is based on the use of a femtosecond laser to prepare the donor tissue. Laser welding technique is then used to secure the donor endothelium in the correct position.

&quot;جميع ليزر&quot; البطانية زراعة

The &#8220;all laser&#8221; assisted endothelial keratoplasty is a procedure that is performed with a femtosecond laser used to cut the donor tissue at an ...

Mouse Model for Pancreas Transplantation Using a Modified Cuff Technique

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the availability of the widest range of molecular probes and reagents to perform in vivo as well as in vitro studies. Based on our experience with various murine transplantation models, we developed a heterotopic pancreas transplantation model in mice with the intent to analyze mechanisms underlying severe ischemia reperfusion injury-associated early graft damage. In contrast to previously described techniques using suture techniques, herein we describe a new procedure using a non-suture cuff technique. 
In recent years, we have performed more than 300 pancreas transplantations in mice with an overall success rate of &gt;90%, a success rate never described before in mouse pancreas transplantation. The backbone of this non-suture cuff technique for graft revascularization consists of two major steps: (I) pulling the recipient vessel over a polyethylene/polyamide cuff and fixing it with a circumferential ligature, and (II) placing the donor vessel over the everted recipient vessel and fixing it with a second circumferential ligature. The resultant continuity of the endothelial layer results in less thrombogenic lesions with high patency rates and, finally, high success rates.
In this model, arterial anastomosis is achieved by pulling the abdominal aorta of the donor graft over the everted common carotid artery of the recipient animal. Venous drainage of the graft is achieved by pulling the portal vein of the graft over the everted external jugular vein of the recipient. This manuscript provides details and crucial steps of the organ recovery and organ implantation procedures, which will allow researchers with microsurgical skills to perform the transplantation successfully in their laboratories.

Among abdominal solid organ transplantation, pancreatic grafts are prone to develop severe ischemia reperfusion injury-associated graft damage, leading eventually to early graft loss. This protocol describes a model of murine pancreas transplantation using a non-suture cuff technique, ideally suited for analyzing these early, deleterious damages.

نموذج الماوس لزرع البنكرياس باستخدام تقنية تعديل الكفة

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the ...

Murine Cervical Aortic Transplantation Model using a Modified Non-Suture Cuff Technique

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. However, only minor improvement in the long-term results of transplanted solid organs could be observed over the past decades. In this context, chronic allograft vasculopathy (CAV) still represents the leading cause of late organ failure in cardiac, renal and pulmonary transplantation.
Thus far, the underlying pathogenesis of CAV development remains unclear, explaining why effective treatment strategies are presently missing and emphasizing a need for relevant experimental models in order to study the underlying pathophysiology leading to CAV formation. The following protocol describes a murine heterotopic cervical aortic transplantation model using a modified non-suture cuff technique. In this technique, a segment of the thoracic aorta is interpositioned in the right common carotid artery. With the use of the non-suture cuff technique, an easy to learn and reproducible model can be established, minimizing the possible heterogeneity of sutured vascular micro anastomoses.

Here, we present a protocol of heterotopic aortic transplantation in mice using the non-suture cuff technique in a cervical murine model. This model can be used to study the underlying pathology of chronic allograft vasculopathy (CAV) and can help evaluate new therapeutic agents in order to prevent its formation.

نموذج زرع الشريان الاورطي لعنق الرحم من murine باستخدام تقنيه الكفة المعدلة غير الخياطة

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. ...