Эта работа была частично поддержана 1R03DK096151.

Все мыши были приобретены у The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME) и были размещены под патогенов условиях в Университете Колорадо Денвера, Барбара Дэвис Центр Animal фонда в соответствии с NIH Руководства и с согласия университета Колорадо в Денвере от IACUC. 1. донорской почки урожая <ol><li> Стерилизовать все инструменты, носить стерильные перчатки на протяжении всей процедуры и поддерживать стерильную поле. Выполните все операции с использованием операционного микроскопа. </li><li> Удалить хирургическим мыши доноров почки от фенобарбиталом-наркозом (60 мг / кг IP) доноров. Определить глубину анестезии схождения крайнем случае, и наблюдать частоту дыхания. </li><li> Клип мех затем обездвижить мыши по 4-полосных ограничений. Подготовьте кожу повидон-йода и драпировка мыши в стерильном моды. </li><li> Сделайте 2 см срединный разрез брюшной вертикальный и проникновения в брюшную полость. Отвести кишечника сверху и воплощать егона груди. Держите кишечника, завернутый в стерильную марлю влажной в течение всей процедуры. </li><li> Определить большие сосуды брюшной и мобилизовать их, выявлять любые поясничные филиалов и либо прижечь или перевязывать их 10/0 нейлоновой нити. </li><li> Сразу дистальнее левой почечных сосудов дразнить нижнюю полую вену (IVC) и брюшной аорты (АА) друг от друга тупым над примерно 2 мм. Перевязывать с 10/0 нейлона и разделить небольшую артериальной и венозной ветви с почечных сосудов. </li><li> Теперь отделить почечную вену с почечной артерии, осторожно тупым этих структур. Это позволяет для точного создания пластыря Каррел на проксимальном конце почечной вены, которая будет использоваться для формирования анастомоза конец-в-бок получателям IVC. </li><li> Определить, перевязывать и разделить левую надпочечников сосуды. Это позволяет доступ к надпочечников аорты и 6-0 шелк шов находится вокруг аорты в подготовке для лигирования, но не привязан в это время. </LI&gt; <li> Мобилизовать почку, сосуды и мочеточник от окружающих приборной панели. Поверните почку права и перевязывать / разделить любые задние ветви. Затем верните почку слева. </li><li> Теперь направьте внимание на мочеточнике. Не нарушая почек рубчик освободить мочеточник от окружающих облицованы Стараясь сохранить мочеточника сосуды. Разделите мочеточник в уровне семявыносящий проток. Почки готов для восстановления. </li><li> Медленно введите 300 единиц гепарина в дистальной IVC, таким образом, heparinizing донора. Tie вниз 6-0 шелковой нити, расположенных вокруг надпочечников АА и заливать левой почки с помощью дистальной аорты с брюшной 0,8 мл гепарина физиологического раствора (100 ЕД / мл). </li><li> После перфузии перестал создать венозный Carrel патч немедленно устранить обратный поток в почках. Отвести в сторону почечной вены почки выявления АА и почечной артерии под. </li><li> Разделите аорты, прилегающей к почечной артерии, создавая каблук и ке манжеты, как показано на рисунке 1. Снимите с почками, сосуды и мочеточник от донора. </li><li> Удалите почки непосредственно к предварительно подготовленной получателя (0 мин холодное время ишемии) или хранили при 4 ° С в растворе выбора для заданного времени до времени имплантации. Эвтаназии доноров от exsanguanation и цервикальной дислокации. Общее время, чтобы восстановить донорскую почку ок. 15-20 мин. </li></ol> 2. Почки Имплантат Техника <ol><li> Обезболить мышь получатель с фенобарбиталом (60 мг / кг IP начальной дозе 25 мг, / кг IP-дополнительные дозы, если требуется). Определить глубину анестезии схождения крайнем случае, и наблюдать частоту дыхания. Клип мех затем иммобилизации мышь, 4-полосных ограничений и применять глазной мази для глаз. Подготовьте кожу повидон-йода и драпировка мыши в стерильном моды. </li><li> Сделайте 2 см срединный разрез брюшной вертикальный и проникновения в брюшную полость. Отвести кишечникасверху и воплощать на груди. Держите кишечника, завернутый в стерильную марлю влажной в течение всей процедуры. </li><li> В это время выполнять правой нефрэктомии. Перевязывать почечной артерии и вены с 6-0 шелковых швов. Акцизный дистальных почек к швов. Перевязывать мочеточник 6-0 шелка, а затем разделить проксимальнее почки. </li><li> Изолировать брюшной аорты и нижней полой вены (НПВ) ниже почечных сосудов. Поместите 4-0 хлопка связей вокруг аорты и НПВ выше, то ниже в анастомоза. Выявление и перевязывать любые поясничные суда в области с 10-0 нейлона шва. </li><li> Узел хлопковые связей, сначала уступает Вслед за начальником. Таким образом, некоторое количество крови сохраняется в аорте, делающего aortotomy легче. </li><li> Формируют aortotomy с иглой 30G, чтобы войти в просвет аорты. Расширьте разрез с мелкими микро ножницами до длины примерно 2 мм. </li><li> Сделайте конец боковой анастомоз донорского аорты пятки на носок манжеты нааорта получатель в следующим образом. Поместите 10-0 нейлона шов пребывания стежка в донорской аорты и нижней углом разреза в аорте получателя и галстуке. </li><li> Поместите второй 10-0 нейлона противоположную первой в донорской аорты и верхней углу разреза в брюшной аорты и галстуке. Сделайте работает шва от начальника к уступает в боковой стенке аорты и галстук против ранее размещенных пребывания стежка. Затем шов медиальной стенки в рабочем моды и галстук. </li><li> Сделайте конец боковой анастомоз донорского почечной вены получателю IVC в следующим образом. Прокол IVC с 30G иглу и расширить разрез с мелкими микро ножницами. Свяжите доноров почечной вены в нижней углу разреза в нижней полой с 10-0 нейлона. Сделайте работает шва между почечной вены и НПВ и галстуке. Примечание: Это также важно, чтобы всю толщину проходит из хирургической иглы в том числе сосудистой adventitIA и интима будут достигнуты. Выворачивания краев также гарантирует, что есть интима к интиму контакт, который помогает в герметизации и исцеления анастомозов. В то время как кровоостанавливающее средство свертывания может быть полезным для снижения утечек, мы рекомендуем, чтобы хирург, а не полагаться на хорошей технике. </li><li> Убедитесь, что анастомозы &quot;чистый&quot;. То есть, что противоположные стены не поймали при размещении стежков. Это приведет к значительному сужению течь, что приведет к неудачной трансплантата и в крайних случаях к паралич задних конечностей. ПРИМЕЧАНИЕ: Еще жизненно важным фактором является обеспечение того, натяжение анастомоза линий шва, также является оптимальным. Слишком свободный и будет необратимым утечка, слишком туго и стриктуры течь приведет. Если на артериальной стороне это приведет к недостаточной перфузии трансплантата, при венозной на стороне перегруженной почек приведет. </li><li> Отпустите дистального 4-0 хлопка галстук восстановлении венозного потока. После гемостаза в венонам анастомоза наблюдается постепенно ослабить проксимального 4-0 хлопка галстук и наблюдать артериальное анастомоз для гемостаза. </li><li> Удалить хлопковые связи с мышью только обе анастомозы считаются безопасными. Пирс мочевого пузыря с 20 G иглой, создавая два отверстия. </li><li> Pass кончики изогнутых щипцов через отверстия и вытащить доноров мочеточник через мочевой пузырь с помощью пинцета с проксимального конца мочеточника быть прикреплена к стенке мочевого пузыря с двумя 10-0 нейлона швов. Обрежьте излишки длины мочеточника, выступающей из второго отверстия, позволяющего мочеточник, чтобы убрать в мочевом пузыре и закройте отверстие с двух 10-0 нейлона швов. </li><li> Вернуться кишечника в брюшной полости. Закройте брюшной стенки в двух слоев, используя 5-0 шелковой нити в рабочем моды. </li><li> Администрирование 1,0 мл болюс стерильной теплой физиологического раствора в брюшную полость в качестве инфузионной терапии при закрытии, и вводят 0,8 мл физиологического раствора подкожно после операции. Ни один другой supportiVe меры необходимы во время операции. </li><li> Восстановление животное на потепление одеяло. Всего имплантат время ок. 35-45 мин. Администрирование анальгетики, такие как бупренорфин, 0,05 мг / кг, подкожно, 0,1-0,2 мл в начале процедуры и каждые 6-12 ч в течение 72 ч послеоперационной. </li></ol> 3. Контралатеральный Нефрэктомия <ol><li> В зависимости от требований протокола, через несколько дней после процедуры имплантации, выполнить контралатеральной нефрэктомии под анестезией изофлуран (5% вдыхаемого изофлуран для индукции, 1,5-2,0% для технического обслуживания). </li><li> Введите брюшной полости и осторожно втяните кишечника к правой животного. Expose левую почку и тупой рассекают от окружающих фасции. </li><li> Перевязывать почечной артерии, вены и мочеточника с 6-0 шелковых швов, а затем вырезать выше швов почку и удалить почку. Всего оперативное время составляет ок. 10 мин. </li></ol> 4. Прививка Оценка <ol><li> Мера сыворотки creatiдевять помощью метода щелочного пикрат (реакция Джаффе). </li></ol>

<ol>
	<li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity.</a> Transplant Proc. 5 (1), 721-725 (1973).</li><li>Kalina, S. L., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microsurgical+technique+for+renal+transplantation+in+mice.">A microsurgical technique for renal transplantation in mice.</a> Aust N Z J Surg. 63 (3), 213-216 (1993).</li><li>Han, W. R., Murray-Segal, L. J., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+technique+for+kidney+transplantation+in+mice.">Modified technique for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 19 (6), 272-274 (1999).</li><li>Ge, F., Gong, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Strategies+for+successfully+establishing+a+kidney+transplant+in+a+mouse+model.">Strategies for successfully establishing a kidney transplant in a mouse model.</a> Exp Clin Transplant. 9 (5), 287-294 (2011).</li><li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Learning+curve,+surgical+results+and+operative+complications+for+kidney+transplantation+in+mice.">Learning curve, surgical results and operative complications for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 26 (8), 590-593 (2006).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D,+H-2K,+and+non-H-2+antigens+in+rejection.">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li><li>Zhang, Z., Chen, H., Qian, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+Transplantation+in+Mice.">Kidney Transplantation in Mice.</a> Experimental Organ Transplantation. , 45-64 (2013).</li><li>Zhang, L., Moskovitz, M., Piscatelli, S., Longaker, M. T., Siebert, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamic+study+of+different+angled+end-to-side+anastomoses.">Hemodynamic study of different angled end-to-side anastomoses.</a> Microsurgery. 16 (2), 114-117 (1995).</li><li>Liu, Q., Mirc, D., Fu, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+mechanisms+of+thrombosis+in+intact+bent+microvessels+of+rat+mesentery.">Mechanical mechanisms of thrombosis in intact bent microvessels of rat mesentery.</a> J Biomech. 41 (12), 2726-2734 (2008).</li><li>Chesnutt, J. K., Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tortuosity+triggers+platelet+activation+and+thrombus+formation+in+microvessels.">Tortuosity triggers platelet activation and thrombus formation in microvessels.</a> J Biomech Eng. 133 (12), 121004 (2011).</li><li>Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+vessel+buckling+within+soft+surrounding+tissue+generates+tortuosity.">Blood vessel buckling within soft surrounding tissue generates tortuosity.</a> J Biomech. 42 (16), 2797-2801 (2009).</li><li>Gutierrez-Diaz, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraluminal+thrombus+and+neointimal+hyperplasia+after+microvascular+surgery.">Intraluminal thrombus and neointimal hyperplasia after microvascular surgery.</a> Surg Neurol. 24 (2), 153-159 (1985).</li><li>Khouri, R. K., Cooley, B. C., Kenna, D. M., Edstrom, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thrombosis+of+microvascular+anastomoses+in+traumatized+vessels:+fibrin+versus+platelets.">Thrombosis of microvascular anastomoses in traumatized vessels: fibrin versus platelets.</a> Plast Reconstr Surg. 86 (1), 110-117 (1990).</li><li>Johnson, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initial+platelet+deposition+at+the+human+microvascular+anastomosis:+effect+on+downstream+platelet+deposition+to+intact+and+injured+vessels.">Initial platelet deposition at the human microvascular anastomosis: effect on downstream platelet deposition to intact and injured vessels.</a> Plast Reconstr Surg. 90 (4), 650-658 (1992).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Освоение этой техники трансплантации трудно, но как только достигается это очень мощный инструмент исследования. Пациент хирург / исследователь будут вознаграждены вниманием к деталям и консистенции техники, которая является ключом к овладению любой хирургической процедуры, тем бол?...

С 1973 года модель трансплантации почек у мышей является ценным инструментом исследования, но технические вопросы препятствуют его широкому использованию. На протяжении многих лет несколько статей были опубликованы подробно улучшения / уточнения к этой процедуре. В качестве модели трансплантации в первую очередь васкуляризированной солидных органов эта процедура, вероятно, уступает только гетеротопической модели трансплантации сердца, который также был разработанного в лаборатории Рассел в 1973 году 6. Обе модели поддаются исследования в аллогенных ответов отторжения, развития замедленной функции трансплантата и ишемия реперфузии. Один из самых распространенных вопросов, сообщается с трансплантации почки является сравнительно высокий уровень артериального тромбоза 4,5,7, которые мы также испытали в нашей лаборатории. Поэтому мы намерены выполнить обзор литературы по образованию тромба и, возможно, найти причину этой технической проблеме и также разработатьвозможное решение. Наиболее вероятной причиной тромбоза является несколько извилистый путь кровь занимает от аорты реципиента, в донорской почки аорты затем на доноров почечной артерии. Этот путь приводит к турбулентности в почечной артерии, которые могут привести к активации тромбоцитов и образование тромба. Основываясь на последних наблюдений и поиска соответствующей литературы 8-14 мы пришли с новой техникой, что уменьшило тромбоз до 0%. Описанная методика здесь варьируется от сообщалось ранее методов в формировании артериальной пятки на носок манжеты, какие объекты улучшенной кровоток и значительно снижает образование тромбов. Манжета формируется путем деления инфра-почечные аорты по лицу почечной артериальной устья под углом менее 45 вывода к продольной оси аорты (фиг.1А и 1В). Это приводит к манжете приблизительно 2 мм в длину. Венозный Каррель патч формируется пересекающих Rеналя вены в НПВ тем самым увеличивая диаметр манжеты. Инфра-почечных доноров брюшной аорты пятки на носок манжеты конец-в-бок анастомозировали получателю брюшной аорты и доноров почечной вены / IVC патч конца в сторону анастомозировали получателю брюшной нижней полой вены (НПВ) , Мочеточник затем вводят в якорь и в мочевой пузырь, как описано Хан и др 3. Для этого исследования необработанные трансплантатов только с времен теплой ишемии (то есть., Не холодно ишемия) не сравниваются. В этом случае тепловой ишемии относится ко времени от прекращения кровотока через донорской почки (шаг 1.11 ниже) и реперфузии трансплантата у реципиента (шаг 2,11 ниже). Холодовой ишемии относится ко времени, что почки не перфузии и не хранится в холодильниках до начала процедуры имплантации.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Instrument</td>
			<td>Roboz #</td>
			<td>Fine Science Tools #</td>
			<td>Arosurgical #</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight micro-dissecting forcep #5</td>
			<td>RS-5015</td>
			<td>11295-51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved micro-dissecting forcep #7</td>
			<td>RS-5047</td>
			<td>11297-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved serrated forcep</td>
			<td>RS-5137</td>
			<td>11052-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas micro-dissecting scissors, short</td>
			<td>RS-5610</td>
			<td></td>
			<td>09.140.08</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Micro-dissecting scissors, straight, sharp, long</td>
			<td></td>
			<td>11.602.11</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro spring handle needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>11.549.15</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight mosquito forcep</td>
			<td></td>
			<td>91308-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-dissecting scissors, straight, blunt</td>
			<td>RS-5962</td>
			<td>14078-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-dissecting scissors, curved, blunt</td>
			<td>RS-5981</td>
			<td>14079-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro retractor</td>
			<td>RS-6540</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instrument tray, 10&#8221; x 6 &#189;&#8221; x &#190;&#8221;</td>
			<td>RT-1350S</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk suture, 5/0, 22.5m spool</td>
			<td></td>
			<td>18020-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10/0 nylon</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>T4A10Q07</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5/0 silk</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>E19A05N</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gloves</td>
			<td></td>
			<td>Drapes</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biogel from Medex Supply</td>
			<td></td>
			<td>Precept, #64-9012-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringes</td>
			<td></td>
			<td>Cotton applicators</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B-D 1cc insulin, #329424</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">Fisher-brand, #23-400-100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-Iodine swabs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PDI, #B40600</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4/0 Cotton ties</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Domestic cotton autoclaved with instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine kidney transplant technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

Эта хирургическая техника позволяет либо простых привитых выживания / отторжения исследований, или достаточно сложных экспериментальных протоколов. На рисунках ниже мы демонстрируем преимущества использования этой усовершенствованной техники артериальное анастомоза. Используя эт...

Watch this Scientific Journal Video about Murine Kidney Transplant Technique at JoVE.com

Murine Kidney Transplant Technique

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

Мышиные трансплантации почек Техника

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Research

JoVE Journal

Medicine

15.7K Views.  University of Colorado, Denver. The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis. 

Video: Murine Kidney Transplant Technique

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

Метод мышей Изоляция Островок и субкапсулярной трансплантации почек

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

Мышиный шейки Трансплантация сердца Модель с использованием модифицированного манжеты Техника

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for liver transplantation die without receiving an organ transplant or are delisted for disease progression. One strategy to increase the donor pool is the utilization of marginal grafts, such as fatty livers, grafts from older donors, or donation after cardiac death (DCD). The current preservation technique of cold static storage is only poorly tolerated by marginal livers resulting in significant organ damage. In addition, cold static organ storage does not allow graft assessment or repair prior to transplantation.
These shortcomings of cold static preservation have triggered an interest in warm perfused organ preservation to reduce cold ischemic injury, assess liver grafts during preservation, and explore the opportunity to repair marginal livers prior to transplantation. The optimal pressure and flow conditions, perfusion temperature, composition of the perfusion solution and the need for an oxygen carrier has been controversial in the past.
In spite of promising results in several animal studies, the complexity and the costs have prevented a broader clinical application so far. Recently, with enhanced technology and a better understanding of liver physiology during ex vivo perfusion the outcome of warm liver perfusion has improved and consistently good results can be achieved.
This paper will provide information about liver retrieval, storage techniques, and isolated liver perfusion in pigs. We will illustrate a) the requirements to ensure sufficient oxygen supply to the organ, b) technical considerations about the perfusion machine and the perfusion solution, and c) biochemical aspects of isolated organs.

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

Marginal grafts, such as fatty livers, grafts from older donors, or livers retrieved after cardiac death (DCD) tolerate conventional, cold static storage only poorly. We developed a novel model of subnormothermic ex vivo liver perfusion for preservation, assessment, and repair of marginal liver grafts prior to transplantation.

Методика Subnormothermic<em&gt; Экс Vivo</em&gt; Печень перфузии для хранения, оценки и Ремонт окраинных печени трансплантатов

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

Мышиные Гетеротопическая пересадке сердца Техника

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Technique of Porcine Liver Procurement and Orthotopic Transplantation using an Active Porto-Caval Shunt

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. Each year, a considerable number of patients on the liver transplantation waiting list die without receiving an organ transplant or are delisted due to disease progression. Even after a successful transplantation, rejection and side effects of immunosuppression remain major concerns for graft survival and patient morbidity. 
Experimental animal research has been essential to the success of liver transplantation and still plays a pivotal role in the development of clinical transplantation practice. In particular, the porcine orthotopic liver transplantation model (OLTx) is optimal for clinically oriented research for its close resemblance to human size, anatomy, and physiology. 
Decompression of intestinal congestion during the anhepatic phase of porcine OLTx is important to guarantee reliable animal survival. The use of an active porto-caval-jugular shunt achieves excellent intestinal decompression. The system can be used for short-term as well as long-term survival experiments. The following protocol contains all technical information for a stable and reproducible liver transplantation model in pigs including post-operative animal care.

Experimental animal research plays a pivotal role in the development of clinical transplantation practice. The porcine orthotopic liver transplantation model (OLTx) closely resembles human conditions and is frequently used in clinically oriented research. The following protocol contains all information for a reliable porcine OLTx model using an active porto-caval-jugular shunt.

Методика свиной печени закупок и Ортотопическая трансплантации с использованием активного Порто-Caval шунт

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. Each year, a considerable number of patients on the liver transplantation ...

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

The severe organ shortage has resulted in increased use of marginal kidney grafts for transplantation. This has triggered interest in alternative storage methods, since marginal grafts especially tolerate cold storage poorly. The technique of normothermic ex vivo kidney perfusion (NEVKP) represents a novel preservation method for kidney grafts prior to &#160;transplantation.

Нормотермических<em&gt; Экс Vivo</em&gt; Почки перфузии по охране почки графты до трансплантации

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

An &#8220;All-laser&#8221; Endothelial Transplant

The &#8220;all laser&#8221; assisted endothelial keratoplasty is a procedure that is performed with a femtosecond laser used to cut the donor tissue at an intended depth, and a near infrared diode laser to weld the corneal tissue. The proposed technique enables to reach the three main goals in endothelial keratoplasty: a precise control in the thickness of the donor tissue; its easy insertion in the recipient bed and a reduced risk of donor lenticule dislocation. The donor cornea thickness is measured in the surgery room with optical coherence tomography (OCT), in order to correctly design the donor tissue dimensions. A femtosecond laser is used to cut the donor cornea. The recipient eye is prepared by manual stripping of the descemetic membrane. The donor endothelium is inserted into a Busin-injector, the peripheral inner side is stained with a proper chromophore (a water solution of Indocyanine Green) and then it is pulled in the anterior chamber. The transplanted tissue is placed in the final and correct location and then diode laser welding is induced from outside the eyeball. The procedure has been performed on more than 15 patients evidencing an improvement in surgery performances, with a good recovery of visual acuity and a reduced donor lenticule dislocation event.

An &amp;#8220;All-laser&amp;#8221; Endothelial Transplant

An all laser procedure is proposed in the endothelial transplant. The surgical technique is based on the use of a femtosecond laser to prepare the donor tissue. Laser welding technique is then used to secure the donor endothelium in the correct position.

&quot;Все-лазер&quot; Эндотелиальная Пересадка

The &#8220;all laser&#8221; assisted endothelial keratoplasty is a procedure that is performed with a femtosecond laser used to cut the donor tissue at an ...

Mouse Model for Pancreas Transplantation Using a Modified Cuff Technique

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the availability of the widest range of molecular probes and reagents to perform in vivo as well as in vitro studies. Based on our experience with various murine transplantation models, we developed a heterotopic pancreas transplantation model in mice with the intent to analyze mechanisms underlying severe ischemia reperfusion injury-associated early graft damage. In contrast to previously described techniques using suture techniques, herein we describe a new procedure using a non-suture cuff technique. 
In recent years, we have performed more than 300 pancreas transplantations in mice with an overall success rate of &gt;90%, a success rate never described before in mouse pancreas transplantation. The backbone of this non-suture cuff technique for graft revascularization consists of two major steps: (I) pulling the recipient vessel over a polyethylene/polyamide cuff and fixing it with a circumferential ligature, and (II) placing the donor vessel over the everted recipient vessel and fixing it with a second circumferential ligature. The resultant continuity of the endothelial layer results in less thrombogenic lesions with high patency rates and, finally, high success rates.
In this model, arterial anastomosis is achieved by pulling the abdominal aorta of the donor graft over the everted common carotid artery of the recipient animal. Venous drainage of the graft is achieved by pulling the portal vein of the graft over the everted external jugular vein of the recipient. This manuscript provides details and crucial steps of the organ recovery and organ implantation procedures, which will allow researchers with microsurgical skills to perform the transplantation successfully in their laboratories.

Among abdominal solid organ transplantation, pancreatic grafts are prone to develop severe ischemia reperfusion injury-associated graft damage, leading eventually to early graft loss. This protocol describes a model of murine pancreas transplantation using a non-suture cuff technique, ideally suited for analyzing these early, deleterious damages.

Модель мыши для трансплантации поджелудочной железы с помощью модифицированных манжеты

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the ...

Murine Cervical Aortic Transplantation Model using a Modified Non-Suture Cuff Technique

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. However, only minor improvement in the long-term results of transplanted solid organs could be observed over the past decades. In this context, chronic allograft vasculopathy (CAV) still represents the leading cause of late organ failure in cardiac, renal and pulmonary transplantation.
Thus far, the underlying pathogenesis of CAV development remains unclear, explaining why effective treatment strategies are presently missing and emphasizing a need for relevant experimental models in order to study the underlying pathophysiology leading to CAV formation. The following protocol describes a murine heterotopic cervical aortic transplantation model using a modified non-suture cuff technique. In this technique, a segment of the thoracic aorta is interpositioned in the right common carotid artery. With the use of the non-suture cuff technique, an easy to learn and reproducible model can be established, minimizing the possible heterogeneity of sutured vascular micro anastomoses.

Here, we present a protocol of heterotopic aortic transplantation in mice using the non-suture cuff technique in a cervical murine model. This model can be used to study the underlying pathology of chronic allograft vasculopathy (CAV) and can help evaluate new therapeutic agents in order to prevent its formation.

Murine цервикальной аорты трансплантации модель с использованием модифицированных non-Suture манжеты Техника

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

Травма ишемии-реперфузии органов путем моделирования гемодинамических изменений в модели трансплантации печени крыс

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...