Name: murine kidney transplant technique
Uploaded: 2015-10-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 58 s
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Alle Mäuse wurden von The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME) erworben und wurden unter pathogenfreien Bedingungen an der University of Colorado Denver, Barbara Davis-Center Tierhaltung nach NIH-Richtlinien und mit Genehmigung der University of Colorado Denver IACUC untergebracht. 1. Spenderniere Ernte <ol><li> Sterilisieren Sie alle Instrumente, tragen sterile Handschuhe während des gesamten Verfahrens und die Aufrechterhaltung eines sterilen Bereich. Führen alle Operationen mit der Verwendung eines Operationsmikroskops. </li><li> Operativ zu entfernen Mausspendernieren von Pentobarbital-narkotisierten (60 mg / kg IP) Spendern. Festzustellen, Narkosetiefe von Zehen Prise, und beobachten Sie die Atemfrequenz. </li><li> Clip der Pelz dann immobilisieren die Maus durch 4-Wege-Fesseln. Bereiten Sie die Haut mit PVP-Jod und drapieren Sie die Maus auf sterile Weise. </li><li> Machen Sie eine 2 cm Mittellinie senkrechten Bauchschnitt und geben Sie die Bauchhöhle. Fahren Sie den Darm superior und externalisieren esauf der Brust. Halten Sie die Darm in sterilen feuchten Gaze während des gesamten Verfahrens gewickelt. </li><li> Identifizieren Sie die großen Bauchgefäße und Mobilisierung, zu identifizieren keine lumbalen Ästen und entweder Kauterisieren oder ligieren sie mit 10/0 Nylonnaht. </li><li> Unmittelbar distal der linken Nierengefäße necken die untere Hohlvene (IVC) und abdominalen Aorta (AA) auseinander stumpf über etwa 2 mm. Ligieren mit 10/0 Nylon und teilen kleinen arteriellen und venösen Zweige von den Nierengefäße. </li><li> Jetzt trennen die Nierenvene von der Nierenarterie vorsichtig stumpf dieser Strukturen. Dies ermöglicht die genaue Erzeugung einer Carrel Patch an dem proximalen Ende der Nierenvene, die verwendet werden, um eine End-zu-Seit-Anastomose an die Empfänger IVC bilden wird. </li><li> Identifizieren Sie, Ligat und teilen Sie die linken Nebengefäße. Dies erlaubt Zugriff auf die Nebennieren Aorta und eine 6-0 Seidennaht wird um die Aorta in Vorbereitung für die Ligation platziert, aber zu diesem Zeitpunkt nicht gebunden. </li&gt; <li> Zu mobilisieren, die Niere, Gefäße und Harnleiter von der umgebenden Armaturenblende. Drehen Sie die Niere rechts und Ligat / aufzuteilen keine hinteren Ästen. Dann den Nieren nach links. </li><li> Jetzt lenken die Aufmerksamkeit auf die Harnleiter. Ohne die Nierenhilus befreien den Harnleiter von der umgebenden facia darauf achten, dass die ureteric Gefäße zu erhalten stören. Teilen Sie die Harnleiter auf der Ebene der Samenleiter. Die Niere ist nun bereit für die Wiederherstellung. </li><li> Langsam injizieren 300 Einheiten Heparin in das distale IVC wodurch die Spender heparinizing. Binden die 6-0-Seidenfaden um die Nebennieren AA gegeben und Perfusion der linken Niere über die distale abdominale Aorta mit 0,8 ml Heparin-Kochsalzlösung (100 U / ml). </li><li> Sobald die Durchblutung aufgehört hat, schaffen eine venöse Carrel Patch sofort auf Rückfluss in der Niere zu entfernen. Ziehen Sie die Nierenvene in Richtung der Nieren enthüllt die AA und Nierenarterie unter. </li><li> Teilen Sie die Aorta neben der Nierenarterie Schaffung einer Ferse und ume Manschette wie in Abbildung 1 dargestellt. Entfernen der Niere, Gefäße und Harnleiter von dem Spender. </li><li> Entfernen der Niere direkt an einen vorbereiteten Empfänger (0 min Kaltischämiezeit) oder bei 4 ° C in einer Lösung der Wahl für eine vorbestimmte Zeit gespeichert, bis zum Zeitpunkt der Implantation. Eingeschläfert die Spender von exsanguanation und Genickbruch. Insgesamt benötigte Zeit, um Spenderniere erholen beträgt ca. 15-20 min. </li></ol> 2. Kidney Implantattechnik <ol><li> Betäuben die Empfängermaus mit Pentobarbital (60 mg / kg IP Initialdosis 25 mg / kg IP zusätzliche Dosis falls erforderlich). Festzustellen, Narkosetiefe von Zehen Prise, und beobachten Sie die Atemfrequenz. Clip das Fell dann immobilisieren die Maus durch 4-Wege-Stützen und gelten Augensalbe für die Augen. Bereiten Sie die Haut mit PVP-Jod und drapieren Sie die Maus auf sterile Weise. </li><li> Machen Sie eine 2 cm Mittellinie senkrechten Bauchschnitt und geben Sie die Bauchhöhle. Fahren Sie den Darmsuperior und externalisieren auf der Brust. Halten Sie die Darm in sterilen feuchten Gaze während des gesamten Verfahrens gewickelt. </li><li> Zu diesem Zeitpunkt führen Sie einen rechten Nephrektomie. Ligieren die renale Arterie und Vene mit 6-0 Seidenfäden. Auszuschneiden die Niere distal zu den Nähten. Ligieren des Harnleiters mit 6-0 Seide und teilen proximal der Nieren dann. </li><li> Isolieren Sie die Bauchschlagader und der unteren Hohlvene (IVC) unterhalb der Nierengefäße. Zeigen 4-0 Baumwoll-Krawatten um den Aorta und IVC überlegen dann schlechter als die Anastomose. Identifizieren und zu ligieren keine Lendengefäße innerhalb des Feldes mit 10-0 Nylonnaht. </li><li> Verknoten Sie die Baumwoll Krawatten, zuerst die untere, gefolgt von der Vorgesetzten. Auf diese Weise etwas Blut in die Aorta Herstellung der Aortotomie leichter beibehalten. </li><li> Bilden die Aortotomie mit einer 30G Nadel, um das Lumen der Aorta eingeben. Verlängern Sie den Schnitt mit feinen Mikro Schere auf eine Länge von etwa 2 mm. </li><li> Machen Sie Schluss mit Anastomose des Spenders Aorten-Ferse und Zehen-Manschetteder Empfänger der Aorta in der folgenden Art und Weise. Legen Sie eine 10-0 Nylonnaht Aufenthalt Stich in der Spender Aorta und an den unteren Winkel des Einschnitts in der Empfänger Aorta und Krawatte. </li><li> Legen Sie einen zweiten 10-0 Nylon gegenüber dem ersten in der Spender Aorta und der überlegenen Ecke der Schnitt in der Bauchaorta und Krawatte. Machen Sie eine fortlaufende Naht Linie von oben nach unten in der Seitenwand der Aorta und Krawatte gegen den zuvor platzierten Aufenthalt Stich. Dann Naht der medialen Wand in einem laufenden Mode und Krawatte. </li><li> Machen Sie Schluss mit Anastomose des Spenders Nierenvene an den Empfänger IVC in der folgenden Art und Weise. Punktion der IVC mit einer 30G Nadel und verlängern die Inzision mit feinen Mikroscheren. Binden Sie die Geber Nierenvene an der unteren Ecke der Einschnitt in der IVC mit 10-0 Nylon. Mit Anlauf Nahtlinie zwischen der Nierenvene und der IVC und Krawatte. HINWEIS: Es ist auch sehr wichtig, dass die gesamte Dicke durchläuft der Nähnadel einschließlich der Gefäß adventitia und die Intima erreicht. Umstülpen der Kanten gewährleistet auch, dass es Intima-zu-Intima-Kontakt, der in dichtendem und Heilung der Anastomosen hilft. Während eine blutstillende Gerinnungsmittel kann zur Verringerung dicht sein, empfehlen wir, dass ein Chirurg stattdessen auf gute Technik verlassen. </li><li> Stellen Sie sicher, dass die Anastomosen sind &quot;sauber&quot;. Das heißt, dass die gegenüberliegenden Wände nicht bei der Platzierung Maschen verfangen. Dies wird zu einer signifikanten Verengung fließen, daß in einem fehl Transplantat und im Extremfall zu Lähmung der hinteren Gliedmaßen führen. HINWEIS: Ein weiterer entscheidender wichtiger Faktor ist sicherzustellen, dass die Spannung der Anastomosen Nahtlinien ist auch optimal. Zu locker und es wird irreversible undicht, zu eng und Stenose zu fließen die Folge sein. Wenn auf der arteriellen Seite dies führt zu einer schlechten Durchblutung des Transplantats führen, wenn sie auf der venösen Seite eine lasteten Niere führen. </li><li> Lassen Sie die distalen 4-0 Baumwoll Krawatte Wiedereinführung venösen Rückstrom. Sobald die Hämostase des venouns Anastomose hat sich allmählich beobachtet lösen Sie die proximalen 4-0 Baumwoll Krawatte und beobachten Sie die arterielle Anastomose zur Blutstillung. </li><li> Entfernen Sie die Baumwollbinder von der Maus, wenn beide Anastomosen gelten als sicher. Pierce die Blase mit einer 20 G-Nadel die Schaffung von zwei Löchern. </li><li> Übergeben Sie die Spitzen der gebogenen Pinzette durch die Löcher und ziehen Sie den Geber Harnleiter durch die Blase mit der Zange mit dem proximalen Ende des Harnleiters an der Blasenwand mit zwei 10-0 Nylon-Fäden verankert. Schneiden Sie die überschüssige Länge des Harnleiters aus dem zweiten Loch so dass der Harnleiter, um in der Blase zurücknehmen und schließen Sie das Loch mit zwei 10-0 Nylon-Fäden ragen. </li><li> Schicken Sie das Darm auf den Bauch. Schließen Sie die Bauchwand in zwei Schichten mit 5-0 Seidennaht in einem laufenden Mode. </li><li> Verabreichung einer 1,0 ml-Bolus von sterilen, warm normaler Salzlösung in den Bauchraum als Flüssigkeitszufuhr beim Schließen und injizieren 0,8 ml normaler Kochsalzlösung subkutan postoperativ. Keine andere supportiwährend der Operation sind ve Maßnahmen erforderlich. </li><li> Recover das Tier auf einer Wärmedecke. Insgesamt Implantat Zeit beträgt ca. 35-45 min. Verabreichen Analgetika wie Buprenorphin 0,05 mg / kg, SC, 0,1-0,2 ml zu Beginn des Verfahrens und alle 6-12 h für 72 Stunden nach der Operation. </li></ol> 3. kontralaterale Nephrektomie <ol><li> Je nach den Protokollanforderungen, einige Tage nach der Implantation, führen Sie eine kontralaterale Nephrektomie unter Isofluran-Narkose (5% inhaliert Isofluran zur Induktion von 1,5 bis 2,0% für die Wartung). </li><li> Geben Sie die Bauchhöhle und sanft zurückziehen den Darm nach rechts des Tieres. Setzen Sie die linke Niere und stumpf sezieren von den umgebenden Faszie. </li><li> Ligieren die renale Arterie, Vene und Harnleiter mit 6-0 Seidenfäden und dann auszuschneiden die Niere über den Nähten und entfernen Sie die Niere. Gesamtoperationszeit beträgt ca. 10 min. </li></ol> 4. Graft-Bewertung <ol><li> Maßnahme Serum creatineun mit dem alkalische Pikrat-Methode (Jaffe-Reaktion). </li></ol>

<ol>
	<li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity.</a> Transplant Proc. 5 (1), 721-725 (1973).</li><li>Kalina, S. L., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microsurgical+technique+for+renal+transplantation+in+mice.">A microsurgical technique for renal transplantation in mice.</a> Aust N Z J Surg. 63 (3), 213-216 (1993).</li><li>Han, W. R., Murray-Segal, L. J., Mottram, P. 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The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li><li>Zhang, Z., Chen, H., Qian, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+Transplantation+in+Mice.">Kidney Transplantation in Mice.</a> Experimental Organ Transplantation. , 45-64 (2013).</li><li>Zhang, L., Moskovitz, M., Piscatelli, S., Longaker, M. T., Siebert, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamic+study+of+different+angled+end-to-side+anastomoses.">Hemodynamic study of different angled end-to-side anastomoses.</a> Microsurgery. 16 (2), 114-117 (1995).</li><li>Liu, Q., Mirc, D., Fu, B. 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The authors have nothing to disclose.

Die Beherrschung dieser Transplantationstechnik ist schwierig, aber einmal erreicht ist ein sehr leistungsfähiges Forschungswerkzeug. Der Patient Chirurg / Forscher wird durch die Liebe zum Detail und die Konsistenz der Technik, die der Schlüssel zur Beherrschung jedem chirurgischen Eingriff, mehr noch in kleinen Tiermodellen ist belohnt. Die technischen Schwierigkeiten der Beherrschung der Maus Nierentransplantation sind viele Falten, und es ist sehr wahrscheinlich, dass Erfahrungen in anderen Kleintiertransplantatio...

Seit 1973 wird die Nierentransplantation Modell bei Mäusen wurde ein wertvolles Forschungswerkzeug, aber technische Probleme haben ihren weit verbreiteten Einsatz behindert. Im Laufe der Jahre mehrere Arbeiten veröffentlicht worden Detaillierung Verbesserungen / Verfeinerungen dieses Verfahrens. Als ein Modell der primär vaskularisierte Organtransplantation ist dieses Verfahren wohl nur auf die heterotopen Herztransplantationsmodell, das auch von der Russell Labor im Jahr 1973 6 entwickelt wurde zweite. Beide Modelle eignen sich für die in allogenen Abstoßungsreaktionen, die Entwicklung der verzögerten Transplantatfunktion Forschung und Ischämie-Reperfusionsverletzung. Eines der häufigsten Probleme mit Nierentransplantation gemeldet werden ist die relativ hohe Inzidenz von arterieller Thrombose 4,5,7, die wir auch in unserem Labor erlebt. Deshalb haben wir dargelegt, um eine Literaturübersicht der Thrombusbildung führen und möglicherweise die Ursache für diese technische Frage zu finden und auch entwickeln einmögliche Lösung. Die wahrscheinlichste Ursache der Thrombose ist die etwas gewundenen Pfad das Blut nimmt vom Empfänger Aorta in den Spender renale Aorta dann zum Spender Nierenarterie. Dieser Weg führt zu Turbulenzen in der Nierenarterie, die Thrombozytenaktivierung und Thrombusbildung führen kann. Basierend auf den bisherigen Beobachtungen und der Suche der einschlägigen Literatur 14.08 kamen wir auf eine neue Technik, die Thrombose auf 0% reduziert hat. Die hier beschriebene Technik ist von früher berichteten Techniken bei der Bildung eines arteriellen Fersen- und Zehen Manschette, die Einrichtungen verbessern die Durchblutung und die Thrombusbildung signifikant verringert. Die Manschette wird durch Dividieren der infra-renale Aorta über die Fläche des renalen Arterien Ostium in einem Winkel von weniger als 45 o zur Längsachse der Aorta (1A &amp; 1B) gebildet ist. Dies resultiert in einer Manschette ungefähr 2 mm in der Länge. Eine Venen Carrel Patch wird durch Durchtrennung der r gebildetenal Vene in das IVC dadurch den Durchmesser der Manschette erhöht wird. Die Infrarot-Nierenspender Abdominalaorta Fersen- und Zehen Manschette End-zu-Seite-Anastomose an den Empfänger abdominalen Aorta und der Geber Nierenvene / IVC Patch End-zu-Seite-Anastomose an den Empfänger abdominalen Vena cava inferior (IVC) . Des Harnleiters wird dann eingeführt und verankert ist, um der Blase, wie von Han et al. 3 beschrieben Für diese Studie unbehandelten Transplantaten mit nur warme Ischämie Zeiten (dh., Keine kalte Ischämie) verglichen. In diesem Fall wird warme Ischämie bezieht sich auf die Zeit von der Unterbrechung des Blutflusses durch das Spenderniere (Schritt 1.11 unten) und Reperfusion des Transplantats in den Empfänger (Schritt 2.11 unten). Kaltischämiezeit bezieht sich auf die Zeit, die die Niere nicht perfundiert und in kalten Lagerung bis zum Beginn der Implantation aufbewahrt.

<table><tbody><tr><td>Instrument</td><td>Roboz #</td><td>Fine Science Tools #</td><td>Arosurgical #</td></tr><tr><td>Straight micro-dissecting forcep #5</td><td>RS-5015</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Curved micro-dissecting forcep #7</td><td>RS-5047</td><td>11297-00</td><td></td></tr><tr><td>Curved serrated forcep</td><td>RS-5137</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Vannas micro-dissecting scissors, short</td><td>RS-5610</td><td></td><td>09.140.08</td></tr><tr><td>Micro-dissecting scissors, straight, sharp, long</td><td></td><td>11.602.11</td><td></td></tr><tr><td>Micro spring handle needle holder</td><td></td><td></td><td>11.549.15</td></tr><tr><td>Straight mosquito forcep</td><td></td><td>91308-12</td><td></td></tr><tr><td>Micro-dissecting scissors, straight, blunt</td><td>RS-5962</td><td>14078-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro-dissecting scissors, curved, blunt</td><td>RS-5981</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro retractor</td><td>RS-6540</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Instrument tray, 10&amp;rdquo; x 6 &amp;frac12;&amp;rdquo; x &amp;frac34;&amp;rdquo;</td><td>RT-1350S</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silk suture, 5/0, 22.5m spool</td><td></td><td>18020-50</td><td></td></tr><tr><td>Suture</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>10/0 nylon</td><td></td><td></td><td>T4A10Q07</td></tr><tr><td>5/0 silk</td><td></td><td></td><td>E19A05N</td></tr><tr><td>Gloves</td><td></td><td>Drapes</td><td></td></tr><tr><td>Biogel from Medex Supply</td><td></td><td>Precept, #64-9012-9</td><td></td></tr><tr><td>Syringes</td><td></td><td>Cotton applicators</td><td></td></tr><tr><td>B-D 1cc insulin, #329424</td><td></td><td>Fisher-brand, #23-400-100</td><td></td></tr><tr><td>Povidone-Iodine swabs</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PDI, #B40600</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>4/0 Cotton ties</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Domestic cotton autoclaved with instruments</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

murine kidney transplant technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

Diese Operationstechnik ermöglicht sowohl einfache Transplantatüberleben / Ablehnung Studien oder sehr komplex experimentelle Protokolle. In den folgenden Abbildungen zeigen wir die Vorteile der Verwendung dieser verbesserten arteriellen Anastomose Technik. Unter Verwendung dieser Technik haben wir deutlich auf 0% erhöht damit die Produktivität verringert die Häufigkeit von arteriellen Thrombosen von 35%. Wir haben diese Technik für über ein Jahr mit derselben 0% Thrombose Ergebnis aufrechterhalten verwen...

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Murine Kidney Transplant Technique

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

Murine Nierentransplantations Technik

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Research

JoVE Journal

Medicine

15.9K Aufrufe.  University of Colorado, Denver. The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis. 

Serie: Murine Kidney Transplant Technique

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

Eine Methode zur Murine Islet Isolation und subkapsulären Nierentransplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Forschung

Medizin

Murine Renal Transplantation Procedure

Renal orthotopic transplantation in mice is a technically challenging procedure. Although the first kidney transplants in mice were performed by Russell et al over 30 years ago (1) and refined by Zhang et al years later (2), few people in the world have mastered this procedure. In our laboratory we have successfully performed 1200 orthotopic kidney transplantations with &gt; 90% survival rate. The key points for success include stringent control of reperfusion injury, bleeding and thrombosis, both during the procedure and post-transplantation, and use of 10-0 instead of 11-0 suture for anastomoses.
Post-operative care and treatment of the recipient is extremely important to transplant success and evaluation. All renal graft recipients receive antibiotics in the form of an injection of penicillin immediately post-transplant and sulfatrim in the drinking water continually. Overall animal health is evaluated daily and whole blood creatinine analyses are performed routinely with a portable I-STAT machine to assess graft function.

Renal transplantation in mice is a technically challenging procedure that requires careful post-operative care and treatment for success.

Murine Renal Transplantation

Renal orthotopic transplantation in mice is a technically challenging procedure. Although the first kidney transplants in mice were performed by Russell ...

Biologie

Isolation and Transplantation of Different Aged Murine Thymic Grafts.

The mechanisms that regulate the efficacy of thymic selection remain ill-defined. The method presented here allows in vivo analyses of the development and selection of T cells specific for self and foreign antigens. The approach entails implantation of thymic grafts derived from various aged mice into immunodeficient scid recipients. Over a relatively short period of time the recipients are fully reconstituted with T cells derived from the implanted thymus graft. Only thymocytes seeding the thymus at the time of isolation undergo selection and develop into mature T cells. As such, changes in the nature and specificity of the engrafted T cells as a function of age-dependent thymic events can be assessed. Although technical expertise is required for successful thymic transplantation, this method provides a unique strategy to study in vivo a wide range of pathologies that are due to or a result of aberrant thymic function and/or homeostasis.

This report provides a detailed description of transplanting murine thymi from different aged donor mice under the kidney capsule of immunodeficient mouse recipients. The goal of this approach is to model T cell development and thymic selection events in vivo.

Isolation und Transplantation von Different Aged Murine Thymic Grafts.

The mechanisms that regulate the efficacy of thymic selection remain ill-defined. The method presented here allows in vivo analyses of the development and ...

Immunologie und Infektion

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Maus Nierentransplantation: Modelle der Transplantatabstoßung

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

Fate Mapping of Human Embryonic Stem Cells by Teratoma Formation 

Human embryonic stem cells (hESCs) have an unlimited capacity for self-renewal, and the ability to differentiate into cells derived from all three embryonic germ layers (1). Directed differentiation of hESCs into specific cell types has generated much interest in the field of regenerative medicine (e.g., (2-5)), and methods for determining the in vivo fate of selected or manipulated hESCs are essential to this endeavor. We have adapted a highly efficient teratoma formation assay for this purpose. A small number of specifically selected hESCs is mixed with undifferentiated wild type hESCs and Phaseolus vulgaris lectin to form a cell pellet. This is grafted beneath the kidney capsule in an immunodeficient mouse. As few as 2.5 x 105 hESCs are needed to form a 16 cm3 teratoma within 8-12 weeks. The fate of the originally selected hESCs can then be determined by immunohistochemistry. This method provides a valuable tool for characterizing tissue-specific reagents for cell-based therapy.

Fate Mapping of Human Embryonic Stem Cells by Teratoma Formation

Directed differentiation of hESCs into specific cells has generated much interest in regenerative medicine. We provide a concise, step-by-step protocol for determining the in vivo fate of selected hESCs that provides a valuable tool for characterizing tissue-specific reagents for cell-based therapy.

Fate Mapping von humanen embryonalen Stammzellen durch Teratom Formation

Human embryonic stem cells (hESCs) have an unlimited capacity for self-renewal, and the ability to differentiate into cells derived from all three ...

Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality of life when compared to dialysis. Although the last few decades have seen major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, the increasing shortage of available organs represents a severe problem worldwide. To expand the donor pool, marginal kidney grafts recovered from extended criteria donors (ECD) or donated after circulatory death (DCD) are now accepted for transplantation. To further improve the postoperative outcome of these marginal grafts, research must focus on new therapeutic approaches such as alternative preservation techniques, immunomodulation, gene transfer, and stem cell administration.
Experimental studies in animal models are the final step before newly developed techniques can be translated into clinical practice. Porcine kidney transplantation is an excellent model of human transplantation and allows investigation of novel approaches. The major advantage of the porcine model is its anatomical and physiological similarity to the human body, which facilitates the rapid translation of new findings to clinical trials. This article offers a surgical step-by-step protocol for an autotransplantation model and highlights key factors to ensure experimental success. Adequate pre- and postoperative housing, attentive anesthesia, and consistent surgical techniques result in favorable postoperative outcomes. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess post-transplant graft function. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow further detailed evaluation. For long-term follow-up studies and investigation of alternative graft preservation techniques, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the confounding bias posed by rejection and immunosuppressive medication.

Porcine models of organ transplantation provide an important platform to study mechanisms of organ preservation. This article describes a heterotopic porcine renal autotransplantation model, which allows investigating new approaches to improve the outcome of transplantation using marginal kidney grafts.

Heterotope Renal Autotransplantation in einem Schweine-Modell: Eine Schritt-für-Schritt-Protokoll

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality ...

Production of Humanized Mouse via Thymic Renal Capsule Grafting, CD34+ Cells Injection, and Cytokine Delivery

Animal models provide a vital translation between in vitro and in vivo biomedical research. Humanized mouse models provide a bridge in the representation of human systems, thereby allowing for a more accurate study of pathogenesis, biomarkers, and many other scientific queries. In this method described, immune-deficient NOD-scid IL2R&#947;null (NSG) mice are implanted with autologous thymus, injected with liver-derived CD34+ cells followed by a series of injected cytokine deliveries. In contrast to other models of a similar nature, the model described here promotes an improved reconstitution of immune cells by delivering cytokines and growth factors via transgenes encoded in AAV8 or pMV101 DNA-based vectors. Moreover, it offers long-term stability with reconstituted mice having an average lifespan of 30 weeks after CD34+ injections. Through this model, we hope to provide a stable and impactful method of studying immunotherapy and human disease in a murine model, thus demonstrating the need for predictive preclinical models.

Production of Humanized Mouse via Thymic Renal Capsule Grafting, CD34+ Cells Injection, and Cytokine Delivery

Humanized mouse models provide a more accurate representation of the human immune microenvironment. This manuscript describes the process in which these models are created through a renal graft of human thymus, injection of human CD34+ cells, and the targeted delivery of human cytokine transgenes to promote CD34+ cell proliferation and differentiation.

Animal models provide a vital translation between in vitro and in vivo biomedical research. Humanized mouse models provide a bridge in the representation ...

A Modified Surgical Technique for Kidney Transplantation in Mice

Kidney transplantation in mice is a complicated and challenging surgery procedure. There are very few publications demonstrating the key steps of this operation. Therefore, this article introduces the technique and points out the surgical caveats associated with this operation. In addition, important modifications in comparison to the conventional procedure are demonstrated. Firstly, a patch of the abdominal aorta is cut and prepared so that the proximal bifurcations of the renal artery, including the ureteral artery are transected together with the donor kidney en bloc. This reduces the risk of a ureter necrosis and avoids the development of a urinary tract occlusion. Secondly, a new method of the vascular anastomosis is demonstrated that allows the operator to flexibly increase or decrease the size of the anastomosis after renal transplant reperfusion has already been initiated. This avoids the development of vessel strictures and intraabdominal bleeding. Thirdly, a technique that enables the anastomosis of the delicate donor ureter and the recipient bladder that does not cause a trauma is shown. Adopting this protocol can shorten the operation time and reduces the damage to the recipient's bladder, thereby significantly increasing the operation success rate for the recipient mice.

This protocol presents a new surgical technique of mouse kidney transplantation focusing on a modified arterial anastomosis strategy. A vascular suture technique including a simple and safer ureter-bladder anastomosis method is also presented. These modifications shorten the operation time and improve the success rate of the mouse kidney transplantation procedure.

Eine modifizierte Operationstechnik zur Nierentransplantation bei Mäusen

Kidney transplantation in mice is a complicated and challenging surgery procedure. There are very few publications demonstrating the key steps of this ...

Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of renal replacement therapy. Over the past few decades, the rat kidney transplantation model has been used to study the immunological phenomena of rejection and tolerance. This model has become an indispensable tool to test new immunomodulatory pharmaceuticals and regimens prior to proceeding with expensive preclinical large animal studies.
This protocol provides a detailed overview of how to reliably perform orthotopic kidney transplantation in rats. This protocol includes three distinctive steps that increase the probability of success: perfusion of the donor kidney by flushing through the portal vein and the use of a cuff system to anastomose the renal veins and ureters, thereby decreasing cold and warm ischemia times. Using this technique, we have achieved survival rates beyond 6 months with normal serum creatinine in animals with syngeneic or tolerant kidney transplants. Depending on the aim of the study, this model can be modified by pre- or posttransplant treatments to study the acute, chronic, cellular, or antibody-mediated rejection. It is a reproducible, reliable, and cost-effective animal model to study different aspects of kidney transplantation.

The purpose of this manuscript and protocol is to explain and demonstrate in detail the surgical procedure of orthotopic kidney transplantation in rats. This method is simplified to achieve the correct perfusion of the donor kidney and shorten the reperfusion time by using the venous and ureteral cuff anastomosis technique.

Orthotopic Rat Nierentransplantation: Ein neuartierter und vereinfachter chirurgischer Ansatz

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of ...

Extracting Intact Kidney from Mouse: A Technique to Obtain Kidney Without Renal Capsule from Murine Models

Source: Grainger, N. et al. <a href="https://www.jove.com/video/62040" target="_blank">Isolating and Imaging Live, Intact Pacemaker Regions of Mouse Renal Pelvis by Vibratome Sectioning.</a> J. Vis. Exp. (2021)
In this video, we describe the procedure for kidney extraction from the retroperitoneal space of the mouse. The extracted kidney can further be microdissected to obtain an intact kidney without a renal capsule and the surrounding fat layer.

Extraktion einer intakten Niere aus einer Maus: Eine Technik zur Gewinnung einer Niere ohne Nierenkapsel aus Mausmodellen

Source: Grainger, N. et al. Isolating and Imaging Live, Intact Pacemaker Regions of Mouse Renal Pelvis by Vibratome Sectioning. J. Vis. Exp. (2021)
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