Bu çalışma 1R03DK096151 tarafından kısmen desteklenmiştir.

Tüm fareler Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME) satın alındı ​​ve NIH Rehberi ve Colorado Denver IACUC Üniversitesi onayıyla Colorado Denver, Barbara Davis Merkezi Hayvan Tesis Üniversitesi ile patojensiz şartlar altında muhafaza edildi. 1. Donör Böbrek Hasat <ol><li> Tüm aletler sterilize işlem boyunca steril eldiven giyin ve steril bir alan sağlamak. Bir ameliyat mikroskobu kullanımı ile tüm ameliyatları gerçekleştirmek. </li><li> Cerrahi pentobarbital ile anestezi uygulanmış (60 mg / kg IP) vericilerden fare verici böbrek çıkarın. Ayak-tutam anestezi derinliği tespit ve solunum hızını gözlemlemek. </li><li> Daha sonra 4-yollu sınırlamalar ile fare hareketsiz kürk Klip. Povidon-iyot ile cildi hazırlayın ve steril bir şekilde fare asmak. </li><li> 2 cm orta hat vertikal karın kesi yapın ve karın boşluğuna girin. Superior barsak geri çekin ve dışagöğüs üzerinde. Prosedür boyunca steril gazlı bez nemli sarılmış bağırsak tutun. </li><li> Büyük karın damarları tespit ve bunları harekete, herhangi bir lomber dalları tanımlamak ve dağlamak veya 10/0 naylon sütür ile lige ya. </li><li> Hemen sol renal damarlara uzak yaklaşık 2mm üzerinde künt diseksiyon ile inferior vena kava (IVC) ve ayrı abdominal aorta (AA) kızdırmak. 10/0 naylon ile bağlanır ve böbrek damarlarının küçük arteriyel ve venöz dalları bölün. </li><li> Şimdi bu yapıların künt diseksiyon ile dikkatlice renal arterden renal ven ayırın. Bu alıcıya IVC bir uç-yan anastamozu oluşturulması için kullanılacak renal ven proksimal ucunda bir Carrel yama doğru oluşturulması için izin verir. </li><li> Tanımlayın, ligatı ve sol adrenal damarları bölün. Bu böbreküstü aorta erişime izin ve 6-0 ipek sütür ligasyon için hazırlık aort etrafına yerleştirilen, ancak şu anda bağlı değildir. </li&gt; <li> Çevredeki facia gelen böbrek, üreter ve damarları harekete geçmek. Sağ ve Arter böbrek döndürün / herhangi posterior dalları bölün. Sonra sola böbrek dönün. </li><li> Şimdi üreter dikkat yönlendirir. Böbrek hilum üreter damarları korumak için çevredeki facia alarak bakımdan üreteri özgür bozmadan. Duktus deferens düzeyinde üreter bölün. Böbrek hemen geri kazanılması için hazırdır. </li><li> Yavaş yavaş, böylece donör heparinizing distal IVC içine heparin 300 birimlerini enjekte edilir. Böbreküstü AA etrafına yerleştirilen 6-0 ipek sütür aşağı kravat ve heparin tuzlu su çözeltisi (100 U / ml) 0.8ml distal abdominal aortun yoluyla sol böbrek serpmek. </li><li> Perfüzyon venöz Carrel yama oluşturmak kesildi kez hemen böbrek içine akmasını önlemek için. AA ve altındaki böbrek arteri açığa böbrek doğru renal ven çekin. </li><li> Renal arter bitişik aorta bir topuk ve yaratma DivideŞekil 1&#39;de gösterildiği gibi e manşet. donörden böbrek, üreter ve damarları çıkartın. </li><li> Implantasyonu kadar önceden hazırlanmış alıcı (0 dakika soğuk işemiya süresi) ya da önceden belirlenmiş bir süre için tercih edilen bir çözelti içinde 4 o C&#39;de saklanabilir doğrudan böbrek çıkarın. Exsanguanation ve servikal dislokasyon ile vericilerden Ötenazi. Donör böbreği kurtarmak için Toplam süresi yaklaşık. 15-20 dk. </li></ol> 2. Böbrek İmplant Tekniği <ol><li> Pentobarbital alıcı fare anestezi (60 mg / kg IP başlangıç ​​dozu, 25 mg / kg IP ek doz gerekli ise). Ayak-tutam anestezi derinliği tespit ve solunum hızını gözlemlemek. Kürk sonra 4-yollu sınırlamalar ile fare hareketsiz ve gözleri oftalmik merhem uygulayın Clip. Povidon-iyot ile cildi hazırlayın ve steril bir şekilde fare asmak. </li><li> 2 cm orta hat vertikal karın kesi yapın ve karın boşluğuna girin. Bağırsak geri çekinsuperior ve göğüs üzerinde dışa. Prosedür boyunca steril gazlı bez nemli sarılmış bağırsak tutun. </li><li> Şu anda sağ nefrektomi gerçekleştirin. 6-0 ipek dikişlerle renal arter ve ven Arter. Dikişlerle böbrek distalinden tüketim. Böbrek proksimal bölmek, sonra 6-0 ipek ile üreter bağlanır ve. </li><li> Böbrek damarlarının altında abdominal aorta ve inferior vena kava (IVC) izole edin. Anastomoz sitesine 4-0 pamuk aort etrafında bağları ve IVC üstün sonra aşağı yerleştirin. 10-0 naylon sütür ile alanında herhangi bir lomber gemileri tespit etmek ve bağlamak. </li><li> Üstün ardından ilk alt, pamuk bağları düğüm. Bu şekilde bazı kan aortatomi yapımında kolay aort tutulur. </li><li> Aort lümeni girmek için bir 30G iğne ile aortatomi Form. Yaklaşık 2mm uzunluğunda ince mikro makas ile kesi uzatın. </li><li> Donör aort topuk-ve-ayak manşet yan anastomoz son yapınAşağıdaki şekilde alıcı aorta. Donör aorta ve alıcı aort ve kravat kesinin alt açı bir 10-0 naylon dikiş kalmak dikiş yerleştirin. </li><li> Donör aort ilk ve abdominal aorta ve kravat kesi üstün köşesinde karşısında ikinci 10-0 naylon yerleştirin. Aortun yan duvarında aşağı üstün bir çalışan sütür hattını yapın ve daha önce yerleştirilen kalmak dikiş karşı kravat. Sonra çalışan moda ve kravat medial duvar dikin. </li><li> Aşağıdaki şekilde alıcıya IVC donör renal venin yan anastomoz son yapın. Bir 30G iğne ile IVC delinme ve ince mikro makasla kesi uzatmak. 10-0 naylon IVC içinde kesi alt köşesine donör renal ven kravat. Renal ven ile İVK ve kravat arasına çalışan sütür hattını olun. NOT: Bu tam kalınlıkta vasküler adventit dahil dikiş iğnesinin geçtiği de hayati önem taşımaktadıria ve intima elde edilir. Kenarların Eversion de sızdırmazlık ve anastomuzuna yardımcıları intima-to-intima temas var olmasını sağlar. Hemostatik pıhtılaşma ajan kaçağının azaltılmasında yararlı olabilir, biz bir cerrah yerine iyi bir teknik güveniyor öneririz. </li><li> Anastomozlar &quot;temiz&quot; olduğundan emin olun. Yani dikiş yerleştirirken karşıt duvarları yakalanmış değil olmasıdır. Bu başarısız bir greft ve arka bacak felç aşırı durumlarda neden olacağı akışına karşı ciddi bir daralma neden olur. NOT: Başka bir hayati önemli faktör anastomoz sütür hatlarının gerilim optimal olmasını sağlamak olduğunu. Çok gevşek ve geri dönüşümsüz sızıntı, çok sıkı ve neden olacaktır akış darlık olacaktır. Arteriyel tarafta bu greft zayıf perfüzyon neden olacaksa, venöz tarafında kalabalık böbrek neden olacaktır eğer. </li><li> Distal 4-0 pamuk kravat yeniden kurulması venöz akış bırakın. Veno ve hemostaz kezBize anastomoz proksimal 4-0 pamuk kravat gevşetin ve hemostaz için arteriyel anastomoz gözlemlemek giderek gözlenmiştir. </li><li> Her iki anastomoz güvenli kabul edilir bir kez fare pamuk bağlarını çıkarın. Pierce iki delik yaratarak bir 20 G iğne ile mesane. </li><li> Deliklerden kavisli bir forseps ipuçları Pass ve iki 10-0 naylon sütür ile mesane duvarına tutturulmuş olan üreter proksimal ucu ile forseps ile mesane yoluyla donör üreter çekin. Üreter mesane içinde geri ve iki 10-0 naylon sütür ile deliği kapatmak için izin ikinci delikten çıkan üreter aşırı uzunluğunu kesin. </li><li> Karın barsak dönün. Çalışan bir moda 5-0 İpek sütür kullanarak iki kat karın duvarı kapatın. </li><li> Kapanış üzerine sıvı resüsitasyon olarak karın içine steril sıcak normal serum fizyolojik 1.0 ml bolus yönetmek ve serum fizyolojik subkutan operasyon sonrası bir 0.8 ml enjekte edilir. Başka bir destek olacakziyaretinde önlemler ameliyat sırasında gerekmektedir. </li><li> Bir ısınma battaniye hayvan kurtarın. Toplam implant süresi yaklaşık. 35-45 dk. Böyle buprenorfın, 0.05 mg / kg, SC, prosedürün başlangıcında ve 72 saat sonrası op her 6-12 saatte 0.1-0.2 ml olarak analjezikler yönetin. </li></ol> 3. Kontralateral Nefrektomi <ol><li> Protokol şartlarına bağlı olarak, birkaç gün implant işleminden sonra, izofluran anestezisi altında bir kontralateral nefrektomi (indüksiyon için% 5 inhale izofluran, bakım için 1.5-2.0%) gerçekleştirin. </li><li> Karın boşluğu girin ve yavaşça hayvanın sağa barsak geri çekin. Çevre fasya sol böbreği ve künt incelemek Açığa. </li><li> 6-0 ipek dikişlerle renal arter, ven ve üreter bağlanır ve sonra dikişler üzerinde böbrek tüketim ve böbrek çıkarın. Toplam ameliyat süresi yaklaşık. 10 dk. </li></ol> 4. Graft Değerlendirmesi <ol><li> Tedbir serum creatialkali pikrat yöntemi (Jaffe reaksiyonu) ile dokuz. </li></ol>

<ol>
	<li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity.</a> Transplant Proc. 5 (1), 721-725 (1973).</li><li>Kalina, S. L., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microsurgical+technique+for+renal+transplantation+in+mice.">A microsurgical technique for renal transplantation in mice.</a> Aust N Z J Surg. 63 (3), 213-216 (1993).</li><li>Han, W. R., Murray-Segal, L. J., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+technique+for+kidney+transplantation+in+mice.">Modified technique for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 19 (6), 272-274 (1999).</li><li>Ge, F., Gong, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Strategies+for+successfully+establishing+a+kidney+transplant+in+a+mouse+model.">Strategies for successfully establishing a kidney transplant in a mouse model.</a> Exp Clin Transplant. 9 (5), 287-294 (2011).</li><li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Learning+curve,+surgical+results+and+operative+complications+for+kidney+transplantation+in+mice.">Learning curve, surgical results and operative complications for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 26 (8), 590-593 (2006).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D,+H-2K,+and+non-H-2+antigens+in+rejection.">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li><li>Zhang, Z., Chen, H., Qian, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+Transplantation+in+Mice.">Kidney Transplantation in Mice.</a> Experimental Organ Transplantation. , 45-64 (2013).</li><li>Zhang, L., Moskovitz, M., Piscatelli, S., Longaker, M. T., Siebert, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamic+study+of+different+angled+end-to-side+anastomoses.">Hemodynamic study of different angled end-to-side anastomoses.</a> Microsurgery. 16 (2), 114-117 (1995).</li><li>Liu, Q., Mirc, D., Fu, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+mechanisms+of+thrombosis+in+intact+bent+microvessels+of+rat+mesentery.">Mechanical mechanisms of thrombosis in intact bent microvessels of rat mesentery.</a> J Biomech. 41 (12), 2726-2734 (2008).</li><li>Chesnutt, J. K., Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tortuosity+triggers+platelet+activation+and+thrombus+formation+in+microvessels.">Tortuosity triggers platelet activation and thrombus formation in microvessels.</a> J Biomech Eng. 133 (12), 121004 (2011).</li><li>Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+vessel+buckling+within+soft+surrounding+tissue+generates+tortuosity.">Blood vessel buckling within soft surrounding tissue generates tortuosity.</a> J Biomech. 42 (16), 2797-2801 (2009).</li><li>Gutierrez-Diaz, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraluminal+thrombus+and+neointimal+hyperplasia+after+microvascular+surgery.">Intraluminal thrombus and neointimal hyperplasia after microvascular surgery.</a> Surg Neurol. 24 (2), 153-159 (1985).</li><li>Khouri, R. K., Cooley, B. C., Kenna, D. M., Edstrom, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thrombosis+of+microvascular+anastomoses+in+traumatized+vessels:+fibrin+versus+platelets.">Thrombosis of microvascular anastomoses in traumatized vessels: fibrin versus platelets.</a> Plast Reconstr Surg. 86 (1), 110-117 (1990).</li><li>Johnson, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initial+platelet+deposition+at+the+human+microvascular+anastomosis:+effect+on+downstream+platelet+deposition+to+intact+and+injured+vessels.">Initial platelet deposition at the human microvascular anastomosis: effect on downstream platelet deposition to intact and injured vessels.</a> Plast Reconstr Surg. 90 (4), 650-658 (1992).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Bu nakli tekniği Mastering zordur, ancak başarılı kez çok güçlü bir araştırma aracı. Hasta cerrah / araştırmacı detay ve küçük hayvan modellerinde daha çok herhangi bir cerrahi işlem mastering için anahtar olduğunu tekniğin, tutarlılık dikkat tarafından ödüllendirilir. Fare böbrek nakli mastering teknik zorluklar birçok kıvrımlar vardır ve diğer küçük hayvan nakli modellerinde deneyimi bu yordamı mücadelede önce kazanılan gerektiğini kuvvetle muhtemeldir. <p class="jove_conte...

1973 yılından bu yana farelerde böbrek nakli modeli değerli bir araştırma aracı olmuştur, ama teknik sorunlar yaygın kullanımını engellemiştir. Yıllar boyunca birçok kağıtları yayınlanan bu prosedüre iyileştirmeler / iyileştirmeler ayrıntılarıyla oylandı. Öncelikle vaskülarize solid organ transplantasyonu bir model olarak bu prosedür sadece, aynı zamanda 1973 6 Russell laboratuvar tarafından icat edildi heterotopik kalp nakli modeli muhtemelen ikinci. Her iki model de allojenik ret yanıtları, gecikmiş greft fonksiyonu gelişimi içine araştırma kendilerini ödünç ve iskemi reperfüzyon hasarı. Böbrek nakli ile rapor edilecek en yaygın konulardan biri de laboratuvarda yaşanan arteriyel tromboz 4,5,7 nispeten yüksek insidansı. Bu nedenle trombüs oluşumunun bir literatür taraması gerçekleştirmek ve muhtemelen bu teknik sorunun nedenini bulmak için yola ve aynı zamanda hazırlamak içinolası çözüm. Tromboz en muhtemel nedeni kan bağışı renal artere daha sonra donör böbrek aorta içine alıcı aortadan alır biraz dolambaçlı yoldur. Bu yol, trombosit aktivasyonu ve trombus oluşumuna neden olabilir renal arter türbülans neden olur. Son gözlemler ve literatür 8-14 bir arama dayanarak% 0 tromboz azalttı yeni bir teknik ile geldi. Burada açıklanan teknik imkanları kan akışını geliştirilmiş bir arteriyel topuk-ve-ayak manşet oluşumunda önceden bildirilen teknikler arasında değişir ve anlamlı trombüs oluşumunu azaltır. Manşon az 45 ° aort (Şekil 1A ve 1B) uzunlamasına eksenine belirli bir açıda renal arter ostiyum yüzeyi boyunca alt böbrek aort bölünmesi ile meydana getirilir. Bu uzunluğu yaklaşık 2mm bir manşet ile sonuçlanır. Bir venöz Carrel yama r bölücü oluşturulmuşturIVC içine enal ven böylece manşet çapı artar. Kızıl-böbrek verici abdominal aorta topuk-and-toe manşet uç-yan alıcı abdominal aort ve donör renal venin anastomoz olduğunu / IVC yama (IVC) uç-yan alıcı karın inferior vena kava anastomoz olduğunu . Üreter sonra içine ve Han ve ark 3 tarafından açıklandığı gibi mesane bağlanır. Bu çalışmada sadece sıcak iskemi süresi ile tedavi edilmemiş nakli için (yani., Soğuk iskemi) karşılaştırılır. Bu durumda sıcak iskemi verici böbrek yoluyla kan akımının kesilmesinden zaman anlamına gelir (aşağıda 1.11 adıma) ve alıcı (aşağıda adım 2.11) &#39;de greft reperfüzyon. Soğuk iskemi böbrek perfüze değildir ve implant prosedürünün başına kadar soğuk hava depolarında muhafaza edilir zaman anlamına gelir.

<table><tbody><tr><td>Instrument</td><td>Roboz #</td><td>Fine Science Tools #</td><td>Arosurgical #</td></tr><tr><td>Straight micro-dissecting forcep #5</td><td>RS-5015</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Curved micro-dissecting forcep #7</td><td>RS-5047</td><td>11297-00</td><td></td></tr><tr><td>Curved serrated forcep</td><td>RS-5137</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Vannas micro-dissecting scissors, short</td><td>RS-5610</td><td></td><td>09.140.08</td></tr><tr><td>Micro-dissecting scissors, straight, sharp, long</td><td></td><td>11.602.11</td><td></td></tr><tr><td>Micro spring handle needle holder</td><td></td><td></td><td>11.549.15</td></tr><tr><td>Straight mosquito forcep</td><td></td><td>91308-12</td><td></td></tr><tr><td>Micro-dissecting scissors, straight, blunt</td><td>RS-5962</td><td>14078-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro-dissecting scissors, curved, blunt</td><td>RS-5981</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro retractor</td><td>RS-6540</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Instrument tray, 10&amp;rdquo; x 6 &amp;frac12;&amp;rdquo; x &amp;frac34;&amp;rdquo;</td><td>RT-1350S</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silk suture, 5/0, 22.5m spool</td><td></td><td>18020-50</td><td></td></tr><tr><td>Suture</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>10/0 nylon</td><td></td><td></td><td>T4A10Q07</td></tr><tr><td>5/0 silk</td><td></td><td></td><td>E19A05N</td></tr><tr><td>Gloves</td><td></td><td>Drapes</td><td></td></tr><tr><td>Biogel from Medex Supply</td><td></td><td>Precept, #64-9012-9</td><td></td></tr><tr><td>Syringes</td><td></td><td>Cotton applicators</td><td></td></tr><tr><td>B-D 1cc insulin, #329424</td><td></td><td>Fisher-brand, #23-400-100</td><td></td></tr><tr><td>Povidone-Iodine swabs</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PDI, #B40600</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>4/0 Cotton ties</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Domestic cotton autoclaved with instruments</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

murine kidney transplant technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

Bu cerrahi teknik, basit greft sağkalım / ret çalışmaları, ya da oldukça karmaşık deneysel protokollerin biri için izin verir. Rakamlar biz bu gelişmiş arter anastomoz tekniği kullanılarak avantajlarını göstermek aşağıda. Biz önemli ölçüde% 0, böylece artan verimlilik% 35 den arteriyel tromboz insidansını azaltmıştır bu tekniği kullanarak. Biz tutulan Aynı% 0 tromboz sonucu bir yıldan bu tekniği kullandık. 1, bu yeni tekniğin temeli olan arteriyel topuk-ve-ayak manşe...

Watch this Scientific Journal Video about Murine Kidney Transplant Technique at JoVE.com

Murine Kidney Transplant Technique

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

Murin Böbrek nakli Tekniği

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Research

JoVE Journal

Medicine

15.9K Görüntüleme.  University of Colorado, Denver. The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis. 

Video: Murine Kidney Transplant Technique

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

Murin Islet İzolasyon ve subkapsüler Böbrek Nakli Bir Yöntem

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Tıp

Murine Renal Transplantation Procedure

Renal orthotopic transplantation in mice is a technically challenging procedure. Although the first kidney transplants in mice were performed by Russell et al over 30 years ago (1) and refined by Zhang et al years later (2), few people in the world have mastered this procedure. In our laboratory we have successfully performed 1200 orthotopic kidney transplantations with &gt; 90% survival rate. The key points for success include stringent control of reperfusion injury, bleeding and thrombosis, both during the procedure and post-transplantation, and use of 10-0 instead of 11-0 suture for anastomoses.
Post-operative care and treatment of the recipient is extremely important to transplant success and evaluation. All renal graft recipients receive antibiotics in the form of an injection of penicillin immediately post-transplant and sulfatrim in the drinking water continually. Overall animal health is evaluated daily and whole blood creatinine analyses are performed routinely with a portable I-STAT machine to assess graft function.

Renal transplantation in mice is a technically challenging procedure that requires careful post-operative care and treatment for success.

Murin Böbrek Nakli Prosedürü

Renal orthotopic transplantation in mice is a technically challenging procedure. Although the first kidney transplants in mice were performed by Russell ...

Biyoloji

Isolation and Transplantation of Different Aged Murine Thymic Grafts.

The mechanisms that regulate the efficacy of thymic selection remain ill-defined. The method presented here allows in vivo analyses of the development and selection of T cells specific for self and foreign antigens. The approach entails implantation of thymic grafts derived from various aged mice into immunodeficient scid recipients. Over a relatively short period of time the recipients are fully reconstituted with T cells derived from the implanted thymus graft. Only thymocytes seeding the thymus at the time of isolation undergo selection and develop into mature T cells. As such, changes in the nature and specificity of the engrafted T cells as a function of age-dependent thymic events can be assessed. Although technical expertise is required for successful thymic transplantation, this method provides a unique strategy to study in vivo a wide range of pathologies that are due to or a result of aberrant thymic function and/or homeostasis.

This report provides a detailed description of transplanting murine thymi from different aged donor mice under the kidney capsule of immunodeficient mouse recipients. The goal of this approach is to model T cell development and thymic selection events in vivo.

İzolasyon ve Farklı Yaşlı Fare Timik Greft Nakli.

The mechanisms that regulate the efficacy of thymic selection remain ill-defined. The method presented here allows in vivo analyses of the development and ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Fare Böbrek Transplantasyonu: Allogreft Reddi Modelleri

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

Fate Mapping of Human Embryonic Stem Cells by Teratoma Formation 

Human embryonic stem cells (hESCs) have an unlimited capacity for self-renewal, and the ability to differentiate into cells derived from all three embryonic germ layers (1). Directed differentiation of hESCs into specific cell types has generated much interest in the field of regenerative medicine (e.g., (2-5)), and methods for determining the in vivo fate of selected or manipulated hESCs are essential to this endeavor. We have adapted a highly efficient teratoma formation assay for this purpose. A small number of specifically selected hESCs is mixed with undifferentiated wild type hESCs and Phaseolus vulgaris lectin to form a cell pellet. This is grafted beneath the kidney capsule in an immunodeficient mouse. As few as 2.5 x 105 hESCs are needed to form a 16 cm3 teratoma within 8-12 weeks. The fate of the originally selected hESCs can then be determined by immunohistochemistry. This method provides a valuable tool for characterizing tissue-specific reagents for cell-based therapy.

Fate Mapping of Human Embryonic Stem Cells by Teratoma Formation

Directed differentiation of hESCs into specific cells has generated much interest in regenerative medicine. We provide a concise, step-by-step protocol for determining the in vivo fate of selected hESCs that provides a valuable tool for characterizing tissue-specific reagents for cell-based therapy.

Teratom Oluşumu İnsan Embriyonik Kök Hücre Kader Haritalama

Human embryonic stem cells (hESCs) have an unlimited capacity for self-renewal, and the ability to differentiate into cells derived from all three ...

Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality of life when compared to dialysis. Although the last few decades have seen major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, the increasing shortage of available organs represents a severe problem worldwide. To expand the donor pool, marginal kidney grafts recovered from extended criteria donors (ECD) or donated after circulatory death (DCD) are now accepted for transplantation. To further improve the postoperative outcome of these marginal grafts, research must focus on new therapeutic approaches such as alternative preservation techniques, immunomodulation, gene transfer, and stem cell administration.
Experimental studies in animal models are the final step before newly developed techniques can be translated into clinical practice. Porcine kidney transplantation is an excellent model of human transplantation and allows investigation of novel approaches. The major advantage of the porcine model is its anatomical and physiological similarity to the human body, which facilitates the rapid translation of new findings to clinical trials. This article offers a surgical step-by-step protocol for an autotransplantation model and highlights key factors to ensure experimental success. Adequate pre- and postoperative housing, attentive anesthesia, and consistent surgical techniques result in favorable postoperative outcomes. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess post-transplant graft function. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow further detailed evaluation. For long-term follow-up studies and investigation of alternative graft preservation techniques, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the confounding bias posed by rejection and immunosuppressive medication.

Porcine models of organ transplantation provide an important platform to study mechanisms of organ preservation. This article describes a heterotopic porcine renal autotransplantation model, which allows investigating new approaches to improve the outcome of transplantation using marginal kidney grafts.

Bir Domuz Modeli heterotopik Böbrek Ototransplantasyon: Bir Adım-Adım Protokolü

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality ...

Production of Humanized Mouse via Thymic Renal Capsule Grafting, CD34+ Cells Injection, and Cytokine Delivery

Animal models provide a vital translation between in vitro and in vivo biomedical research. Humanized mouse models provide a bridge in the representation of human systems, thereby allowing for a more accurate study of pathogenesis, biomarkers, and many other scientific queries. In this method described, immune-deficient NOD-scid IL2R&#947;null (NSG) mice are implanted with autologous thymus, injected with liver-derived CD34+ cells followed by a series of injected cytokine deliveries. In contrast to other models of a similar nature, the model described here promotes an improved reconstitution of immune cells by delivering cytokines and growth factors via transgenes encoded in AAV8 or pMV101 DNA-based vectors. Moreover, it offers long-term stability with reconstituted mice having an average lifespan of 30 weeks after CD34+ injections. Through this model, we hope to provide a stable and impactful method of studying immunotherapy and human disease in a murine model, thus demonstrating the need for predictive preclinical models.

<meta charset="utf8"></head><body>Timik renal kapsül greftleme, CD34+ hücre enjeksiyonu ve sitokin iletimi yoluyla insanlaştırılmış fare üretimi

Humanized mouse models provide a more accurate representation of the human immune microenvironment. This manuscript describes the process in which these models are created through a renal graft of human thymus, injection of human CD34+ cells, and the targeted delivery of human cytokine transgenes to promote CD34+ cell proliferation and differentiation.

Timik renal kapsül greftleme, CD34+ hücre enjeksiyonu ve sitokin iletimi yoluyla insanlaştırılmış fare üretimi

Animal models provide a vital translation between in vitro and in vivo biomedical research. Humanized mouse models provide a bridge in the representation ...

A Modified Surgical Technique for Kidney Transplantation in Mice

Kidney transplantation in mice is a complicated and challenging surgery procedure. There are very few publications demonstrating the key steps of this operation. Therefore, this article introduces the technique and points out the surgical caveats associated with this operation. In addition, important modifications in comparison to the conventional procedure are demonstrated. Firstly, a patch of the abdominal aorta is cut and prepared so that the proximal bifurcations of the renal artery, including the ureteral artery are transected together with the donor kidney en bloc. This reduces the risk of a ureter necrosis and avoids the development of a urinary tract occlusion. Secondly, a new method of the vascular anastomosis is demonstrated that allows the operator to flexibly increase or decrease the size of the anastomosis after renal transplant reperfusion has already been initiated. This avoids the development of vessel strictures and intraabdominal bleeding. Thirdly, a technique that enables the anastomosis of the delicate donor ureter and the recipient bladder that does not cause a trauma is shown. Adopting this protocol can shorten the operation time and reduces the damage to the recipient's bladder, thereby significantly increasing the operation success rate for the recipient mice.

This protocol presents a new surgical technique of mouse kidney transplantation focusing on a modified arterial anastomosis strategy. A vascular suture technique including a simple and safer ureter-bladder anastomosis method is also presented. These modifications shorten the operation time and improve the success rate of the mouse kidney transplantation procedure.

Farelerde Böbrek Nakli için Modifiye Bir Cerrahi Teknik

Kidney transplantation in mice is a complicated and challenging surgery procedure. There are very few publications demonstrating the key steps of this ...

Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of renal replacement therapy. Over the past few decades, the rat kidney transplantation model has been used to study the immunological phenomena of rejection and tolerance. This model has become an indispensable tool to test new immunomodulatory pharmaceuticals and regimens prior to proceeding with expensive preclinical large animal studies.
This protocol provides a detailed overview of how to reliably perform orthotopic kidney transplantation in rats. This protocol includes three distinctive steps that increase the probability of success: perfusion of the donor kidney by flushing through the portal vein and the use of a cuff system to anastomose the renal veins and ureters, thereby decreasing cold and warm ischemia times. Using this technique, we have achieved survival rates beyond 6 months with normal serum creatinine in animals with syngeneic or tolerant kidney transplants. Depending on the aim of the study, this model can be modified by pre- or posttransplant treatments to study the acute, chronic, cellular, or antibody-mediated rejection. It is a reproducible, reliable, and cost-effective animal model to study different aspects of kidney transplantation.

The purpose of this manuscript and protocol is to explain and demonstrate in detail the surgical procedure of orthotopic kidney transplantation in rats. This method is simplified to achieve the correct perfusion of the donor kidney and shorten the reperfusion time by using the venous and ureteral cuff anastomosis technique.

Ortootopik Rat böbrek nakli: bir roman ve Basitleştirilmiş cerrahi yaklaşım

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of ...