ברצוננו להודות Duchemin הולץ, דניס Duchemin, נטלי Faggianelli, באזיל Gurchenkov שעזרת לתכנן ולבצע כייר שמתואר פרוטוקול זה. עבודה זו נתמכה על ידי עקרות (DEQ20140329553), את ANR (ANR-15-CE13-0015-01, ANR-12-ISV2-0001-01), התוכנית של חוקר צעיר EMBO, הקהילה האירופית, ERC קוג N ° 682938 Evalve ומנוהל על ידי המענק ANR-10-LABX-0030-INRT, קרן צרפתית המדינה על ידי סוכנות הידיעות נאסיונאל דה לה רשרש תחת d'Avenir Investissements תוכנית מסגרת בתווית ANR-10-IDEX-0002-02.

1. הכנת תבניות והרכבה agarose
<ol><li>צור תבנית עם מידות איור 1 באמצעות מדפסת תלת-ממד או כלים מסורתיים וטכני.</li>
	<li>פיפטה בערך 1.5 מ של agarose 1% מומסת לתוך תבשיל הרכבה פלסטיק 35 מ מ. מקום כייר פלסטיק agarose נוזלי, מקפיד להימנע השמנה אוויר בין כייר את agarose. מקם את המנה ב 4 ° C, חכה עד agarose מתקשה (זה לוקח בערך 5 דקות) ולאחר מכן להסיר את כייר פלסטיק.</li>
	<li>כדי לאחסן את המנה הרכבה לשימוש מאוחר יותר, מכסים את המכסה שלה, ואז לעטוף את המנה וגם את המכסה בצורה הדוקה עם מצלמות-מיקרוסקופים. לאחר מכן ניתן לאחסן את המנה הרכבה המכסה פונה כלפי מטה עד 5 ימים ב- 4 מעלות צלזיוס.</li>
	<li>להכין מראש 1 מ"ל aliquots כ- 0.7% agarose נקודת התכה נמוכה ב- 1.5 mL גלאים צינורות לשימוש ביום של הרכבה. הערה: הבארות agarose של המנה הרכבה עיוות לאורך זמן כמו המים מתאדה אם מצלמות-מיקרוסקופים הוא לא מסובבת את הכלים בחוזקה.</li>
</ol>2. קבלת את העוברים על Photoconversion
<ol><li>Incross Tg (fli1a:gal4FFubs, UAS:kaede) קו ולגדול כ 200 עוברי במדיום העובר בחושך-28.5 ° C. לפרטים נוספים על איך לחצות קווים דג זברה, נא עיין יופיטר מדעי החינוך מסד נתונים11.</li>
	<li>לאחר 5 שעות אך לפני 24 שעות, מתייחסים העוברים עם 1-phenyl-2-thiourea (פרופילתיואוראציל) כדי למנוע היווצרות פיגמנט (0.003% פרופילתיואוראציל במדיום העובר).</li>
	<li>בערך 1 h לפני תחילת photoconversion, מסך העוברים תחת סטריאוסקופ פלורסנט, בחר 5 העוברים בריאים זה מופיעים לבטא את קרינה פלואורסצנטית ירוקים בהירים. השימוש של אור בעוצמה נמוכה כשמתכננים העוברים מומלץ להימנע מחשיפה של העוברים תאורת כדי להימנע photoconverting קאךה בתאים שאינם ספציפיים.</li>
</ol>3. הטמעה
<ol><li>הכינו 10 מ"ל של הרכבה מדיה: 0.02% tricaine ו-50 מ"מ BDM במדיום העובר.</li>
	<li>להוסיף 2 מ של הרכבה בינוני למנה גובר ולאפשר 15-30 דקות עבור הפתרון לנטרל את agarose.</li>
	<li>בינתיים, ממיסים את aliquot 1 מ"ל של 0.7% נקודת התכה נמוכה (LMP) agarose על-ידי הצבת את הצינורית בתוך גוש חום 70 מעלות צלזיוס למשך כ- 5 דקות.<ol>
<li>מחכה agarose LMP להתקרר מעט, ואז להוסיף הצינורית של נקודת התכה נמוכה agarose 25 µL של פתרון tricaine 8 מ"ג/מ"ל, µL 40 של 1 מ' BDM פתרון. מיקס על ידי pipetting למעלה ולמטה, ואז להעביר את הצינור גוש חום 38 ° C כדי לשמור את agarose LMP במצב נוזלי.</li>
	</ol>
</li>
	<li>ב פטרי צלחת עם העובר בינוני, בזהירות dechorionate העוברים שנבחרו מראש תחת stereomicroscope באמצעות מלקחיים, דואגת שלא יגרמו נזק העוברים.</li>
	<li>העברת העוברים תבשיל נפרד המכיל 2 מ של הרכבה מדיה.<ol>
<li>מתי עצרו את ליבם של העוברים (לוקח בערך 5-10 דקות), העברת העוברים על הרכבה צלחת ומסדרים העוברים בתוך הבארות באמצעות מלקחיים, כך הם משקרים בזווית של 25 מעלות, זנבות והצביע לעבר החלק עמוק יותר של הבאר, חלמון פונה כלפי מעלה.</li>
		<li>כאשר עוברי הן בערך במקום, להסיר את המדיה, להטביע את העוברים ~ 200 µL כ- 0.7% LMP agarose המכיל tricaine BDM, להסתגל העמדות של העוברים, הטיית העוברים שמאלה או ימינה בהתאם לצורך.</li>
	</ol>
</li>
	<li>לחכות עד ערכות agarose LMP (לוקח בערך 5 דקות), ולאחר מכן הוספת התגברות בינוני למנה. העוברים מוכנים עכשיו להיות photoconverted. הערה: את tricaine של BDM משמשים עזים ומתנגד העוברים וכדי לעצור את הלב של העוברים, בהתאמה. הרכבה מדיה ניתן להכין יום לפני הדמיה, אך הקפד על התקשורת מפני אור. הערה: המיקום הנכון של העוברים חשוב לאפשר נתיב לייזר נקה התאים אחד ורוצה photoconvert. מקם את הראש של העובר קרוב ההתחלה של הבאר כך אור לייזר לא צריך לנסוע רחוק כדי להגיע אל העובר, העוברים שניתן יהיה בקלות שטעינתו בוטלה לאחר photoconversion.</li>
</ol>4. Photoconversion
<ol><li>על מיקרוסקופ קונפוקלי זקוף (כמו Leica SP8) מצוידים עם 405 ננומטר, 488 ננומטר ומקור 561 ננומטר לייזר, לאתר את העובר של הלב באמצעות ששודרו אור לבן (brightfield), המטרה של העדשה (כמו לייקה HCX IRAPO L, 25 ×, נ. א. 0.95 המטרה). בדוק פלואורסצנטי אדום קאךה באמצעות הלייזר nm 561 (קרי, לייזר DPSS 561, בעוצמה ~ 5%, גלאי שוכן בגובה 589-728 ננומטר). אז דמיינו את endocardium באמצעות 488 ננומטר לייזר (קרי, 30 mW מרובת שורות ללייזר בעוצמה ~ 5%, גלאי להגדיר ב- 502-556 ננומטר).</li>
	<li>להיכנס למצב "FRAP" על התוכנה רכישת מיקרוסקופ. בחר ~ 1% עוצמת הלייזר עבור שניהם 488 ננומטר, 561 ננומטר לייזר.</li>
	<li>להתמקד המטוס עניין, בחר אזור בעל עניין (ROI), ולאחר מכן photoconvert תאים באמצעות את 405 ננומטר דיודת לייזר בעוצמה לייזר 25%, סריקה על רועי שלוש פעמים. קאךה לא מספיק צריך להיות photoconverted של רועי, לסרוק את 405 ננומטר לייזר מעל האזור שלוש פעמים שוב. חזור על שלב זה עבור כל ROIs.</li>
	<li>להחזיר מצב "TCS SP8" על התוכנה ולרכוש z-מחסנית, שימוש של 561 nm ו 488 ננומטר לייזרים ברצף. הקפד לבחור באפשרות 'דו-כיווני' כדי להגדיל את מהירות הדמיה. הערה: כמה זמן לוקח photoconvert, התמונה שמשתנה כל העובר. לבי הלם ידוע להיות חשוב להתפתחות שסתום הלב רגיל, כדי להימנע שמירה על הלב הפסיק במשך יותר מ 30 דקות, אפילו אם זה אומר שאין לך זמן photoconvert כל העוברים 5. הערה: במהלך תהליך photoconversion, שימוש PMT גלאי, לאחר photoconversion, מומלץ להשתמש גלאי היברידית מוגדר 'ספירה' מצב. זה כי גלאי היברידית רגישים יותר, הם מסוגלים לייצר תמונות באיכות טובה יותר, אבל נפגמים בקלות חשיפת יתר.</li>
</ol>5. ביטול הטעינה photoconverted עוברי
<ol><li>לאחר photoconversion, להשתמש פיפטה מזכוכית כדי לחץ כלפי מטה מעט מעל ראשו של העובר כדי לשבור את agarose LMP ולאחר מכן למצוץ בעדינות את העובר.<ol>
<li>הוצא את העובר מן פיפטה מזכוכית לתוך צלחת פטרי 35 מ מ המכיל העובר בינוני עם פרופילתיואוראציל (לשטוף BDM המכילות בינוני).</li>
		<li>להעביר את העובר באר צלחת 6-ובכן המכיל העובר בינוני עם פרופילתיואוראציל. במהלך שלב זה, הקפד לשמור על הערה של העובר אשר נכנס בו טוב, כמו זה חיוני כדי להתאים את המיקום של תאים photoconverted בשלבים התפתחותיים מאוחר יותר.</li>
	</ol>
</li>
	<li>שעכשיו העוברים יוסרו מן המדיום המכיל BDM, ליבם כדאי שנתחיל להכות שוב בבערך 5 דק העוברים המוחזר בחשיכה-28.5 ° C כדי לאפשר עוברי להמשיך לפתח בדרך כלל.</li>
</ol>6. בהדמיית photoconverted התאים העובריים מאוחר יותר
<ol><li>בשלב הרצוי, לעצור את הלב ולהכניס מחדש את העוברים כמו תחת שלב 3 של פרוטוקול זה, עם הבדל חשוב כי חייבים להיות מטופלים העוברים עם BDM במנות נפרדים, מסומן, כדי לעקוב אחר עוברי.</li>
	<li>עבור עוברי עד 62 hpf, לרכוש z-ערימות endocardium באמצעות 561 nm ו 488 ננומטר עבור פלורסנט אדום וירוק אותות, בהתאמה. עבור עוברי בשלבים שגילן עולה על 62 hpf, להשתמש multiphoton לייזר מוגדר כ- 940 nm לשיקוף קאךה ירוק במקום 488 ננומטר לייזר.</li>
</ol>7. תמונה ןועברל העוברים מתחת לגיל 48 hpf
הערה: תנועות רקמת AVC יכול להיות קשה לנתח עקב המבנה תלת מימדי המורכב שלו. כדי לכמת את האורך של אזור photoconverted AVC בין שני אזורים שאינם photoconverted או האורך של אזור אי-photoconverted AVC בין שני אזורים photoconverted, זה יכול להיות רצוי למפות את מבנה תלת-ממדי על גבי מפה דו-ממדית. תמונות של photoconverted עוברי שהושגו לפני 48 hpf ניתן לנתח באמצעות השיטה שלהלן.
<ol><li>ייבוא תמונות שנרכשו ב- Matlab או כל תוכנה דומה.</li>
	<li>Delimitate באופן ידני את רועי, כלומר endocardium, ולהחיל מסכה כדי להסיר את האות מחוץ לאזור זה.</li>
	<li>להחיל על הסף בעוצמה על התמונה כדי לזהות את הנקודות על endocardium ותכין אותם 3-ממדים. לבודד את הנקודות התואם לחלק הצר וישר ביותר AVC, על ידי מחיקת באופן ידני את הנקודות של עניין האטריום ואת הנוזלים באמצעות הפקודה מחק בתוכנה.</li>
	<li>להשתמש גליל כדי להתאים את הנקודות המייצג את AVC השיג.</li>
	<li>הגדרת מערכת הפניה כדי להשוות בין מספר דגימות. לדוגמה, לאמץ אל מרכז המסה של AVC נקודות המקור של מערכת הייחוס, הציר של הגליל מצויד כמו ציר z.<ol>
<li>ודא כי z חיובי-תנוחות מתאימות תמיד באותו הצד של הלב (חדרית או פרפור).</li>
		<li>פרויקט הנקודות AVC במישור x-y ולהשתמש אליפסה שתתאים להם.</li>
		<li>לסובב את הנקודות endocardial סביב ציר z כך את ציר מרכזי של האליפסה ואת ציר y של מערכת הייחוס מקבילים ותואמים ערכי-y חיובי בצד הפנימי AVC ביחס העובר.</li>
	</ol>
</li>
	<li>כדי לחלק את AVC, לחתוך את ערכת הנתונים תלת מימדי עם מטוסים מתקבל על ידי סיבוב המישור החצי {y = 0, x > 0} z-כיוון.<ol>
<li>פרויקט האינטנסיביות של הפיקסלים הסמוכים במטוסים אלה ולהגדיר את אנדותל באופן עקבי. לדוגמה, צייר באופן ידני קו מ פרפור לצד חדרית AVC-חצי עובי אנדותל.</li>
		<li>אינטרפולציה הנקודות של הקווים המייצג את אנדותל עם בליטת חיבור תלת ממדי באמצעות הכלים בליטת חיבור כדי לייצג את AVC עם משטח. הערה: מספר המטוסים חיתוך קובע גם את הדיוק של פילוח וגם צריכת זמן שלב זה. בדרך כלל, שמונה מטוסים הם מספיק כדי להשיג תוצאות טובות.</li>
	</ol>
</li>
	<li>להגדיר את המיקום azimuthal של כל נקודה על פני השטח AVC באמצעות קואורדינטות גליליות.<ol>
<li>במיקום azimuthal כל להגדיר עקומה פרמטרית לאורך פני השטח של AVC על-ידי חישוב אורך הקשת על פני השטח בין נקודות רצופות.</li>
		<li>עבור כל עקומה פרמטרית, מגדירים את הנקודה בעקומה הקרוב ביותר למרכז AVC לאפס. הנקודות של AVC ובכך באופן מלא מתוארים על ידי העמדה azimuthal שלהם ומיקומם על העקומה פרמטרית.</li>
	</ol>
</li>
	<li>לגולל את AVC לתמונה דו-ממדית באמצעות המיקום פרמטרית של הנקודות.</li>
	<li>למצוא את הקצוות של האזור לכמת כמו הקצוות של סף תמונה בינארי היחס בין עוצמות photoconverted הערוצים הלא-photoconverted. ידנית לתקן את התוצאה במידת הצורך.</li>
	<li>לחשב את אורך הקשת בין הקצוות כדי לחשב את האורך של הרקמה כפונקציה של העמדה azimuthal.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Chow, R. W., Vermot, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+rise+of+photoresponsive+protein+technologies+applications+in+vivo:+a+spotlight+on+zebrafish+developmental+and+cell+biology.">The rise of photoresponsive protein technologies applications in vivo: a spotlight on zebrafish developmental and cell biology.</a> F1000Res. 6, (2017).</li><li>Sehnert, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+troponin+T+is+essential+in+sarcomere+assembly+and+cardiac+contractility.">Cardiac troponin T is essential in sarcomere assembly and cardiac contractility.</a> Nat Genet. 31, 106-110 (2002).</li><li>Peal, D. S., Lynch, S. N., Milan, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patterning+and+development+of+the+atrioventricular+canal+in+zebrafish.">Patterning and development of the atrioventricular canal in zebrafish.</a> J Cardiovasc Transl Res. 4, 720-726 (2011).</li><li>Boselli, F., Freund, J. B., Vermot, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+flow+mechanics+in+cardiovascular+development.">Blood flow mechanics in cardiovascular development.</a> Cell Mol Life Sci. 72 (13), 2545-2559 (2015).</li><li>Steed, E., Boselli, F., Vermot, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamics+driven+cardiac+valve+morphogenesis.">Hemodynamics driven cardiac valve morphogenesis.</a> Biochim Biophys Acta. , (2015).</li><li>Boselli, F., Vermot, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+imaging+and+modeling+for+shear+stress+quantification+in+the+embryonic+zebrafish+heart.">Live imaging and modeling for shear stress quantification in the embryonic zebrafish heart.</a> Methods. , (2015).</li><li>Steed, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=klf2a+couples+mechanotransduction+and+zebrafish+valve+morphogenesis+through+fibronectin+synthesis.">klf2a couples mechanotransduction and zebrafish valve morphogenesis through fibronectin synthesis.</a> Nat Commun. 7, 11646 (2016).</li><li>Herwig, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+cellular+mechanisms+of+blood+vessel+fusion+in+the+zebrafish+embryo.">Distinct cellular mechanisms of blood vessel fusion in the zebrafish embryo.</a> Curr Biol. 21 (22), 1942-1948 (2011).</li><li>Boselli, F., Steed, E., Freund, J., Vermot, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anisotropic+shear+stress+patterns+predict+the+orientation+of+convergent+tissue+movements+in+the+embryonic+heart.">Anisotropic shear stress patterns predict the orientation of convergent tissue movements in the embryonic heart.</a> Development. , (2017).</li><li>Lombardo, V. A., Sporbert, A., Abdelilah-Seyfried, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+Tracking+Using+Photoconvertible+Proteins+During+Zebrafish+Development.">Cell Tracking Using Photoconvertible Proteins During Zebrafish Development.</a> J. Vis. Exp. (67), (2012).</li><li>JoVE Science Education Database. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Biology II: Mouse, Zebrafish, and Chick. Zebrafish Breeding and Embryo Handling. , (2017).</li><li>Watanabe, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibitory+effect+of+2,3-butanedione+monoxime+(BDM)+on+Na(+)/Ca(2+)+exchange+current+in+guinea-pig+cardiac+ventricular+myocytes.">Inhibitory effect of 2,3-butanedione monoxime (BDM) on Na(+)/Ca(2+) exchange current in guinea-pig cardiac ventricular myocytes.</a> Br J Pharmacol. 132 (6), 1317-1325 (2001).</li><li>Jou, C. J., Spitzer, K. W., Tristani-Firouzi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blebbistatin+effectively+uncouples+the+excitation-contraction+process+in+zebrafish+embryonic+heart.">Blebbistatin effectively uncouples the excitation-contraction process in zebrafish embryonic heart.</a> Cell Physiol Biochem. 25 (4-5), 419-424 (2010).</li><li>Pestel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+3D+visualization+of+cellular+rearrangements+during+cardiac+valve+formation.">Real-time 3D visualization of cellular rearrangements during cardiac valve formation.</a> Development. 143 (12), 2217-2227 (2016).</li><li>Swinburne, I. A., Mosaliganti, K. R., Green, A. A., Megason, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+Long-Term+Imaging+of+Embryos+with+Genetically+Encoded+alpha-Bungarotoxin.">Improved Long-Term Imaging of Embryos with Genetically Encoded alpha-Bungarotoxin.</a> PLoS One. 10 (8), e0134005 (2015).</li><li>Kaufmann, A., Mickoleit, M., Weber, M., Huisken, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multilayer+mounting+enables+long-term+imaging+of+zebrafish+development+in+a+light+sheet+microscope.">Multilayer mounting enables long-term imaging of zebrafish development in a light sheet microscope.</a> Development. 139 (17), 3242-3247 (2012).</li><li>Marchant, J. S., Stutzmann, G. E., Leissring, M. A., LaFerla, F. M., Parker, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiphoton-evoked+color+change+of+DsRed+as+an+optical+highlighter+for+cellular+and+subcellular+labeling.">Multiphoton-evoked color change of DsRed as an optical highlighter for cellular and subcellular labeling.</a> Nat Biotechnol. 19 (7), 645-649 (2001).</li><li>Dempsey, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+single-cell+labeling+by+confined+primed+conversion.">In vivo single-cell labeling by confined primed conversion.</a> Nat Methods. 12 (7), 645-648 (2015).</li><li>Mohr, M. A., Pantazis, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+neuron+morphology+in+vivo+with+confined+primed+conversion.">Single neuron morphology in vivo with confined primed conversion.</a> Methods Cell Biol. 133, 125-138 (2016).</li><li>Mohr, M. A., Argast, P., Pantazis, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Labeling+cellular+structures+in+vivo+using+confined+primed+conversion+of+photoconvertible+fluorescent+proteins.">Labeling cellular structures in vivo using confined primed conversion of photoconvertible fluorescent proteins.</a> Nat Protoc. 11 (12), 2419-2431 (2016).</li><li>Mohr, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rational+Engineering+of+Photoconvertible+Fluorescent+Proteins+for+Dual-Color+Fluorescence+Nanoscopy+Enabled+by+a+Triplet-State+Mechanism+of+Primed+Conversion.">Rational Engineering of Photoconvertible Fluorescent Proteins for Dual-Color Fluorescence Nanoscopy Enabled by a Triplet-State Mechanism of Primed Conversion.</a> Angew Chem Int Ed Engl. 56 (38), 11628-11633 (2017).</li><li>Dempsey, W. P., Fraser, S. E., Pantazis, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PhOTO+zebrafish:+a+transgenic+resource+for+in+vivo+lineage+tracing+during+development+and+regeneration.">PhOTO zebrafish: a transgenic resource for in vivo lineage tracing during development and regeneration.</a> PLoS One. 7 (3), e32888 (2012).</li><li>Dempsey, W. P., Qin, H., Pantazis, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+cell+tracking+using+PhOTO+zebrafish.">In vivo cell tracking using PhOTO zebrafish.</a> Methods Mol Biol. 1148, 217-228 (2014).</li></ol>

אין ניגוד אינטרסים הכריז.

העיתוי של photoconversion: קאךה למרות נשאר במאור פנים מתבטאות והריון אפילו ב 96 hpf, יצוין כי ככל שהעובר גדל, אור לייזר מפזרת עוד לפני שהוא מגיע את AVC, יצירת photoconversion מוגבלת של קאךה קשה יותר. At עובריים שלבים מאוחר יותר 55 hpf, שהתנפח של הנוזלים, האטריום גם אומר כי קרן לייזר סגול משמש photoconversion לא יכול לה...

דג זברה נחשב כיום לאחד הדגמים חוליות החשוב ביותר ללמוד הסלולר תהליכים התפתחותיים ויוו. זה נובע במידה רבה שקיפות אופטית של דג זברה ולקודדו amenability על גנטיקה, מה שהופך אותו במודל רב עוצמה על יישום טכניקות אופטי מעורבים גנטית photoresponsive חלבון טכנולוגיות1. ספציפיים בחקר התפתחות הלב, דג זברה מקבלים מספיק חמצן באמצעות דיפוזיה כזה כי מוטציות אפילו ללא דופק יכולים לשרוד עד השבוע הראשון של פיתוח, התרת ניתוחים על ההשפעות של גנים התפתחותית, מודאג זרימת הדם על הלב מורפוגנזה לא אפשרי חולייתנים רוב2.
הצינור הלב דג זברה נוצר על ידי הפריה פוסט 24 שעות (hpf). זמן קצר לאחר הקמתו, הצינור הלב מתחיל לפעום באופן פעיל. על ידי 36 hpf, כיווץ ברור שמפריד האטריום מן החדר. אזור זה של הכיווץ נקראת התעלה atrioventricular (AVC), ועל תאים שינוי אזור זה של מורפולוגיה קשקשיים מורפולוגיה cuboidal3. דג זברה שסתום atrioventricular מורפוגנזה מתחיל בסביבות 48 שעות פוסט הפריה. על ידי 5 ימים פוסט הפריה, משני עלעלים שסתום להרחיב AVC, למנוע את זרימת הדם מן הנוזלים לאטריום גב במהלך מחזור לב4. מעקב אחר תאים במהלך היווצרות AVC שסתום הוא מאתגר כמו המכות מהיר של הלב ומקשה לעקוב אחר תאים באמצעות מיקרוסקופ זמן לשגות המסורתית5,6. פרוטוקול זה, משנת סטיד. et al., 20167, מתאר שיטה המשתמשת Tg (fli1a:gal4FFubs, UAS:kaede)8 דג זברה מהונדס הקו, שבו מתבטאת החלבון photoconvertible קאךה תאי אנדותל, כולל את endocardium. התרופה 2, 3-butanedione-2-monoxime (BDM) משמש כדי לעצור באופן זמני את פעימות לבי ומאפשר photoconversion מדויק של והריון בין 36 ל 55 hpf, דימות ברזולוציה של photoconverted והריון בנקודות זמן התפתחותית מסוימת. בעבר הוכח כי photoconverted והריון בשיטה זו יכול להישאר להבדיל מהשכנים אשר במשך חמישה ימים או יותר אחרי שעת photoconversion7. פרוטוקול זה מפרט גם שיטה לניתוח תמונה של photoconverted והריון ב עוברי צעיר יותר 48 hpf, אשר שימש בהצלחה כדי לעקוב אחר תנועות רקמות במהלך AVC פיתוח (בוזלי. et al., בעיתונות)9. אנו מקווים כי הקוראים שימושיות פרוטוקול זה ללמוד AVC ופיתוח שסתום עוברי רגילה, וכן מוטציות, morphants או עוברי שטופלו בסמים. עבור פרוטוקול כלליים יותר הקשורים תא מעקב באמצעות חלבונים photoconvertible במהלך הפיתוח דג זברה, בבקשה להציג את המאמר על ידי לומברדו. et al., 201210.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Materials</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Necessary equipment for raising fish and collecting eggs (see the Zebrafish Book22 for details).</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Upright confocal microscope (Equipped with lasers operating at 488 nm, 561 nm, and 405 nm, a tunable multiphoton laser, and a Leica HCX IRAPO L, 25 &#215;, N.A. 0.95 objective)</td>
			<td>Leica</td>
			<td>Leica SP8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat block</td>
			<td>ThermoScientific</td>
			<td>88870001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>35 mm x 10 mm tissue culture dish</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>353001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6 well plate</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>353046</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dish</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass pipette</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mold</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reagents</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8 mg/mL Tricaine stock solution&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 M BDM stock solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UltraPure low melting point agarose</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>16520-050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>50004</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PTU (1-phenyl-2-thiourea)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P7629</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Embryo medium: 30x stock solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Software</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matlab equipped with the Image Analysis, Curve Fitting, Bio-Formats Toolboxes</td>
			<td>MathWorks</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8 mg/mL Tricaine stock solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>200 mg of tricaine powder (Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonic acid)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>E10521</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25 mL Danieau</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adjust to pH 7, aliquot and store at -20 &#176;C&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 M BDM stock solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 g BDM</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>112135</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL ddH2O</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aliquot and store at -20 &#176;C</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Embryo medium: 30x stock solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50.7 g NaCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>7647-14-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.78 g KCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>7447-40-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.47 g Magnesium sulfate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&#160;7487-88-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2.1 g Calcium nitrite tetrahydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>13477-34-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>19.52 g HEPES (4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazineethanesulfonic acid)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>7365-45-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adjust to pH 7.2 and store at room temperature</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mold</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PlasCLEAR resin</td>
			<td>Asiga</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plus 39&#160;Freeform Pico 3D printer</td>
			<td>Asiga</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

following endocardial tissue movements via cell photoconversion in the zebrafish embryo

במהלך מופרה, התאים עוברים שינויים דינמיים בהתנהגות התא, פיענוח הסלולר ההיגיון מאחורי שינויים אלה היא מטרה היסוד בתחום ביולוגיה התפתחותית. בגילוי ופיתוח של חלבונים photoconvertible במידה רבה כאילו סייע ההבנה שלנו של שינויים דינמיים אלה על-ידי מתן שיטה לסימון שטיחות תאים ורקמות. עם זאת, בעוד photoconversion, מיקרוסקופיה זמן לשגות, ניתוח תמונות עוקבות הוכיחו להיות מאוד מוצלח שיגורי דינמיקה סלולר באיברים כמו המוח או את העין, גישה זו משמשת בדרך כלל לא בלב המתפתח עקב לאתגרים שמציב את התנועה המהירה של הלב במהלך מחזור הלב. פרוטוקול זה מורכב משני חלקים. החלק הראשון מתאר שיטה photoconverting ומעקב לאחר מכן תאים endocardial (והריון) במהלך דג זברה תעלת atrioventricular (AVC) ופיתוח שסתום הלב atrioventricular. השיטה כוללת חנותם עוצר את הלב עם סמים על מנת photoconversion מדויק להתקיים. לבבות מותר לחדש את המכות על הסרת התרופה ואת התפתחות נמשכת בדרך כלל עד הלב הוא נעצר שוב עבור הדמיה ברזולוציה גבוהה של photoconverted והריון בשלב מאוחר יותר זמן התפתחותית. החלק השני של הפרוטוקול מתאר שיטת ניתוח התמונה כדי לכמת את האורך של אזור photoconverted או אי-photoconverted AVC ב צעירים העוברים על-ידי מיפוי האות פלורסנט מתוך מבנה תלת-ממדי על גבי מפה דו-ממדית . יחד, שני חלקי הפרוטוקול מאפשר לבחון את מקור וההתנהגות של תאים המרכיבים את דג זברה AVC ואת מסתמי הלב atrioventricular ולאחר פוטנציאלי יכול להיות מיושם עבור לומד מוטציות, morphants או עוברי שטופלו עם ריאגנטים לשבש את התפתחות AVC ו/או שסתום.

דוגמא photoconverted העובר ב 48 hpf, עם תמונה שוב 80 hpf מוצג באיור 2, סרטים 1 ו- 2. חשיפת קאךה 405 ננומטר לאור בלתי הפיך ממיר מ החלבון שלו בטופס ירוק ניאון לטופס אדום פלואורסצנטי, המאפשר את אופן הפעולה של תאים עם הירוק או את הטופס אדום שלהם להיות בעקבות עם...

Watch this Scientific Journal Video about Following Endocardial Tissue Movements via Cell Photoconversion in the Zebrafish Embryo at JoVE.com

Following Endocardial Tissue Movements via Cell Photoconversion in the Zebrafish Embryo

פרוטוקול זה מתאר שיטה photoconversion של חלבון פלואורסצנטי קאךה בתאים endocardial של החיים העובר דג זברה המאפשרת המעקב של תאים endocardial במהלך תעלת atrioventricular ופיתוח שסתום הלב atrioventricular .

הפרקים הבאים רקמה Endocardial ויה Photoconversion תאים של העובר דג זברה

During embryogenesis, cells undergo dynamic changes in cell behavior, and deciphering the cellular logic behind these changes is a fundamental goal in the ...

following-endocardial-tissue-movements-via-cell-photoconversion

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

6.4K Views.  Institut de Génétique et de Biologie Moléculaire et Cellulaire. פרוטוקול זה מתאר שיטה photoconversion של חלבון פלואורסצנטי קאךה בתאים endocardial של החיים העובר דג זברה המאפשרת המעקב של תאים endocardial במהלך תעלת atrioventricular ופיתוח שסתום הלב atrioventricular .

Video: Following Endocardial Tissue Movements via Cell Photoconversion in the Zebrafish Embryo

Measuring Protein Stability in Living Zebrafish Embryos Using Fluorescence Decay After Photoconversion (FDAP)

Protein stability influences many aspects of biology, and measuring the clearance kinetics of proteins can provide important insights into biological systems. In FDAP experiments, the clearance of proteins within living organisms can be measured. A protein of interest is tagged with a photoconvertible fluorescent protein, expressed in vivo and photoconverted, and the decrease in the photoconverted signal over time is monitored. The data is then fitted with an appropriate clearance model to determine the protein half-life. Importantly, the clearance kinetics of protein populations in different compartments of the organism can be examined separately by applying compartmental masks. This approach has been used to determine the intra- and extracellular half-lives of secreted signaling proteins during zebrafish development. Here, we describe a protocol for FDAP experiments in zebrafish embryos. It should be possible to use FDAP to determine the clearance kinetics of any taggable protein in any optically accessible organism.

Measuring Protein Stability in Living Zebrafish Embryos Using Fluorescence Decay After Photoconversion FDAP

Protein levels in cells and tissues are often tightly regulated by the balance of protein production and clearance. Using Fluorescence Decay After Photoconversion (FDAP), the clearance kinetics of proteins can be experimentally measured in vivo.

מדידת יציבות חלבון בחיים עוברי דג הזברה שימוש הקרינה רדיואקטיבית לאחר photoconversion (FDAP)

Protein stability influences many aspects of biology, and measuring the clearance kinetics of proteins can provide important insights into biological ...

Microbead Implantation in the Zebrafish Embryo

The zebrafish has emerged as a valuable genetic model system for the study of developmental biology and disease. Zebrafish share a high degree of genomic conservation, as well as similarities in cellular, molecular, and physiological processes, with other vertebrates including humans. During early ontogeny, zebrafish embryos are optically transparent, allowing researchers to visualize the dynamics of organogenesis using a simple stereomicroscope. Microbead implantation is a method that enables tissue manipulation through the alteration of factors in local environments. This allows researchers to assay the effects of any number of signaling molecules of interest, such as secreted peptides, at specific spatial and temporal points within the developing embryo. Here, we detail a protocol for how to manipulate and implant beads during early zebrafish development.

The zebrafish is an excellent model system for genetic and developmental studies. Bead implantation is a valuable tissue manipulation technique that can be used to interrogate developmental mechanisms by introducing alterations in local cellular environments. This protocol describes how to perform microbead implantation in the zebrafish embryo.

Microbead השרשה בעובר דג הזברה

The zebrafish has emerged as a valuable genetic model system for the study of developmental biology and disease. Zebrafish share a high degree of genomic ...

Imaging Subcellular Structures in the Living Zebrafish Embryo

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such imaging experiments in higher vertebrates such as mammals generally requires surgical access to the system under study. The optical accessibility of embryonic and larval zebrafish allows such invasive procedures to be circumvented and permits imaging in the intact organism. Indeed the zebrafish is now a well-established model to visualize dynamic cellular behaviors using in vivo microscopy in a wide range of developmental contexts from proliferation to migration and differentiation. A more recent development is the increasing use of zebrafish to study subcellular events including mitochondrial trafficking and centrosome dynamics. The relative ease with which these subcellular structures can be genetically labeled by fluorescent proteins and the use of light microscopy techniques to image them is transforming the zebrafish into an in vivo model of cell biology. Here we describe methods to generate genetic constructs that fluorescently label organelles, highlighting mitochondria and centrosomes as specific examples. We use the bipartite Gal4-UAS system in multiple configurations to restrict expression to specific cell-types and provide protocols to generate transiently expressing and stable transgenic fish. Finally, we provide guidelines for choosing light microscopy methods that are most suitable for imaging subcellular dynamics.

Imaging the dynamic behavior of organelles and other subcellular structures in vivo can shed light on their function in physiological and disease conditions. Here, we present methods for genetically tagging two organelles, centrosomes and mitochondria, and imaging their dynamics in living zebrafish embryos using wide-field and confocal microscopy.

הדמית מבני subcellular בעובר דג הזברה החייה

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such ...

Observing Mitotic Division and Dynamics in a Live Zebrafish Embryo

Mitosis is critical for organismal growth and differentiation. The process is highly dynamic and requires ordered events to accomplish proper chromatin condensation, microtubule-kinetochore attachment, chromosome segregation, and cytokinesis in a small time frame. Errors in the delicate process can result in human disease, including birth defects and cancer. Traditional approaches investigating human mitotic disease states often rely on cell culture systems, which lack the natural physiology and developmental/tissue-specific context advantageous when studying human disease. This protocol overcomes many obstacles by providing a way to visualize, with high resolution, chromosome dynamics in a vertebrate system, the zebrafish. This protocol will detail an approach that can be used to obtain dynamic images of dividing cells, which include: in vitro transcription, zebrafish breeding/collecting, embryo embedding, and time-lapse imaging. Optimization and modifications of this protocol are also explored. Using H2A.F/Z-EGFP (labels chromatin) and mCherry-CAAX (labels cell membrane) mRNA-injected embryos, mitosis in AB wild-type, auroraBhi1045, and esco2hi2865 mutant zebrafish is visualized. High resolution live imaging in zebrafish allows one to observe multiple mitoses to statistically quantify mitotic defects and timing of mitotic progression. In addition, observation of qualitative aspects that define improper mitotic processes (i.e., congression defects, missegregation of chromosomes, etc.) and improper chromosomal outcomes (i.e., aneuploidy, polyploidy, micronuclei, etc.) are observed. This assay can be applied to the observation of tissue differentiation/development and is amenable to the use of mutant zebrafish and pharmacological agents. Visualization of how defects in mitosis lead to cancer and developmental disorders will greatly enhance understanding of the pathogenesis of disease.

Mitosis is critical to every living organism and defects often lead to cancer and developmental disorders. Using this imaging protocol and zebrafish as a model system, researchers can visualize mitosis in a live vertebrate organism and the multitude of defects that arise when mitotic processes are defective.

התבוננות mitotic חטיבת Dynamics בעובר דג הזברה לחיות

Mitosis is critical for organismal growth and differentiation. The process is highly dynamic and requires ordered events to accomplish proper chromatin ...

Visualizing the Interrenal Steroidogenic Tissue and Its Vascular Microenvironment in Zebrafish

This protocol introduces how to detect differentiated interrenal steroidogenic cells through a simple whole-mount enzymatic activity assay. Identifying differentiated steroidogenic tissues through chromogenic histochemical staining of 3-&#946;-Hydroxysteroid dehydrogenase /&#916;5-4 isomerase (3&#946;-Hsd) activity-positive cells is critical for monitoring the morphology and differentiation of adrenocortical and interrenal tissues in mammals and teleosts, respectively. In the zebrafish model, the optical transparency and tissue permeability of the developing embryos and larvae allow for whole-mount staining of 3&#946;-Hsd activity. This staining protocol, as performed on transgenic fluorescent reporter lines marking the developing pronephric and endothelial cells, enables the detection of the steroidogenic interrenal tissue in addition to the kidney and neighboring vasculature. In combination with vibratome sectioning, immunohistochemistry, and confocal microscopy, we can visualize and assay the vascular microenvironment of interrenal steroidogenic tissues. The 3&#946;-Hsd activity assay is essential for studying the cell biology of the zebrafish interrenal gland because to date, no suitable antibody is available for labeling zebrafish steroidogenic cells. Furthermore, this assay is rapid and simple, thus providing a powerful tool for mutant screens targeting adrenal (interrenal) genetic disorders as well as for determining disruption effects of chemicals on steroidogenesis in pharmaceutical or toxicological studies.

The interrenal gland in zebrafish is the teleostean counterpart of the mammalian adrenal gland. This protocol introduces how to perform the 3-&#946;-hydroxysteroid dehydrogenase (&#916;5-4 isomerase; 3&#946;-Hsd) enzymatic activity assay, which detects differentiated steroidogenic cells in the developing zebrafish.

לדמיין את רקמות Interrenal Steroidogenic ו microenvironment הדם שלה דג הזברה

This protocol introduces how to detect differentiated interrenal steroidogenic cells through a simple whole-mount enzymatic activity assay. Identifying ...

Use of Immunolabeling to Analyze Stable, Dynamic, and Nascent Microtubules in the Zebrafish Embryo

Microtubules (MTs) are dynamic and fragile structures that are challenging to image in vivo, particularly in vertebrate embryos. Immunolabeling methods are described here to analyze distinct populations of MTs in the developing neural tube of the zebrafish embryo. While the focus is on neural tissue, this methodology is broadly applicable to other tissues. The procedures are optimized for early to mid-somitogenesis-stage embryos (1 somite to 12 somites), however they can be adapted to a range of other stages with relatively minor adjustments. The first protocol provides a method to assess the spatial distribution of stable and dynamic MTs and perform a quantitative analysis of these populations with image-processing software. This approach complements existing tools to image microtubule dynamics and distribution in real-time, using transgenic lines or transient expression of tagged constructs. Indeed, such tools are very useful, however they do not readily distinguish between dynamic and stable MTs. The ability to image and analyze these distinct microtubule populations has important implications for understanding mechanisms underlying cell polarization and morphogenesis. The second protocol outlines a technique to analyze nascent MTs specifically. This is accomplished by capturing the de novo growth properties of MTs over time, following microtubule depolymerization with the drug nocodazole and a recovery period after drug washout. This technique has not yet been applied to the study of MTs in zebrafish embryos, but is a valuable assay for investigating the in vivo function of proteins implicated in microtubule assembly.

Immunolabeling methods to analyze distinct populations of microtubules in the developing zebrafish brain are described here, which are broadly applicable to other tissues. The first protocol outlines an optimized method for immunolabeling stable and dynamic microtubules. The second protocol provides a method to image and quantify nascent microtubules specifically.

השימוש Immunolabeling כדי לנתח Microtubules יציב, דינמי, המתהווה של העובר דג זברה

Microtubules (MTs) are dynamic and fragile structures that are challenging to image in vivo, particularly in vertebrate embryos. Immunolabeling methods ...

Live Imaging of Mouse Secondary Palate Fusion

The fusion of the secondary palatal shelves to form the intact secondary palate is a key process in mammalian development and its disruption can lead to cleft secondary palate, a common congenital anomaly in humans. Secondary palate fusion has been extensively studied leading to several proposed cellular mechanisms that may mediate this process. However, these studies have been mostly performed on fixed embryonic tissues at progressive timepoints during development or in fixed explant cultures analyzed at static timepoints. Static analysis is limited for the analysis of dynamic morphogenetic processes such a palate fusion and what types of dynamic cellular behaviors mediate palatal fusion is incompletely understood. Here we describe a protocol for live imaging of ex vivo secondary palate fusion in mouse embryos. To examine cellular behaviors of palate fusion, epithelial-specific Keratin14-cre was used to label palate epithelial cells in ROSA26-mTmGflox reporter embryos. To visualize filamentous actin, Lifeact-mRFPruby reporter mice were used. Live imaging of secondary palate fusion was performed by dissecting recently-adhered secondary palatal shelves of embryonic day (E) 14.5 stage embryos and culturing in agarose-containing media on a glass bottom dish to enable imaging with an inverted confocal microscope. Using this method, we have detected a variety of novel cellular behaviors during secondary palate fusion. An appreciation of how distinct cell behaviors are coordinated in space and time greatly contributes to our understanding of this dynamic morphogenetic process. This protocol can be applied to mutant mouse lines, or cultures treated with pharmacological inhibitors to further advance understanding of how secondary palate fusion is controlled.

Here, we present a protocol for live imaging of mouse secondary palate fusion using confocal microscopy. This protocol can be used in combination with a variety of fluorescent reporter mouse lines, and with pathway inhibitors for mechanistic insight. This protocol can be adapted for live imaging in other developmental systems.

הדמיה חיה של עכבר משניים פיוז &#39;ן

The fusion of the secondary palatal shelves to form the intact secondary palate is a key process in mammalian development and its disruption can lead to ...

AFM and Microrheology in the Zebrafish Embryo Yolk Cell

Elucidating the factors that direct the spatio-temporal organization of evolving tissues is one of the primary purposes in the study of development. Various propositions claim to have been important contributions to the understanding of the mechanical properties of cells and tissues in their spatiotemporal organization in different developmental and morphogenetic processes. However, due to the lack of reliable and accessible tools to measure material properties and tensional parameters in vivo, validating these hypotheses has been difficult. Here we present methods employing atomic force microscopy (AFM) and particle tracking with the aim of quantifying the mechanical properties of the intact zebrafish embryo yolk cell during epiboly. Epiboly is an early conserved developmental process whose study is facilitated by the transparency of the embryo. These methods are simple to implement, reliable, and widely applicable since they overcome intrusive interventions that could affect tissue mechanics. A simple strategy was applied for the mounting of specimens, AFM recording, and nanoparticle injections and tracking. This approach makes these methods easily adaptable to other developmental times or organisms.

The lack of tools to measure material properties and tensional parameters in vivo prevents validating their roles during development. We employed atomic force microscopy (AFM) and nanoparticle-tracking to quantify mechanical features on the intact zebrafish embryo yolk cell during epiboly. These methods are reliable and widely applicable avoiding intrusive interventions.

AFM ו Microrheology בתא חלמון עובר דג זברה

Elucidating the factors that direct the spatio-temporal organization of evolving tissues is one of the primary purposes in the study of development. ...

Single-cell Photoconversion in Living Intact Zebrafish

Animal and plant tissue is composed of distinct populations of cells. These cells interact over time to build and maintain the tissue and can cause disease when disrupted. Scientists have developed clever techniques to investigate characteristics and natural dynamics of these cells within intact tissue by expressing fluorescent proteins in subsets of cells. However, at times, experiments require more selected visualization of cells within the tissue, sometimes at the single-cell or population-of-cells manner. To achieve this and visualize single cells within a population of cells, scientists have utilized single-cell photoconversion of fluorescent proteins. To demonstrate this technique, we show here how to direct UV light to an Eos-expressing cell of interest in an intact, living zebrafish. We then image those photoconverted Eos+ cells 24 h later to determine how they changed in the tissue. We describe two techniques: single cell photoconversion and photoconversions of populations of cell. These techniques can be used to visualize cell-cell interactions, cell-fate and differentiation, and cell migrations, making it a technique that is applicable in numerous biological questions.

Here, we present a protocol to show how cell photoconversion is achieved through UV exposure to specific areas expressing the fluorescent protein, Eos, in living animals.

Photoconversion תא בודד בהמחיה שלם דג זברה

Animal and plant tissue is composed of distinct populations of cells. These cells interact over time to build and maintain the tissue and can cause ...

Probing Cell Mechanics with Bead-Free Optical Tweezers in the Drosophila Embryo

Morphogenesis requires coordination between genetic patterning and mechanical forces to robustly shape the cells and tissues. Hence, a challenge to understand morphogenetic processes is to directly measure cellular forces and mechanical properties in vivo during embryogenesis. Here, we present a setup of optical tweezers coupled to a light sheet microscope, which allows to directly apply forces on cell-cell contacts of the early Drosophila embryo, while imaging at a speed of several frames per second. This technique has the advantage that it does not require the injection of beads into the embryo, usually used as intermediate probes on which optical forces are exerted. We detail step by step the implementation of the setup, and propose tools to extract mechanical information from the experiments. By monitoring the displacements of cell-cell contacts in real time, one can perform tension measurements and investigate cell contacts&#39; rheology.

Probing Cell Mechanics with Bead-Free Optical Tweezers in the Drosophila Embryo

We present a setup of optical tweezers coupled to a light sheet microscope, and its implementation to probe cell mechanics without beads in the Drosophila embryo.

בודק את התא מכניקה עם מלקחיים אופטיים ללא חרוז בתוך העובר דרוזופילה

Morphogenesis requires coordination between genetic patterning and mechanical forces to robustly shape the cells and tissues. Hence, a challenge to ...