Anne-Laure Duchemin, Denise Duchemin, Nathalie Faggianelli ve Basile Gurchenkov tasarım ve bu protokol için açıklanan kalıp yapmak yardımcı olduğunuz için teşekkür etmek istiyorum. Bu eser desteklenen FRM (DEQ20140329553), (ANR-15-CE13-0015-01, ANR-12-ISV2-0001-01) ANR, EMBO genç araştırmacı programı, Avrupa Topluluğu, ERC CoG N ° 682938 tarafından Evalve ve bir Fransız devlet Fonu ANR-10-LABX-0030-INRT grant tarafından yönetilen tarafından Agence Nationale de la Recherche çerçeve programı Investissements d'Avenir altında ANR-10-IDEX-0002-02 etiketli.

1. kalıp hazırlama ve özel montaj
<ol><li>Bir 3D printerlere harcama maddeler veya geleneksel mekanik atölye araçlarını kullanarak şekil 1 ' de gösterilen boyutları ile bir kalıp oluşturun.</li>
	<li>Yaklaşık 1,5 mL erimiş % 1'özel bir 35 mm plastik montaj kabına pipet. Plastik kalıp kalıp ve özel arasındaki bindirme hava önlemek için dikkat çekici sıvı özel yerleştirin. 4 ° C'de çanak yerleştirin, özel (Bu alır yaklaşık 5 dk) sertleşir kadar bekle, sonra plastik kalıp kaldırın.</li>
	<li>Montaj çanak daha sonra kullanmak üzere saklamak için kapağı ile çanak kapağı sonra çanak ve kapak parafilm ile sıkıca sarın. Montaj çanak-ebilmek var olmak stok sonra kapak yüzü aşağı bakacak şekilde-4 ° C'de 5 güne kadar</li>
	<li>Önceden 1 mL aliquots %0,7 düşük erime noktası özel 1,5 ml, montaj gününde kullanılacak Eppendorf tüpleri hazırlayın. Not: Eğer parafilm yemekler sıkıca sarılır değil su buharlaşır gibi montaj çanak özel kuyu zamanla deforme.</li>
</ol>2. Photoconversion için embriyo elde
<ol><li>Incross Tg (fli1a:gal4FFubs, UAS:kaede) satır ve yaklaşık 200 embriyo 28.5 ° C'de karanlıkta embriyo ortamda büyümeye Zebra balığı çizgiyi hakkında daha fazla bilgi için lütfen Jüpiter bilim eğitim veritabanı11' e bakın.</li>
	<li>5 h sonra ancak 24 saat önce 1-fenil-2-Tioüre (PTU pigment oluşumunu önlemek için) ile embriyo tedavi (%0,003 PTU embriyo orta).</li>
	<li>1 h, photoconversion, ekran embriyo bir floresan stereoscope altında ve select 5 sağlıklı embriyoların başlamadan en parlak yeşil Floresans ifade etmek için görünür. Embriyo görüntülenmesi zaman düşük yoğunluktaki ışık kullanımı photoconverting Kaede non-spesifik hücrelerdeki önlemek için embriyoların maruz ortam ışığı önlemek için önerilir.</li>
</ol>3. katıştırma
<ol><li>Ortam takma 10 mL hazırlamak: %0,02 tricaine ve 50 mM BDÖ embriyo orta.</li>
	<li>Montaj yemek için montaj orta 2 mL ekleyin ve özel yaygın çözüm için 15-30 dakika.</li>
	<li>Bu arada, 1 mL aliquot %0,7 düşük erime noktası (LMP) özel bir tüp hakkında 5 min için 70 ° C ısı bloğu yerleştirerek eritebilir.<ol>
<li>LMP özel biraz soğumasını bekleyin sonra 25 µL 8 mg/mL tricaine çözüm ve 1 M BDÖ çözüm 40 µL düşük erime noktası özel tüp için ekleyin. Yukarı ve aşağı, pipetting tarafından Mix ardından LMP özel sıvı durumundaki tutmak için 38 ° C ısı bloğu için tüp aktarın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Bir Petri embriyoya zarar vermemeye dikkat çekici forseps kullanarak stereomicroscope altında önceden seçilen embriyolar ile embriyo orta, dikkatle dechorionate çanağı.</li>
	<li>Embriyo medya montaj 2 mL içeren ayrı bir yemek için transfer.<ol>
<li>Ne zaman kalpleri embriyoların durdurulur (yaklaşık 5-10 dakika sürer), montaj için embriyo çanağı ve embriyo Wells 25 derece açıyla yalan forseps kullanarak düzenlemek transfer kuyrukları daha derin kuyu, yukarı dönük olacak şekilde sarısı parçası doğru işaret.</li>
		<li>Ne zaman embriyo olan kabaca yerde, medyayı çıkarın, embriyo % 0.7 LMP özel tricaine ve BDÖ içeren ~ 200 µL içinde embed ve embriyo pozisyonları, yeniden ayarlamak için sola veya sağa gerektiği gibi embriyo devirme.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Yemek için montaj orta LMP özel setleri (alır yaklaşık 5 dk), o zaman eklemek kadar bekleyin. Embriyo şimdi photoconverted olmaya hazırız. Not: Tricaine ve BDÖ embriyo anestezi ve embriyo kalp, sırasıyla durdurmak için kullanılır. Montaj medya görüntüleme önceki gün hazırlanabilir, ama medya ışıktan korumak emin olun. Not: Embriyo doğru konumlandırma bir net lazer yol bir photoconvert için dilek hücrelere izin vermek önemlidir. Embriyo başkanı böylece lazer ışık çok embriyo ulaşmak için seyahat etmek zorunda değildir ve böylece embriyo photoconversion sonra kolayca monte edilmemiş olabilir iyi başlangıç yakın yerleştirin.</li>
</ol>4. Photoconversion
<ol><li>Bir 405 ile donatılmış bir dik confocal mikroskobu (gibi Leica SP8) üzerinde nm, 488 nm 561 nm lazer kaynak, yerini öğrenmek ve embriyonun kalp kullanarak beyaz ışık (aydınlık alan) ve bir objektif lens aktarılan'ın (tarihlerde Leica HCX IRAPO L, 25 ×, N.A. 0,95 amaç). Kırmızı Kaede floresan 561 nm lazer (örneğin, ~ %5 yoğunluğu, 589-728 nm'de ayarla dedektörü, DPSS 561 lazer) kullanarak kontrol edin. O zaman, endokard 488 nm lazer (Yani, 30 mW çok satırlı Argon lazer ~ %5 yoğunluğu, 502-556 nm'de ayarla dedektörü) kullanarak görselleştirmek.</li>
	<li>"Sıkı BAĞLAMAK" moduna mikroskop edinme yazılım. % ~ 1 lazer güç için her iki 488 seçin nm ve 561 nm lazerler.</li>
	<li>Faiz uçakta odaklanmak, photoconvert hücreleri 405 nm diyot kullanarak yatırım Getirisi üzerinde üç kez tarama % 25 lazer güçte lazer sonra faiz (ROI), bir bölge seçin. Yetersiz Kaede-meli var olmak photoconverted içinde yatırım Getirisi, 405 nm Lazer alanı üzerinde üç kez tekrar tarayın. Tüm ROIs için bu adımı yineleyin.</li>
	<li>Yazılım "Kıbrıslı Türkler SP8" moduna dönmek ve bir z-yığını, 561 kullanarak elde nm ve 488 nm lazerler sırayla. Görüntüleme hızını artırmak için 'çift yönlü' seçeneğini seçtiğinizden emin olun. Not: Ne kadar photoconvert ve her embriyo değişir görüntü için gereken. Kalp atışı normal kalp kapak geliştirme için önemli, yani tüm 5 embriyo photoconvert için vaktin var mı anlamına gelse bile daha--dan 30 dk için durdu kalp tutulması önlemek için bilinir. Not: photoconversion işlemi sırasında kullanım Devresel_ödeme dedektörleri, photoconversion iken sonra bu melez dedektörleri 'modu bu sayıma' ayarla kullanmak için tavsiye edilir. Bunun nedeni hibrid dedektörleri daha hassas ve daha iyi kalitede görüntüler üretebilen, ama dozun tarafından kolayca zarar görebilir.</li>
</ol>5. photoconverted embriyo çıkarma
<ol><li>Photoconversion sonra bir cam pipet LMP özel kırmak, sonra yavaşça embriyo kadar emmek için embriyo başkanı biraz hemen üzerinde bastırın için kullanın.<ol>
<li>Cam pipet gelen embriyo bir 35 mm Petri PTU (orta içeren BDÖ silsin için) ile embriyo orta içeren içine dışarı atmak.</li>
		<li>PTU ile embriyo ortam içeren bir 6-şey plaka bir kuyuda embriyo transfer edin. Bu photoconverted hücreler konumunu daha sonra gelişim aşamalarında ilişkilendirmek için gerekli olduğu gibi bu adım sırasında hangi iyi, hangi embriyo Not tutmak emin olun gider.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Şimdi bu embriyoların BDÖ içeren ortamından kaldırılır, kalplerini 5 dk. içinde karanlık 28.5 ° C'de embriyo normalde geliştirmeye devam etmek izin vermek için dönüş embriyolar tekrar atmaya başlayacaktır.</li>
</ol>6. photoconverted hücreleri embriyonik aşamada daha sonra görüntüleme
<ol><li>İstenen aşamada kalbini durdurması ve yeniden gibi embriyo altında Bu protokol, adım 3 embriyo embriyo izlemek için ayrı, işaretli yemeklerinde BDÖ ile tedavi edilmelidir önemli farkı embed.</li>
	<li>Embriyolar kadar 62 için hpf, z-561 kullanarak diyaframdan yığını elde nm ve 488 nm için kırmızı ve yeşil floresan sinyallerini, anılan sıraya göre. Embriyo aşamalarında 62 büyük için hpf, kullanım multiphoton bir lazer kümesine 940 nm 488 nm lazer yerine yeşil Kaede görüntü.</li>
</ol>7. görüntü analizi için embriyo küçük 48 hpf
Not: AVC doku hareketleri nedeniyle karmaşık üç boyutlu yapısını analiz etmek zor olabilir. AVC iki sigara photoconverted bölgeler veya AVC iki photoconverted bölgeler arasındaki bir sigara photoconverted bölgede uzunluğu arasında photoconverted bölgede uzunluğunu ölçmek için bu üç boyutlu yapısını eşlemek için arzu olabilir bir iki boyutlu harita. Photoconverted embriyo görüntülerini elde önce 48 hpf analiz istimal ertesi gün yöntem.
<ol><li>Matlab veya benzer herhangi bir yazılım alınan görüntüleri içe.</li>
	<li>El ile yatırım Getirisi, Yani endokard sınırlandırmak ve bu bölgenin dışında sinyal kaldırmak için bir maske uygulayın.</li>
	<li>Diyaframdan noktalarında belirlemek ve onları üç-boyutlu olarak çizmek için resmi bir yoğunluk eşik uygulanır. Hiçbir ilgi atrium ve ventrikül yazılımda Sil komutunu kullanarak el ile silerek AVC, dar ve en düz parçası karşılık gelen Puan yalıtmak.</li>
	<li>Yani elde AVC temsil eden noktaları uyacak bir silindir kullanın.</li>
	<li>Çeşitli örnekleri karşılaştırmak için bir referans sistemi tanımlayın. Örneğin, AVC Puan kütlenin merkezi başvuru sisteminin başlangıç noktası ve z ekseni olarak monte silindirin ekseni olarak kabul eder.<ol>
<li>Pozitif z-pozisyonlar her zaman kalp (ventrikül veya Atriyal) aynı tarafına karşılık emin olun.</li>
		<li>AVC Puan x-y uçakta proje ve onlara uyacak bir elips kullanın.</li>
		<li>Z ekseni etrafında endocardial Puan elipsin büyük ekseni ve y ekseni başvuru sisteminin paralel ve AVC embriyo ile ilgili iç tarafına pozitif y-değerlerini karşılık döndürür.</li>
	</ol>
</li>
	<li>AVC segmentlere ayırmak için uçakları yarı-uçak döndürerek elde edilen üç boyutlu veri kümesi kesme {y = 0, x > 0} z yönünde.<ol>
<li>Komşu piksel yoğunluğu bu uçaklarda proje ve endotel tutarlı bir şekilde tanımlayın. Örneğin, el ile bir çizgi Atriyal yarım endotel kalınlığı, AVC ventrikül tarafına çizin.</li>
		<li>Endotel ile üç boyutlu bir eğri yüzeyli AVC temsil etmek için eğri toolbox'ı kullanarak temsil eden satır ayırıcıları tanımlar. Not: Her iki ayrılmasını doğruluğunu ve zaman tüketimi bu adımın kesme uçak sayısını belirler. Genellikle, 8 uçak iyi sonuçlar elde etmek için yeterlidir.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Her bir noktanın azimut yerini AVC yüzeyde silindirik koordinatları kullanarak tanımlar.<ol>
<li>Azimut her konumda AVC yüzeyi boyunca parametrik eğri ardışık noktaları arasındaki yüzeyinde yay uzunluğu hesaplayarak tanımlayın.</li>
		<li>Her parametrik eğri için AVC sıfıra ortasına yakın eğride nokta tanımlayın. AVC noktaları böylece tamamen azimut konumlarını ve konumlarına göre parametrik eğri üzerinde açıklanmıştır.</li>
	</ol>
</li>
	<li>AVC Puan parametrik konumunu kullanarak iki boyutlu bir görüntü içine açılmak.</li>
	<li>Bölge İkili resim eşik kenarları photoconverted yoğunluklarda ve sigara photoconverted kanalları arasındaki oran ölçmek için kenarları bulun. El ile sonuç gerekirse düzeltin.</li>
	<li>Azimut pozisyon bir fonksiyonu olarak doku uzunluğunu hesaplamak için kenarları arasındaki yay uzunluğu hesaplayın.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Chow, R. W., Vermot, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+rise+of+photoresponsive+protein+technologies+applications+in+vivo:+a+spotlight+on+zebrafish+developmental+and+cell+biology.">The rise of photoresponsive protein technologies applications in vivo: a spotlight on zebrafish developmental and cell biology.</a> F1000Res. 6, (2017).</li><li>Sehnert, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+troponin+T+is+essential+in+sarcomere+assembly+and+cardiac+contractility.">Cardiac troponin T is essential in sarcomere assembly and cardiac contractility.</a> Nat Genet. 31, 106-110 (2002).</li><li>Peal, D. S., Lynch, S. N., Milan, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patterning+and+development+of+the+atrioventricular+canal+in+zebrafish.">Patterning and development of the atrioventricular canal in zebrafish.</a> J Cardiovasc Transl Res. 4, 720-726 (2011).</li><li>Boselli, F., Freund, J. B., Vermot, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+flow+mechanics+in+cardiovascular+development.">Blood flow mechanics in cardiovascular development.</a> Cell Mol Life Sci. 72 (13), 2545-2559 (2015).</li><li>Steed, E., Boselli, F., Vermot, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamics+driven+cardiac+valve+morphogenesis.">Hemodynamics driven cardiac valve morphogenesis.</a> Biochim Biophys Acta. , (2015).</li><li>Boselli, F., Vermot, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+imaging+and+modeling+for+shear+stress+quantification+in+the+embryonic+zebrafish+heart.">Live imaging and modeling for shear stress quantification in the embryonic zebrafish heart.</a> Methods. , (2015).</li><li>Steed, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=klf2a+couples+mechanotransduction+and+zebrafish+valve+morphogenesis+through+fibronectin+synthesis.">klf2a couples mechanotransduction and zebrafish valve morphogenesis through fibronectin synthesis.</a> Nat Commun. 7, 11646 (2016).</li><li>Herwig, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+cellular+mechanisms+of+blood+vessel+fusion+in+the+zebrafish+embryo.">Distinct cellular mechanisms of blood vessel fusion in the zebrafish embryo.</a> Curr Biol. 21 (22), 1942-1948 (2011).</li><li>Boselli, F., Steed, E., Freund, J., Vermot, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anisotropic+shear+stress+patterns+predict+the+orientation+of+convergent+tissue+movements+in+the+embryonic+heart.">Anisotropic shear stress patterns predict the orientation of convergent tissue movements in the embryonic heart.</a> Development. , (2017).</li><li>Lombardo, V. A., Sporbert, A., Abdelilah-Seyfried, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+Tracking+Using+Photoconvertible+Proteins+During+Zebrafish+Development.">Cell Tracking Using Photoconvertible Proteins During Zebrafish Development.</a> J. Vis. Exp. (67), (2012).</li><li>JoVE Science Education Database. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Biology II: Mouse, Zebrafish, and Chick. Zebrafish Breeding and Embryo Handling. , (2017).</li><li>Watanabe, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibitory+effect+of+2,3-butanedione+monoxime+(BDM)+on+Na(+)/Ca(2+)+exchange+current+in+guinea-pig+cardiac+ventricular+myocytes.">Inhibitory effect of 2,3-butanedione monoxime (BDM) on Na(+)/Ca(2+) exchange current in guinea-pig cardiac ventricular myocytes.</a> Br J Pharmacol. 132 (6), 1317-1325 (2001).</li><li>Jou, C. J., Spitzer, K. W., Tristani-Firouzi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blebbistatin+effectively+uncouples+the+excitation-contraction+process+in+zebrafish+embryonic+heart.">Blebbistatin effectively uncouples the excitation-contraction process in zebrafish embryonic heart.</a> Cell Physiol Biochem. 25 (4-5), 419-424 (2010).</li><li>Pestel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+3D+visualization+of+cellular+rearrangements+during+cardiac+valve+formation.">Real-time 3D visualization of cellular rearrangements during cardiac valve formation.</a> Development. 143 (12), 2217-2227 (2016).</li><li>Swinburne, I. A., Mosaliganti, K. R., Green, A. A., Megason, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+Long-Term+Imaging+of+Embryos+with+Genetically+Encoded+alpha-Bungarotoxin.">Improved Long-Term Imaging of Embryos with Genetically Encoded alpha-Bungarotoxin.</a> PLoS One. 10 (8), e0134005 (2015).</li><li>Kaufmann, A., Mickoleit, M., Weber, M., Huisken, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multilayer+mounting+enables+long-term+imaging+of+zebrafish+development+in+a+light+sheet+microscope.">Multilayer mounting enables long-term imaging of zebrafish development in a light sheet microscope.</a> Development. 139 (17), 3242-3247 (2012).</li><li>Marchant, J. S., Stutzmann, G. E., Leissring, M. A., LaFerla, F. M., Parker, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiphoton-evoked+color+change+of+DsRed+as+an+optical+highlighter+for+cellular+and+subcellular+labeling.">Multiphoton-evoked color change of DsRed as an optical highlighter for cellular and subcellular labeling.</a> Nat Biotechnol. 19 (7), 645-649 (2001).</li><li>Dempsey, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+single-cell+labeling+by+confined+primed+conversion.">In vivo single-cell labeling by confined primed conversion.</a> Nat Methods. 12 (7), 645-648 (2015).</li><li>Mohr, M. A., Pantazis, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+neuron+morphology+in+vivo+with+confined+primed+conversion.">Single neuron morphology in vivo with confined primed conversion.</a> Methods Cell Biol. 133, 125-138 (2016).</li><li>Mohr, M. A., Argast, P., Pantazis, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Labeling+cellular+structures+in+vivo+using+confined+primed+conversion+of+photoconvertible+fluorescent+proteins.">Labeling cellular structures in vivo using confined primed conversion of photoconvertible fluorescent proteins.</a> Nat Protoc. 11 (12), 2419-2431 (2016).</li><li>Mohr, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rational+Engineering+of+Photoconvertible+Fluorescent+Proteins+for+Dual-Color+Fluorescence+Nanoscopy+Enabled+by+a+Triplet-State+Mechanism+of+Primed+Conversion.">Rational Engineering of Photoconvertible Fluorescent Proteins for Dual-Color Fluorescence Nanoscopy Enabled by a Triplet-State Mechanism of Primed Conversion.</a> Angew Chem Int Ed Engl. 56 (38), 11628-11633 (2017).</li><li>Dempsey, W. P., Fraser, S. E., Pantazis, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PhOTO+zebrafish:+a+transgenic+resource+for+in+vivo+lineage+tracing+during+development+and+regeneration.">PhOTO zebrafish: a transgenic resource for in vivo lineage tracing during development and regeneration.</a> PLoS One. 7 (3), e32888 (2012).</li><li>Dempsey, W. P., Qin, H., Pantazis, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+cell+tracking+using+PhOTO+zebrafish.">In vivo cell tracking using PhOTO zebrafish.</a> Methods Mol Biol. 1148, 217-228 (2014).</li></ol>

Hiçbir çıkar çatışması ilan etti.

Photoconversion zamanlaması: her ne kadar Kaede bile 96 EdCs içinde parlak ifade kalır hpf, embriyo büyüdükçe, Kaede kapalı photoconversion daha zor hale AVC ulaşmadan önce lazer ışığı daha fazla yayılır olduğunu belirtmek gerekir. At embriyonik aşamalarında 55'dan sonra hpf, aynı zamanda atrium ve ventrikül Balonculuk anlamına gelir photoconversion için kullanılan Menekşe lazer ışını AVC hücreleri atrium ya da ventrikül üzerinden ilk geçen olmadan ulaşamıyorum. Bu demektir ki...

Zebra balığı şu anda hücresel ve gelişim süreçleri vivo içindeçalışmak için en önemli omurgalı modellerinden biri. Bu büyük ölçüde nedeniyle Zebra balığı'nın optik şeffaflık ve amenability genetik olarak içeren optik teknikleri uygulamak için güçlü bir model yapar genetik photoresponsive protein teknolojileri1kodlanmış. Kalp Geliştirme çalışma özgü, Zebra balığı almak yeterli oksijen Difüzyon yolu ile kalp atışı olmadan hatta mutantlar analizleri gelişimsel genlerin ve perişan etkisi izin geliştirme, ilk hafta boyunca yaşayamaz öyle ki kan akımı üzerinde kalp morfogenez çoğu omurgalılar2' mümkün değil.
Zebra balığı kalbini tüp 24 saat sonrası döllenme (hpf) tarafından kuruldu. Kısa bir süre sonra oluşumu, kalbini tüp aktif dayak başlar. 36 tarafından hpf, açık bir daralma ayıran atrium ventrikül üzerinden. Daralma bu bölgesine Atriyoventriküler kanal (AVC) ve bu bölge değişikliği hücrelerinin Skuamöz Morfoloji tetrahedron Morfoloji3denir. Zebra balığı Atriyoventriküler kapak morfogenez başlar yaklaşık 48 h Döllenme sonrası. Tarafından 3 gün Döllenme sonrası, iki kapak Beyannameler AVC genişletmek ve ventrikül kan atrium için geri akışı sırasında kalp döngüsü4önlemek. Hızlı atan kalp hücreleri geleneksel hızlandırılmış mikroskobu5,6takip etmek zor yapar gibi hücreleri AVC ve Vana oluşumu sırasında izleme meydan okuyor. Steed ve ark., 20167, uyarlanmış bu iletişim kuralı, photoconvertible protein Kaede olarak ifade edilir Tg (fli1a:gal4FFubs, UAS:kaede)8 Zebra balığı mutant satýr, bir yöntem açıklar endotel hücreleri, endokard dahil olmak üzere. Uyuşturucu 2,3-butanedione-2-monoxime (BDÖ) yenerek, EdCs 36 55 hpf ve photoconverted EdCs gelişimsel zaman belirli noktalarda yüksek çözünürlüklü görüntüleme arasında doğru photoconversion sağlayan kalp geçici olarak durdurmak için kullanılır. Daha önce bu yöntemi kullanarak EdCs photoconverted beş gün veya daha fazla photoconversion7saat sonra dönüştürülmeyen komşularını ayırt kalabileceği gösterilmiştir. Bu iletişim kuralı da photoconverted EdCs embriyo 48 genç görüntü analizi için kullanılan bir yöntem detaylar doku hareketleri sırasında AVC geliştirme (Boselli vd., Basında)9takip için başarılı bir şekilde kullanılmıştır hpf. Biz okuyucular bu protokolü yararlı AVC ve Vana geliştirme normal embriyo ve mutantlar, morphants veya uyuşturucu tedavi edilen embriyolar eğitimi için bulacağını umuyoruz. Zebra balığı geliştirme sırasında photoconvertible proteinleri kullanarak hücre izleme ile ilgili daha genel bir protokol için lütfen Lombardo vdtarafından 201210makaleyi görüntüleyin.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Materials</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Necessary equipment for raising fish and collecting eggs (see the Zebrafish Book22 for details).</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Upright confocal microscope (Equipped with lasers operating at 488 nm, 561 nm, and 405 nm, a tunable multiphoton laser, and a Leica HCX IRAPO L, 25 &#215;, N.A. 0.95 objective)</td>
			<td>Leica</td>
			<td>Leica SP8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat block</td>
			<td>ThermoScientific</td>
			<td>88870001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>35 mm x 10 mm tissue culture dish</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>353001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6 well plate</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>353046</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dish</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass pipette</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mold</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reagents</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8 mg/mL Tricaine stock solution&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 M BDM stock solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UltraPure low melting point agarose</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>16520-050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>50004</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PTU (1-phenyl-2-thiourea)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P7629</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Embryo medium: 30x stock solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Software</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matlab equipped with the Image Analysis, Curve Fitting, Bio-Formats Toolboxes</td>
			<td>MathWorks</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8 mg/mL Tricaine stock solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>200 mg of tricaine powder (Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonic acid)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>E10521</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25 mL Danieau</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adjust to pH 7, aliquot and store at -20 &#176;C&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 M BDM stock solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 g BDM</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>112135</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL ddH2O</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aliquot and store at -20 &#176;C</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Embryo medium: 30x stock solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50.7 g NaCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>7647-14-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.78 g KCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>7447-40-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.47 g Magnesium sulfate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&#160;7487-88-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2.1 g Calcium nitrite tetrahydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>13477-34-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>19.52 g HEPES (4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazineethanesulfonic acid)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>7365-45-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adjust to pH 7.2 and store at room temperature</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mold</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PlasCLEAR resin</td>
			<td>Asiga</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plus 39&#160;Freeform Pico 3D printer</td>
			<td>Asiga</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

following endocardial tissue movements via cell photoconversion in the zebrafish embryo

Embriyo sırasında hücre hücre davranış dinamik değişiklikleri meydana ve bu değişiklikleri arkasındaki hücresel mantık deşifre gelişim biyolojisi alanında temel bir hedeftir. Büyük ölçüde bulma ve geliştirme photoconvertible proteinlerin anlayışımız bu dinamik değişiklikleri optik hücre ve dokulara vurgulamak için bir yöntemi sağlayarak destekli. Photoconversion, hızlandırılmış mikroskobu ve sonraki görüntü analizi beyin veya göz gibi organlarda ortaya çıkarılması hücre dinamiği içinde çok başarılı olduğu kanıtlanmıştır iken, ancak, bu yaklaşım genellikle nedeniyle gelişen kalp kullanılmaz Kalbin hızlı hareket tarafından kalp döngüsü sırasında yarattığı sorunlar. Bu protokol iki bölümden oluşur. İlk bölümü photoconverting ve endocardial hücreleri (EdCs) Zebra balığı Atriyoventriküler kanal (AVC) ve Atriyoventriküler kalp kapak geliştirme sırasında daha sonra izlemek için bir yöntem açıklanır. Yöntem kalp sırayla gerçekleşmesi doğru photoconversion için bir ilaç ile geçici durdurma içerir. Kalpler devam etmek için izin verilen dayak kaldırmadan ilaç ve embriyonik gelişim devam ediyor normal kalp tekrar photoconverted EdCs daha sonra gelişimsel zamanda noktada yüksek çözünürlükte görüntüleme için durduruluncaya kadar. İkinci protokolünün bir parçası olarak bir iki boyutlu harita üç boyutlu yapısını floresan sinyalini eşleyerek genç embriyo AVC photoconverted veya photoconverted olmayan bir bölgede uzunluğunu ölçmek için bir görüntü analiz yöntemi açıklar . Birlikte, protokol iki bölümden bir Zebra balığı AVC ve Atriyoventriküler kalp kapakçığı oluşturan ve potansiyel olarak mutantlar, morphants veya ile tedavi edilmiş embriyoların eğitimi için uygulanan olabilir hücreleri davranışını ve kökeni incelemek izin verir reaktifler AVC ve/veya Vana geliştirme bozabilir.

Örnek olarak bir embriyo photoconverted 48 hpf ve tekrar 80 yansıma hpf gösterilen Şekil 2, film 1 ve 2. Kaede geri dönüşümsüz 405 nm ışığa maruz yeşil ya da kırmızı kendi formu ile takip edilmesi ile etiketli hücreleri davranışını etkinleştirme dönüştürür floresan yeşil şekliyle protein flüoresan kırmızı forma,--dan onların differentially renkli için saygı Komşular Vana oluşumu sırası...

Watch this Scientific Journal Video about Following Endocardial Tissue Movements via Cell Photoconversion in the Zebrafish Embryo at JoVE.com

Following Endocardial Tissue Movements via Cell Photoconversion in the Zebrafish Embryo

Bu iletişim kuralı Kaede yaşayan endocardial hücreleri floresan proteinin photoconversion için bir yöntemi açıklar endocardial hücreleri izleme Atriyoventriküler kanal ve Atriyoventriküler kalp kapak geliştirme sırasında sağlar Zebra balığı embriyo .

Zebra balığı embriyo hücre Photoconversion ile aşağıdaki Endocardial doku hareketleri

During embryogenesis, cells undergo dynamic changes in cell behavior, and deciphering the cellular logic behind these changes is a fundamental goal in the ...

following-endocardial-tissue-movements-via-cell-photoconversion

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

6.4K Görüntüleme.  Institut de Génétique et de Biologie Moléculaire et Cellulaire. Bu iletişim kuralı Kaede yaşayan endocardial hücreleri floresan proteinin photoconversion için bir yöntemi açıklar endocardial hücreleri izleme Atriyoventriküler kanal ve Atriyoventriküler kalp kapak geliştirme sırasında sağlar Zebra balığı embriyo .

Video: Following Endocardial Tissue Movements via Cell Photoconversion in the Zebrafish Embryo

Measuring Protein Stability in Living Zebrafish Embryos Using Fluorescence Decay After Photoconversion (FDAP)

Protein stability influences many aspects of biology, and measuring the clearance kinetics of proteins can provide important insights into biological systems. In FDAP experiments, the clearance of proteins within living organisms can be measured. A protein of interest is tagged with a photoconvertible fluorescent protein, expressed in vivo and photoconverted, and the decrease in the photoconverted signal over time is monitored. The data is then fitted with an appropriate clearance model to determine the protein half-life. Importantly, the clearance kinetics of protein populations in different compartments of the organism can be examined separately by applying compartmental masks. This approach has been used to determine the intra- and extracellular half-lives of secreted signaling proteins during zebrafish development. Here, we describe a protocol for FDAP experiments in zebrafish embryos. It should be possible to use FDAP to determine the clearance kinetics of any taggable protein in any optically accessible organism.

Measuring Protein Stability in Living Zebrafish Embryos Using Fluorescence Decay After Photoconversion FDAP

Protein levels in cells and tissues are often tightly regulated by the balance of protein production and clearance. Using Fluorescence Decay After Photoconversion (FDAP), the clearance kinetics of proteins can be experimentally measured in vivo.

Fotoçevrim sonra Floresans Bozunma kullanarak Oturma balığı Embriyolar protein stabilitesi ölçümü (FDAP)

Protein stability influences many aspects of biology, and measuring the clearance kinetics of proteins can provide important insights into biological ...

Gelişim Biyolojisi

Microbead Implantation in the Zebrafish Embryo

The zebrafish has emerged as a valuable genetic model system for the study of developmental biology and disease. Zebrafish share a high degree of genomic conservation, as well as similarities in cellular, molecular, and physiological processes, with other vertebrates including humans. During early ontogeny, zebrafish embryos are optically transparent, allowing researchers to visualize the dynamics of organogenesis using a simple stereomicroscope. Microbead implantation is a method that enables tissue manipulation through the alteration of factors in local environments. This allows researchers to assay the effects of any number of signaling molecules of interest, such as secreted peptides, at specific spatial and temporal points within the developing embryo. Here, we detail a protocol for how to manipulate and implant beads during early zebrafish development.

The zebrafish is an excellent model system for genetic and developmental studies. Bead implantation is a valuable tissue manipulation technique that can be used to interrogate developmental mechanisms by introducing alterations in local cellular environments. This protocol describes how to perform microbead implantation in the zebrafish embryo.

Zebra balığı Embriyo microbead İmplantasyonu

The zebrafish has emerged as a valuable genetic model system for the study of developmental biology and disease. Zebrafish share a high degree of genomic ...

Imaging Subcellular Structures in the Living Zebrafish Embryo

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such imaging experiments in higher vertebrates such as mammals generally requires surgical access to the system under study. The optical accessibility of embryonic and larval zebrafish allows such invasive procedures to be circumvented and permits imaging in the intact organism. Indeed the zebrafish is now a well-established model to visualize dynamic cellular behaviors using in vivo microscopy in a wide range of developmental contexts from proliferation to migration and differentiation. A more recent development is the increasing use of zebrafish to study subcellular events including mitochondrial trafficking and centrosome dynamics. The relative ease with which these subcellular structures can be genetically labeled by fluorescent proteins and the use of light microscopy techniques to image them is transforming the zebrafish into an in vivo model of cell biology. Here we describe methods to generate genetic constructs that fluorescently label organelles, highlighting mitochondria and centrosomes as specific examples. We use the bipartite Gal4-UAS system in multiple configurations to restrict expression to specific cell-types and provide protocols to generate transiently expressing and stable transgenic fish. Finally, we provide guidelines for choosing light microscopy methods that are most suitable for imaging subcellular dynamics.

Imaging the dynamic behavior of organelles and other subcellular structures in vivo can shed light on their function in physiological and disease conditions. Here, we present methods for genetically tagging two organelles, centrosomes and mitochondria, and imaging their dynamics in living zebrafish embryos using wide-field and confocal microscopy.

Yaşayan Zebra balığı Embriyo Hücre alt yapıları görüntüleme

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such ...

Observing Mitotic Division and Dynamics in a Live Zebrafish Embryo

Mitosis is critical for organismal growth and differentiation. The process is highly dynamic and requires ordered events to accomplish proper chromatin condensation, microtubule-kinetochore attachment, chromosome segregation, and cytokinesis in a small time frame. Errors in the delicate process can result in human disease, including birth defects and cancer. Traditional approaches investigating human mitotic disease states often rely on cell culture systems, which lack the natural physiology and developmental/tissue-specific context advantageous when studying human disease. This protocol overcomes many obstacles by providing a way to visualize, with high resolution, chromosome dynamics in a vertebrate system, the zebrafish. This protocol will detail an approach that can be used to obtain dynamic images of dividing cells, which include: in vitro transcription, zebrafish breeding/collecting, embryo embedding, and time-lapse imaging. Optimization and modifications of this protocol are also explored. Using H2A.F/Z-EGFP (labels chromatin) and mCherry-CAAX (labels cell membrane) mRNA-injected embryos, mitosis in AB wild-type, auroraBhi1045, and esco2hi2865 mutant zebrafish is visualized. High resolution live imaging in zebrafish allows one to observe multiple mitoses to statistically quantify mitotic defects and timing of mitotic progression. In addition, observation of qualitative aspects that define improper mitotic processes (i.e., congression defects, missegregation of chromosomes, etc.) and improper chromosomal outcomes (i.e., aneuploidy, polyploidy, micronuclei, etc.) are observed. This assay can be applied to the observation of tissue differentiation/development and is amenable to the use of mutant zebrafish and pharmacological agents. Visualization of how defects in mitosis lead to cancer and developmental disorders will greatly enhance understanding of the pathogenesis of disease.

Mitosis is critical to every living organism and defects often lead to cancer and developmental disorders. Using this imaging protocol and zebrafish as a model system, researchers can visualize mitosis in a live vertebrate organism and the multitude of defects that arise when mitotic processes are defective.

Canlı Zebra balığı Embriyo Mitotik Bölümü ve Dinamikleri gözlemleme

Mitosis is critical for organismal growth and differentiation. The process is highly dynamic and requires ordered events to accomplish proper chromatin ...

Visualizing the Interrenal Steroidogenic Tissue and Its Vascular Microenvironment in Zebrafish

This protocol introduces how to detect differentiated interrenal steroidogenic cells through a simple whole-mount enzymatic activity assay. Identifying differentiated steroidogenic tissues through chromogenic histochemical staining of 3-&#946;-Hydroxysteroid dehydrogenase /&#916;5-4 isomerase (3&#946;-Hsd) activity-positive cells is critical for monitoring the morphology and differentiation of adrenocortical and interrenal tissues in mammals and teleosts, respectively. In the zebrafish model, the optical transparency and tissue permeability of the developing embryos and larvae allow for whole-mount staining of 3&#946;-Hsd activity. This staining protocol, as performed on transgenic fluorescent reporter lines marking the developing pronephric and endothelial cells, enables the detection of the steroidogenic interrenal tissue in addition to the kidney and neighboring vasculature. In combination with vibratome sectioning, immunohistochemistry, and confocal microscopy, we can visualize and assay the vascular microenvironment of interrenal steroidogenic tissues. The 3&#946;-Hsd activity assay is essential for studying the cell biology of the zebrafish interrenal gland because to date, no suitable antibody is available for labeling zebrafish steroidogenic cells. Furthermore, this assay is rapid and simple, thus providing a powerful tool for mutant screens targeting adrenal (interrenal) genetic disorders as well as for determining disruption effects of chemicals on steroidogenesis in pharmaceutical or toxicological studies.

The interrenal gland in zebrafish is the teleostean counterpart of the mammalian adrenal gland. This protocol introduces how to perform the 3-&#946;-hydroxysteroid dehydrogenase (&#916;5-4 isomerase; 3&#946;-Hsd) enzymatic activity assay, which detects differentiated steroidogenic cells in the developing zebrafish.

Interrenal steroidogenik Doku ve Zebra balığı Onun Vasküler Mikroçevre görselleştirme

This protocol introduces how to detect differentiated interrenal steroidogenic cells through a simple whole-mount enzymatic activity assay. Identifying ...

Use of Immunolabeling to Analyze Stable, Dynamic, and Nascent Microtubules in the Zebrafish Embryo

Microtubules (MTs) are dynamic and fragile structures that are challenging to image in vivo, particularly in vertebrate embryos. Immunolabeling methods are described here to analyze distinct populations of MTs in the developing neural tube of the zebrafish embryo. While the focus is on neural tissue, this methodology is broadly applicable to other tissues. The procedures are optimized for early to mid-somitogenesis-stage embryos (1 somite to 12 somites), however they can be adapted to a range of other stages with relatively minor adjustments. The first protocol provides a method to assess the spatial distribution of stable and dynamic MTs and perform a quantitative analysis of these populations with image-processing software. This approach complements existing tools to image microtubule dynamics and distribution in real-time, using transgenic lines or transient expression of tagged constructs. Indeed, such tools are very useful, however they do not readily distinguish between dynamic and stable MTs. The ability to image and analyze these distinct microtubule populations has important implications for understanding mechanisms underlying cell polarization and morphogenesis. The second protocol outlines a technique to analyze nascent MTs specifically. This is accomplished by capturing the de novo growth properties of MTs over time, following microtubule depolymerization with the drug nocodazole and a recovery period after drug washout. This technique has not yet been applied to the study of MTs in zebrafish embryos, but is a valuable assay for investigating the in vivo function of proteins implicated in microtubule assembly.

Immunolabeling methods to analyze distinct populations of microtubules in the developing zebrafish brain are described here, which are broadly applicable to other tissues. The first protocol outlines an optimized method for immunolabeling stable and dynamic microtubules. The second protocol provides a method to image and quantify nascent microtubules specifically.

Zebra balığı embriyo, dinamik, kararlı ve doğmakta olan mikrotübüller analiz etmek için Immunolabeling kullanımı

Microtubules (MTs) are dynamic and fragile structures that are challenging to image in vivo, particularly in vertebrate embryos. Immunolabeling methods ...

Live Imaging of Mouse Secondary Palate Fusion

The fusion of the secondary palatal shelves to form the intact secondary palate is a key process in mammalian development and its disruption can lead to cleft secondary palate, a common congenital anomaly in humans. Secondary palate fusion has been extensively studied leading to several proposed cellular mechanisms that may mediate this process. However, these studies have been mostly performed on fixed embryonic tissues at progressive timepoints during development or in fixed explant cultures analyzed at static timepoints. Static analysis is limited for the analysis of dynamic morphogenetic processes such a palate fusion and what types of dynamic cellular behaviors mediate palatal fusion is incompletely understood. Here we describe a protocol for live imaging of ex vivo secondary palate fusion in mouse embryos. To examine cellular behaviors of palate fusion, epithelial-specific Keratin14-cre was used to label palate epithelial cells in ROSA26-mTmGflox reporter embryos. To visualize filamentous actin, Lifeact-mRFPruby reporter mice were used. Live imaging of secondary palate fusion was performed by dissecting recently-adhered secondary palatal shelves of embryonic day (E) 14.5 stage embryos and culturing in agarose-containing media on a glass bottom dish to enable imaging with an inverted confocal microscope. Using this method, we have detected a variety of novel cellular behaviors during secondary palate fusion. An appreciation of how distinct cell behaviors are coordinated in space and time greatly contributes to our understanding of this dynamic morphogenetic process. This protocol can be applied to mutant mouse lines, or cultures treated with pharmacological inhibitors to further advance understanding of how secondary palate fusion is controlled.

Here, we present a protocol for live imaging of mouse secondary palate fusion using confocal microscopy. This protocol can be used in combination with a variety of fluorescent reporter mouse lines, and with pathway inhibitors for mechanistic insight. This protocol can be adapted for live imaging in other developmental systems.

Fare İkincil Palin Füzyonunun Canlı Görüntüsü

The fusion of the secondary palatal shelves to form the intact secondary palate is a key process in mammalian development and its disruption can lead to ...

AFM and Microrheology in the Zebrafish Embryo Yolk Cell

Elucidating the factors that direct the spatio-temporal organization of evolving tissues is one of the primary purposes in the study of development. Various propositions claim to have been important contributions to the understanding of the mechanical properties of cells and tissues in their spatiotemporal organization in different developmental and morphogenetic processes. However, due to the lack of reliable and accessible tools to measure material properties and tensional parameters in vivo, validating these hypotheses has been difficult. Here we present methods employing atomic force microscopy (AFM) and particle tracking with the aim of quantifying the mechanical properties of the intact zebrafish embryo yolk cell during epiboly. Epiboly is an early conserved developmental process whose study is facilitated by the transparency of the embryo. These methods are simple to implement, reliable, and widely applicable since they overcome intrusive interventions that could affect tissue mechanics. A simple strategy was applied for the mounting of specimens, AFM recording, and nanoparticle injections and tracking. This approach makes these methods easily adaptable to other developmental times or organisms.

The lack of tools to measure material properties and tensional parameters in vivo prevents validating their roles during development. We employed atomic force microscopy (AFM) and nanoparticle-tracking to quantify mechanical features on the intact zebrafish embryo yolk cell during epiboly. These methods are reliable and widely applicable avoiding intrusive interventions.

AFM ve Zebra balığı embriyo sarısı hücre Microrheology

Elucidating the factors that direct the spatio-temporal organization of evolving tissues is one of the primary purposes in the study of development. ...

Single-cell Photoconversion in Living Intact Zebrafish

Animal and plant tissue is composed of distinct populations of cells. These cells interact over time to build and maintain the tissue and can cause disease when disrupted. Scientists have developed clever techniques to investigate characteristics and natural dynamics of these cells within intact tissue by expressing fluorescent proteins in subsets of cells. However, at times, experiments require more selected visualization of cells within the tissue, sometimes at the single-cell or population-of-cells manner. To achieve this and visualize single cells within a population of cells, scientists have utilized single-cell photoconversion of fluorescent proteins. To demonstrate this technique, we show here how to direct UV light to an Eos-expressing cell of interest in an intact, living zebrafish. We then image those photoconverted Eos+ cells 24 h later to determine how they changed in the tissue. We describe two techniques: single cell photoconversion and photoconversions of populations of cell. These techniques can be used to visualize cell-cell interactions, cell-fate and differentiation, and cell migrations, making it a technique that is applicable in numerous biological questions.

Here, we present a protocol to show how cell photoconversion is achieved through UV exposure to specific areas expressing the fluorescent protein, Eos, in living animals.

Yaşam sağlam Zebra balığı tek hücreli Photoconversion

Animal and plant tissue is composed of distinct populations of cells. These cells interact over time to build and maintain the tissue and can cause ...

Probing Cell Mechanics with Bead-Free Optical Tweezers in the Drosophila Embryo

Morphogenesis requires coordination between genetic patterning and mechanical forces to robustly shape the cells and tissues. Hence, a challenge to understand morphogenetic processes is to directly measure cellular forces and mechanical properties in vivo during embryogenesis. Here, we present a setup of optical tweezers coupled to a light sheet microscope, which allows to directly apply forces on cell-cell contacts of the early Drosophila embryo, while imaging at a speed of several frames per second. This technique has the advantage that it does not require the injection of beads into the embryo, usually used as intermediate probes on which optical forces are exerted. We detail step by step the implementation of the setup, and propose tools to extract mechanical information from the experiments. By monitoring the displacements of cell-cell contacts in real time, one can perform tension measurements and investigate cell contacts&#39; rheology.

Probing Cell Mechanics with Bead-Free Optical Tweezers in the Drosophila Embryo

We present a setup of optical tweezers coupled to a light sheet microscope, and its implementation to probe cell mechanics without beads in the Drosophila embryo.

Hücre mekanik ile boncuk-Alerjik Optik cımbız Drosophila embriyo sondalama

Morphogenesis requires coordination between genetic patterning and mechanical forces to robustly shape the cells and tissues. Hence, a challenge to ...