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In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

Determinazione di svuotamento gastrico con un non-invasiva [ 13 C]-ottanoico breath test con acido per gastroparesi inseguimento in femmine di topo NOD LTJ.

Abstract

Gastrico studi svuotamento nei topi sono stati limitati dalla incapacità di seguire i cambiamenti di svuotamento gastrico, nello stesso animale, poiché le tecniche più comunemente utilizzate richiedono l'uccisione degli animali e il recupero post-mortem del 1,2 pasto. Questo approccio evita studi longitudinali per determinare le variazioni di svuotamento gastrico con l'età e la progressione della malattia. Il comunemente usato [13 C]-ottanoico breath test con l'acido per l'uomo 3 è stato modificato per l'uso nel topo e nel ratto 4-6 7 e abbiamo precedentemente dimostrato che questo test è affidabile e sensibile alle variazioni di svuotamento gastrico in risposta ai farmaci e durante progressione di malattia diabetica 8. In questo video di presentazione il principio e l'attuazione pratica di questo test modificato è spiegato. Come nel precedente studio, i topi NOD LTJ vengono utilizzati, un modello di diabete di tipo 1 9. Una quota di questi topi sviluppano i sintomi di gastroparesi, una complicazione di Diabetees caratterizzata da ritardato svuotamento gastrico senza ostruzione meccanica dello stomaco 10.

Questo documento dimostra come addestrare i topi per i test, come preparare il pasto di prova e ottenere 4 ore di dati di svuotamento gastrico e come analizzare i dati ottenuti. L'analizzatore isotopo di carbonio utilizzati nel presente studio è adatto per il campionamento automatico dei campioni di aria da un massimo di 12 topi contemporaneamente. Questa tecnica permette di follow-up longitudinale di svuotamento gastrico da grandi gruppi di topi con diabete o altre malattie di lunga durata.

Introduzione

Questo manoscritto descrive le considerazioni tecniche e metodologiche implicate nella misurazione non invasiva di svuotamento gastrico nei topi. Seguendo il protocollo qui descritto, gli investigatori in modo affidabile e riproducibile seguire le modifiche di svuotamento gastrico a causa dello sviluppo della malattia, studiare l'impatto di agenti farmacologici sullo svuotamento gastrico e seguire la risposta di svuotamento gastrico per il trattamento di malattie sottostanti o difetti 6,8, 11,12. In precedenti pubblicazioni, l'applicazione di 13 C test di respiro acido ottanoico ha dimostrato di essere un modo utile per misurare svuotamento gastrico nell'uomo e negli animali 3,8. Questo documento descrive in dettaglio, le procedure necessarie per ottenere dati affidabili sul 6-8 mesi necessari per uno studio longitudinale di svuotamento gastrico nei topi con diabete. I vantaggi di seguire questo protocollo rispetto ai metodi precedentemente pubblicati sono che il ricercatore può essere assicurato il richiederlo datid sarà affidabile e riproducibile. Inoltre, il sistema automatizzato per la raccolta e l'analisi dei campioni di gas descritto qui aumenta il numero di animali che possono essere seguiti simultaneamente in uno studio. Nel complesso, l'obiettivo di questo lavoro è quello di identificare i fattori chiave che mantengono assuefazione dei topi al test e che ridurre la variabilità nei risultati ottenuti.

Per la misurazione in vivo di svuotamento gastrico, i topi sono tenuti a digiuno per una notte e messo nelle camere di prova di plastica trasparente con portata costante. Dopo i topi vengono abituati ai tubi, al basale esalato 13 CO 2 livelli sono determinati e flusso d'aria adeguato di conseguenza. Successivamente, l'amministrazione di un pasto di prova costituito da tuorlo d'uovo mescolato con 13 C-marcato acido ottanoico. Poiché i topi a digiuno e formati, in genere mangiare il pasto di prova entro 2 minuti. Il somministrato acido ottanoico non viene assorbito nello stomaco, ma sarà ripreso nel duodeno und otterrà metabolizzato nel fegato in 13 CO 2, che viene rilasciato ed espirata, con un conseguente arricchimento di 13 CO 2 nell'aria circostante. Campioni d'aria sono raccolti ad intervalli di tempo determinati ed analizzati mediante l'analizzatore degli isotopi di carbonio. Il rate-limiting passo in questo processo è lo svuotamento gastrico e l'escrezione polmonare di 13 CO 2 corrisponde direttamente con lo svuotamento gastrico del pasto marcato.

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Figura 1. Schema dell'apparato svuotamento gastrico. Dopo il digiuno notturno, i topi sono posti in camere trasparenti, che consentano loro di muoversi e girare liberamente. Un tubo di ingresso permette afflusso di aria fresca e costante ed una uscita conduce l'analizzatore per misurare l'isotopo 13 C-a-12Rapporto C nel respiro esalato. La camera dispone anche di una porta centrale per la consegna di prodotti alimentari contenenti [13 C]-acido ottanoico.

Protocollo

1. Formazione e assuefazione dei Topi

  1. Prima dell'analisi, mettere tutti i topi nelle camere di prova per 2-4 ore con flusso d'aria costante, al fine di abituarli alle condizioni di prova. Questo riduce notevolmente i livelli di stress che altrimenti potrebbero causare il rilevamento aberrante di ritardato svuotamento gastrico. Trattare i topi stesso modo se l'esperimento svuotamento gastrico è in esecuzione. Preparare il tuorlo d'uovo (vedi oltre), senza l'aggiunta di acido ottanoico e alimentare 0,2 g per ogni mouse.
  2. Ripetere questo processo fino a quando i topi sono sufficientemente formati (in genere 2-3 volte). I topi sono tipicamente abituano facilmente purché le condizioni ambientali sono mantenuti uguali.

Nota: non abituati topi continuano a muoversi per circa 1 ora dopo il trasferimento alla camera, e defecare e urinare frequentemente, mentre i topi abituati rapidamente stabilirsi nel loro nuovo ambiente e distendersi.

Note: Durante l'esperimento: gli animali Monitor per i segni di perdita di assuefazione, come eccesso di minzione, defecazione, mancanza di interesse per mangiare l'uovo. Se questo è il caso considerare nuovamente abituare in una camera vuota 1-2 volte prima di ottenere dati di svuotamento gastrico. La coerenza è molto importante mentre si fa questo esperimento. Fare le cose esattamente nello stesso modo ogni volta che è l'unico modo per ottenere risultati affidabili e riproducibili. Questo include dare trattamento (ad esempio insulina) ogni giorno, allo stesso tempo, non separando i topi dai loro compagni di gabbia se non assolutamente necessario, digiuno i topi e iniziare il test di svuotamento gastrico, allo stesso tempo, e il trattamento di topi stesso modo.

2. Preparazione del Isotope contenenti farina di prova

  1. Inizia con peso di 5 g di tuorlo d'uovo in una provetta da 50 ml falco. Ripetere questi passaggi ogni giorno sperimentale per preparare un pasto fresco di prova.
  2. Aggiungere 10 ml di acido ottanoico con un Concentrazionezione di 2 pl / g al tubo da 50 ml falco contenente l'uovo e mescolare energicamente per 1 minuto con una spatola nel tubo falcon.
  3. L'uovo viene poi trasferito in un bicchiere di vetro e riscaldato su un becco Bunsen fino coagula e la sua consistenza è adatto a fare palline. Questo richiede in genere circa 30 sec.

Nota: Le sfere di tuorlo d'uovo dovrebbe pesare 0,2 g per topo. Questo è importante per mantenere la dose cumulativa costante in tutti i topi.

3. Di iniziare l'esperimento

  1. Una volta addestrato e pronto per lo svuotamento gastrico, veloce i topi durante la notte (12 ore) su un metallo "mesh-bottom" rack digiuno per evitare coprofagia. Assicurarsi che hanno libero accesso ad acqua potabile. Poiché topi diabetici sono usati nell'esperimento corrente, non dovrebbero essere tenuti a digiuno per più di 16 ore.
  2. Inizia la creazione di camere di svuotamento gastrico. Utilizzare camere pulite e le coperture che sono stati essiccati all'aria. Inoltre, qualsiasitubi che collegano le camere all'analizzatore o l'alimentazione dell'aria CO 2 deve essere priva di umidità, acqua può interferire con il segnale letto dall'analizzatore
  3. Collegare le camere per i tubi di ingresso che forniscono un flusso d'aria costante. Quindi collegare i tubi di scarico dalle camere alla macchina. Chiudere le provette e accendere il flusso d'aria.

Nota: applicare una piccola quantità di vaselina al termine dei coperchi di copertura in modo da chiudere facilmente e sono sigillati in modo sicuro. Questa tenuta è necessario raccogliere tutta l'anidride carbonica prodotta dai topi.

4. Procedure sperimentali

  1. Iniziate pesando ogni mouse. Il peso corporeo è una misura della loro salute continua bene. Poi posto ogni topo nella camera appropriata. Naturalmente è importante avere l'aria che fluisce nelle camere in questo momento.
  2. Per avviare la misurazione, lasciare che i topi per acclimatarsi alle camere prima di regolarezione dei livelli di aria.
  3. Una volta che i topi apparire calmo, che può richiedere alcuni minuti, regolare la portata d'aria per ogni camera del mouse. Questo può essere diverso per ciascun topo. Tipicamente, il flusso di aria viene regolato all'inizio dell'esperimento per assicurarsi che esalato CO 2 raggiunge livelli rilevabili con qualsiasi apparecchiatura viene utilizzata, e fare in modo che il livello rimane sufficientemente bassa per garantire fatturato sana aria. Usiamo iniziali livelli di CO 2 tra 1.000 e 1.500 parti per milione.
  4. Se ha difficoltà con la regolazione, verificare la presenza di perdite d'aria. Quindi ripetere il processo per ciascuna delle sezioni e guardare per un altro giro di misurazioni per vedere se le rettifiche apportate al flusso d'aria hanno corretto il livello di CO 2. È importante per ottenere una linea di base stabile lettura prima di alimentare i topi. Usiamo una macchina con una funzione di auto calibrazione. Se questo non è il caso di taratura deve essere controllata.
  5. Quando questo avviene, somministrare il pasto uovoal primo mouse e registrare il tempo di ciascun topo riceve il cibo.
  6. Corriamo il procedimento per 4 ore per ottenere i valori sufficienti per il montaggio del CO 13 2 curva di arricchimento per ogni mouse. Controllare i topi ogni 30-60 min per assicurarsi che i livelli di CO 2 sono ancora sicuro per i topi.
  7. Preparare nuove scatole contenenti cibo prima della fine della prova lo topi può iniziare a mangiare immediatamente dopo la prova è finita.

Risultati

A dati rappresentativi indicati da tre topi diverse è mostrato in Figura 2. Il grafico nero rappresenta i punti dati di un mouse con svuotamento gastrico normale. Essa mostra la frazione di 13 C che viene recuperato in aria espirata espressa come percentuale della dose somministrata per ora espressa come funzione di tempo. La curva blu è da un topo con un accelerato svuotamento gastrico con un valore di mezzo T di 40 min e la curva rossa è da un mouse con svuotamento gastrico ritardato con...

Discussione

La tecnica qui descritta permette di ripetuti e non invasivo per la misurazione in vivo di svuotamento gastrico solido nei topi. Questo sistema ha il vantaggio che gli animali non sono trattenuti nella camera di misura, permettendo loro di muoversi e ruotare liberamente. Dal momento che questo è un ambiente familiare, i topi hanno ancora bisogno di essere addestrati e abituati alle camere di prova per prevenire gli effetti dello stress sullo svuotamento gastrico. In generale, si assume i dati svuotame...

Divulgazioni

Gli autori dichiarano di non avere conflitto di interessi finanziari.

Riconoscimenti

Questa pubblicazione video è stato reso possibile da un finanziamento del National Institute of Diabetes and Digestive e malattie renali (NIDDK) per il programma Progetto "Patobiologia del sistema enterico" Grant DK 68055. Christopher T. Creedon è stato sostenuto dal Programma Mentori pubblico Rochester scuole.

Ringraziamo il Sig. Gary Stoltz per l'assistenza tecnica, la signora Kristy Zodrow segreteria per l'assistenza e il Dr. Douglas Baer da Los Gatos Research, Inc (Mountain View, CA).

Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
NOME AZIENDA CAT NUMERO COMMENTI
Una fonte di alimentazione d'aria costante, il flusso e composizione centrale di alimentazione aria nella struttura di ricerca
130 ml di campionamento camera che dispone di aria in entrata, di uscita dell'aria, l'apertura e la gestione alimentare
Tubi di plastica per l'alimentazione pneumatica
In casa costruita
Acido ottanoico Cambridge isotopo laboratori (Andover, MA) CLM-293-1
Per preparare il pasto uovo:
  • piccolo becher
  • 50 ml, tubo
  • Becco Bunsen
  • uovo
  • spatola
Ogni fornitore Cercate diessere coerente con il fornitore uovo poiché il contenuto nutrizionale e appetibilità delle uova può influenzare lo svuotamento gastrico e l'ingestione del pasto
Biossido di carbonio isotopo analizzatore Los Gatos Research Inc. (Mountain View, CA)

Riferimenti

  1. Yeung, C. K., McCurrie, J. R. A simple method to investigate the inhibitory effects of drugs on gastric emptying in the mouse in vivo. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 45, 235-240 (2001).
  2. Osinski, M. A., Seifert, T. R., Cox, B. F., Gintant, G. A. An improved method of evaluation of drug-evoked changes in gastric emptying in mice. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 47, 115-120 (2002).
  3. Ghoos, Y. F., et al. Measurement of gastric emptying rate of solids by means of a carbon-labeled octanoic acid breath test. Gastroenterology. 104, 1640-1647 (1993).
  4. Symonds, E., Butler, R., Omari, T. Noninvasive breath tests can detect alterations in gastric emptying in the mouse. Eur. J. Clin. Invest. 32, 341-344 (2002).
  5. Symonds, E. L., Butler, R. N., Omari, T. I. Assessment of gastric emptying in the mouse using the [13C]-octanoic acid breath test. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 27, 671-675 (2000).
  6. Verhulst, P. J. Role of ghrelin in the relationship between hyperphagia and accelerated gastric emptying in diabetic mice. Gastroenterology. 135, 1267-1276 (2008).
  7. Schoonjans, R., et al. The 13C-octanoic acid breath test: validation of a new noninvasive method of measuring gastric emptying in rats. Neurogastroenterol. Motil. 14, 287-293 (2002).
  8. Choi, K. M., et al. Determination of gastric emptying in nonobese diabetic mice. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 293, 1039-1045 (2007).
  9. Atkinson, M. A., Leiter, E. H. The NOD mouse model of type 1 diabetes: as good as it gets?. Nat. Med. 5, 601-604 (1999).
  10. Camilleri, M. Clinical practice. Diabetic gastroparesis. N. Engl. J. Med. 356, 820-829 (2007).
  11. Choi, K. M., et al. Heme oxygenase-1 protects interstitial cells of Cajal from oxidative stress and reverses diabetic gastroparesis. Gastroenterology. 135, 2055-2064 (2008).
  12. Kashyap, P. C., et al. Carbon monoxide reverses diabetic gastroparesis in NOD mice. Am. J. Physiol. GI. G298, G1013-G1019 (2010).

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