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In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

Gli RNA circolari (circRNA) sono RNA non codificanti che possono avere ruoli nella regolazione trascrizionale e nelle interazioni di mediazione tra proteine. A seguito della valutazione di diversi parametri per la costruzione di librerie di sequenziamento di circuitRNA, è stato compilato un protocollo che utilizza la preparazione della libreria totale di RNA spiaggiata con il pretrattamento di RNase R ed è presentato qui.

Abstract

Gli RNA circolari (circRNA) sono una classe di RNA non codificanti coinvolti in funzioni tra cui la regolazione del microRNA (miRNA), la mediazione delle interazioni proteina-proteina e la regolazione della trascrizione genica parentale. Nel sequenziamento dell'RNA di nuova generazione (RNA-seq) classico, i circolrRNA sono tipicamente trascurati come risultato della selezione poli-A durante la costruzione di librerie di mRNA, o si trovano a un'abbondanza molto bassa e sono quindi difficili da isolare e rilevare. In questo caso, un protocollo di costruzione della libreria di circRNA è stato ottimizzato confrontando kit di preparazione della libreria, opzioni di pretrattamento e varie quantità totali di ingresso di RNA. Sono stati testati due kit di preparazione della libreria di trascrittomi interi disponibili in commercio, con e senza RNase R pre-trattamento, e utilizzando quantità variabili di ingresso totale di RNA (da 1 a 4 g). Infine, più tipi di tessuto; tra cui fegato, polmone, linfonodo e pancreas; così come più regioni cerebrali; tra cui il cervelletto, il lobo parietale inferiore, il giro temporale medio, la corteccia occipitale e il giro frontale superiore; sono stati confrontati per valutare l'abbondanza di circRNA tra i tipi di tessuto. L'analisi dei dati generati in RNA-seq utilizzando sei diversi strumenti di rilevamento degli RNA (find_circ, CIRI, Mapsplice, KNIFE, DCC e CIRCexplorer) ha rivelato che un kit di preparazione della libreria di RNA totale infilato con pretrattamento RNase R e 4 g di ingresso in RNA è l'ottimale per identificare il numero relativo più elevato di circRNA. Coerentemente con i risultati precedenti, il più alto arricchimento dei circRNA è stato osservato nei tessuti cerebrali rispetto ad altri tipi di tessuti.

Introduzione

Gli RNA circolari (CircRNA) sono RNA endogeni e non codificanti che hanno guadagnato attenzione data la loro espressione pervasiva nel trascrittoma eucarotico1,2,3. Si formano quando gli esoni si ricongiungino l'uno con l'altro e quindi sono stati inizialmente considerati artefatti di giunzione4,5. Tuttavia, studi recenti hanno dimostrato che i circRNA presentano il tipo di cellula, il tessuto e l'espressione specifica dello stadio di sviluppo3,6 e sono evolutivamente conservati2,3. Inoltre, sono coinvolti nella mediazione delle interazioni proteina7, microRNA (miRNA) legame3,8,9,10, e la regolazione della trascrizione genica parentale11.

Nel sequenziamento dell'RNA classico (RNA-seq), i circRNA possono essere completamente persi durante la costruzione della biblioteca a causa della selezione poli-A per gli mRNA o possono essere difficili da isolare data la loro bassa abbondanza. Tuttavia, recenti studi di caratterizzazione degli anni 'rcRNA hanno incorporato una fase di pre-trattamento utilizzando RNase R al fine di arricchire per i circRNA2,12,13. RNase R è un exoribonucleolaga che digerisce gli RNA lineari, lasciando dietro di sé strutture circolari di RNA. I protocolli di arricchimento di CircRNA sono stati ottimizzati generando e confrontando i dati di due kit di costruzione della libreria di trascrittomi interi disponibili in commercio, con e senza una fase di pretrattamento di RNase R, e utilizzando quantità variabili di input totale di RNA (da 1 a 4 g). Il protocollo ottimizzato è stato successivamente utilizzato per valutare l'abbondanza di circRNA in cinque diverse regioni del cervello (cervelletto [BC], lobo parietale inferiore [IP], giro temporale medio [MG], corteccia occipitale [OC] e giro frontale superiore [SF]) e altri quattro tipi di tessuto (fegato [LV], polmone [LU], nodo linfoficio [LN]). Le librerie RNA-seq sono state accoppiate fine sequenziate e i dati sono stati analizzati utilizzando sei diversi algoritmi di previsione di circRNA: find_circ3, CIRI14, Mapsplice15, KNIFE16, DCC17e CIRCexplorer18. Sulla base della nostra analisi, il numero più alto di circRNA unici è stato rilevato quando si utilizza un kit di preparazione della libreria di RNA totale infilata con pre-trattamento RNase R e 4 RNA di input totale. Il protocollo ottimizzato è descritto qui. Come riportato in precedenza19,20, il più alto arricchimento di circRNA è stato osservato nel cervello rispetto ad altri tipi di tessuto.

Protocollo

Questa ricerca è stata condotta nel rispetto di tutte le linee guida istituzionali, nazionali e internazionali per il benessere umano. I tessuti cerebrali sono stati ottenuti dal Banner Sun Health Research Institute Brain and Body Donation Program a Sun City, a. Le operazioni del Brain and Body Donation Program sono approvate dal Western Institutional Review Board (protocollo WIRB #20120821). Tutti i soggetti o i loro rappresentanti legali hanno firmato il consenso informato. Le biocampionie commerciali (non cerebrali) sono state acquistate da Proteogenex.

1. Trattamento RNase R

NOT: Nei passaggi seguenti, il volume di reazione viene regolato ad un volume totale di 50 gradi l. Questo è il volume minimo del campione da utilizzare nel kit di pulizia e concentratore dell'RNA (vedere Tabella dei materiali). Inoltre, il protocollo ottimizzato descritto qui è per una quantità di ingresso di 4 g di RNA totale. Si raccomanda un tempo di incubazione più lungo per il trattamento RNase R per una quantità di ingresso >4 g.

  1. Diluire l'RNA totale a 4 g in 39 g di acqua senza RNase in un tubo di microcentrifuga e mescolare bene con la pipicantazione.
  2. In un tubo separato, diluire la RNase R a una concentrazione di lavoro di 2 U/L con 1x Buffer di reazione RNase R. Rendere solo sufficiente per l'uso immediato.
  3. Pipette 39 - L di RNA totale e 5 -L di 10x RNase R Reaction Buffer in un tubo di reazione 1,5 mL e mescolarsi bene con la pipettatura (50 - L sarà il volume di reazione totale). Aggiungete quindi 6 di RNase R (2 U/L).
  4. Regolare la pipetta per l'intero volume di reazione (50 l) e mescolare bene pipetting su e giù 10 volte.
  5. Collocare il tubo in un bagno d'acqua di 37 gradi centigradi per 10 min. Assicurarsi che l'intero volume di reazione sia immerso nel bagno d'acqua.
  6. Posizionare il tubo sul ghiaccio e procedere immediatamente con la pulizia e la concentrazione dell'RNA (sezione 2).

2. Purificazione dell'RNA utilizzando un kit di pulizia e concentratore di RNA

NOT: Quando si utilizza RNA di alta qualità (RIN>8, DV200>80%), il trattamento Con RNase R può comportare la perdita di circa il 60% dell'RNA. Utilizzando un ingresso da 4 g, si stima che dopo la sezione 1 vengano lasciati 2-2,5 g di RNA trattato.

  1. Prima di iniziare, preparare il buffer di lavaggio dell'RNA aggiungendo 48 mL di 100% di etanolo al concentrato del buffer e mescolare bene pipettando. Posizionare le colonne di purificazione nei tubi di raccolta (vedere Tabella dei materiali)e collocarle in un rack di tubi.
    NOT: Utilizzare le seguenti impostazioni di centrifugazione per tutti i passaggi seguenti: 10.000–16.000 x g. Se il trattamento DNase I è già stato eseguito, saltare il trattamento DNase I in questa fase.
  2. Aggiungere 2 volumi di RNA Binding Buffer al campione trattato rNase R e mescolare bene con la pipettatura (volume totale: 150 l).
  3. Aggiungere 1 volume di etanolo 100% alla miscela del campione trattato RNA Binding Buffer e RNase R e mescolare bene con la pipettatura (volume totale: 300 .L).
  4. Trasferire l'intero volume nella colonna e centrifugare la colonna per 30 s. Scartare flusso attraverso.
  5. Aggiungere 400 l of RNA Prep Buffer direttamente alla colonna, centrifugare la colonna per 30 s e scartare il flusso attraverso.
  6. Aggiungere 700 l of RNA Wash Buffer direttamente alla colonna, centrifugare la colonna per 30 s e scartare il flusso attraverso.
  7. Aggiungere 400 l of RNA Wash Buffer direttamente alla colonna, centrifugare la colonna per 2 min e trasferire la colonna in un nuovo tubo RNase-free 1.5 mL.
  8. Aggiungere 11 l'acqua senza RNase direttamente alla colonna tenendo la punta della pipetta proprio sopra il filtro della colonna e assicurando che l'acqua atterri solo sul filtro della colonna.
  9. Incubare la colonna per 1 min a temperatura ambiente e centrifugare per 1 min.
  10. Prima di scartare la colonna, verificare il flusso nel tubo privo di RNase. Se l'eluizione ha avuto esito positivo, conservare il campione a -80 gradi centigradi o procedere immediatamente con la preparazione della libreria. Per la costruzione della biblioteca viene utilizzato il volume di eluizione totale finale di circa 10 zeri.
    NOT: Punto di sosta: Lasciare l'RNA a -80 gradi centigradi per un massimo di 7 giorni prima di continuare con la preparazione della libreria.

3. Preparazione della biblioteca di circRNA

NOT: Vedere Tabella dei materiali per il kit, che contiene la maggior parte dei reagenti utilizzati in questa sezione.

  1. esaurimento e frammentazione dell'rRNA
    1. Trasferire 10 l di RNA purificato dal passo 2.10 a un pozzo pulito in una nuova piastra PCR da 96 pozzetto. Al pozzo, aggiungere 5 L di buffer di legatura rRNA seguiti da 5 . Delicatamente pipette su e giù 10 volte per mescolare.
    2. Piastra di sigillare e incubare per 5 min a 68 gradi centigradi su un blocco termociclista pre-programmato e preriscaldato. Dopo il completamento dell'incubazione di 5 min, mettere la piastra in panchina e incubare a temperatura ambiente per 1 min.
    3. Rimuovere il sigillo dalla piastra. Aggiungete 35 l di perline di rimozione rRNA a temperatura ambiente vortice da campionare. Regolare la pipetta a 45 -L e pipetta su e giù 10-20x per mescolare accuratamente. Incubare la piastra per 1 min a temperatura ambiente.
    4. Trasferire la piastra su un supporto magnetico e incubare sul supporto per 1 min o fino a quando la soluzione non si schiarisce. Trasferire tutti i supernatant (45 dollari l) in un nuovo pozzo sulla stessa piastra, o nuova piastra (a seconda del numero di campioni con cui si sta lavorando).
    5. Vorticare le perline di pulizia dell'RNA (vedi Tabella dei materiali) fino a ben disperdersi, e aggiungere 99 l di perline ad ogni campione. Pipette su e giù 10x per mescolare. Incubare la piastra a temperatura ambiente per 10 min.
    6. Trasferire la piastra sul supporto magnetico e incubare altri 5 min o fino a quando la soluzione non si schiarisce. Rimuovere e scartare tutti i supernatali dal pozzo.
    7. Con la piastra ancora sul supporto magnetico, aggiungere 200 l of appena preparato 80% EtOH al pozzo senza interrompere le perline. Incubare per 30 s, quindi rimuovere e scartare l'etanolo. Ripetere per un totale di 2 lavamenti.
    8. Aggiungete 11 l di tampone di eluizione ad ogni pozzo e alla pipetta su e giù 10 volte per mescolare. Incubare a temperatura ambiente per 2 min, quindi trasferire al supporto magnetico fino a quando la soluzione si schiarisce (1-5 min).
    9. Trasferire 8,5 litri del supernatante dal pozzo a un nuovo pozzo sullo stesso piatto o su un nuovo piatto. Aggiungete 8,5 l di miscela Elute, Primer, Fragment High a ogni pozzo contenente. Pipette su e giù 10 volte per mescolare accuratamente.
    10. Piastra di sigillare e incubare per 8 min a 94 gradi centigradi su un blocco termociclista pre-programmato e preriscaldato. Togliere dal termociclore quando raggiunge i 4 gradi centigradi e centrifugare brevemente.
      NOT: Procedere immediatamente al protocollo Synthesize First Strand cDNA.
  2. Sintetizzare cDNA
    1. Per ogni campione da preparare, mescolare 9 - LL First Strand Synthesis Mix con 1 -L di trascrizione inversa (vedere Tabella dei materiali). Aggiungere 8 o l della miscela al campione. Pipette su e giù 6 volte per mescolare.
      1. Piastra di tenuta e incubazione su un blocco termociclista pre-programmato e preriscaldato utilizzando i seguenti parametri: 25 gradi centigradi per 10 min, 42 gradi centigradi per 15 min, 70 gradi centigradi per 15 min, 4 gradi centigradi. Procedere immediatamente alla sintesi del secondo filamento.
    2. Aggiungete 5 L di buffer Resuspension ad ogni campione seguito da 20 gradi l of Second Strand Marking master mix. Pipette l'intero volume su e giù 6 volte.
    3. Piastra di sigillare e incubare su un blocco termociclista pre-programmato e preriscaldato impostato a 16 gradi centigradi per 1 h. Dopo l'incubazione, rimuovere la piastra dal termociclore e lasciare che ecchegua a temperatura ambiente.
    4. Vortice pcR perline di purificazione (vedere Tabella dei materiali) e aggiungere 90 perline l ad ogni pozzetto di campione. Pipette su e giù 10 volte per mescolare accuratamente. Incubare a temperatura ambiente per 10 min.
    5. Trasferire il getto di perline/campione sul supporto magnetico e incubare per 5 min o fino a quando il liquido si schiarisce. Rimuovere e scartare supernatante.
    6. Aggiungere 200 L dell'80% EtOH ad ogni campione. Incubare campioni sul supporto magnetico a temperatura ambiente per 30 s. Scartare supernatante. Ripetere 1x.
    7. Lasciare asciugare le perline a temperatura ambiente per 6 min, quindi rimuovere dal supporto magnetico.
    8. Risospendere le perline in 19,5 gradi l l di Resuspension buffer. Pipette su e giù 10 volte per mescolare accuratamente. Incubare a temperatura ambiente per 2 min, quindi trasferire al supporto magnetico e incubare per un ulteriore 1 min o fino a quando il liquido si schiarisce.
    9. Trasferire 17,5 l l di supernatali su una nuova piastra ben/nuova.
      NOT: Se non procede immediatamente, i campioni possono essere conservati a -20 gradi centigradi per un massimo di 7 giorni.
  3. Preparazione della biblioteca
    1. Aggiungete 12,5 l di A-Tailing Mix ad ogni pozzo che contiene supernatali. Pipette l'intero volume su e giù 10 volte per mescolare.
    2. Incubare la reazione su un blocco termociclista pre-programmato e preriscaldato impostato su 37 gradi centigradi utilizzando i seguenti parametri: 37 gradi centigradi per 30 min, 70 gradi centigradi per 5 min, 4 gradi centigradi. Quando i campioni raggiungono i 4 gradi centigradi, procedere immediatamente alla legatura dell'adattatore.
    3. Ad ogni campione si aggiungono 2,5 luna di buffer Resuspension, 2,5 l di un adattatore RNA unico e 2,5 lofili di Mix di ligazione. Pipette su e giù 10x per mescolare.
    4. Incubare campioni su un blocco termociclista pre-programmato e preriscaldato a 30 gradi centigradi per 10 min.
    5. Aggiungere 5 - L di stop Ligation buffer ad ogni campione e pipetta su e giù per mescolare.
    6. Aggiungete 42 ll di perline di purificazione miste di PCR ad ogni campione e mescolate accuratamente. Seguire i passaggi da 3,2,6 a 3,2,10, ma modificare il volume di sospensione a 52 l e il volume di elusione finale a 50.
    7. Ripetere il protocollo di purè PCR con l'eluion i 50,l dal passo 3.3.6, ma modificare il volume di sospensione a 22 l e il volume di elusione finale a 20.
      NOT: Se non procede immediatamente, i campioni possono essere conservati a -20 gradi centigradi per un massimo di 7 giorni.
    8. Aggiungete ad ogni campione 5 -L di PCR Primer Cocktail e 25 l di PCR Master Mix. Mescolare pipetting su e giù 10 volte. Incubare la reazione su un blocco termociclista pre-programmato e preriscaldato utilizzando i seguenti parametri: 98 gradi centigradi per 30 s; quindi 8 cicli di 98 gradi centigradi per 10 s, 60 gradi centigradi per 30 s, e 72 gradi centigradi per 30 s; poi 72 gradi centigradi per 5 min, poi 4 gradi centigradi.
      NOT: Per generare quantità sufficienti di librerie per la sequenza, potrebbe essere necessaria l'ottimizzazione del numero totale di cicli PCR.
    9. Seguire il protocollo per la purificazione del tallone PCR (passaggi da 3,2,4 a 3,2,9), ad eccezione di aggiungere 50 -L di perline di purificazione PCR ben mescolate e modificare il volume di sospensione a 32,5 l con un volume di eluizione finale di 30 .
      NOT: I campioni devono essere conservati a -20 gradi centigradi.
  4. Quantificazione e controllo qualità utilizzando un analizzatore di acido nucleico
    1. Lasciare che nastri e reagenti eclitino a temperatura ambiente per 30 min.
    2. Mescolare 2 - L di libreria con 2 L di HS D1000 tampone, e aggiungere a una piastra di pozzo compatibile.
    3. Sigillare saldamente con guarnito in lamina compatibile e vortice per 1 min a 2.000 rpm.
    4. Spin down e caricare piastra sull'analizzatore seguenti prompt software.
      NOT: Le dimensioni delle librerie devono essere di circa 260 bp.

4. Flusso di lavoro di analisi dei dati

  1. Sequenza di librerie RNA-seq (vedi Tabella dei materiali) per generare letture a base di estremità accoppiate a 82 bp. Convertire i dati di sequenza non elaborati sotto forma di file basecall (.bcl) in FASTQs utilizzando lo strumento bcl2fastq (v0.2.19).
  2. Rilevare i circuiti circolrRNA.
    NOT: Sulla base di prove precedentemente riportate che un approccio di rilevamento degli circRNA di un insieme offre prestazioni migliori rispetto all'utilizzo di un singolo strumento di rilevamento21,22, suggeriamo di utilizzare più strumenti per il rilevamento degli errori. Qui, i circRNA sono stati identificati utilizzando sei algoritmi di previsione di circRNA esistenti: find_circ, CIRI, CIRCexplorer, Mapsplice, KNIFE e DCC, applicando le impostazioni dei parametri consigliate per ogni algoritmo.
    1. Scaricare e installare ogni algoritmo di rilevamento di circRNA in un cluster di calcolo ad alte prestazioni Linux utilizzando le istruzioni fornite dagli sviluppatori.
    2. Allineare i FASTQ RNA-seq rispetto al genoma di riferimento (GRCh37), utilizzando l'allineatore raccomandato per ogni strumento.
    3. Dopo l'allineamento, eseguire gli algoritmi di rilevamento degli anni rcRNA applicando le rispettive impostazioni dei parametri consigliate.
    4. Ogni strumento emetterà un file dei risultati multicolonna con l'elenco dei circRNA rilevati, estrarrà le coordinate di circRNA e il numero di letture di supporto da questo al fine di quantificare il numero di candidati rilevati in ogni condizione campione/test.
  3. Convertire l'output delle coordinate di circRNA di CIRI, Mapsplice e DCC in coordinate basate su 0 per essere coerente con gli altri tre algoritmi.
  4. Selezionare circRNA con due o più letture di supporto o analisi e confronti a valle. La Tabella 1 riepiloga tutti i parametri valutati nel nostro studio insieme al numero totale di letture di sequenziamento generate per ogni campione.
  5. Per ogni condizione di esempio/test, contare il numero di circRNA rilevati normalizzati per il numero di letture mappate generate per tale libreria, per milione. Riepilogare i risultati tra i vari strumenti/campioni in box plot, come descritto in Dettagli o risultati rappresentativi.

Risultati

I dati generati utilizzando un RNA di controllo universale (UC) disponibile in commercio e utilizzando due kit di preparazione della libreria, entrambi inclusi entrambi una fase di deplezione nei loro protocolli, sono stati valutati per la prima volta. Utilizzando un flusso di lavoro analitico (flusso di lavoro di analisi dei dati, sezione 4), nel complesso, è stato rilevato un numero maggiore di circRNA nei set di dati TruSeq rispetto a quelli Kapa (Figura 1). Sebbene le percentuali di RNA...

Discussione

In questo studio sono stati testati due kit di preparazione della libreria disponibili in commercio, opzioni di pre-trattamento e quantità di RNA di input al fine di ottimizzare un protocollo di arricchimento del circRNA per la costruzione di librerie di sequenziamento del circRNA. Sulla base delle valutazioni di questo studio, sono evidenti una serie di aspetti chiave e passaggi critici nella creazione di librerie di sequenziamento degli xml circolr. La nostra valutazione conferma l'utilità del pretrattamento di RNase...

Divulgazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Riconoscimenti

Siamo grati al Banner Sun Health Research Institute Brain and Body Donation Program (BBDP) di Sun City, Arizona, per la fornitura di tessuti cerebrali umani. Il BBDP è stato supportato dal National Institute of Neurological Disorders and Stroke (U24 NS072026 National Brain and Tissue Resource for Parkinson's Disease and Related Disorders), il National Institute on Aging (P30AG19610 Arizona's Disease Core Center), l'Arizona Department of Health Services (contratto 211002, Arizona Alzheimer's Research Center), Arizona Biomedical Research Commission (contratti 4001, 0011, 05-901 e 1001 per l'Arizona Parkinson's Disease Consortium) e il Michael J. Fox Foundation for Parkinson's Research27. Questo studio è stato sostenuto anche dal DHS e dallo Stato dell'Arizona (ADHS grant - ADHS14-052688). Ringraziamo anche Andrea Schmitt (Banner Research) e Cynthia Lechuga (TGen) per il supporto amministrativo.

Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
1000 µL pipette tipsRaininGP-L1000F
20 µL pipette tipsRaininSR L 10F
200 µL pipette tipsRaininSR L 200F
2200 TapeStation Accessories (foil covers)Agilent Technologies5067-5154
2200 TapeStation Accessories (tips)Agilent Technologies5067-5153
Adhesive Film for MicroplatesVWR60941-064
AMPure XP Beads 450 mLBeckman CoulterA63882PCR purification
Eppendorf twin.tec 96-Well PCR PlatesVWR951020401
High Sensitivity D1000 reagentsAgilent Technologies5067-5585
High Sensitivity D1000 ScreenTapeAgilent Technologies5067-5584
HiSeq 2500 Sequencing SystemIlluminaSY-401-2501
HiSeq 3000/4000 PE Cluster KitIlluminaPE-410-1001
HiSeq 3000/4000 SBS Kit (150 cycles)IlluminaFC-410-1002
HiSeq 4000 Sequencing SystemIlluminaSY-401-4001
HiSeq PE PE Rapid Cluster Kit v2IlluminaPE-402-4002
HiSeq Rapid SBS Kit v2 (50 cycle)IlluminaFC-402-4022
Kapa Total RNA KitRocheKK8400
Molecular biology grade ethanolFisher ScientificBP28184
Qubit Assay TubesSupply Center by Thermo FischerQ32856
Qubit dsDNA High Sense Assay KitSupply Center by Thermo FischerQ32854
RNA cleanup and concentrator - 5ZymoRCC-100Contains purification columns, collection tubes
RNAClean XP beadsBeckman Coulter GenomicsRNA Cleanup beads
Rnase RLucigenRNR07250
SuperScript II Reverse Transcriptase 10,000 unitsThermoFisher (LifeTech)18064014
TapeStation 2200Agilent TechnologiesNucleic Acid analyzer
TElowEVWR10128-588
TruSeq Stranded Total RNA Library Prep KitIllumina20020596Kit used in section 3
Two-Compartment Divided TrayVWR3054-1004
UltraPure WaterSupply Center by Thermo Fischer10977-015
Universal control RNAAgilent740000

Riferimenti

  1. Salzman, J., Gawad, C., Wang, P. L., Lacayo, N., Brown, P. O. Circular RNAs are the predominant transcript isoform from hundreds of human genes in diverse cell types. PloS One. 7 (2), e30733 (2012).
  2. Jeck, W. R., et al. Circular RNAs are abundant, conserved, and associated with ALU repeats. RNA. 19 (2), 141-157 (2013).
  3. Memczak, S., et al. Circular RNAs are a large class of animal RNAs with regulatory potency. Nature. 495 (7441), 333-338 (2013).
  4. Sanger, H. L., Klotz, G., Riesner, D., Gross, H. J., Kleinschmidt, A. K. Viroids are single-stranded covalently closed circular RNA molecules existing as highly base-paired rod-like structures. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 73 (11), 3852-3856 (1976).
  5. Nigro, J. M., et al. Scrambled exons. Cell. 64 (3), 607-613 (1991).
  6. Salzman, J., Chen, R. E., Olsen, M. N., Wang, P. L., Brown, P. O. Cell-type specific features of circular RNA expression. PLoS Genetics. 9 (9), e1003777 (2013).
  7. Du, W. W., et al. Foxo3 circular RNA promotes cardiac senescence by modulating multiple factors associated with stress and senescence responses. European Heart Journal. 38 (18), 1402-1412 (2016).
  8. Capel, B., et al. Circular transcripts of the testis-determining gene Sry in adult mouse testis. Cell. 73 (5), 1019-1030 (1993).
  9. Hansen, T. B., et al. miRNA-dependent gene silencing involving Ago2-mediated cleavage of a circular antisense RNA. The EMBO Journal. 30 (21), 4414-4422 (2011).
  10. Hansen, T. B., et al. Natural RNA circles function as efficient microRNA sponges. Nature. 495 (7441), 384-388 (2013).
  11. Li, Z., et al. Exon-intron circular RNAs regulate transcription in the nucleus. Nature Structural & Molecular Biology. 22 (3), 256-264 (2015).
  12. Tan, W. L., et al. A landscape of circular RNA expression in the human heart. Cardiovascular Research. 113 (3), 298-309 (2016).
  13. Zhong, Z., Lv, M., Chen, J. Screening differential circular RNA expression profiles reveals the regulatory role of circTCF25-miR-103a-3p/miR-107-CDK6 pathway in bladder carcinoma. Scientific Reports. 6, 30919 (2016).
  14. Gao, Y., Wang, J., Zhao, F. CIRI: an efficient and unbiased algorithm for de novo circular RNA identification. Genome Biology. 16, 4-014-0571-0573 (2015).
  15. Wang, K., et al. MapSplice: accurate mapping of RNA-seq reads for splice junction discovery. Nucleic Acids Research. 38 (18), e178 (2010).
  16. Szabo, L., et al. Statistically based splicing detection reveals neural enrichment and tissue-specific induction of circular RNA during human fetal development. Genome Biology. 16, 126-015-0690-0695 (2015).
  17. Cheng, J., Metge, F., Dieterich, C. Specific identification and quantification of circular RNAs from sequencing data. Bioinformatics. 32 (7), 1094-1096 (2016).
  18. Zhang, X. O., et al. Complementary sequence-mediated exon circularization. Cell. 159 (1), 134-147 (2014).
  19. Rybak-Wolf, A., et al. Circular RNAs in the mammalian brain are highly abundant, conserved, and dynamically expressed. Molecular Cell. 58 (5), 870-885 (2015).
  20. Ji, P., et al. Expanded Expression Landscape and Prioritization of Circular RNAs in Mammals. Cell Reports. 26 (12), 3444-3460 (2019).
  21. Hansen, T. B., Venø, M. T., Damgaard, C. K., Kjems, J. Comparison of circular RNA prediction tools. Nucleic Acids Research. 44 (6), e58 (2016).
  22. Zeng, X., Lin, W., Guo, M., Zou, Q. A comprehensive overview and evaluation of circular RNA detection tools. PLoS Comput Biol. 13 (6), e1005420 (2017).
  23. Sekar, S., et al. ACValidator: a novel assembly-based approach for in silico validation of circular RNAs. bioRxiv. , (2019).
  24. Westholm, J. O., et al. Genome-wide analysis of drosophila circular RNAs reveals their structural and sequence properties and age-dependent neural accumulation. Cell Reports. 9 (5), 1966-1980 (2014).
  25. Szabo, L., Salzman, J. Detecting circular RNAs: bioinformatic and experimental challenges. Nature Reviews Genetics. 17 (11), 679-692 (2016).
  26. Zheng, Y., Ji, P., Chen, S., Hou, L., Zhao, F. Reconstruction of full-length circular RNAs enables isoform-level quantification. Genome Medicine. 11 (1), 2 (2019).
  27. Beach, T. G., et al. Arizona study of aging and neurodegenerative disorders and brain and body donation program. Neuropathology. 35 (4), 354-389 (2015).

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