Un modello murino singenico di endometriosi utilizzando topi naturalmente ciclabili

Riepilogo

Molti modelli di endometriosi di roditori sono limitati dalla complessità tecnica, dalla riproducibilità e / o dalla necessità di animali immunocompromessi o topi reporter speciali. Presentiamo un sistema semplificato di induzione della lesione utilizzando qualsiasi topo sperimentale con un sistema di punteggio oggettivo verificabile in modo indipendente e senza necessità di ovariectomia o chirurgia di sopravvivenza.

Abstract

L'endometriosi è una delle principali cause di dolore pelvico e infertilità. È definito dalla presenza di tessuto endometriale in posizioni extrauterine. Lo sviluppo di nuove terapie e strumenti diagnostici per l'endometriosi è stato limitato a causa in parte delle sfide nello studio della malattia. Al di fuori dei primati, pochi mammiferi hanno le mestruazioni e nessuno sviluppa endometriosi spontanea. I modelli di roditori sono popolari ma richiedono l'induzione artificiale dell'endometriosi, con molti che utilizzano topi immunocompromessi o malattie indotte chirurgicamente. Recentemente, è stata data maggiore attenzione ai modelli che coinvolgono l'iniezione intraperitoneale. Presentiamo un modello murino di endometriosi che integra diverse caratteristiche dei modelli di endometriosi esistenti in un nuovo sistema semplificato che si basa sulla quantificazione microscopica al posto della classificazione soggettiva. In questo modello, eseguiamo la stimolazione ormonale dei topi donatori, l'iniezione intraperitoneale, l'indagine addominale sistematica e la raccolta dei tessuti e la quantificazione istologica che può essere eseguita e verificata in qualsiasi momento dopo l'autopsia. Questo modello richiede risorse e formazione minime; non richiede competenze da parte di tecnici di laboratorio nella chirurgia murina di sopravvivenza o nell'identificazione di lesioni endometriotiche grossolane; può essere usato in topi immunocompromessi, immunocompetenti e/o mutanti; e crea in modo affidabile lesioni endometriotiche che sono istologicamente coerenti con la malattia endometriotica umana.

Introduzione

L'endometriosi è una malattia enigmatica del tratto riproduttivo femminile con significativi oneri finanziari e sanitari per le donne^1,2. L'eziologia dell'endometriosi non è completamente compresa e sono state proposte molteplici spiegazioni tra cui metaplasia celomica, riposi mülleriani embrionali, reclutamento di cellule progenitrici derivate dal midollo osseo e mestruazioni retrograde³. Mentre possono essere coinvolti molteplici aspetti di questi meccanismi proposti, e nessuna singola spiegazione può spiegare tutte le forme della malattia, il modello principale di patogenesi dell'endometriosi è la mestruazione retrograda. Le mestruazioni retrograde sono il passaggio dell'effluente mestruale attraverso le tube di Falloppio e nella cavità peritoneale; si stima che il 90% delle donne mestruazioni si sottoponga regolarmente a mestruazioni retrograde^4,5. Dato questo fenomeno comune delle mestruazioni retrograde, perché l'endometriosi si sviluppa solo in un sottogruppo di donne non è chiaro⁵. Per comprendere meglio l'eziologia di questa malattia, gli studi diretti sull'uomo non sono fattibili e gli studi sugli animali sono giustificati.

L'endometriosi è una sfida sia da trattare che da studiare. La prevalenza della malattia non è nota ma stimata in 10%¹. Mentre alcuni tipi avanzati di endometriosi possono essere identificati con precisione attraverso l'imaging non invasivo, una diagnosi definitiva si ottiene solo attraverso l'analisi istopatologica di campioni di biopsia ottenuti chirurgicamente; lesioni che visivamente sembrano essere malate, possono infatti essere fibrosi o cicatrici da altre cause⁶. La gravità e l'estensione della malattia non sono correlate alla sintomatologia⁷.

Le lesioni dell'endometriosi sono costituite da tipi cellulari eterogenei e popolazioni che interagiscono in modi complessi all'interno del microambiente, limitando quindi l'utilità dei modelli cellulari^8,9. Esistono modelli in vivo, ma questi hanno sfide e limitazioni intrinseche^10,11,12. I modelli di primati sono ideali ma spesso non sono^{fattibili13,14,15.} Pochi mammiferi non primati hanno le mestruazioni e sviluppano l'endometriosi spontaneamente¹⁶. Esistono modelli di roditori di endometriosi, ma ognuno ha limitazioni¹⁷. Molti di questi modelli richiedono un intervento chirurgico di sopravvivenza per suturare o impiantare il tessuto endometriale nella parete o nell'intestino del ricevente donatore, aggiungendo complessità tecnica, necessità di anestesia e confondendo i fattori immunitari dell'intervento stesso^18,19,20. Inoltre, molti modelli richiedono l'ovariectomia e l'integrazione di estrogeni; mentre aumenta la resa della lesione, questo aggiunge tempo, spese e ulteriori interventi chirurgici di sopravvivenza. I modelli di iniezione intraperitoneale (IP) non richiedono anestesia o chirurgia di sopravvivenza e questi modelli simulano logicamente le mestruazioni retrograde meglio dei modelli di sutura^21,22,23. La maggior parte dei modelli IP, tuttavia, sono soggetti a una maggiore variabilità nella posizione della lesione a causa della dispersione casuale dei frammenti endometriali dopo l'iniezione e quindi a una maggiore distorsione nell'identificazione e nella misurazione delle lesioni.

Qui presentiamo un modello murino di endometriosi che integra diverse caratteristiche dei modelli di endometriosi esistenti in un sistema nuovo, semplificato ed efficiente che si basa sulla quantificazione microscopica al posto della classificazione soggettiva.

Protocollo

NOTA: L'uso di animali in questo studio è stato approvato dall'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) presso il Cleveland Clinic Lerner Research Institute. Tutti gli standard di cura e utilizzo degli animali disponibili al pubblico sono stati eseguiti seguendo le linee guida del National Institutes of Health. Questa procedura utilizza tecniche asettiche. La capsula di Petri è sterile. Il PBS/soluzione salina utilizzato è sterile. Gli strumenti chirurgici per l'autopsia e la dissezione tissutale vengono sterilizzati in autoclave. Usiamo il 70% di EtOH sugli strumenti tra custodie di animali (se più di uno per sessione) per ridurre la contaminazione.

1. Preparazione dei topi donatori e riceventi (cfr. figura 1)

1. Assicurarsi che sia in atto un'approvazione appropriata per lavorare con animali da laboratorio.
2. Determinare il ceppo del mouse. In questi esperimenti, sono stati utilizzati topi wildtype e mutanti con un background C57BL / 6J, ma i ricercatori che utilizzano modelli simili riportano il successo con altri ceppi di topo come i topi BALB / c¹⁰. Inoltre, i topi donatori e/o riceventi possono utilizzare sistemi reporter, come topi GFP o RFP (vedere Figura 2 e Figura 3).
3. Per la tempistica del trapianto di tessuto endometriale, assicurarsi che i topi donatori siano tra i 22-24 giorni al momento dell'iniezione di gonadotropina. Ciò garantisce che siano naïve dal punto di riproduzione, ad esempio, non ancora iniziato il ciclo estrale.
4. Assicurarsi che i topi riceventi siano riproduttivamente intatti (nessuna ovariectomia precedente) tra i 2 ei 4 mesi di età. Sebbene non sia necessario, si raccomanda di posizionare periodicamente la lettiera imbevuta di urina da una gabbia per topi maschi nella gabbia del ricevente per facilitare il ciclo estrale in corso e di nuovo a 72 ore prima del trapianto di tessuto endometriale.
   NOTA: Ciò non garantirà la sincronizzazione del ciclo estrale dei destinatari, poiché il posizionamento della lettiera imbevuta di urina dipende fortemente dalla quantità di lettiera maschile utilizzata e ha risultati variabili. Se si desidera la sincronizzazione del ciclo estrale, tre iniezioni sottocutanee consecutive di 100 ng/100 μL di estradiolo porteranno tutti gli animali alla fase estrale. Mentre non abbiamo trovato alcuna differenza nell'induzione della lesione basata sulla fase del ciclo estrale, altri gruppi hanno trovato la fase del ciclo importante¹⁰.
5. Iniettare per via sottocutanea Gonadotropina sierica di cavalla gravida (PMSG, 2 UI diluita in 200 μL) in topi donatori per via sottocutanea utilizzando un ago sottile (25-27 Graccomandati). Non portare PMSG ai topi riceventi, in quanto innescherà l'ovulazione e il conseguente ambiente ad alto progesterone, che è meno ricettivo alla formazione di endometriosi.
   NOTA: I modelli murini precedenti hanno utilizzato PMSG o estrogeni per stimolare la proliferazione endometriale nei topi donatori prima della raccolta endometriale^23. PmSG è raccomandato per i seguenti motivi: l'emivita di PMSG è di 40 ore mentre l'emivita di 17-beta-estradiolo è di sole 2 ore. L'utilizzo di una singola iniezione sottocutanea di PMSG nei donatori 40 ore prima dell'approvvigionamento di tessuto endometriale fornisce una durata sostenuta dell'esposizione alla stimolazione della gonadotropina, che agisce per stimolare gli estrogeni endogeni. Molti preparati di estrogeni esogeni richiedono iniezioni multiple per innescare adeguatamente l'endometrio.
6. Dopo l'iniezione di PMSG, programmare l'autopsia, l'approvvigionamento e il trapianto nel ricevente tra 38-42 ore. Tempo il prelievo del tessuto endometriale dopo l'iniezione di gonadotropina per garantire la raccolta del tessuto prima dell'ovulazione, che si verifica a 42 ore dopo l'iniezione. L'ovulazione produce un ambiente ad alto progesterone (P4), che ridurrebbe l'instaurazione della lesione.

2. Approvvigionamento di tessuto endometriale di topo donatore

1. Dopo l'eutanasia del topo donatore (utilizzando la camera CO₂ seguita da lussazione cervicale), spruzzare l'addome con una soluzione di etanolo al 70%; questo serve a ridurre la contaminazione del tessuto procurato dalla flora cutanea e dai peli spostati. Con le forbici sezionanti, fai un cecchino trasversale poco profondo sulla linea mediana attraverso la pelle e il tessuto sottocutaneo. Quindi afferrando ogni lato dell'incisione cutanea, utilizzare la trazione smussata per aprire l'addome.
2. Identificare l'utero. Prima di rimuovere l'utero, tagliare via il tessuto connettivo adiacente. Transect ogni corno uterino appena sotto la rispettiva tuba di Falloppio e poi transect la cervice per rimuovere l'intero utero in blocco.
3. Dopo la rimozione dalla cavità addominale, ispezionare attentamente l'utero e rimuovere qualsiasi grasso periferico aggiuntivo o tessuto connettivo. Metti l'utero in una goccia di PBS fredda su una capsula di Petri. Determinare e documentare la massa combinata dell'intero utero.
4. Transect ogni corno dal fondo dell'utero, rendendo la trasezione il più vicino possibile al fondo in modo da massimizzare la lunghezza di ogni corno. Usando l'aiuto di un microscopio di dissezione, posizionare una lama delle forbici di dissezione all'interno del lume del primo corno, quindi tagliare lungo l'asse maggiore del tubo. Aprire con attenzione il tubo, tenendo presente da quale parte è la sierosa e da quale parte è l'epitelio.
5. Mettere 500 cc di soluzione salina o PBS su una nuova capsula di Petri; il liquido rimarrà insieme a causa della tensione superficiale.
6. Quindi, eseguire la frammentazione dell'utero in modo uniforme. È meglio avere meno lesioni più grandi di molte lesioni più piccole. Inizia separando l'epitelio dal miometrio afferrando lo strato endometriale e staccandolo.
   1. In alternativa, è sufficiente frammentare il tessuto senza separare il miometrio (purché il lato epiteliale sia completamente esposto), ma mantenere il miometrio riduce la rilevanza fisiologica di questo modello per la malattia umana. Assicurarsi che i frammenti siano il più grandi possibile ma abbastanza piccoli da passare attraverso un ago da 18 G; (si consiglia 1 mm x 1 mm).
   2. Raccogliere 10-12 di questi frammenti di 1 mm x 1 mm dal primo corno (che corrisponde approssimativamente a 40 mg di tessuto nei topi C57BL / 6J). Inserire i frammenti raccolti nella raccolta di liquidi.
7. Eseguire gli stessi passaggi per l'altro corno uterino per un totale di circa 24 frammenti per topo. Documentare il numero totale di frammenti.

3. Iniezione peritoneale di frammenti di tessuto nel topo ricevente

1. Aspirare i frammenti sospesi di 1 mm x 1 mm utilizzando l'estremità smussata di una siringa da 1 cc; il volume totale dovrebbe essere di 1 ml.
2. Attaccare un ago da 18 G alla siringa completa e caricare il fluido nell'ago. Prendere in considerazione una finta iniezione nella capsula di Petri per assicurarsi che tutto il tessuto passi attraverso l'ago.
3. Prendi il mouse del destinatario. Prima o dopo l'iniezione IP, ottenere uno striscio vaginale del topo ricevente per la documentazione del ciclo estrale (10 μL di soluzione salina utilizzando la siringa a bulbo sull'orifizio vaginale e placcato sul vetrino con il coperchio).
4. Eseguire l'iniezione intraperitoneale dei frammenti con la siringa con un angolo di 45 gradi, facendo attenzione a non iniettare per via sottocutanea.
5. Se i frammenti rimangono dopo l'iniezione, prelevare altri 200 μL del fluido nella siringa per iniezione per garantire che tutti i frammenti siano iniettati con successo per via intraperitoneale.
6. Una volta assicurato di non avere sanguinamento o complicazioni, rimette i topi riceventi nelle loro gabbie e alimenta una dieta normale.

4. Raccolta delle lesioni endometriotiche

1. Eutanasia dei topi riceventi a circa 21 giorni dopo l'iniezione di frammenti post-trapianto.
   NOTA: Dall'esperienza e dalla discussione con i collaboratori che utilizzano modelli simili, la dimensione e il numero massimo della lesione si verificano a circa 3 settimane dopo il trapianto; dopo 3 settimane, le lesioni iniziano a regredire di dimensioni. Viene utilizzato il metodo di eutanasia approvato dalla IACUC.
2. Dopo l'eutanasia e la lussazione cervicale, spruzzare l'addome dell'animale con il 70% di etanolo e tendare la pelle a tagliare superficialmente con le forbici sezionanti. Incidere la pelle e lo spazio sottocutaneo con le forbici per aprire senza mezzi termini l'addome.
3. Prima di intraprendere qualsiasi ulteriore dissezione, viene eseguita un'indagine completa per le lesioni grossolane, con dimensioni misurate dalle pinze e documentate sulla loro regione anatomica (vedi sotto).
4. Eseguire una raccolta completa di tre distinte regioni anatomiche in blocco (indipendentemente dal fatto che le lesioni possano essere apprezzate grossolanamente). Se le lesioni sono osservate in altre regioni (ad esempio, intestino), queste dovrebbero essere ignorate e non raccolte a meno che la lesione non attraversi una delle tre aree sottostanti.
   1. A = parete addominale/peritoneo (può essere appiattito in una cassetta o arrotolato, purché coerente tra i campioni).
   2. B = pancreas e grasso mesenterico.
   3. C = tessuto connettivo parauterino e grasso (tessuto bianco scintillante che circonda l'utero ma non coinvolge organi diversi dalla vescica; fare attenzione a non confondere la vescica per una lesione).
5. Posizionare ogni area sezionata in una cassetta, opportunamente etichettata, e inserirla in formalina e processo come da protocollo di laboratorio per il sezionamento istologico.
6. Blocchi di formalina di sezione in due vetrini (D1 e D2) per area tissutale a due profondità uniformi.

5. Punteggio delle lesioni endometriotiche

1. Scansione (con ingrandimento 40x) e archiviazione delle diapositive.
2. Utilizzare un software di lettura digitale delle diapositive, definire la distanza più lunga (X) tra i bordi di una lesione endometriotica, indipendentemente dal fatto che il bordo sia costituito da ghiandole o stroma, e contrassegnarla. Una lesione continua è definita da ghiandole circondate da stroma; la linea non attraversa necessariamente solo il tessuto endometriotico (come nel caso della determinazione dei punti finali su un fuoco di forma irregolare o ondulata dell'endometriosi) ma i due punti finali devono essere collegati da stroma e/o ghiandole continue (vedi Figura 4).
3. Crea una seconda linea (Y) di 90 gradi attraverso la prima riga, con la lunghezza della seconda linea determinata seguendo le regole sopra riportate.
4. Se si incontrano più lesioni non contigue, dare a ciascuna le proprie misurazioni X e Y.
5. Calcola il punteggio finale per ogni diapositiva come somma delle aree (X * Y) di ciascuna lesione.
6. Prendi il più grande dei punteggi delle due diapositive (D1 vs D2) come punteggio finale per quella regione (A, B, C).
7. Sommare i punteggi di ogni regione per dare il punteggio microscopico finale per quell'animale.

Risultati

Per un esperimento iniziale di prova del concetto, l'endometrio donatore di topi RFP è stato iniettato in topi riceventi wildtype. La colorazione H&E ha rivelato la conferma istopatologica dell'architettura classica della lesione dell'endometriosi (Figura 3A). La microscopia fluorescente ha confermato che la lesione osservata in questione proveniva dal donatore (Figura 3B).

Il secondo esperimento è stato eseguito utilizzando 10 dona...

Discussione

Il nostro studio dimostra che l'endometriosi può essere indotta in modo affidabile nei topi senza richiedere l'uso di ovariectomia e / o chirurgia di sopravvivenza e che le lesioni endometriali ectopiche possono essere identificate e quantificate utilizzando un'indagine standardizzata dell'addome e un'analisi istologica.

Molti studi murini di endometriosi utilizzano l'endometriosi indotta chirurgica...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
Supplies for injecting PMSG into donor mouse
1 mL Tuberculin syringe with 27G needle	Fisher Scientific	14-826-87
Pregnant mare serum gonadotropin	Sigma-Aldrich	9002-70-4
Supplies for necropsy of donor mouse and tissue processing
6” serrated forceps, curved tip	Electron Microscopy Sciences	72993-6C
70% ethanol solution	Pharmco	33000HPLCCS4L	70% solution dilute ethyl acetate 200 proof
Analytical balance	Mettler Toledo	ME54TE
Carbon dioxide	TriGas Supplier
Dissecting tray	Fisher Scientific	S14000
No. 10 disposable scalpel	Fisher Scientific	NC9999403
Scissors, curved	Electron Microscopy Sciences	72941
Scissors, straight	Electron Microscopy Sciences	72940
Stereo microscope	Leica Microsystems	Leica SE 4	For tissue dissection
Sterile phosphate buffered saline (PBS)	Institutional core facility supplies
Surgical instrument sterilization tray	Electron Microscopy Sciences	66112-02
Tissue culture dishes	Fisher Scientific	08-772E
Weighing dishes	Fisher Scientific	02-202-103
Supplies for injecting into recipient mouse
1 cc syringe	BD Biosciences	301025
18 G needle	Fisher Scientific	148265d
200 uL pipette tip	Fisher Scientific	02-707-422
Double distilled water	Institutional core facility supplies
Latex bulb	Fisher Scientific	03-448-21
Micro cover glass slip	VWR	48366-067
Microscope slide	Fisher Scientific	12-544-7
Standard light microscope	Leica Microsystems	DM IL	For evaluating vaginal cytology smears
Supplies for harvesting tissue from recipient mouse
10% Buffered formalin	Fisher Scientific	SF100-4
Biopsy foam pads	Fisher Scientific	22-038-222
Precision Digital Calipers	Electron Microscopy Sciences	62065-40
Processing/embedding cassettes	Fisher Scientific	22-272416