JoVE Logo
Autori
Contattaci

Accedi

È necessario avere un abbonamento a JoVE per visualizzare questo. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

Il presente protocollo descrive gli strumenti per la manipolazione di microelettrodi intracorticali planari al silicio durante i trattamenti per la modifica della superficie tramite deposizione di gas e reazioni acquose della soluzione. L'assemblaggio dei componenti utilizzati per gestire i dispositivi durante la procedura è spiegato in dettaglio.

Abstract

I microelettrodi intracorticali hanno un grande potenziale terapeutico. Ma sono sfidati con una significativa riduzione delle prestazioni dopo periodi di impianto modesti. Un contributo sostanziale al declino osservato è il danno al tessuto neurale prossimale all'impianto e la successiva risposta neuroinfiammatoria. Gli sforzi per migliorare la longevità del dispositivo includono modifiche chimiche o applicazioni di rivestimento sulla superficie del dispositivo per migliorare la risposta del tessuto. Lo sviluppo di tali trattamenti superficiali è tipicamente completato utilizzando sonde "fittizie" non funzionali che mancano dei componenti elettrici necessari per l'applicazione prevista. La traduzione in dispositivi funzionali richiede un'ulteriore considerazione data la fragilità degli array di microelettrodi intracorticali. Gli strumenti di movimentazione facilitano notevolmente i trattamenti superficiali dei dispositivi assemblati, in particolare per le modifiche che richiedono lunghi tempi procedurali. Gli strumenti di manipolazione qui descritti sono utilizzati per i trattamenti superficiali applicati tramite deposizione in fase gassosa ed esposizione alla soluzione acquosa. La caratterizzazione del rivestimento viene eseguita utilizzando l'ellissometria e la spettroscopia fotoelettronica a raggi X. Un confronto delle registrazioni della spettroscopia di impedenza elettrica prima e dopo la procedura di rivestimento sui dispositivi funzionali ha confermato l'integrità del dispositivo dopo la modifica. Gli strumenti descritti possono essere facilmente adattati per dispositivi elettrodi alternativi e metodi di trattamento che mantengono la compatibilità chimica.

Introduzione

I dispositivi neuroprotesici mirano a ripristinare le capacità sensoriali e motorie compromesse o assenti in una vasta gamma di popolazioni di pazienti, comprese quelle con lesioni del midollo spinale, sclerosi laterale amiotrofica (SLA), paralisi cerebrale e amputazioni 1,2,3. I microelettrodi intracorticali (IME) possono stabilire un percorso di comunicazione tra i neuroni corticali e i dispositivi utilizzati per controllare le neuroprotesi. Un netto vantaggio dei microelettrodi intracorticali è la loro capacità di registrare segnali neurali ad alta risoluzione spaziale e temporale, che è preferita per la successiva elaborazione del segnale e il controllo delle interfacce cervello-computer 4,5. Sfortunatamente, le prestazioni dei microelettrodi intracorticali si riducono drasticamente entro pochi mesi a un anno dopo l'impianto 2,6,7,8. La perdita di qualità e stabilità del segnale influisce negativamente sull'applicazione della tecnologia.

Un contributo significativo al declino delle prestazioni osservato è la risposta biotica al danno tissutale associato all'impianto e alla neuroinfiammazione cronica 9,10,11. L'impianto di IME infligge danni al tessuto cerebrale, con conseguente rilascio di molecole di segnalazione che avviano cascate di processi di difesa cellulare reazionari. L'interfacciamento cronico esacerba la risposta del corpo estraneo, portando a una neuroinfiammazione sostenuta che danneggia il tessuto prossimale al dispositivo; spesso riconosciuti come sintomi di neuroinfiammazione, cicatrici e neurodegenerazione locale che contribuiscono al declino della registrazione della qualità del segnale 12,13,14,15. Composto da un denso conglomerato di astrociti con microglia e macrofagi attivati trascinati, la cicatrice che incapsula l'elettrodo crea un ambiente locale sfavorevole con ridotto trasporto di materiale e accumulo locale di fattori infiammatori 16,15,16,17,18.

Molti studi hanno descritto la risposta del cervello ai microelettrodi intracorticali o approcci per mitigare la risposta7. La ricerca e lo sviluppo per migliorare la risposta dei tessuti hanno coinvolto una serie di strategie, tra cui modifiche alla struttura generale, alla topologia superficiale, ai materiali e all'applicazione dei rivestimenti. Questi sforzi intendono ridurre al minimo i danni subiti dall'evento di impianto, introdurre un'interfaccia più favorevole tra il dispositivo e le cellule prossimali o ridurre lo sforzo tissutale dopo che i dispositivi sono stati impiantati7. I metodi specificamente mirati alla risposta biologica cronica hanno portato a diversi rivestimenti bioattivi che mirano a stabilizzare il sito di impianto e promuovere chimicamente la salute delle cellule. Gli esempi includono polimeri conduttivi come il poli(etilene diossitiofene) (PEDOT)19,20, i nanotubi di carbonio21, gli idrogel22 e l'aggiunta di molecole e farmaci bioattivi per colpire specifici processi cellulari23,24,25. Il nostro gruppo di ricerca, in particolare, ha esplorato molti meccanismi per promuovere una riduzione della risposta infiammatoria ai microelettrodi impiantati tra cui, ma non solo, minimizzando il trauma associato all'impianto del dispositivo26, minimizzando il disallineamento della rigidità del dispositivo/tessuto 27,28,29,30,31,32,33, ottimizzando la sterilizzazione procedure 34,35, riduzione dello stress/danno ossidativo 28,36,37,38,39,40,41,42, esplorazione di materiali elettrodici alternativi43 e imitazione della nanoarchitettura della matrice extracellulare naturale 44,45,46 . Recente interesse è lo sviluppo di rivestimenti superficiali biomimetici per mitigare la risposta neuroinfiammatoria all'interfaccia tissutale microelettroda direttamente39.

La modifica dell'interfaccia offre il vantaggio unico di colpire direttamente la ferita e il tessuto prossimale necessario per la registrazione del segnale. Un trattamento superficiale che promuove la guarigione senza esacerbare la risposta immunitaria può beneficiare della durata della registrazione di qualità e rimuovere le limitazioni nella realizzazione del potenziale terapeutico e di ricerca dei microelettrodi intracorticali. Il lavoro presentato descrive i metodi per l'applicazione di trattamenti superficiali a array di microelettrodi che richiedono tempi di reazione prolungati pur adattandosi alla fragilità dei dispositivi. La tecnica presentata ha lo scopo di condividere i metodi di modifica della superficie con dispositivi funzionali in cui il dispositivo non può essere maneggiato durante l'applicazione del trattamento. Gli strumenti sono presentati per la gestione di sonde fittizie non funzionali e array di microelettrodi planari in silicio funzionale.

L'approccio presentato per modificare la superficie dell'elettrodo consente la sospensione sicura di sonde fittizie non funzionali o array di elettrodi planari funzionali in silicio per la deposizione e la reazione in fase gassosa con soluzioni acquose. Diversi pezzi stampati in 3D vengono utilizzati per gestire questi dispositivi fragili (Figura 1 e Figura 2). Viene fornito un esempio di una procedura che utilizza fasi di fase gassosa e soluzione per la modifica della superficie con un rivestimento antiossidante che comporta l'immobilizzazione di Mn(III)tetrakis (acido 4-benzoico) porfirina (MnTBAP). MnTBAP è una metalloporfirina sintetica che possiede proprietà antiossidanti con dimostrata mediazione dell'infiammazione47,48. L'esempio fornito sugli array di elettrodi planari funzionali al silicio convalida un aggiornamento di un protocollo precedentemente riportato per dispositivi non funzionali40. L'adattamento di una tecnica di deposizione in fase gassosa di Munief et al. supporta la compatibilità del protocollo con gli elettrodi funzionali49. La deposizione in fase gassosa viene utilizzata per funzionalizzare la superficie in preparazione della reazione acquosa che coinvolge la chimica del reticolante della carbodiimmide per immobilizzare il MnTBAP attivo. La metodologia di manipolazione sviluppata qui è fornita come una piattaforma che può essere modificata per ospitare altri rivestimenti e dispositivi simili.

Il protocollo illustra l'approccio utilizzando sonde fittizie non funzionali che comprendono un gambo di silicio e una linguetta stampata in 3D con dimensioni simili agli array di elettrodi planari funzionali in silicio. L'imballaggio del connettore del dispositivo è considerato analogo alla scheda stampata in 3D della sonda fittizia non funzionale nelle istruzioni fornite.

figure-introduction-8550
Figura 1: Pezzi stampati in 3D per la gestione di dispositivi funzionali durante la deposizione in fase gassosa in un essiccatore a vuoto. (A) La base della struttura include supporti per quadrati di silicio campione di 1 cm x 1 cm (freccia superiore) e fori per il fissaggio alla piastra dell'essiccatore (freccia inferiore). (B) La piastra è utilizzata per fissare la sospensione dei dispositivi. Da qui in poi, ogni pezzo in questa figura sarà indicato come pezzo 1A o 1B. Barra della scala = 1 cm. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

figure-introduction-9446
Figura 2: Pezzi stampati in 3D per la manipolazione di dispositivi funzionali per la reazione superficiale che si verifica nella soluzione acquosa. (A) Pezzo guida da incollare al coperchio della piastra di coltura. (B) Pezzi da banco utilizzati per stabilizzare i pezzi (C) e (D) durante l'assemblaggio. (C) e (D) fissano insieme la sospensione dei dispositivi per il posizionamento nella piastra del pozzo e (E) fissano ulteriormente i pezzi (C) e (D) al coperchio della piastra del pozzo. Da qui in poi, i singoli pezzi in ogni pannello di questa figura saranno indicati come numeri di pezzo corrispondenti al numero di pannello di questa figura. Barra della scala = 1 cm. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Protocollo

Tutti i file di codifica per la stampa 3D sono forniti in File di codifica supplementari 1-16. L'analisi fornita nei risultati rappresentativi è descritta utilizzando array di elettrodi planari funzionali in silicio acquisiti commercialmente (vedere Tabella dei materiali).

1. Assemblaggio di movimentazione per la deposizione in fase gassosa in un essiccatore sottovuoto

NOTA: L'apparecchio assemblato per la manipolazione e la tenuta dei dispositivi durante la deposizione in fase gassosa è mostrato nella Figura 3. I passaggi 1.1-1.8 descrivono la procedura necessaria per posizionare i dispositivi nell'apparecchio per la deposizione (figura 4A).

figure-protocol-902
Figura 3: Assemblaggio di pezzi stampati in 3D per la gestione di dispositivi funzionali durante la deposizione in fase gassosa. L'assemblaggio è raffigurato senza campioni da rivestire. Viti e dadi alari vengono utilizzati per fissare insieme i pezzi 1A e 2B. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

figure-protocol-1523
Figura 4: Immagine dell'assemblaggio e del posizionamento dei campioni da rivestire. Questo schema descrive la manipolazione di dispositivi funzionali durante la deposizione in fase gassosa assicurata all'interno di un essiccatore a vuoto. (A) Nastro biadesivo in poliimmide posto sul pezzo 1A e nastro di schiuma posto su 1B. (B) Dispositivi fissati su nastro. (C) Le viti e i dadi alari vengono utilizzati per fissare i pezzi da 1B a 1A e l'assemblaggio è fissato al vassoio dell'essiccatore utilizzando fascette per cavi con zip (frecce rosse). (D) I campioni quadrati di silicio di 1 cm x 1 cm sono collocati nei rispettivi supporti. (E) La pesata e il manometro in alluminio sono posizionati nell'essiccatore nell'orientamento mostrato. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

  1. Per il trattamento superficiale, acquisire campioni quadrati di 1 cm x 1 cm del materiale del substrato dei dispositivi.
    1. Per i campioni di silicio (selezionati per questo protocollo), tagliare il wafer di silicio in quadrati di 1 cm x 1 cm utilizzando una cubettatrice per wafer (vedere Tabella dei materiali).
  2. Stampare o acquisire i pezzi 1A (Figura 1A, File di codifica supplementare 1, File di codifica supplementare 2) e 1B (Figura 1B, File di codifica supplementare 3, File di codifica supplementare 4).
  3. Attaccare il nastro biadesivo in poliimmide al pezzo 1A e fissare una striscia di schiuma spessa 1/8 "con adesivo unilaterale al pezzo 1B.
  4. Far aderire la confezione del connettore del dispositivo al nastro sul pezzo 1A.
    NOTA: l'orientamento ideale del connettore sul nastro lascerà il gambo sospeso sopra il bordo, come illustrato nella Figura 4B.
  5. Fissare insieme il pezzo 1A e il pezzo 1B (Figura 4C). Allineare i fori e fissarli con viti in acciaio inossidabile e dadi alari (vedere Tabella dei materiali).
  6. Utilizzando fascette lampo, fissate l'assieme al vassoio dell'essiccatore sottovuoto utilizzando i fori nella parte inferiore del pezzo 1A, come mostrato nella Figura 4C.
  7. Se applicabile, posizionare campioni di materiale quadrati nelle fessure nella parte inferiore del telaio (Figura 4D). Qui, i campioni di wafer di silicio quadrati di 1 cm x 1 cm vengono utilizzati come esempio.
    NOTA: il materiale esatto dovrà corrispondere al substrato del dispositivo trattato, che varierà a seconda del dispositivo.
  8. Completare la deposizione in fase gassosa posizionando la soluzione in un apposito recipiente all'interno dell'essiccatore sottovuoto opposto e in linea con l'assemblaggio fissato.
    NOTA: Le piastre di pesatura in alluminio sono state utilizzate come recipienti per la deposizione (3-aminopropil) trietossisilano (APTES), come esempio qui.
    1. Posizionare un vacuometro (vedere Tabella dei materiali) all'interno dell'essiccatore per registrare la pressione esatta. Posizionare la porta del coperchio dell'essiccatore vicino all'assieme fissato e in linea con la soluzione (Figura 4E).
      NOTA: Ulteriori dettagli su questo metodo di deposizione in fase gassosa sono descritti in un riferimento49 precedentemente pubblicato.

2. Assemblaggio di manipolazione per la reazione superficiale tramite soluzione acquosa

NOTA: I componenti e gli apparecchi assemblati per la manipolazione e la tenuta dei dispositivi durante la deposizione in fase acquosa e il trattamento superficiale sono illustrati nelle figure 5-7. I seguenti passaggi descriveranno in dettaglio la procedura necessaria per posizionare i dispositivi nell'apparecchio per la deposizione e il trattamento.

figure-protocol-5952
Figura 5: Assemblaggio di pezzi stampati in 3D per la manipolazione di dispositivi funzionali per la reazione superficiale che si verifica in soluzione acquosa. (A) Pezzo guida da incollare al coperchio della piastra di coltura. (B) Il pezzo da banco è stato utilizzato per stabilizzare i pezzi (C) e (D) durante l'assemblaggio. C) e D) fissare insieme la sospensione dei dispositivi per il posizionamento nella piastra del pozzo. (E) fissa ulteriormente i pezzi (C) e (D) al coperchio della piastra del pozzo. Il nastro biadesivo in poliimmide è stato posizionato sulla parte inferiore di (C) e il nastro di schiuma è stato posizionato sulla parte inferiore di (D) (entrambi inscatolati in rosso). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

figure-protocol-7198
Figura 6: Coperchio della piastra di coltura cellulare costruito con 6 guide (pezzo 2A). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

figure-protocol-7647
Figura 7: Sequenza per il fissaggio e il caricamento delle sonde per la reazione della soluzione. Il colore delle parti è stato modificato in questa figura per chiarezza all'interno dell'immagine. Si tratta delle stesse parti della Figura 5 e della Figura 6. (A) Il pezzo 2C viene inserito nel pezzo 2B e il dispositivo è fissato alla parte nastrata di 2C. (B) Il pezzo 2D si inserisce nel pezzo 2C per creare un assieme che sospende il gambo del dispositivo. (C) L'assemblaggio di 2C, 2D e il dispositivo sono accuratamente posizionati sul coperchio della piastra del pozzo utilizzando la guida. (D) Il pezzo 2E si inserisce nella parte superiore dell'assieme per fissare ulteriormente il coperchio. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

  1. Costruire un coperchio per la piastra del pozzo per sospendere l'array di elettrodi del dispositivo in soluzione (Figura 6). Questo protocollo descrive l'uso di una piastra a 24 pozzetti.
    1. Tagliare fori rettangolari di 19 mm x 10,5 mm nel coperchio della piastra del pozzo utilizzando una taglierina laser o manualmente con una taglierina. Abbinare il numero di fori al numero di dispositivi desiderati per il trattamento.
      NOTA: per facilitare il montaggio, si consiglia di trattare sei dispositivi per piastra di pozzo o, come minimo, di posizionare fori su pozzi non adiacenti (Figura 6).
    2. Stampare o acquisire il numero appropriato di guide (pezzo 2A (Figura 2A), file di codifica supplementare 5, file di codifica supplementare 6).
    3. Utilizzare adesivo cianoacrilato per fissare le guide al coperchio. Allineare i fori rettangolari nelle guide e nei coperchi durante l'incollaggio per garantire che il foro rettangolare della guida non sia ostruito, come illustrato nella Figura 6.
  2. Riempire la piastra del pozzo con la soluzione desiderata nei punti in cui si verificherà il trattamento. Ad esempio, la soluzione comprende EDC e Sulfo-NHS (vedi Tabella dei materiali) nel buffer MES.
    NOTA: il volume della soluzione dipenderà dalle dimensioni del dispositivo elettrodo. Per gli array di microelettrodi in stile Michigan (vedere Tabella dei materiali) con connettori a basso profilo di 8,6 mm e lunghezza del gambo di 3 mm, c'è una distanza di ~ 9 mm50. L'utilizzo di 2 mL di soluzione consentirà di immergere completamente il gambo del dispositivo mantenendo il resto del dispositivo fuori dalla soluzione di reazione.
    1. Se vengono utilizzati campioni di substrato per confermare il trattamento superficiale, posizionare campioni di materiale quadrato in un pozzetto della piastra e immergerli nella soluzione di reazione.
  3. Sospendere saldamente i dispositivi (vedere Tabella dei materiali) in una piastra del pozzo. La sequenza è illustrata nella Figura 7.
    1. Nastro 2B (Figura 2B, File di codifica supplementare 7, File di codifica supplementare 8) a un piano di lavoro (Figura 7A).
    2. Posizionare del nastro biadesivo in poliimmide per coprire la base del pezzo 2C (Figura 2C, File di codifica supplementare 9, File di codifica supplementare 10).
    3. Posizionare un nastro in schiuma da 1/8" con adesivo monolaterale per coprire la base del pezzo 2D (Figura 2D, File di codifica supplementare 11, File di codifica supplementare 12).
    4. Inserire il pezzo 2C nella scanalatura del pezzo 2B (Figura 7A).
    5. Far aderire la confezione del connettore del dispositivo sul nastro, orientato, in modo che la lunghezza del gambo del dispositivo sia sospesa (Figura 7B).
    6. Fissare il dispositivo facendo scorrere il pezzo 2D (mostrato in arancione nella Figura 7) nel pezzo 2C. Questo assieme fissa efficacemente il dispositivo tra i pezzi dell'utensile (Figura 7B).
    7. Tenendo i bordi dell'assieme, sollevare con attenzione per rimuovere dal pezzo 2A.
    8. Inserire l'assieme nel coperchio allineando i semicerchi rivolti verso l'esterno sui pezzi 2C e 2D con le guide corrispondenti sul pezzo 2A (mostrate in verde nella Figura 7C).
    9. Posizionamento sicuro dell'assemblaggio mediante raccordo a pressione del pezzo 2E (Figura 2E) sopra le guide (mostrato in verde nella Figura 7D, File di codifica supplementare 13, File di codifica supplementare 14).
    10. Per le reazioni che beneficiano della miscelazione continua della soluzione, agitare la piastra del pozzo. Trasferire la piastra del pozzo assemblata su una tavola scuotitrice e funzionare a velocità inferiori a 100 giri / min.
  4. Se si desiderano più reazioni basate sulla soluzione o fasi di lavaggio, trasferire con attenzione il coperchio in una nuova piastra del pozzo con la soluzione o le soluzioni desiderate distribuite nei pozzetti appropriati.
    NOTA: il passaggio 2.4 è facoltativo.
  5. Rimuovere i dispositivi dalla piastra del pozzo.
    1. Nastro pezzo 2B a un banco.
    2. Rimuovere il pezzo 2E dal coperchio.
    3. Rimuovere con attenzione il gruppo che tiene il dispositivo dalla piastra del pozzo.
    4. Orientate l'assieme, in modo che il pezzo 2C sia rivolto verso il piano di lavoro e il pezzo 2D sia rivolto verso l'alto. Il gambo del dispositivo deve essere parallelo al piano di lavoro. Montare il pezzo 2C dell'assieme nel pezzo 2B come è stato completato in precedenza (punto 2.3.4) durante il montaggio dell'assieme.
    5. Separare il pezzo 2D dal pezzo 2C separandoli con cura. Applicare una leggera pressione sulle linguette del pezzo 2C nel banco per fornire stabilità per questo compito.
      NOTA: le schede di 2C sono più lunghe di quelle di 2D per facilitare questa gestione.
    6. Utilizzare una pinza per tenere la confezione del connettore del dispositivo da rimuovere dal nastro e trasferire il dispositivo nel contenitore di archiviazione desiderato.

Risultati

Per dimostrare l'uso dei componenti di manipolazione, è stata implementata la metodologia descritta per adattare l'immobilizzazione di un mediatore ossidante al silicio attivato. L'applicazione di questa chimica agli IME per ridurre lo stress ossidativo è stata ideata da Potter-Baker et al. e dimostrata su sonde fittizie al silicio non funzionali40. Questo trattamento superficiale immobilizza l'antiossidante, MnTBAP, sulla superficie di silicio attivato UV / ozono tramite funzionalizzaz...

Discussione

Il protocollo descritto è stato progettato per il trattamento superficiale di array di microelettrodi planari al silicio. Gli strumenti stampati in 3D sono personalizzati per array di microelettrodi in stile Michigan con connettori a basso profilo50. Le sonde non funzionali sono state assemblate aderendo una sonda di silicio a schede stampate in 3D utilizzando un adesivo biocompatibile. Le schede stampate in 3D sono state progettate con dimensioni simili ai connettori incorporati nei dispositivi ...

Divulgazioni

I contenuti non rappresentano le opinioni del Dipartimento degli Affari dei Veterani degli Stati Uniti, del National Institutes of Health o del Governo degli Stati Uniti.

Riconoscimenti

Questo studio è stato supportato in parte dal Merit Review Award IRX002611 (Capadona) e dal Research Career Scientist Award IK6RX003077 (Capadona) del Dipartimento degli Affari dei Veterani degli Stati Uniti (USA) Rehabilitation Research and Development Service. Inoltre, questo lavoro è stato supportato in parte anche dal National Institute of Health, dal National Institute of Neurological Disorders and Stroke R01NS110823 (Capadona / Pancrazio) e dal National Science Foundation Graduate Research Fellowship Program (Krebs).

Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
1-[3-(Dimethylamino)propyl]-3-ethylcarbodiimide methiodide (EDC)Sigma-Aldrich165344-1GSolid, stored desiccated at -20 °C
15 mL Conical Centrifuge TubesFisher Scientific14-959-70C
18 Pound Solid Nylon Cable/Zip TiesCole-ParmerEW-06830-66Length 4 inches
2-(N-Morpholino)ethanesulfonic acid (MES)Sigma-Aldrich4432-31-9Solid
3-aminopropyltriethoxysilane (APTES)Sigma-Aldrich440140-100MLLiquid, container with Sure/Seal
50 mL Conical Centrifuge TubesFisher Scientific14-959-49A
Aluminum foilFisher Scientific01-213-103
Aluminum weighing dishesFisher Scientific08-732-102Diameter 66 mm
Bel-Art Vacuum DesiccatorFisher Scientific08-594-15B
Corning Costar TC-Treated Multiple Well PlatesMillipore SigmaCLS3527-100EA24-well plate, polystyrene
Cyanoacrylate AdhesiveLocTiteN/A
Digital MicroscopeKeyenceVHX-S750E
Disco DAD3350 Dicing SawDiscoDAD3350Used to cut silicon wafer into 1 cm x 1 cm samples
Double-Sided Polyimide TapeKapton TapePPTDE-1/4¼” x 36 yds.
EP21LVMed – low viscosity, two component epoxy compoundMasterbondEP21LVMedMeets USP Class VI certification, Passes ISO 10993-5 for cytotoxicity
Epilog Fusion Pro 48 Laser MachineEpilogN/ACO2 laser
Foam tapeXFastenN/A1/8" Thick
Gamry Interface 1010E PotentiostatGamry992-00129
High precision 45° curved tapered very fine point tweezers/forcepsFisher Scientific12-000-131
Lab tapeFisher Scientific15-901-10L
Mn(III)tetrakis (4-benzoic acid) porphyrin (MnTBAP)EMD Millipore475870-25MGSolid, stored at -20 °C
N-Hydroxysulfosuccinimide sodium salt, ≥98% (HPLC)Sigma-Aldrich56485-250MGSolid, stored desiccated at 4°C
Platinum clad niobium mesh anodeTechnicN/AClad with 125μ” of platinum on one side, framed in titanium with (1) 1” x 6” titanium strap centered on one 6” dimension
Silicon Planar Microelectrode Array, 16 ChannelNeuroNexusA1x16-3mm-100-177-CM16LPElectrode site material is iridium, shank thickness is 15 μm
Silicon WaferUniversity Wafer1575Diameter 100 mm, p-type, boron-doped, 100 oriented, resistivity 0.01-0.02 Ohm-cm, thickness 525 um, single side polished, prime grade
Silver/silver Chloride reference electrodeGamry Instruments930-00015
SolidworksN/A
Stainless Steel Phillips Flat Head ScrewsMcMaster Carr96877A629#8-32, 1 1/2", fully threaded
Type I deionized waterChemWorldCW-DI1-20
Ultimaker 3 3D printerUltimaker N/A
Ultimaker CuraUltimakerN/A3D printing software
Ultimaker NFC ABS FilamentDynamism, Inc.16212.85 mm
Ultimaker NFC PLA FilamentDynamism, Inc.16092.85 mm
Vacuum Gauge Vacuum GaugeMeasureman DirectN/AGlycerin Filled, 2-1/2” Dial Size, ¼”NPT, -30” Hg/-100kpa-0
Wing nutsEverbilt934917#8-32, zinc plated

Riferimenti

  1. Donoghue, J. Bridging the brain to the world: A perspective on neural interface systems. Neuron. 60 (3), 511-521 (2008).
  2. Ajiboye, A. B., et al. Restoration of reaching and grasping movements through brain-controlled muscle stimulation in a person with tetraplegia: a proof-of-concept demonstration. The Lancet. 398 (10081), 1821-1830 (2017).
  3. Ereifej, E. S., et al. Neural engineering: the process, applications, and its role in the future of medicine. Journal of Neural Engineering. 16 (6), 063002 (2019).
  4. Nicolas-Alonso, L. F., Gomez-Gil, J. Brain computer interfaces, a review. Sensors (Basel). 12 (2), 1211-1279 (2012).
  5. Leuthardt, E. C., Schalk, G., Moran, D., Ojemann, J. G. The emerging world of motor neuroprosthetics: a neurosurgical perspective. Neurosurgery. 59 (1), 1-14 (2006).
  6. Barrese, J. C., et al. Failure mode analysis of silicon-based intracortical microelectrode arrays in non-human primates. Journal of Neural Engineering. 10 (6), 066014 (2013).
  7. Jorfi, M., Skousen, J. L., Weder, C., Capadona, J. R. Progress towards biocompatible intracortical microelectrodes for neural interfacing applications. Journal of Neural Engineering. 12 (1), 011001 (2015).
  8. Prasad, A., et al. Comprehensive characterization and failure modes of tungsten microwire arrays in chronic neural implants. Journal of Neural Engineering. 9 (5), 056015 (2012).
  9. Hermann, J. K., Capadona, J. R. Understanding the role of innate immunity in the response to intracortical microelectrodes. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 46 (4), 341-367 (2018).
  10. Ravikumar, M., et al. The roles of blood-derived macrophages and resident microglia in the neuroinflammatory response to implanted intracortical microelectrodes. Biomaterials. 35 (28), 8049-8064 (2014).
  11. Sawyer, A. J., et al. The effect of inflammatory cell-derived MCP-1 loss on neuronal survival during chronic neuroinflammation. Biomaterials. 35 (25), 6698-6706 (2014).
  12. Prasad, A., Sanchez, J. C. Quantifying long-term microelectrode array functionality using chronic in vivo impedance testing. Journal of Neural Engineering. 9 (2), 026028 (2012).
  13. Salatino, J. W., Ludwig, K. A., Kozai, T. D. Y., Purcell, E. K. Glial responses to implanted electrodes in the brain. Nature Biomedical Engineering. 1 (11), 862-877 (2017).
  14. McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. Journal of Neural Engineering. 6 (5), 056003 (2009).
  15. Rennaker, R. L., Miller, J., Tang, H., Wilson, D. A. Minocycline increases quality and longevity of chronic neural recordings. Journal of Neural Engineering. 4 (2), 1-5 (2007).
  16. Carnicer-Lombarte, A., Chen, S. T., Malliaras, G. G., Barone, D. G. Foreign body reaction to implanted biomaterials and its impact in nerve neuroprosthetics. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 9, 622524 (2021).
  17. Roitbak, T., Sykova, E. Diffusion barriers evoked in the rat cortex by reactive astrogliosis. Glia. 28 (1), 40-48 (1999).
  18. Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. Journal of Neuroscience Methods. 148 (1), 1-18 (2005).
  19. Cui, X., Martin, D. C. Electrochemical deposition and characterization of poly(3,4-ethylenedioxythiophene) on neural microelectrode arrays. Sensors and Actuators B: Chemical. 89 (1), 92-102 (2003).
  20. Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film. Journal of Neural Engineering. 3 (1), 59-70 (2006).
  21. Keefer, E. W., Botterman, B. R., Romero, M. I., Rossi, A. F., Gross, G. W. Carbon nanotube coating improves neuronal recordings. Nature Nanotechnology. 3 (7), 434-439 (2008).
  22. Kim, D. -. H., Wiler, J. A., Anderson, D. J., Kipke, D. R., Martin, D. C. Conducting polymers on hydrogel-coated neural electrode provide sensitive neural recordings in auditory cortex. Acta Biomaterialia. 6 (1), 57-62 (2010).
  23. He, W., McConnell, G. C., Bellamkonda, R. V. Nanoscale laminin coating modulates cortical scarring response around implanted silicon microelectrode arrays. Journal of Neural Engineering. 3 (4), 316-326 (2006).
  24. Azemi, E., Lagenaur, C. F., Cui, X. T. The surface immobilization of the neural adhesion molecule L1 on neural probes and its effect on neuronal density and gliosis at the probe/tissue interface. Biomaterials. 32 (3), 681-692 (2011).
  25. Zhong, Y., Bellamkonda, R. V. Controlled release of anti-inflammatory agent alpha-MSH from neural implants. Journal of Controlled Release. 106 (3), 309-318 (2005).
  26. Shoffstall, A. J., et al. Potential for thermal damage to the blood-brain barrier during craniotomy: implications for intracortical recording microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 15 (3), 034001 (2018).
  27. Bedell, H. W., et al. Understanding the effects of both CD14-meditated innate immunity and device/tissue mechanical mismatch in the neuroinflammatory response to intracortical microelectrodes. Frontiers in Neuroscience. 12, 772 (2018).
  28. Nguyen, J. K., et al. Influence of resveratrol release on the tissue response to mechanically adaptive cortical implants. Acta Biomaterialia. 29, 81-93 (2016).
  29. Sridharan, A., Nguyen, J. K., Capadona, J. R., Muthuswamy, J. Compliant intracortical implants reduce strains and strain rates in brain tissue in vivo. Journal of Neural Engineering. 12 (3), 036002 (2015).
  30. Nguyen, J. K., et al. Mechanically-compliant intracortical implants reduce the neuroinflammatory response. Journal of Neural Engineering. 11, 056014 (2014).
  31. Harris, J. P., et al. In vivo deployment of mechanically adaptive nanocomposites for intracortical microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 8 (4), 046010 (2011).
  32. Shoffstall, A. J., et al. Characterization of the neuroinflammatory response to Thiol-ene/Acrylate shape memory polymer coated intracortical microelectrodes. Micromachines. 10, 486 (2018).
  33. Simon, D. M., et al. Design and demonstration of an intracortical probe technology with tunable modulus. Journal of Biomedical Materials Research. Part A. 105 (1), 159-168 (2017).
  34. Ravikumar, M., et al. The effect of residual endotoxin contamination on the neuroinflammatory response to sterilized intracortical microelectrodes. Journal of Materials Chemistry. B. 2 (17), 2517-2529 (2014).
  35. Ecker, M., et al. Sterilization of thiol-ene/acrylate based shape memory polymers for biomedical applications. Macromolecular Materials and Engineering. 302 (2), 160331 (2017).
  36. Ereifej, E. S., et al. Implantation of neural probes in the brain elicits oxidative stress. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 6 (9), 1-12 (2018).
  37. Potter, K. A., et al. The effect of resveratrol on neurodegeneration and blood brain barrier stability surrounding intracortical microelectrodes. Biomaterials. 34 (29), 7001-7015 (2013).
  38. Potter, K. A., et al. Curcumin-releasing mechanically adaptive intracortical implants improve the proximal neuronal density and blood-brain barrier stability. Acta Biomaterialia. 10 (5), 2209-2222 (2014).
  39. Potter-Baker, K. A., Capadona, J. R. Reducing the "stress": Antioxidative therapeutic and material approaches may prevent intracortical microelectrode failure. ACS Macro Letters. 4 (3), 275-279 (2015).
  40. Potter-Baker, K. A., et al. Development of superoxide dismutase mimetic surfaces to reduce accumulation of reactive oxygen species for neural interfacing applications. Journal of Materials Chemistry B. 2 (16), 2248-2258 (2014).
  41. Potter-Baker, K. A., et al. Implications of chronic daily antioxidant administration on the inflammatory response to intracortical microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 12 (4), 046002 (2015).
  42. Kim, Y., et al. Ventricular delivery of resveratrol improves microelectrode recording performance and reduces oxidative stress. Micromachines. 12, 1446 (2021).
  43. Deku, F., et al. Amorphous silicon carbide ultramicroelectrode arrays for neural stimulation and recording. Journal of Neural Engineering. 15 (1), 016007 (2018).
  44. Ereifej, E. S., et al. The neuroinflammatory response to nanopatterning parallel grooves into the surface structure of intracortical microelectrodes. Advanced Functional Materials. 28 (12), 1704420 (2018).
  45. Kim, Y., et al. Nano-architectural approaches for improved intracortical interface technologies. Frontiers in Neuroscience. 12, 456 (2018).
  46. Mahajan, S., et al. Towards standardization of electrophysiology and computational tissue strain in rodent intracortical microelectrode models. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 416 (2020).
  47. Suresh, M. V., et al. The protective role of MnTBAP in oxidant-mediated injury and inflammation in a rat model of lung contusion. Surgery. 154 (5), 980-990 (2013).
  48. Liu, D., Shan, Y., Valluru, L., Bao, F. Mn (III) tetrakis (4-benzoic acid) porphyrin scavenges reactive species, reduces oxidative stress, and improves functional recovery after experimental spinal cord injury in rats: comparison with methylprednisolone. BMC Neuroscience. 14 (1), 23 (2013).
  49. Munief, W. M., et al. Silane deposition via gas-phase evaporation and high-resolution surface characterization of the ultrathin siloxane coatings. Langmuir. 34 (35), 10217-10229 (2018).
  50. Hoogerwerf, A. C., Wise, K. D. A three-dimensional microelectrode array for chronic neural recording. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 41 (12), 1136-1146 (1994).
  51. Staros, J. V., Wright, R. W., Swingle, D. M. Enhancement by N-hydroxysulfosuccinimide of water-soluble carbodiimide-mediated coupling reactions. Analalytical Biochemistry. 156 (1), 220-222 (1986).
  52. Yuan, X., Wolf, N., Mayer, D., Offenhausser, A., Wordenweber, R. Vapor-phase deposition and electronic characterization of 3-Aminopropyltriethoxysilane self-assembled monolayers on silicon dioxide. Langmuir. 35 (25), 8183-8190 (2019).
  53. Montgomery, D. C. . Design and Analysis of Experiments. Eighth edition. , (2013).
  54. Shoffstall, A. J., Capadona, J. R. Bio-inspired materials and systems for neural interfacing. Current Opinions in Biomedical Engineering. 6, 110-119 (2018).
  55. Skousen, J. L., Tresco, P. A. . Neuroprosthetics. Theory and Practice 2nd Edition. , 259-299 (2017).
  56. Michelson, N. J., et al. multi-modal analysis uncovers complex relationship at the brain tissue-implant neural interface: new emphasis on the biological interface. Journal of Neural Engineering. 15 (3), 033001 (2018).
  57. Hofmann, U. G., Capadona, J. R. Editorial: Bridging the gap in neuroelectronic interfaces. Frontiers in Neuroscience. 14, 457 (2020).
  58. Usoro, J., Sturgill, B., Musselman, K., Capadona, J. R., Pancrazio, J. J. On the definition of 'chronic' for intracortical microelectrode array applications. Micromachines. 12 (8), 972 (2021).
  59. Thompson, C. H., Saxena, A., Heelan, N., Salatino, J., Purcell, E. K. Spatiotemporal patterns of gene expression around implanted silicon electrode arrays. Journal of Neural Engineering. 18 (4), 1741 (2021).
  60. Golabchi, A., Woeppel, K. M., Li, X., Lagenaur, C. F., Cui, X. T. Neuroadhesive protein coating improves the chronic performance of neuroelectronics in mouse brain. Biosensors and Bioelectronics. 155, 112096 (2020).
  61. Zheng, X. S., et al. A superoxide scavenging coating for improving tissue response to neural implants. Acta Biomaterialia. 99, 72-83 (2019).
  62. Lee, H. C., et al. Foreign body response to intracortical microelectrodes is not altered with dip-coating of Polyethylene Glycol (PEG). Frontiers in Neuroscience. 11, 513 (2017).
  63. Boehler, C., et al. Actively controlled release of Dexamethasone from neural microelectrodes in a chronic in vivo study. Biomaterials. 129, 176-187 (2017).
  64. Hess, A. E., et al. Development of a stimuli-responsive polymer nanocomposite toward biologically optimized, MEMS-based neural probes. Journal of Micromechanics and Microengineering. 21 (5), 054009 (2011).

Ristampe e Autorizzazioni

Richiedi autorizzazione per utilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi Autorizzazione

Esplora altri articoli

BioingegneriaNumero 184Rivestimento superficialeelettrodi neuralistrumenti di manipolazionemicroelettrodifabbricazionemodifica della superficieinterfaccia neurale

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Riservatezza

Condizioni di utilizzo

Politiche

Contattaci

SUGGERISCI JOVE ALLA BIBLIOTECA

Newsletter di JoVE

Ricerca

Didattica

Autori

Personale delle biblioteche

CHI SIAMO

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati