Una strategia di arricchimento spin-tip per l'analisi simultanea di N-glicopeptidi e fosfopeptidi da tessuti pancreatici umani

Riepilogo

Le modifiche post-traduzionali (PTM) modificano le strutture e le funzioni delle proteine. I metodi per l'arricchimento simultaneo di più tipi di PTM possono massimizzare la copertura nelle analisi. Presentiamo un protocollo che utilizza cromatografia di affinità metallica immobilizzata Ti(IV) a doppia funzionalità seguita da spettrometria di massa per l'arricchimento e l'analisi simultanei della proteina N-glicosilazione e fosforilazione nei tessuti pancreatici.

Abstract

La spettrometria di massa può fornire una copertura approfondita delle modifiche post-traduzionali (PTM), sebbene l'arricchimento di queste modifiche da matrici biologiche complesse sia spesso necessario a causa della loro bassa stechiometria rispetto agli analiti non modificati. La maggior parte dei flussi di lavoro di arricchimento dei PTM sui peptidi nei flussi di lavoro di proteomica bottom-up, in cui le proteine vengono digerite enzimaticamente prima che i peptidi risultanti vengano analizzati, arricchiscono solo un tipo di modifica. È l'intero complemento di PTM, tuttavia, che porta a funzioni biologiche, e l'arricchimento di un singolo tipo di PTM può perdere tale diafonia di PTM. PTM crosstalk è stato osservato tra glicosilazione proteica e fosforilazione, i due PTM più comuni nelle proteine umane e anche i due PTM più studiati utilizzando flussi di lavoro di spettrometria di massa. Utilizzando la strategia di arricchimento simultaneo qui descritta, entrambi i PTM sono arricchiti da tessuto pancreatico umano post-mortem, una matrice biologica complessa. La cromatografia a simmetria metallica immobilizzata Ti(IV) a doppia funzionalità viene utilizzata per separare contemporaneamente varie forme di glicosilazione e fosforilazione in frazioni multiple in un comodo metodo basato sulla punta di spin, consentendo analisi a valle delle potenziali interazioni crosstalk PTM. Questo flusso di lavoro di arricchimento per glico- e fosfopeptidi può essere applicato a vari tipi di campioni per ottenere una profilazione profonda di più PTM e identificare potenziali molecole bersaglio per studi futuri.

Introduzione

Le modificazioni post-traduzionali delle proteine (PTM) svolgono un ruolo importante nella modulazione delle strutture proteiche e di conseguenza delle loro funzioni e dei processi biologici a valle. La diversità del proteoma umano aumenta esponenzialmente a causa della variabilità combinatoria offerta da vari PTM. Diverse varianti di proteine dalle loro sequenze canoniche come previsto dal genoma sono conosciute come proteoforme e molte proteoforme derivano da PTM¹. Lo studio della diversità proteoforme nella salute e nella malattia è diventato un'area di ricerca di grande interesse negli ultimi anni ^2,3.

Lo studio delle proteoforme e più specificamente dei PTM con grande profondità è diventato più facile attraverso lo sviluppo di metodi di proteomica basati sulla spettrometria di massa (MS). Utilizzando la SM, gli analiti sono ionizzati, frammentati e identificati in base alla m/z dei frammenti. I metodi di arricchimento sono spesso necessari a causa della bassa abbondanza relativa di PTM rispetto alle forme non modificate di proteine. Sebbene l'analisi delle proteine intatte e dei loro PTM, chiamate analisi top-down, siano diventate più di routine, la digestione enzimatica delle proteine e l'analisi dei loro peptidi componenti nelle analisi bottom-up è ancora la via più utilizzata per l'analisi PTM. I due PTM più studiati, e i due PTM più comuni in vivo, sono la glicosilazione e la fosforilazione⁴. Questi due PTM svolgono un ruolo importante nella segnalazione e nel riconoscimento cellulare e quindi sono importanti modifiche da caratterizzare nella ricerca sulle malattie.

Le proprietà chimiche di vari PTM spesso forniscono percorsi verso l'arricchimento di questi PTM a livello di proteine e peptidi prima dell'analisi. La glicosilazione è un PTM idrofilo dovuto all'abbondanza di gruppi ossidrilici su ciascun monosaccaride. Questa proprietà può essere utilizzata per arricchire i glicopeptidi nella cromatografia di interazione idrofila (HILIC), che può separare più glicopeptidi idrofili dai peptidi idrofobici non modificati⁵. La fosforilazione aggiunge la porzione di fosfato, che è caricata negativamente tranne che a pH acido. A causa di questa carica, vari cationi metallici, incluso il titanio, possono essere utilizzati per attirare e legare i fosfopeptidi mentre le specie non fosforilate vengono lavate via. Questo è il principio della cromatografia di affinità del metallo immobilizzato (IMAC). Ulteriori discussioni su queste e altre strategie di arricchimento per la glicosilazione e la fosforilazione possono essere trovate in recenti recensioni ^6,7.

Quantità relativamente grandi di materiale peptidico di partenza (0,5 mg o più) sono spesso necessarie per i protocolli di arricchimento a causa della bassa stechiometria dei PTM sui peptidi. In scenari in cui questa quantità di campione potrebbe non essere facilmente ottenibile, come la biopsia del nucleo tumorale o le analisi del liquido cerebrospinale, è utile utilizzare flussi di lavoro facili che si traducono nella massima informazione biomolecolare. Recenti strategie sviluppate dal nostro laboratorio e da altri hanno evidenziato l'analisi simultanea e parallela della glicosilazione e della fosforilazione utilizzando lo stesso flusso di lavoro di arricchimento PTM ^8,9,10,11,12. Sebbene le proprietà chimiche di questi due PTM possano differire, questi PTM possono essere analizzati in più fasi a causa delle innovative tecniche di separazione e dei materiali utilizzati. Ad esempio, la cromatografia di interazione elettrostatica repulsione-idrofila (ERLIC) sovrappone separazioni basate su interazioni idrofile tra analiti e fase mobile con interazioni carica-carica tra analiti e materiale di fase stazionaria 13,14,15,16. A pH acido, l'attrazione dei peptidi fosforilati nella fase stazionaria può migliorare la loro ritenzione e separazione dai peptidi non modificati. Il materiale costituito da Ti(IV) immobilizzato su microsfere idrofile può essere utilizzato per l'eluizione a base di HILIC e IMAC per separare i fosfopeptidi e i glicopeptidi neutri, acidi e mannosio-6-fosforilati^17,18. Questa strategia è nota come Ti(IV)-IMAC a doppia funzionalità. L'utilizzo di queste strategie per arricchire più PTM in un unico flusso di lavoro può rendere più accessibili le analisi delle potenziali interazioni crosstalk PTM. Inoltre, la quantità totale del campione e i requisiti di tempo sono inferiori ai metodi di arricchimento convenzionali se eseguiti in parallelo (ad esempio, HILIC e IMAC su aliquote di campione separate).

Per dimostrare la strategia ti(IV)-IMAC dual-funzionale per l'analisi simultanea della glicosilazione proteica e della fosforilazione, l'abbiamo applicata per analizzare i tessuti pancreatici umani post-mortem. Il pancreas produce sia enzimi digestivi che ormoni regolatori, tra cui insulina e glucagone. La funzione pancreatica è compromessa nella malattia pancreatica. Nel diabete, la regolazione della glicemia è influenzata, portando a livelli più elevati di glucosio nel sangue. Nella pancreatite, l'infiammazione deriva dall'autodigestione dell'organo³. I cambiamenti nei profili PTM, tra cui la glicosilazione e la fosforilazione, possono provocare, come spesso accade, in altre malattie.

Qui, descriviamo un protocollo per un metodo di arricchimento simultaneo basato su spin-tip, basato su una strategia Ti(IV)-IMAC a doppia funzionalità, per N-glicopeptidi e fosfopeptidi derivati da proteine estratte dal tessuto pancreatico. Il protocollo include l'estrazione e la digestione delle proteine, l'arricchimento, la raccolta dei dati MS e l'elaborazione dei dati, come si può vedere nella Figura 1. I dati rappresentativi di questo studio sono disponibili tramite ProteomeXchange Consortium con identificatore PXD033065.

Figura 1: Flusso di lavoro per l'analisi simultanea di N-glicopeptidi e fosfopeptidi da tessuti pancreatici umani. I tessuti vengono prima crio-polverizzati in una polvere fine prima dell'estrazione delle proteine utilizzando il detergente sodio dodecil solfato (SDS). Le proteine vengono quindi sottoposte a digestione enzimatica. I peptidi risultanti vengono aliquotati prima dell'arricchimento utilizzando Ti(IV)-IMAC dual-funzionale. I dati grezzi vengono raccolti utilizzando la cromatografia liquida a fase inversa su scala nanometrica-spettrometria di massa (nRPLC-MS) e vengono analizzati utilizzando un software di ricerca di database. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Questo protocollo ha lo scopo di rendere le analisi PTM più accessibili e di consentire un'analisi più diffusa di più PTM nello stesso flusso di lavoro. Questo protocollo può essere applicato ad altre matrici biologiche complesse, tra cui cellule e biofluidi.

Protocollo

È stato ottenuto il consenso per l'uso dei tessuti pancreatici per la ricerca dai parenti più prossimi del defunto ed è stata ottenuta un'autorizzazione da parte dell'Università del Wisconsin-Madison Health Sciences Institutional Review Board. La supervisione dell'IRB non è richiesta perché non coinvolge soggetti umani come riconosciuto da 45 CFR 46.102(f).

ATTENZIONE: Prestare attenzione quando si maneggiano i reagenti utilizzati in questo protocollo, che includono acidi (formico, acetico, trifluoroacetico), basi (idrossido di ammonio) e criogeni (azoto liquido). Leggere le schede di dati di sicurezza dei reagenti utilizzati per acquisire familiarità con i pericoli associati e le precauzioni necessarie. Le concentrazioni indicate con percentuali sono volume/volume totale (v/v) e sono diluite con acqua.

1. Crio-polverizzazione dei tessuti, lisi ed estrazione di proteine

1. Riempire un dewar con azoto liquido. Pre-raffreddare le parti del polverizzatore tissutale che verranno a contatto con i tessuti pancreatici, vale a dire la camera, il polverizzatore e il cucchiaio di recupero in un contenitore di polistirolo.
2. Trasferire i pezzi di tessuto congelato nel portacampioni pre-refrigerato e aggiungere un cucchiaio di azoto liquido al tessuto.
3. Posizionare il polverizzatore nella camera e colpirlo usando un martello da cinque a dieci volte per schiacciare il campione. Rimuovere il polverizzatore dalla camera e raschiare via la polvere e i pezzi di tessuto aderenti.
4. Aggiungere un cucchiaio di azoto liquido alla camera se i tessuti iniziano a sciogliersi. Ripetere il processo di polverizzazione fino a quando il campione è una polvere fine senza grossi pezzi di tessuto. Porzionare i campioni in aliquote da circa 100 mg in provette pre-refrigerate.
5. Preparare un tampone di lisi contenente il 4% di sodio dodecil solfato (SDS), 150 mM NaCl e 25 mM Tris (pH = 7,4). Sciogliere una compressa ciascuna di inibitore della proteasi e della fosfatasi in 500 μL di acqua per una scorta di 20x di ciascuno. Aggiungere il volume richiesto di 20x stock di ciascun inibitore al tampone di lisi per una concentrazione finale di 1x.
6. Aggiungere 600 μL di tampone di lisi per 100 mg di tessuto al tubo e incubare a 95 °C in un blocco riscaldante per 10 minuti con agitazione a 800 giri/min. Rimuovere i campioni dal blocco riscaldante e lasciarli raffreddare a temperatura ambiente.
7. Sonicare i campioni a 60 W di energia (20 kHz) per 45 s utilizzando impulsi da 15 s con un riposo di 30 s in mezzo. Pellet i campioni a 3.000 x g per 15 min a 4 °C.
8. Aggiungere il surnatante a un solvente per precipitazione 5x, 300 μL di tampone di lisi a 1,5 mL di solvente per precipitazione, contenente il 50% di acetone, il 49,9% di etanolo e lo 0,1% di acido acetico. Raffreddare durante la notte a -20 °C.
9. Pelletttare nuovamente i campioni a 3.000 x g per 15 minuti a 4 °C e rimuovere il surnatante. Lavare il pellet rompendo con una spatola e mescolando con la stessa quantità di solvente per precipitazione. Pellet di nuovo, ripetendo la fase di lavaggio 2x.
10. Pellet il campione a 16.000 x g per 15 min a 4 °C. Asciugare all'aria il pellet campione in una cappa aspirante per 15 minuti e conservare a -80 °C fino al momento di procedere.

2. Digestione e dissalazione delle proteine

1. Sospendere il pellet proteico in 300 μL di tampone digestivo appena prodotto contenente 50 mM di bicarbonato di trietilammonio (TEAB) e 8 M di urea.
2. Stimare la concentrazione proteica della soluzione utilizzando un saggio proteico secondo il protocollo del produttore.
3. Alla proteina nella soluzione, aggiungere il ditiotreitolo (DTT) a una concentrazione finale di 5 mM, mescolare e ridurre a temperatura ambiente per 1 ora. Quindi, aggiungere iodoacetammide (IAA) a una concentrazione finale di 15 mM, mescolare e alchilare a temperatura ambiente per 30 minuti al buio. Spegnere l'alchilazione ripetendo l'aggiunta di DTT nello stesso volume di prima e mescolare.
4. Aggiungere LysC/tripsina a 1:100 rapporto enzima/proteina e incubare a 37 °C per 4 ore. Quindi, aggiungere 50 mM TEAB per diluire l'urea 8 M utilizzata per < 1 M. Aggiungere tripsina a 1:100 rapporto enzima/proteina e incubare a 37 °C durante la notte.
5. Spegnere la digestione con l'aggiunta di acido trifluoroacetico (TFA) allo 0,3% v/v. Per ogni 1 mg di proteina di partenza, somministrare una cartuccia dissalazione (1 cc, 10 mg) con 1 mL di acetonitrile (ACN) e 3x con 1 mL di TFA allo 0,1%.
6. Caricare la miscela digerita sulla cartuccia di desalinizzazione. Lavare la miscela 3x utilizzando 1 mL di TFA allo 0,1%. Se l'eluizione è lenta, applicare una pressione positiva ma evitare una portata > una goccia al secondo.
7. Peptidi eluiti utilizzando 1 mL di soluzione di acido formico al 60% di ACN e 0,1% di acido formico (FA). Essiccare i peptidi eluiti a circa 35 °C utilizzando un concentratore di vuoto centrifugo fino a quando il solvente non è completamente evaporato.
8. Sospendere i peptidi in 300 μL di acqua e stimare le concentrazioni di peptidi utilizzando un test peptidico secondo il protocollo del produttore. Porzionare i peptidi in aliquote da 500 μg e asciugare completamente.

3. Arricchimento ERLIC N-glicopeptide

NOTA: le velocità e i tempi esatti della centrifuga possono variare in base ai campioni e devono essere ottimizzati. In generale, 300 x g per 2 min è appropriato per il condizionamento e il lavaggio del materiale e 100 x g per 5 min per l'eluizione.

1. Pesare circa 3 mg di cotone idrofilo e imballarlo in una punta di pipetta vuota da 200 μL (spin-tip; vedere Tabella dei materiali).
2. Trasferire un forte materiale di arricchimento a scambio anionico in un tubo e aggiungere 200 μL di TFA allo 0,1% per materiale da 10 mg. Per l'arricchimento di 500 μg di peptidi, utilizzare 15 mg del materiale. Attivare il materiale agitando per 15 min.
3. Utilizzando un adattatore per tubi, posizionare la punta di rotazione su un tubo da 2 ml e aggiungere abbastanza liquame alla punta per 15 mg di materiale. Rimuovere il liquido ruotando in una centrifuga da banco.
4. Condizionare il materiale centrifugando 3x con 200 μL di ACN. Ripetere il condizionamento triplicato utilizzando 100 mM di acetato di ammonio (NH₄Ac), 1% TFA e 80% ACN/0,1% TFA (buffer di carico).
5. Sospendere campioni di peptidi da 500 μg in circa 200 μL di buffer di carico e fluire attraverso la punta di spin. Ricaricare il flusso passante 2 volte per garantire l'associazione completa.
6. Lavare il materiale centrifugando 5x utilizzando 200 μL di 80% ACN/0,1% TFA, e poi 2x utilizzando 200 μL di 80% ACN/0,1% FA.
7. Eluire i peptidi centrifugando con 200 μL di ciascuno dei seguenti: 50% ACN/0,1% FA (E1); 0,1% FA (E2); 0,1% TFA (E3); 300 mM KH₂PO₄, 10% ACN (E4).
8. Lavare il materiale centrifugando 2x con 200 μL di 80% ACN/5% NH₄OH. Eluire i peptidi rimanenti con 200 μL del 10% NH₄OH (E5).
9. Asciugare completamente tutte le eluizioni utilizzando un concentratore di vuoto centrifugo a circa 35 °C.
10. Eseguire la desalinizzazione dell'eluizione di base (E5) utilizzando una punta di dissalazione secondo il protocollo del produttore.
11. Asciugare l'eluizione dalla punta di dissalazione utilizzando un concentratore di vuoto centrifugo a circa 35 °C fino alla completezza.

4. Arricchimento fosfopeptide Ti(IV)-IMAC

NOTA: le velocità e i tempi esatti della centrifuga possono variare in base ai campioni e devono essere ottimizzati. In generale, 300 x g per 2 min è appropriato per il condizionamento e il lavaggio del materiale e 100 x g per 5 min per l'eluizione.

1. Pesare circa 3 mg di cotone idrofilo e imballarlo in una punta della pipetta vuota da 200 μL (spin-tip).
2. Trasferire il materiale di arricchimento fosfopeptidico Ti-IMAC in un tubo e aggiungere 200 μL di TFA allo 0,1% per materiale da 10 mg. Per l'arricchimento di peptidi da 500 μg, utilizzare 10 mg di materiale.
3. Utilizzando un adattatore per tubi, posizionare la punta di rotazione su un tubo da 2 ml e aggiungere abbastanza liquame alla punta per 10 mg di materiale. Rimuovere il liquido ruotando in una centrifuga da banco.
4. Condizionare il materiale con 200 μL di 40% ACN/3% TFA utilizzando le stesse impostazioni della centrifuga sopra descritte. Sospendere i campioni di peptidi in 200 μL di 40% ACN/3% TFA e fluire attraverso la punta di spin. Ricaricare il flow-through due volte per garantire un binding più completo.
5. Lavare il materiale centrifugando con 200 μL di soluzione al 50% di ACN, 6% TFA e 200 mM di NaCl, seguito dal lavaggio 2x in 200 μL di soluzione al 30% di ACN e 0,1% di TFA.
6. Peptidi eluiti con 200 μL del 10% NH₄OH. Asciugare completamente l'eluizione sotto vuoto. Eseguire la desalinizzazione utilizzando una punta di dissalazione secondo il protocollo del produttore. Asciugare l'eluizione dalla punta di dissalazione sotto vuoto alla completezza.

5. Arricchimento simultaneo Ti(IV) a doppia funzionalità

NOTA: le velocità e i tempi esatti della centrifuga possono variare in base ai campioni e devono essere ottimizzati. In generale, 300 x g per 2 min è appropriato per il condizionamento e il lavaggio del materiale e 100 x g per 5 min per l'eluizione.

1. Pesare circa 3 mg di cotone idrofilo e imballarlo in una punta vuota.
2. Trasferire circa 1 g di materiale Ti(IV)-IMAC in un tubo. Aggiungere lo 0,1% di TFA a una concentrazione nota di materiale, ad esempio 20 mg/200 μL (il materiale può essere conservato in questa sospensione a 4 °C).
3. Per l'arricchimento da peptidi da 500 μg, aggiungere abbastanza liquame a una punta di spin per trasferire 20 mg di materiale. Lavare la punta di centrifugazione con 200 μL di TFA allo 0,1%.
4. Risospesare i campioni in 200 μL di solvente di carico/lavaggio (80% ACN e 3% TFA) e fluire attraverso la punta di centrifuga. Ricaricare il flusso passante 2x.
5. Lavare la punta di centrifuga 6x centrifugando con 200 μL di solvente di carico/lavaggio. Lavare la punta di centrifuga con 200 μL di soluzione all'80% di ACN/0,1% FA.
6. Eluire i peptidi con 200 μL di ciascuno dei seguenti: 60% ACN/0,1% FA (E1) e 40% ACN/0,1% FA (E2). Analizzare ogni eluizione separatamente.
7. Eluire i peptidi con 200 μL di ciascuno dei seguenti: 20% ACN/ 0,1% FA e 0,1% FA. Combinare le due eluizioni e analizzare come un unico campione (E3).
8. Eluire i peptidi con 200 μL di ciascuno dei seguenti: 40% ACN/3% TFA; 50% ACN/6% TFA, 200 mM NaCl; e 30% ACN/0,1% TFA. Combinare queste eluizioni e analizzarle come una (E4) dopo la dissalazione utilizzando una punta imballata.
9. Condizionare il materiale al pH di base utilizzando 200 μL di 90% ACN/2,5% NH₄OH per 3x. Scartare questi lavaggi.
10. Eluire i peptidi con 200 μL di ciascuno dei seguenti: 60% ACN/10% NH₄OH (E5) e 40% ACN/10% NH₄OH (E6). Analizzare queste eluizioni separatamente dopo la dissalazione utilizzando una punta imballata.
11. Eluire i peptidi con 200 μL di ciascuno dei seguenti: 20% ACN/10% NH₄OH; 10% ACN/10% NH₄OH; e 10% NH₄OH. Combinare queste eluizioni e analizzarle come una (E7) dopo la dissalazione utilizzando una punta imballata.
12. Asciugare completamente tutte le eluizioni sotto vuoto.

6. Cromatografia liquida a fase inversa a nano-flusso-spettrometria di massa (nRPLC-MS)

NOTA: i metodi di acquisizione e analisi dei dati MS sono diversi e pertanto solo una pipeline LC-MS suggerita (e i parametri associati) è descritta qui nei passaggi seguenti. I campioni generati utilizzando le fasi di preparazione e arricchimento del campione precedentemente delineate possono essere analizzati utilizzando altre configurazioni strumentali, incluso l'utilizzo di colonne cromatografiche disponibili in commercio, data una qualità dei dati sufficiente.

1. Tirare e imballare un capillare lungo 15 cm (diametro interno di 75 μm) utilizzando materiale C18 come descritto in¹⁹. Preparare la fase mobile A (0,1% FA in acqua) e la fase mobile B (0,1% FA in ACN).
2. Ricostituire campioni peptidici arricchiti in 15 μL di fase B mobile al 3%. Caricare 2 μL del campione (~ 13% volume del campione) direttamente sulla colonna. Analizzare ogni campione in duplicato tecnico.
3. Peptidi eluti utilizzando un gradiente dal 3% al 30% di fase B mobile per 90 minuti ad una portata di 0,3 μL/min. Lavare la colonna utilizzando il 75% B per 8 min seguito dal 95% B per 8 min, terminando il metodo con equilibratura al 3% B per 12 min.
4. Azionare lo spettrometro di massa in modalità ioni positivi utilizzando l'acquisizione data-dipendente dei primi 20 picchi con i seguenti parametri: tensione di spruzzatura 2 kV; Rilevamento MS¹ in LC/MS da 400-2.000 m/z a risoluzione 120.000, target di controllo automatico del guadagno (AGC) 2E5, tempo massimo di iniezione di 100 ms, obiettivo RF al 30%, isolamento quadrupolo con finestra da 1,6 m/z , per stati di carica 2-8 e indeterminato ed esclusione dinamica di 30 s; Rilevamento di MS² nel LC/MS utilizzando la frammentazione HCD a gradini al 22%, 30% e 38%, massa fissa di prima massa 120 m/z a risoluzione 30.000, target AGC 5E4 e requisito di intensità minima 2.5E4.

7. Analisi dei dati MS

NOTA: qui viene presentata una pipeline di analisi dei dati che utilizza due software diversi per analizzare lo stesso set di dati. La fosforilazione e la glicosilazione possono essere ricercate contemporaneamente utilizzando un singolo software anziché due software separati come descritto qui, anche se in generale, il tempo di ricerca del software è proporzionale allo spazio di ricerca, cioè al numero di PTM considerati. Per questo motivo, due diversi software vengono utilizzati in parallelo alla ricerca di glicopeptidi e fosfopeptidi.

1. Elaborare i file di dati grezzi utilizzando il software appropriato (vedere Tabella dei materiali).
   1. Cerca spettri nel database umano UniProt (o specie specifico appropriato). Impostare la carbamidometilazione di Cys come modifica fissa. Impostate il numero massimo di scissioni enzimatiche mancate come due.
2. Nei file di dati grezzi, utilizzando un software commerciale (vedi Tabella dei materiali), cerca i glicopeptidi da analizzare²⁰. Utilizzare una tolleranza di massa del precursore di 10 ppm e una tolleranza di massa del frammento di 0,01 Da con una lunghezza minima del peptide di quattro residui.
   1. Ricerca utilizzando il database N-glycan incorporato nel software espanso con i tipici glicani mannosio-6-fosfato (M6P), inclusi HexNAc (2) Hex (4-9) Phospho (1-2), HexNAc (3-4) Hex (4-9) Phospho (1-2), HexNAc (2) Hex (3-4) Phospho (1) e HexNAc (3) Hex (3-4) Phospho (1).
   2. Impostare N-glicosilazione come modifica comune. Impostare le modifiche totali massime per corrispondenza spettrale peptidica (PSM) come una comune e due rare.
   3. Impostare le seguenti modifiche variabili: ossidazione di Met (raro), deamidazione ad Asn e Gln (raro) e fosforilazione a Ser, Thr e Tyr (comune). Impostare i seguenti filtri di identificazione: score cut-off > 150, |log prob| > 1 e il punteggio delta mod > 10.
   4. Esporta e analizza i risultati della ricerca nelle schede Proteine e Gruppo peptidico.
   5. Esaminare manualmente le identificazioni contenenti glicani M6P per la presenza dello ione ossonio PhosphoHex (243 m/z) negli spettri MS/MS e rimuovere le identificazioni false positive, che non contengono questo ione diagnostico.
3. Nei file di dati grezzi, utilizzando un software open source (vedi Tabella dei materiali), cerca i fosfopeptidi da analizzare²¹. Utilizzare una tolleranza peptidica di prima ricerca di 20 ppm e una tolleranza peptidica di ricerca principale di 4,5 ppm.
   1. Impostare il numero massimo di modifiche per peptide su 5. Impostare il PSM e il tasso di falsa scoperta proteica (FDR) all'1% e la lunghezza minima del peptide a 7 residui.
   2. Impostare modifiche variabili come ossidazione a Met, acetilazione proteica N-terminale e fosforilazione a Ser, Thr e Tyr. Analizzare i risultati della ricerca utilizzando i file modificationSpecificPeptides.
4. Determinare il numero di identificazioni di PTM a livello di proteina, peptide e sito di modifica.

Risultati

I dati rappresentativi della spettrometria di massa, inclusi i file raw e i risultati della ricerca, sono stati depositati presso il Consorzio ProteomeXchange tramite il repository partner PRIDE con l'identificatore del set di dati PXD033065²².

In questo lavoro, sono state analizzate le repliche di iniezione duplicate per ogni eluizione di arricchimento. Le identificazioni effettuate da entrambe le repliche tecniche sono state raccolte in ultima analisi. A caus...

Discussione

La strategia Ti(IV)-IMAC dual-funzionale è utile per l'analisi simultanea di N-glicopeptidi e fosfopeptidi dallo stesso campione in un unico flusso di lavoro di preparazione del campione. I metodi basati su ERLIC hanno anche dimostrato di eseguire l'arricchimento simultaneo dei PTM. Entrambe le strategie sono state utilizzate in precedenza per una copertura profonda nelle analisi PTM^14,18. Adattando il metodo dual Ti per ridurre il tempo di incubazione del campi...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
Acetic Acid, Glacial (Certified ACS)	Fisher Scientific	A38S-500
Acetone (Certified ACS)	Fisher Scientific	A18-1
Acetonitrile, Optima LC/MS Grade	Fisher Scientific	A955-4
Ammonium Acetate (Crystalline/Certified ACS)	Fisher Scientific	A637-500
Ammonium Hydroxide (Certified ACS Plus)	Fisher Scientific	A669-212
Byonic software	Protein Metrics	n/a	Commercial software used for glycoproteomic analysis (https://proteinmetrics.com/byos/)
C18 BEH material	Waters	186002353	Material removed from column and used to pack nano capillaries (pulledto integrate tip used directly in line with instrument inlet)
CAE-Ti-IMAC, 100%	J&K Scientific	2749380-1G	Material used for dual-functional Ti(IV)-IMAC; can also be used for conventional IMAC/conventional phosphopeptide enrichment
Cellcrusher kit	Cellcrusher	n/a	Used for grinding tissue samples into powder before extraction
Eppendorf 5424R Microcentrifuge	Fisher Scientific	05-401-205	For temperature-controlled centrifugation
cOmplete protease inhibitor cocktail tablets	Sigma	11697498001
DTT, Molecular Grade (DL-Dithiothreitol)	Promega	V3151	Protein reducing agent
Ethanol, 200 proof (100%), USP	Fisher	22-032-601
Fisherbrand Analog Vortex Mixer	Fisher Scientific	02-215-414
Fisherbrand Low-Retention Microcentrifuge Tubes (1.5 mL)	Fisher Scientific	02-681-320
Fisherbrand Low-Retention Microcentrifuge Tubes (2 mL)	Fisher Scientific	02-681-321
Fisherbrand Model 120 Sonic Dismembrator	Fisher Scientific	FB120110	For sample lysis using ultrasonication
Formic Acid, 99.0+%, Optima LC/MS Grade	Fisher Scientific	A117-50
Fused silica capillary (75 μm inner diameter, 360 μm outer diameter)	Polymicro Technologies LLC	100 m TSP075375	For in-house pulled and packed columns with integrated emitter
Hydrofluoric acid (48 wt. % in H2O)	Sigma-Aldrich	339261-100ML	Used for opening emitter of pulled capillary column
Iodoacetamide, BioUltra	Sigma	I1149-5G	Protein reducing reagent
MaxQuant software	n/a	n/a	Free software used for phosphoproteomic analysis (https://www.maxquant.org/)
Multi-therm Shaker with heating and cooling	Benchmark Scientific	H5000-HC	Heating block
Oasis HLB 1 cc Vac Cartridge, 10 mg Sorbent per Cartridge, 30 µm, 100/pk	Waters	186000383	Larger-scale cartridge desalting for tryptic digests (loading capacity approximately up to 1 mg each)
OMIX C18 pipette tips, 100 µL tip, 10 - 100 μL elution volume, 1 x 96 tips	Agilent	A57003100	Smaller-scale packed pipette tip for desalting for enrichment elutions
P-2000 Micropipette Puller	Sutter Instrument Co.	P-2000/F	For pulling nano-capillary columns for LC-MS
PhosSTOP phosphatase inhibitor tablets	Sigma	4906845001
Pierce BCA Protein Assay Kit	Thermo Fisher Scientific	23225
Pierce Quantitative Colorimetric Peptide Assay	Thermo Fisher Scientific	23275
PolySAX LP (12 μm, pore size 300 Å)	PolyLC	BMSX1203	Material for strong anion-exchange chromatography used for ERLIC/conventional glycopeptide enrichment
Potassium Phosphate Monobasic (Crystalline/Certified ACS)	Fisher Scientific	P285-500
Pressure injection cell with integrated magnetic stirplate	Next Advance	PC77-MAG	For packing nano-capillary columns with stationary phase up to 2500 psi limit
Proteome Discoverer software	Thermo Fisher Scientific	n/a	Commercial software for proteomics anaysis (with integrated database searching software nodes) and data visualization (https://www.thermofisher.com/us/en/home/industrial/mass-spectrometry/liquid-chromatography-mass-spectrometry-lc-ms/lc-ms-software/multi-omics-data-analysis/proteome-discoverer-software.html)
SpeedVac SC110 Vacuum Concentrator Model SC110-120	Savant	n/a	Centrifugal vacuum concentrator for drying samples (under heat)
SDS Solution, 10% Sodium Dodecyl Sulfate Solution, Molecular Biology/Electrophoresis	Fisher Scientific	BP2436200
Sequencing Grade Modified Trypsin	Promega	V5111
Sodium Chloride (Crystalline/Certified ACS)	Fisher Scientific	S271-500
TopTip, Empty, 10-200 µL, Pack of 96	Glygen Corporation	TT2EMT.96	Empty pipette tip with micron-sized hole used that can be used to pack chromatographic materials for enrichments, bundled with tube adapters
Triethylammonium bicarbonate buffer (TEAB, 1 M, pH 8.5 (volatile))	Sigma	90360-100ML
Trifluoroacetic acid, Reagent Grade, 99%	Fisher Scientific	60-017-61
Tris Base (White Crystals or Crystalline Powder/Molecular Biology)	Fisher Scientific	BP152-500
Trypsin/Lys-C Mix, Mass Spec Grade	Promega	V5071
Urea (Certified ACS)	Fisher Scientific	U15-500
Water, Optima LC/MS Grade	Fisher Scientific	W64