Gli autori desiderano ringraziare J. Kueper e J. Wittschier per un&#39;eccellente assistenza tecnica e il Prof. Ruebben generosamente per la fornitura di materiale tumorale.

Tutte le attrezzature ei reagenti devono essere acquistati sterile o ha bisogno di essere calore o vapore, sterilizzati o sterilizzati con il 70% ETOH. Gli autori affermano che gli esperimenti sugli animali sono stati eseguiti in conformità con le Comunità europee direttiva del Consiglio (86/609/CEE), seguendo le linee guida del NIH per quanto riguarda la cura e l&#39;uso di animali nelle procedure sperimentali e le norme stabilite dalla Animal Istituzionale Cura e uso Comitato (IACUC) presso l&#39;Università di Duisburg-Essen (Germania). Parte 1: incubazione di uova <ol><li> Uova fecondate possono essere conservati a 13 ° C per un massimo di una settimana. </li><li> Le uova vengono incubate per 72 ore, in posizione orizzontale in un incubatore con un vassoio in movimento, ruotando le uova 12 volte al giorno in continuo. L&#39;umidità è mantenuto a 60 - 62%, temperatura di incubazione a 37,5 ° C. Nota: Prima di iniziare l&#39;incubazione, la sporcizia, piume ed escrementi sono accuratamente rimosso dai gusci d&#39;uovo meccanicamente da un&#39;asciugatura con comuni, asciugamani in carta grigia a zig-zag, che hanno una ruvida piuttosto che una struttura di superficie morbida. Pulendo le uova con etanolo o disinfettante, tuttavia, ha ridotto significativamente il tasso di sopravvivenza degli embrioni, indipendentemente dal liquido utilizzato. </li></ol> Parte 2: Ex cultura ovo <ol><li> Dopo incubazione per 72 ore, le uova vengono rimossi dal termostato. Nota: Le uova sono incubate per 72 ore perché - secondo i nostri esperimenti - per motivi sconosciuti, ma in accordo con Auerbach et fasi di sviluppo al.1 prima avevano tassi di sopravvivenza significativamente più bassi. Nelle fasi successive di 72 ore il sacco vitellino non ancora coperti dalla CAM diventa più sottile e tende ad aderire al guscio dell&#39;uovo leader (i) a piccole emorragie nella zona di aderenza e (ii) la rottura del tuorlo, sacco membrana. Pertanto, il metodo presentato non è applicabile agli embrioni più di 72 ore. </li><li> La parte superiore delle uova, dove risiede l&#39;embrione, è segnato dalla matita perché l&#39;embrione resiste rotazione in una certa misura. </li><li> L&#39;uovo è tenuto in orizzontale con il segno a matita sulla parte superiore e screpolata ai margini di un bar 80 triangolare mescolare millimetri magnetica perpendicolare che orientato lungo l&#39;asse dell&#39;uovo. Nota: per un feeling migliore, senza guanti devono essere utilizzati, ma le mani devono essere disinfettati con il 70% EtOH. E &#39;importante che il guscio d&#39;uovo così come la membrana dell&#39;uovo si aprono. Perdite di albume d&#39;uovo è un segno sicuro che la membrana dell&#39;uovo è stata perforata. </li><li> L&#39;uovo è mantenuto vicino al fondo della scatola di Petri per evitare perdite maggiori di albume. Nota: durante la procedura di apertura iniziale, è importante che il bianco d&#39;uovo sul fondo della scatola di Petri è ancora collegato al resto dentro l&#39;uovo come questo si traduce in un vuoto dentro l&#39;uovo che contiene il tuorlo con l&#39;embrione in alto all&#39;interno l&#39;uovo. Il vuoto può essere regolata sia per la pressione delle dita che controlla l&#39;ingresso di aria nel uovo o sollevando l&#39;uovo che aumenta la colonna collegati albume cioè il vuoto. </li><li> Delicatamente applicando una pressione al meridiano che passa attraverso la fessura e l&#39;equatore l&#39;uovo con il pollice e il medio, è possibile regolare il vuoto. Il contenuto dell&#39;uovo possono poi essere trasferiti al Petri danneggiato, se l&#39;uovo con il tuorlo viene delicatamente sollevato e le due metà della conchiglia sono accuratamente separati. L&#39;embrione e il tuorlo vasi dovrebbe trovarsi in cima ad un tuorlo integro. Nota: se il segno di matita non viene tenuto in alto, l&#39;embrione potrebbe essere male quando rottura del guscio. Se le uova non sono incrinate con sufficiente attenzione o gli embrioni sono più vecchi di 72 ore (vedi sopra), il sacco vitellino si attacca al guscio e spesso rotture. Lo stesso accade quando l&#39;umidità del incubatore è inferiore al 60% o le uova non vengono ruotate durante l&#39;incubazione. </li><li> Ex ovo culture vengono restituiti in un incubatore e mantenuto a 37,5 ° 38,2 ° C e umidità 60%. CO 2 o O 2 alimentazione non è necessaria se l&#39;incubatore non è chiuso ermeticamente (griglia di ventilazione parzialmente aperta!) E speciali piastre di Petri con distanziali tra coperchio e piatto vengono utilizzati. Nota: Lo spostamento degli embrioni dovrebbe essere ridotto al minimo durante i primi giorni di incubazione. Risultati agitazione troppo elevati tassi di mortalità. Da incubazione giorno 9 in poi, gli embrioni sono meno sensibili alla agitazione. Embrioni morti devono essere rimossi immediatamente per evitare infezioni. Se incubatori per colture cellulari vengono utilizzati, che sono ermeticamente chiusi, O 2 l&#39;offerta è obbligatoria per gli embrioni non morire. L&#39;umidità è essenziale per la CAM non si secchi e se la temperatura di incubazione è inferiore a 37 ° C, gli embrioni si sviluppano troppo lentamente. </li></ol> Parte 3: Applicazione di sostanze per saggi angiogenesi <ol><li> Autoclavato fogli piegati filtro (50,5 millimetri di diametro) vengono perforate da una perforatrice e utilizzato come materiale di supporto (carrier) per sostanze liquide applicate al CAM. Nota: Quasi ogni materiale di supporto (vedi tabella sotto) ha causato l&#39;irritazione del CAM, soprattutto se applicata prima del giorno di incubazione 10, come ha cambiato la sviluppo dell&#39;architettura nave CAM. Ciò riguarda anche le sostanze potenzialmente inerti come la pellicola di cellulosa idrossietil, spugne Teflon (PTFE-tamponi), spugne di collagene, foglio di collagene, garze sterili (tamponi), copri-rotondo, e anelli di silicio, che ha causato tutti i risultati falsi positivi. Carta da filtro sembrava provocare il minor irritazione ed è stata quindi utilizzata nei nostri test. </li><li> Quando la CAM è pienamente sviluppato, fino a 6 diversi campioni possono essere applicati e dei loro effetti possono essere confrontati su un singolo CAM. </li><li> Per evitare l&#39;essiccamento dosi filtri aggiuntivi (3 mcg angiotropin nativo) o buffer (5 microlitri PBS) deve essere nuovamente applicata ogni giorno. </li><li> Dal 3 ° giorno dopo l&#39;applicazione, i vasi sanguigni orientare verso le sostanze angiogenico sui filtri, mentre il modello dei vasi sanguigni circostanti controlli è invariato. Nota: La CAM non deve essere confuso con il tuorlo-sacco. Il CAM è una struttura dinamica di sviluppo, mentre il sacco vitellino è statico, con variazioni poco durante lo sviluppo. Il giorno di sviluppare tre il CAM di sviluppo possono essere riconosciuti per la prima volta alla fine caudale dell&#39;embrione come una piccola vescicola. Tra tre giorni e dieci giorni di vescicola iniziale si espande, creando una piegato due strati di membrana overgrowing il sacco vitellino ad un tasso crescente. Il sito di applicazione dovrebbe essere a metà strada tra embrione e la piega del CAM (confine) altrimenti l&#39;embrione ostacola l&#39;osservazione microscopica di effetti in luce trasmessa. In alternativa, il filtro con la sostanza angiogenico è interiorizzato quando la CAM continua a crescere. </li></ol> Parte 4: inoculazione di cellule sul CAM 4.1.Preparation di cellule <ol><li> Cellule confluenti vengono trasferiti dal fiasco cultura ai tubi FALCON con l&#39;uso di una pipetta sterile 25 ml in plastica con una pipetta di aiuto. </li><li> Per stimare il numero di cellulare, 15 ml di sospensione cellulare viene trasferito in una camera di Neubauer e le cellule vengono conteggiati manualmente al microscopio. </li><li> Falcon tubi vengono centrifugati per 3 min a 1000 rpm a temperatura ambiente e il supernatante viene scartato. </li><li> Per il monitoraggio delle cellule vive, le cellule sono diluiti con PBS alla concentrazione desiderata (qui: 2x10 7 cellule / ml) e colorati con ad esempio PKH26 (Sigma), un rosso fluorescente vivere membrana cellulare kit etichettatura, secondo i produttori &#39;protocollo. Le cellule sono risospese in terreno di coltura cellulare (preferibilmente medio Dulbecco modificato aquila; DMEM) alla concentrazione desiderata per l&#39;iniezione (10 7 cellule / ml) o inoculazione (3x10 6 cellule / ml). Le concentrazioni di cellule differenti sono applicati per le iniezioni contro l&#39;inoculazione in base alle concentrazioni già pubblicati in letteratura 15-17 e la nostra esperienza. </li></ol> 4,2 inoculazione di cellule sul CAM <ol><li> Anelli (~ spessore 1mm) sono tagliati da un puntale da 1 ml o un catetere venoso periferico (PVL) Tubo con l&#39;uso di un bisturi tagliente e applicato al CAM di un E6-E14 pulcino ex ovo embrione in coltura. Nota: Cerca di non &quot;visto&quot; più volte, ma per tagliare la punta della pipetta o catetere con un taglio con un bisturi nuovo, molto forte per evitare spigoli vivi sugli anelli risultante. Controllare gli anelli sotto il microscopio di spigoli vivi che derivi dalla micro-fessure. </li><li> A seconda delle dimensioni degli anelli 20 l di 3x10 6 cellule / ml cellule sono pipettati in totale in un anello o come volumi divisi in anelli multipli. Nota: In alcuni casi traumatizzazione del CAM raschiando dolce è un pre-requisito, ad esempio, per facilitare l&#39;inoculazione di cellule 17 e capillarizzazione degli innesti (vedi sotto). Se, invece, traumi della CAM non è destinato o contraindicative, ad esempio per lo studio del potenziale invasivo delle cellule tumorali, gli anelli non devono essere utilizzati per l&#39;inoculazione, ma le cellule devono essere applicati direttamente come applicazione di anelli o anelli stessi potrebbe indurre lesioni micro . Se gli anelli sono utilizzati, questi devono essere tagliate il più sottile possibile per minimizzare il peso ed evitare il rientro del CAM. </li></ol> Parte 5: iniezione intravitreale di cellule <ol><li> Una siringa Hamilton microlitri è risciacquato più volte con EtOH 70% e infine con PBS sterile. </li><li> La siringa micro è riempito con la sospensione preparata cellula colorata o senza macchia (cfr. parte 4.1). Nota: il sito di iniezione deve essere scelto con cura, per non danneggiare i vasi sanguigni delle strutture CAM o adiacente dell&#39;embrione (brain!) da più di penetrazione con l&#39;ago. L&#39;iniezione deve essere fatta sotto un binocolo dissezione. </li><li> Sotto il controllo microscopio, Con attenzione, ma rapidamente penetrare il CAM e strati occhio con l&#39;ago della siringa e iniettare continuamente da 10 a massimo 20 microlitri sospensione cellulare (preferibilmente diluito in PBS) nel vitreo dei ovo embrione ex pulcino colta. Nota: se la CAM non può essere penetrato con l&#39;ago, potrebbe essere rimossa in un sito con i vasi sanguigni poche o nessuna con delicatezza lacerando con due pinze. </li><li> L&#39;ago deve rimanere 1-2 secondi in un occhio per evitare una perdita di sospensione cellulare iniettato da perdite. </li></ol> Parte 6: dissezione di gemme degli arti pollo <ol><li> Le uova sono ritirate dall &#39;incubatrice dopo 3 o 4 giorni di incubazione (E3/E4 = Hamburger Hamilton (HH) stage18-23) </li><li> Le uova sono rotto sul bordo di una barra triangolare ancoretta magnetica e trasferiti in una piastra di Petri (dettagli: si veda Parte 2) e l&#39;embrione viene sezionato dai vasi tuorlo collegati da taglio un cerchio con le forbici a molla. </li><li> L&#39;embrione viene trasferito in un piatto fresco Petri riempite con il freddo, sterile PBS con l&#39;uso di un cucchiaio di scarico piccola e bagnata dal agitazione genere. </li><li> L&#39;embrione viene trasferito in una piccola scatola di Petri riempite con PBS sterile e liberati dalle membrane circostanti, accuratamente lacerando con una pinza sottile. </li><li> Gemme degli arti si staccano da pinze microchirurgica più vicino al corpo il più possibile, colto e trasferito al CAM di un 8-10-giorno-vecchio ospitare ex ovo di pollo in coltura (vedi procedura di trapianto). </li></ol> Parte 7: Preparazione di gemme degli arti del mouse <ol><li> Accoppiamenti tempo in stato di gravidanza sono istituiti e la mattina del giorno in cui viene rilevato un plug vaginale in accoppiamento le femmine è designato 0 gestazione giorno. </li><li> La femmina gravida, è stato immolato per dislocazione cervicale quando lo sviluppo degli embrioni raggiunto giorni embrionale (E) 10 a 13 e fissato su un bordo di cera. </li><li> La parete addominale è inumidito con il 70% ETOH, tagliare lungo la linea mediana e la lembi cutanei vengono fissati lateralmente da perni. </li><li> Entrambe le corna dell&#39;utero vengono rimossi con l&#39;addome, distaccato e trasferito in un bicchiere con PBS freddo. </li><li> Gli embrioni sono separati, trasferito in una piastra di Petri e la parete dell&#39;utero e delle membrane embrionali vengono rimossi con attenzione con l&#39;uso di forcipe. </li><li> Gemme degli arti vengono tagliati con l&#39;uso di forbici primavera o distaccato da una pinza sottile più vicino al corpo il più possibile, colto e trasferito al CAM di 8-10-giorno-vecchio ospitare ex ovo di pollo in coltura (vedi procedura di trapianto). </li></ol> Parte 8: Raccolta dei campioni di tumore <ol><li> Biopsie del tumore sono raccolti in provette Eppendorf da 2 ml riempito con cellule tumorali specifici per mezzo di coltura (qui: media Leibovitz) e conservato a temperatura ambiente. </li><li> Biopsie del tumore sono tagliati in pezzi da 1-2 mm3 bisturi sterile. Nota: Se i campioni tumorali erano troppo piccoli, potrebbero non allegare alla CAM, se fossero troppo grandi, la CAM potrebbe essere ferito e l&#39;embrione potrebbe morire. </li><li> Un pezzo dal nucleo del campione bioptico si innesta il CAM di 8-10-giorno-vecchio ospitare ex ovo di pollo in coltura (vedi procedura di trapianto). Nota: Prendendo materiale dalla superficie della biopsia aumenta il rischio di contaminazione con il muscolo o del tessuto connettivo. </li></ol> Parte 9: procedura di trapianto <ol><li> Per l&#39;innesto di gemme arto o campioni di tumore, il pieno sviluppo della CAM 8-10-giorno-vecchi embrioni di pollo in coltura ex ovo viene utilizzato. </li><li> Gli innesti sono nella posizione ideale sulla CAM Y vicino ad una biforcazione di un vaso sanguigno. </li><li> Presso il sito di applicazione desiderata, la CAM è selettivamente traumatizzato da fuori raschiatura dolce (forcipe) la parte superiore peridermal del doppio strato epiteliale, lasciando intatto lo strato basale. Nota: è essenziale per evitare sanguinamenti o rottura di capillari visibili. </li><li> L&#39;innesto è trasferito al CAM con il minimo PBS allegato. A seconda del trapianto, potrebbe essere inserito una o due volte su un sito del CAM, dove non è previsto alcun innesto finale di rimuovere eccessive PBS e poi finalmente innestato nel sito preparato CAM traumatizzati. </li><li> L&#39;innesto viene afferrata da una pinza sottile e stratificato sul CAM. A seconda della sensibilità del trapianto, una leggera pressione potrebbe essere applicata (non adatto per gemme degli arti) per manovrare l&#39;innesto in una rientranza risultante del CAM (adatto per campioni di tumore). Nota: Poiché il sistema immunitario sviluppa pulcino al giorno embrionale (E) 18, ex ovo xenotrapianti culture non deve essere prolungato al di là E17 come gli embrioni ospitare pulcino spesso muoiono. E &#39;importante avere a disposizione CAM ospitare, rispettivamente ex ovo embrioni di pollo in coltura, in coincidenza con una fonte di tessuti del donatore di vostra scelta. </li></ol> Parte 10: Re-trapianto <ol><li> L&#39;embrione di pollo host viene ucciso per decapitazione. </li><li> Il CAM conl&#39;innesto allegato viene rimosso mediante un taglio circolare con le forbici a punta e trasferito in una piastra di Petri riempita con PBS. </li><li> CAM eccessivo è tagliato dal trapianto di forbici a molla, tranne per il sito ex allegato. </li><li> In caso di campioni tumorali più grande, l&#39;innesto viene tagliato a metà o più pezzi più piccoli e ri-innestati con il tagliente rivolto verso il CAM nuovo del secondo host. </li></ol> Parte 11: Risultati Rappresentante <img src="/files/ftp_upload/1620/1620fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Shell-meno pollo cultura Embrioni di pollo di diverse fasi di sviluppo ex ovo colto in piastre di Petri. <img src="/files/ftp_upload/1620/1620fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. Ex ovo saggio dell&#39;angiogenesi CAM Uova di gallina fecondate sono state incubate in orizzontale a 37 ° C e umidità del 60 - 62% e screpolata in piastre di Petri al giorno embrionale 4 (E4). L&#39;incubazione è proseguita nelle stesse condizioni. A E10 carte filtro sterile (5,5 mm di diametro) sono state stratificate sulla parte superiore del CAM e imbevuto sia con 5 microlitri PBS o 3 mg nativo angiotropin6. Capillari ha mostrato evidenti allineamento verso la carta imbevuta angiotropin filtro E14. <img src="/files/ftp_upload/1620/1620fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3. Ovo Ex innesti di gemme degli arti Gemme degli arti da pulcino (E3/E4) e mouse (E13) sono stati innestati i CAM del guscio inferiore culture pollo. I vasi sanguigni dal CAM inseriti i germogli arto dopo due giorni. Lo sviluppo delle gemme degli arti continuato in queste culture ex ovo raggiungendo una falange in due fasi pulcino e la visualizzazione di riduzione delle reti interdigitali in gemme degli arti murini. <img src="/files/ftp_upload/1620/1620fig4.jpg" alt="Figura 4" /> Figura 4. Ex ovo inoculazione del campione di tumore Un campione bioptico di carcinoma della vescica è stato inoculato sul CAM di un 10-pulcino ex ovo embrione in coltura. Dopo due giorni di cultura, il campione del tumore è stato collegato al sistema vascolare CAM e dopo 7 giorni, i vasi sanguigni più entrare nel trapianto sono stati osservati.

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Innovativi o solo un altro protocollo cultura pulcino? Con l&#39;ex-shell meno protocolli di cultura 1-4 il tasso di sopravvivenza totale degli embrioni pulcino erano basse, ad esempio ca. 30% 1. Il raffinato protocollo cultura ex ovo descritto in questo articolo video, al contrario, permette di tassi di sopravvivenza oltre il 50%. Rispetto al classico nelle culture cultura ex ovo ovo di embrioni di pollo facilita in modo significativo l&#39;a...

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<td>Fertilized Eggs</td>
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<td>S&ouml;ries Trockels, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
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<td>Mice</td>
<td>Animal</td>
<td>Charles Rivers Laboratories</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Incubator Type 3000 with rotating egg tray</td>
<td>Tools</td>
<td>Siepmann GmbH Germany</td>
<td>9503</td>
<td>Maintain at 37&deg;C with relative humidity set above 60%</td>
</tr>
<tr>
<td>Egg incubator BSS 160</td>
<td>Tools</td>
<td>Grumbach, Germany</td>
<td>8101</td>
<td>Maintain at 37-387deg;C with relative humidity set above 60%</td>
</tr>
<tr>
<td>PBS</td>
<td>Reagent</td>
<td>Sigma</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>PBS should be cold (&gt; 4&deg;C) and sterile
</td>
</tr>
<tr>
<td>Dulbecco's modified eagle's medium</td>
<td>Reagent</td>
<td>Sigma</td>
<td>D 6429</td>
<td>DMEM culture medium</td>
</tr>
<tr>
<td>Leibovitz's L-15 Medium</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>31415-029</td>
<td>here: collection medium for tumor samples</td>
</tr>
<tr>
<td>Tumor cell -specific medium</td>
<td>Reagent</td>
<td>Sigma</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>each research group should use the medium they culture their tumors cells in or common culture media, e.g. Leibovitz's Medium or Dulbecco's modified eagle's medium supplemented with 15% fetal bovine serum (FBS), 4mM L-glutamine and 50 &mu;M insulin</td>
</tr>
<tr>
<td>70% EtOH</td>
<td>Reagent</td>
<td>Sigma</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Magnetic stir bar, triangled 80 mm</td>
<td>Tool</td>
<td>VWR</td>
<td>442-0391</td>
<td>A triangled magnetic stir bar serves well to crack the eggs shell.</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps DUMONT #5 </td>
<td>Tool</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>11252-30</td>
<td>bevelled very fine shanks (0.05 mm x 0.02 mm tip)</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps DUMONT #7</td>
<td>Tool</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>11271-30</td>
<td>curved shanks (0.07 mm x 0.10 mm tip)</td>
</tr>
<tr>
<td>Spring scissors, straight, 8cm</td>
<td>Tool</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>15000-00</td>
<td>fine, small straight blades</td>
</tr>
<tr>
<td>Fine Iris scissors, straight</td>
<td>Tool</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>14094-11</td>
<td>Use to cut our the CAM</td>
</tr>
<tr>
<td>Standard scissors, straight, sharp/blunt</td>
<td>Tool</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>14007-14</td>
<td>Use for decapitation or cervical dislocation</td>
</tr>
<tr>
<td>microliter syringe 1702 TLLX, 25 &mu;l</td>
<td>Tool</td>
<td>Hamilton</td>
<td>80222</td>
<td>Use for injection into the vitreous</td>
</tr>
<tr>
<td>Hamilton 33-G needle (15 mm)</td>
<td>Tool</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>18073-15</td>
<td>Use for injection into the vitreous</td>
</tr>
<tr>
<td>Sterile scalpels</td>
<td>Tool</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Use for dissecting tumor samples</td>
</tr>
<tr>
<td>Small drain spoon</td>
<td>Tool</td>
<td>Geuder, Germany</td>
<td>15758</td>
<td>Use to transfer of small chick embryos</td>
</tr>
<tr>
<td>Wax board with fixing pins</td>
<td>Tool</td>
<td>Self made</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Use to fix of animals for dissection</td>
</tr>
<tr>
<td>Petri dishes 60 x 15 mm</td>
<td>Tool</td>
<td>Greiner</td>
<td>628102</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Petri dishes 92 x 16 mm</td>
<td>Tool</td>
<td>Sarstedt</td>
<td>82.1472</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Sterile Petri dish 100 x 20 mm</td>
<td>Tool</td>
<td>Greiner</td>
<td>664160</td>
<td>extra deep, with spacers for ventilation</td>
</tr>
<tr>
<td>Beaker</td>
<td>Tool</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>300-600 ml</td>
</tr>
<tr>
<td>FALCON tubes</td>
<td>Tool</td>
<td>FALCON</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>15 ml and 50 ml</td>
</tr>
<tr>
<td>Eppendorf tubes</td>
<td>Tool</td>
<td>Eppendorf</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>1.5 ml and 2 ml</td>
</tr>
<tr>
<td>1ml pipette tips</td>
<td>Tool</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Use to cut plastic rings for application of substances / cells</td>
</tr>
<tr>
<td>Peripheral venous catheter (PVL)</td>
<td>Tool</td>
<td>Viggo&reg;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Use to cut silicon rings from the tube for application of substances / cells</td>
</tr>
<tr>
<td>Pipettes and tips</td>
<td>Tool</td>
<td>Eppendorf / Abimed</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Autoclaved folded Filters 595 1/2, 110 mm diameter</td>
<td>Tool</td>
<td>Schleicher &amp; Schuell</td>
<td>311643</td>
<td>Carrier, which caused least irritation of the CAM; used in the paper</td>
</tr>
<tr>
<td>PTFE-Pledget, non resorbing, 6,3 x 152.4 x 1.6 mm</td>
<td>Tool</td>
<td>santec-medical</td>
<td>REF 277, LOT 832/511-1</td>
<td>Carrier; caused false positive results</td>
</tr>
<tr>
<td>Hxdroxyethylcellulose Tylose H 100000</td>
<td>Reagent</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Carrier mixed with Kollidon 17 PF; caused false positive results</td>
</tr>
<tr>
<td>Kollidon 17 PF</td>
<td>Reagent</td>
<td>BASF</td>
<td>S30200</td>
<td>mixed with Hydroxyethylcellulose; caused false positive results</td>
</tr>
<tr>
<td>Collagen Biomatrix TissuDura</td>
<td>Tool</td>
<td>Baxter Healthcare S.A.</td>
<td>REF B2246000999999</td>
<td>Carrier; caused false positive results</td>
</tr>
<tr>
<td>Round glass cover slips, 11 mm</td>
<td>Tool</td>
<td>Assistent Germany</td>
<td>1001/0011</td>
<td>Carrier; causes false positive results</td>
</tr>
<tr>
<td>Bovine Collagen Sponge</td>
<td>Tool</td>
<td>Wyeth</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Carrier; caused false positive results</td>
</tr>
<tr>
<td>Resodont Absorbable Collagen Membrane</td>
<td>Tool</td>
<td>Resorba Woundcare Germany</td>
<td>LOT 280303</td>
<td>Carrier; caused false positive results</td>
</tr>
<tr>
<td>Non-Woven Swabs</td>
<td>Tool</td>
<td>Fink &amp; Walter GmbH</td>
<td>REF 328132</td>
<td>Carrier; caused false positive results</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

chick ex ovo culture and ex ovo cam assay: how it really works

Uova di gallina nella prima fase di allevamento sono tra dati in vitro e in vivo e sistemi di fornire un ambiente di test vascolare non solo per studiare l&#39;angiogenesi, ma anche per studiare tumorigenesi. Dopo la membrana pulcino corioallantoidea (CAM) ha sviluppato, la sua rete di vasi sanguigni possono essere facilmente accessibili, manipolato e osservato e quindi fornisce un ambiente ottimale per le analisi angiogenesi. Dato che il sistema linfatico non è completamente sviluppato fino ultime fasi di incubazione, l&#39;embrione di pollo serve come ospiti naturali immunodeficienti in grado di sostenere i tessuti e le cellule senza innestato specie-specifiche restrizioni. Oltre a coltivare lo sviluppo di allo-e xenotrapianti, la rete di vasi sanguigni CAM offre un ambiente unico e di sostegno per intravasation delle cellule tumorali, la diffusione e l&#39;arresto vascolare e un archivio in cui le cellule arrestato stravaso di formare micro foci metastatici. A fini sperimentali, nella maggior parte degli studi recenti la CAM è stata esposta dal taglio di una finestra attraverso il guscio dell&#39;uovo e gli esperimenti sono stati condotti in ovo, con conseguente limitazione significativa l&#39;accessibilità del CAM e le possibilità di osservazione e documentazione fotografica degli effetti. Quando la shell-less culture del embrione di pollo sono stati usati 1-4, nessun dettaglio sperimentale sono state fornite e, se pubblicate in tutti, i tassi di sopravvivenza di queste culture erano basse. Abbiamo raffinato il metodo della cultura ex ovo di embrioni di pollo in modo significativo, introducendo un estrusione razionalmente controllata del contenuto dell&#39;uovo. Queste culture ex ovo migliorare l&#39;accessibilità dell&#39;embrione CAM e pulcino, consentendo un facile nella documentazione in vivo degli effetti e facilitare la manipolazione sperimentale dell&#39;embrione. Questo consente l&#39;applicazione di successo a un gran numero di questioni scientifiche: (1) Come un saggio angiogenesi migliorato 5,6, (2) un set up sperimentale per preparazioni iniettabili facilitato nel vitreo dell&#39;occhio embrione di pollo 7-9, (3) come ambiente di test per la diffusione e intravasation di dispersi cellule tumorali da linee cellulari stabilizzate inoculati sul CAM 10-12, (4), un sistema migliore per sostenere il trapianto di successo e la cultura delle gemme degli arti di pollo e topi 13 come pure (5 ) per l&#39;innesto, propagazione, e ri-innesto di solido tessuto tumorale primaria ottenute da biopsie sulla superficie del CAM 14. In questo articolo video che descrivono la creazione di una cultura raffinata ex pulcino ovo e test CAM con tassi di sopravvivenza oltre il 50%. Oltre che fornire una dimostrazione passo passo per l&#39;applicazione di successo della cultura ex ovo per un gran numero di applicazioni scientifiche. Daniel S. Dohle, Susanne D. Pasa, e Sebastian Gustmann contribuito in maniera uguale a questo studio.

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Chick ex ovo Culture and ex ovo CAM Assay: How it Really Works

Il pulcino corioallantoidea membrana (CAM) è un ambiente unico e naturalmente immunodeficienti cultura di sostegno allo studio dell&#39;angiogenesi e tumorigenesi. In questo articolo video mostra le varie fasi pulcino<em&gt; Ex ovo</emCultura&gt;, l&#39;applicazione di sostanze potenzialmente angiogenici e inoculazione di successo delle cellule tumorali e tessuti sulla superficie del CAM.

Pulcino Ex ovo Cultura e Ex ovo CAM saggio: Come funziona veramente

Chicken eggs in the early phase of breeding are between in vitro and in vivo systems and provide a vascular test environment not only to study ...

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Chick ex ovo Culture and ex ovo CAM Assay: How it Really Works

48.5K Views.  University of Duisburg-Essen. Il pulcino corioallantoidea membrana (CAM) è un ambiente unico e naturalmente immunodeficienti cultura di sostegno allo studio dell'angiogenesi e tumorigenesi. In questo articolo video mostra le varie fasi pulcino Ex ovo, l'applicazione di sostanze potenzialmente angiogenici e inoculazione di successo delle cellule tumorali e tessuti sulla superficie del CAM.

Video: Chick ex ovo Culture and ex ovo CAM Assay: How it Really Works

In Ovo Electroporations of HH Stage 10 Chicken Embryos

Large size and external development of the chicken embryo have long made it a valuable tool in the study of developmental biology.  With the advent of molecular biological techniques, the chick has become a useful system in which to study gene regulation and function.  By electroporating DNA or RNA constructs into the developing chicken embryo, genes can be expressed or knocked down in order to analyze in vivo gene function.  Similarly, reporter constructs can be used for fate mapping or to examine putative gene regulatory elements.  Compared to similar experiments in mouse, chick electroporation has the advantages of being quick, easy and inexpensive.  This video demonstrates first how to make a window in the eggshell to manipulate the embryo.  Next, the embryo is visualized with a dilute solution of India ink injected below the embryo.  A glass needle and pipette are used to inject DNA and Fast Green dye into the developing neural tube, then platinum electrodes are placed parallel to the embryo and short electrical pulses are administered with a pulse generator.  Finally, the egg is sealed with tape and placed back into an incubator for further development.  Additionally, the video shows proper egg storage and handling and discusses possible causes of embryo loss following electroporation.

Chick in ovo electroporation is a technique which allows genetic manipulation of the avian embryo. Common applications of this technique include functional analysis of genes and putative enhancer elements. This video demonstrates neural tube electroporation in HH 10 chick embryos. Injection technique and proper egg handling are discussed.

In Electroporations Ovo della Fase HH 10 embrioni di pollo

Large size and external development of the chicken embryo have long made it a valuable tool in the study of developmental biology.  With the advent of ...

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Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo (New Culture)

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  the formation and patterning of brain, neural tube, somite and heart primordia. Applications of chick embryo culture include electroporation of DNA or RNA constructs in order to analyze gene function, grafts of growth factor coated beads such as FGFs and BMPs , as well as whole mount in situ hybridization and immunohistochemistry. This video demonstrates the different steps in chick embryo culture; First, the embryo is explanted in saline. Then, the embryo is centered on a glass ring. The membranes surrounding the embryo are lifted along the walls of the ring. The ring is then placed in a culture dish containing a pool of albumine. The culture dish is sealed and placed in a humid chamber, where the embryo is cultured for up to 24 hrs. Finally, the embryo is removed from the ring, fixed and processed for further applications. A troubleshooting guide is also presented.

Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo New Culture

This video demonstrates New culture, a method by which chick embryos are cultured outside the egg for up to 24 hr. This method enables one to study early development (primitive streak to 14 som.), a period corresponding to E7-9 in mouse. Applications of this technique include electroporation, in situ hybridization and immunohistochemistry.

Metodo per la Cultura di Chick primi embrioni ex vivo (Nuova Cultura)

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ...

Deciphering Axonal Pathways of Genetically Defined Groups of Neurons in the Chick Neural Tube Utilizing in ovo Electroporation

Employment of enhancer elements to drive expression of reporter genes in neurons is a widely used paradigm for tracking axonal projection. For tracking axonal projection of spinal interneurons in vertebrates, germ line-targeted reporter genes yield bilaterally symmetric labeling. Therefore, it is hard to distinguish between the ipsi- and contra-laterally projecting axons. Unilateral electroporation into the chick neural tube provides a useful means to restrict expression of a reporter gene to one side of the central nervous system, and to follow axonal projection on both sides 1 ,2-5. This video demonstrates first how to handle the eggs prior to injection. At HH stage 18-20, DNA is injected into the sacral level of the neural tube, then tungsten electrodes are placed parallel to the embryo and short electrical pulses are administered with a pulse generator. The egg is sealed with tape and placed back into an incubator for further development. Three days later (E6) the spinal cord is removed as an open book preparation from embryo, fixed, and processed for whole mount antibody staining. The stained spinal cord is mounted on slide and visualized using confocal microscopy.

Deciphering Axonal Pathways of Genetically Defined Groups of Neurons in the Chick Neural Tube Utilizing in ovo Electroporation

This video demonstrates how to visualize axonal pathways of genetically defined groups of neurons in the embryonic chick spinal cord utilizing in ovo electroporation of reporter genes under the control of specific enhancer elements.

Decifrare Percorsi assonale di gruppi geneticamente definito di neuroni nel tubo neurale Chick Utilizzando In ovo Elettroporazione

Employment of enhancer elements to drive expression of reporter genes in neurons is a widely used paradigm for tracking axonal projection. For tracking ...

An ex-ovo Chicken Embryo Culture System Suitable for Imaging and Microsurgery Applications

Understanding the relationships between genetic and microenvironmental factors that drive normal and malformed embryonic development is fundamental for discovering new therapeutic strategies. Advancements in imaging technology have enabled quantitative investigation of the organization and maturing of the body plan, but later stage embryonic morphogenesis is less clear. Chicken embryos are an attractive vertebrate animal model system for this application because of its ease of culture and surgical manipulation. Early embryos can be cultured for a short time on filter paper rings, which enables complete optical access for cell patterning and fate studies1,2. Studying advanced developmental processes such as cardiac morphogenesis are traditionally performed through a window of the eggshell3-5, but this technique limits optical access due to window size. We previously developed a simple method to culture whole embryos ex-ovo on hexagonal weigh boats for up to 10 days, which enabled high resolution imaging via ultrasonography6,7. These cultures were difficult to transport, limiting the types of imaging tools available for live experiments. We here present an improved shell-less culture system with a cost-effective, portable environmental chamber. Eggs were cracked onto a hammock created by a polyurethane membrane (cling wrap) affixed circumferentially to a plastic cup partially filled with sterile water. The dimensions of the circumference and depth of the hammock were both critical to maintain surface tension, while the mechanics of the hammock and water beneath helped dampen vibrations induced by transportation. A small footprint circulating water bath was also developed to enable continuous temperature control during experimentation. We demonstrate the ability to culture embryos in this way for at least 14 days without morphogenic defect or delay and employ this system in several microsurgical and imaging applications.

An ex-ovo Chicken Embryo Culture System Suitable for Imaging and Microsurgery Applications

In this article, we present a simple methodology to enable long-term ex-ovo avian embryo culture. This technique is ideal for longitudinal experimentation requiring complete optical accessibility and/or sterile transportation in avian embryos.

Un Ex-ovo Sistema di embrioni di pollo Cultura Adatto per applicazioni di imaging e Microchirurgia

Understanding the relationships between genetic and microenvironmental factors that drive normal and malformed embryonic development is fundamental for ...

Ex Vivo Culture of Primary Human Fallopian Tube Epithelial Cells

Epithelial ovarian cancer is a leading cause of female cancer mortality in the United States. In contrast to other women-specific cancers, like breast and uterine carcinomas, where death rates have fallen in recent years, ovarian cancer cure rates have remained relatively unchanged over the past two decades 1. This is largely due to the lack of appropriate screening tools for detection of early stage disease where surgery and chemotherapy are most effective 2, 3. As a result, most patients present with advanced stage disease and diffuse abdominal involvement. This is further complicated by the fact that ovarian cancer is a heterogeneous disease with multiple histologic subtypes 4, 5. Serous ovarian carcinoma (SOC) is the most common and aggressive subtype and the form most often associated with mutations in the BRCA genes. Current experimental models in this field involve the use of cancer cell lines and mouse models to better understand the initiating genetic events and pathogenesis of disease 6, 7. Recently, the fallopian tube has emerged as a novel site for the origin of SOC, with the fallopian tube (FT) secretory epithelial cell (FTSEC) as the proposed cell of origin 8, 9. There are currently no cell lines or culture systems available to study the FT epithelium or the FTSEC. Here we describe a novel ex vivo culture system where primary human FT epithelial cells are cultured in a manner that preserves their architecture, polarity, immunophenotype, and response to physiologic and genotoxic stressors. This ex vivo model provides a useful tool for the study of SOC, allowing a better understanding of how tumors can arise from this tissue, and the mechanisms involved in tumor initiation and progression.

Ex Vivo Culture of Primary Human Fallopian Tube Epithelial Cells

The fallopian tube (FT) is emerging as an alternative site of origin for serous ovarian carcinoma (SOC). This protocol describes a novel method for the isolation and ex vivo culture of fallopian tube epithelial cells. This system recapitulates the in vivo epithelium and allows the study of SOC pathogenesis.

Ex Cultura Vivo di cellule primarie umane tube di Falloppio epiteliale

Epithelial ovarian cancer is a leading cause of female cancer mortality in the United States. In contrast to other women-specific cancers, like breast and ...

In Ovo Electroporation in Embryonic Chick Retina

Chicken embryonic retina is an excellent tool to study retinal development in higher vertebrates. Because of large size and external development, it is comparatively very easy to manipulate the chick embryonic retina using recombinant DNA/RNA technology. Electroporation of DNA/RNA constructs into the embryonic retina have a great advantage to study gene regulation in retinal stem/progenitor cells during retinal development. Different type of assays such as reporter gene assay, gene over-expression, gene knock down (shRNA) etc. can be performed using the electroporation technique. This video demonstrates targeted retinal injection and in ovo electroporation into the embryonic chick retina at the Hamburger and Hamilton stage 22-23, which is about embryonic day 4 (E4). Here we show a rapid and convenient in ovo electroporation technique whereby a plasmid DNA that expresses green fluorescent protein (GFP) as a marker is directly delivered into the chick embryonic subretinal space and followed by electric pulses to facilitate DNA uptake by retinal stem/progenitor cells. The new method of retinal injection and electroporation at E4 allows the visualization of all retinal cell types, including the late-born neurons1, which has been difficult with the conventional method of injection and electroporation at E1.52.

In Ovo Electroporation in Embryonic Chick Retina

The overall goal of this video is to show how to perform targeted retinal injection and in ovo electroporation of DNA/RNA constructs into the chick embryonic retina at the Hamburger and Hamilton stage 22-23, which is about embryonic day 4 (E4). This technique is very useful to study gene expression, gene regulation, and morphological change in developing chick retina.

In elettroporazione Ovo in Retina Chick Embryonic

Chicken embryonic retina is an excellent tool to study retinal development in higher vertebrates. Because of large size and external development, it is ...

Gene Transfer into Older Chicken Embryos by ex ovo Electroporation

The chicken embryo provides an excellent model system for studying gene function and regulation during embryonic development. In ovo electroporation is a powerful method to over-express exogenous genes or down-regulate endogenous genes in vivo in chicken embryos1. Different structures such as DNA plasmids encoding genes2-4, small interfering RNA (siRNA) plasmids5, small synthetic RNA oligos6, and morpholino antisense oligonucleotides7 can be easily transfected into chicken embryos by electroporation. However, the application of in ovo electroporation is limited to embryos at early incubation stages (younger than stage HH20 - according to Hamburg and Hamilton)8 and there are some disadvantages for its application in embryos at later stages (older than stage HH22 - approximately 3.5 days of development). For example, the vitelline membrane at later stages is usually stuck to the shall membrane and opening a window in the shell causes rupture of the vessels, resulting in death of the embryos; older embryos are covered by vitelline and allantoic vessels, where it is difficult to access and manipulate the embryos; older embryos move vigorously and is difficult to control the orientation through a relatively small window in the shell.
In this protocol we demonstrate an ex ovo electroporation method for gene transfer into chicken embryos at late stages (older than stage HH22). For ex ovo electroporation, embryos are cultured in Petri dishes9 and the vitelline and allantoic vessels are widely spread. Under these conditions, the older chicken embryos are easily accessed and manipulated. Therefore, this method overcomes the disadvantages of in ovo electroporation applied to the older chicken embryos. Using this method, plasmids can be easily transfected into different parts of the older chicken embryos10-12.

Gene Transfer into Older Chicken Embryos by ex ovo Electroporation

A method of gene transfer into chicken embryos at later incubation stages (older than Hamburger and Hamilton stage (HH) 22) is described. This method overcomes disadvantages of in ovo electroporation applied to older chicken embryos and is a useful technique to study gene function and regulation at older developmental stages.

Il trasferimento genico in embrioni di pollo da anziani<em&gt; Ex ovo</em&gt; Elettroporazione

The chicken embryo provides an  excellent model system for studying gene function and regulation during  embryonic development. In ovo electroporation is ...

A Novel Ex vivo Culture Method for the Embryonic Mouse Heart

Developmental studies in the mouse are hampered by the inaccessibility of the embryo during gestation. Thus, protocols to isolate and culture individual organs of interest are essential to provide a method of both visualizing changes in development and allowing novel treatment strategies. To promote the long-term culture of the embryonic heart at late stages of gestation, we developed a protocol in which the excised heart is cultured in a semi-solid, dilute Matrigel. This substrate provides enough support to maintain the three-dimensional structure but is flexible enough to allow continued contraction. In brief, hearts are excised from the embryo and placed in a mixture of cold Matrigel diluted 1:1 with growth medium. After the diluted Matrigel solidifies, growth medium is added to the culture dish. Hearts excised as late as embryonic day 16.5 were viable for four days post-dissection. Analysis of the coronary plexus shows that this method does not disrupt coronary vascular development. Thus, we present a novel method for long-term culture of embryonic hearts.

A Novel Ex vivo Culture Method for the Embryonic Mouse Heart

Developmental studies in the mouse are hampered by the inaccessibility of the embryo during gestation. To promote the long-term culture of the embryonic heart at late stages of gestation, we developed a protocol in which the excised heart is cultured in a semi-solid, dilute Matrigel.

A Novel<em&gt; Ex vivo</em&gt; Metodo di Cultura per il mouse embrionale del cuore

Developmental studies in the mouse are hampered  by the inaccessibility of the embryo during gestation. Thus, protocols to  isolate and culture individual ...

Ex vivo Culture of Mouse Embryonic Skin and Live-imaging of Melanoblast Migration

Melanoblasts are the neural crest derived precursors of melanocytes; the cells responsible for producing the pigment in skin and hair. Melanoblasts migrate through the epidermis of the embryo where they subsequently colonize the developing hair follicles1,2. Neural crest cell migration is extensively studied in vitro but in vivo methods are still not well developed, especially in mammalian systems. One alternative is to use ex vivo organotypic culture3-6. Culture of mouse embryonic skin requires the maintenance of an air-liquid interface (ALI) across the surface of the tissue3,6. High resolution live-imaging of mouse embryonic skin has been hampered by the lack of a good method that not only maintains this ALI but also allows the culture to be inverted and therefore compatible with short working distance objective lenses and most confocal microscopes. This article describes recent improvements to a method that uses a gas permeable membrane to overcome these problems and allow high-resolution confocal imaging of embryonic skin in ex vivo culture6. By using a melanoblast specific Cre-recombinase expressing mouse line combined with the R26YFPR reporter line we are able to fluorescently label the melanoblast population within these skin cultures. The technique allows live-imaging of melanoblasts and observation of their behavior and interactions with the tissue in which they develop. Representative results are included to demonstrate the capability to live-image 6&#160;cultures in parallel.

Ex vivo Culture of Mouse Embryonic Skin and Live-imaging of Melanoblast Migration

We describe the dissection and ex vivo culture of mouse embryonic skin. The culture system maintains an air-liquid interface across the tissue surface and allows imaging on an inverted microscope. Melanoblasts, a component of the developing skin, are fluorescently labeled allowing their behavior to be observed using confocal microscopy.

Ex vivo Cultura embrionali di topo della pelle e live-imaging delle Migrazioni Melanoblast

Melanoblasts are the neural crest derived precursors of melanocytes; the cells responsible for producing the pigment in skin and hair. Melanoblasts ...

An Ex vivo Culture System to Study Thyroid Development

The thyroid is a bilobated endocrine gland localized at the base of the neck, producing the thyroid hormones T3, T4, and calcitonin. T3 and T4 are produced by differentiated thyrocytes, organized in closed spheres called follicles, while calcitonin is synthesized by C-cells, interspersed in between the follicles and a dense network of blood capillaries. Although adult thyroid architecture and functions have been extensively described and studied, the formation of the &#8220;angio-follicular&#8221; units, the distribution of C-cells in the parenchyma and the paracrine communications between epithelial and endothelial cells is far from being understood.
This method describes the sequential steps of mouse embryonic thyroid anlagen dissection and its culture on semiporous filters or on microscopy plastic slides. Within a period of four days, this culture system faithfully recapitulates in vivo thyroid development. Indeed, (i) bilobation of the organ occurs (for e12.5 explants), (ii) thyrocytes precursors organize into follicles and polarize, (iii) thyrocytes and C-cells differentiate, and (iv) endothelial cells present in the microdissected tissue proliferate, migrate into the thyroid lobes, and closely associate with the epithelial cells, as they do in vivo.
Thyroid tissues can be obtained from wild type, knockout or fluorescent transgenic embryos. Moreover, explants culture can be manipulated by addition of inhibitors, blocking antibodies, growth factors, or even cells or conditioned medium. Ex vivo development can be analyzed in real-time, or at any time of the culture by immunostaining and RT-qPCR.
In conclusion, thyroid explant culture combined with downstream whole-mount or on sections imaging and gene expression profiling provides a powerful system for manipulating and studying morphogenetic and differentiation events of thyroid organogenesis.

An Ex vivo Culture System to Study Thyroid Development

This protocol describes dissection of mouse embryonic thyroid anlagen and the culture of explants on semiporous filters or on microscopy plastic slides. This system is ideal to study morphogenetic or differentiation events occurring during thyroid development of wild type or knockout embryos, and is amenable to gain- and loss-of-function experiments.