Siamo particolarmente in debito con i pazienti del Vanderbilt University Medical Center che hanno fornito materiale di ricerca inestimabile per la Molecular Neurosurgical Tissue Bank. Ringraziamo coloro che hanno fondato e mantengono la Tissue Bank, Reid C. Thompson MD (principal investigator), Cherryl Kinnard RN (infermiere di ricerca) e Larry A. Pierce MS (manager). I servizi istologici sono stati eseguiti, in parte, dal Vanderbilt University Medical Center (VUMC) Translational Pathology Shared Resource (supportato dal premio 5P30 CA068485 al Vanderbilt-Ingram Cancer Center). Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni a MKC da parte dei fondi di sviluppo NINDS (1R21NS070139), Burroughs Wellcome Fund e VMC. MKC è supportato dal Dipartimento degli Affari dei Veterani, Dalla Veterans Health Administration, dall'Office of Research and Development, dalla Biomedical Laboratory Research and Development attraverso la sovvenzione 1 I01 BX000744-01. I contenuti non rappresentano le opinioni del Dipartimento degli Affari dei Veterani o del Governo degli Stati Uniti.

1. Preparazione della sospensione delle cellule tumorali
Nota: Sono necessarie adeguate approvazioni istituzionali per l'uso di materiale paziente e animali per stabilire e mantenere gli xenografti di glioma ortotopici primari. Al Vanderbilt University Medical Center, il materiale tumorale reinsediato che è superiore a quello richiesto per scopi diagnostici viene raccolto con il consenso del paziente per un deposito di tessuti di ricerca. I campioni sono etichettati con un numero di database REDcap randomizzato a 5 cifre e tutti gli identificatori specifici del paziente vengono rimossi. Il database REDcap contiene dati clinici deidentificati per ogni campione nel repository tissutale che include sesso, età (negli anni), razza, stato di sopravvivenza, patologia, trattamenti antitumorali, anno di resezione e tempo di progressione. Per mantenere la sterilità e ottimizzare il successo del metodo dello xenograft primario, tutti i reagenti, gli strumenti chirurgici autoclavati a vapore e il sito chirurgico devono essere assemblati o preparati in anticipo.
Nota: Gli esemplari di glioma spesso contengono grandi quantità di mielina e detriti. A seconda delle dimensioni del campione, potrebbe essere necessario utilizzare più di 4 tubi gradienti discontinui per un'adeguata rimozione di mielina e detriti.
Nota: Il processo viene completato quando non rimane tessuto non dissociato, o poco, chiaramente visibile. Evitare l'introduzione di bolle durante il processo di triturazione.
Nota: La vitalità cellulare dopo la dissociazione è in genere >90%. Le viabilità più basse possono riflettere molte variabili tra cui la manipolazione del tessuto non ottimale o il tempo di trasporto dalla sala operatoria, il metodo di crioconservazione o la tecnica di dissociazione della papaina. Tuttavia, le minori capacità cellulari possono essere ancora adeguate, a condizione che un numero sufficiente di vitali possano essere trapiantati nel volume appropriato. Per ogni topo, 50.000-200.000 cellule vitali vengono impiantate in volume di 2 μl. A causa della punta smussata dell'ago della siringa, nel volume finale devono essere inclusi altri 5 μl di sospensione cellulare per garantire che nel volume finale possa essere prelevato materiale adeguato nella siringa per ogni iniezione. Ad esempio, per iniettare 2 μl/topo per 5 topi il volume finale dovrebbe essere di 15 μl (15 μl = (5 x 2 μl) + 5 μl).
<ol><li>Mettere il materiale paziente appena reinsediato e deidentificato in un contenitore sterile e chiuso sul ghiaccio per il trasporto in laboratorio. Elaborare il campione direttamente per il trapianto o crioconservare il campione in azoto liquido (vedi sotto) per la conservazione in azoto liquido e successivamente l'uso.</li>
	<li>Preparare le soluzioni di dissociazione della papaina (soluzione di papaina, soluzione inibitore di lavaggio/proteasi e soluzione gradiente discontinuo) in una cappa sterile con i componenti del kit e le istruzioni fornite dal produttore. Etichettare tubi conici sterili in polistirolo da 15 ml e distribuire le soluzioni come segue:<ul>
<li>Tubo 1: 5 ml di soluzione di papaina</li>
			<li>Tubo 2: 3 ml di soluzione inibitore del lavaggio/proteasi</li>
			<li>Tubi 3-6: 5 ml ciascuno di soluzione gradiente discontinuo</li>
		</ul>
</li>
	<li>Posizionare il campione di glioma nel tubo 1 con 5 ml di soluzione di papaina e triturato con una pipetta da 5 ml in un periodo di tempo di 10-20 minuti.</li>
	<li>Pipettare il materiale su e giù 10 volte e quindi incubare il materiale per 2-3 minuti a temperatura ambiente prima di iniziare il ciclo successivo di triturazione.</li>
	<li>Posizionare la punta della pipetta da 5 ml più vicino al fondo del tubo conico con ogni ciclo di triturazione in modo che la punta tocchi il fondo del tubo negli ultimi 2 cicli.</li>
	<li>Centrifuga a 300 x g per 5 min a temperatura ambiente. Rimuovere il supernatante e pipettare il pellet su e giù 10x in 3 ml della soluzione inibitore di lavaggio/proteasi.</li>
	<li>Stratalizzare con cura un volume uguale della sospensione su ciascuna delle soluzioni di gradiente discontinuo da 5 ml (tubi 3-6), con un pipettor impostato alla velocità di erogazione "gravità".</li>
	<li>Posizionare i tubi in una centrifuga dotata di un rotore a benna oscillante, con la velocità di accelerazione ridotta all'impostazione più bassa e il freno spento. Centrifuga a 76 x g per 12 min a temperatura ambiente. Con il freno spento, la centrifugazione viene generalmente completata dopo 20 minuti.</li>
	<li>Rimuovere il supernatante, resuspend e combinare ogni pellet in 5 ml di soluzione di sale sterile bilanciato e posizionare le cellule sul ghiaccio.</li>
	<li>Rimuovere una porzione (10-100 μl) della sospensione cellulare e determinare la densità delle cellule vitali mediante esclusione blu tripano con un emocitometro.</li>
	<li>Centrifuga a 300 x g per 5 min. Rimuovere il supernatante e rimescolare il pellet cellulare ad una densità di 25.000-125.000 cellule vitali per μl.</li>
	<li>Trasferire un volume adeguato della sospensione cellulare in un tubo di microcentrifugo da 200 μl (tubo PCR) e posizionarlo sul ghiaccio.</li>
</ol>2. Preparazione del sito chirurgico e degli strumenti
Nota: I guanti chirurgici sterili vengono indossati durante la procedura. A seconda delle esigenze di ogni istituzione, possono essere necessari abiti chirurgici, berretti e protezioni per il viso.
<ol><li>Preparare un banco disinfettato per la chirurgia dei roditori con aree adiacenti separate per la preparazione degli animali, il campo operativo e il recupero degli animali.</li>
	<li>Sterilizzare gli strumenti chirurgici in un'autoclave a vapore. Successivamente, utilizzare uno sterilizzatore di perline calde per sterilizzare gli strumenti quando si passa da un animale all'altro.</li>
</ol>3. Induzione, Anestesia e Analgesia
Nota: Gli interventi chirurgici che superano i 15 minuti dal momento in cui i topi potrebbero essere anestetizzati richiedono una fonte di calore di contatto. Per prevenire l'ipotermia, ai topi viene fornita una fonte di calore (coperta di acqua calda circolante) durante i periodi pre e post-operatori. 
<ol><li>Preparare il cocktail di ketamina/xiazina per l'anestesia di induzione in modo che ogni topo riceva ketamina 100 mg/kg e xiazina 10 mg/kg iniettando 10 μl del cocktail per grammo di peso corporeo.</li>
	<li>
La tabella 1. Cocktail di anestesia.
		<table><tbody>
<tr>
<td rowspan="2"></td>
					<td rowspan="2">Concentrazione di scorte</td>
					<td colspan="3">Volume per prepararsi </td>
				</tr>
<tr>
<td>un mouse</td>
					<td>cinque topi</td>
					<td>dieci topi</td>
				</tr>
<tr>
<td>Ketamina</td>
					<td>100 mg/ml</td>
					<td>25 μl</td>
					<td>125 μl</td>
					<td>250 μl</td>
				</tr>
<tr>
<td>Xiazina</td>
					<td>100 mg/ml</td>
					<td>2,5 μl</td>
					<td>12,5 μl</td>
					<td>25 μl</td>
				</tr>
<tr>
<td>Salina isotonica</td>
					<td></td>
					<td>223 μl</td>
					<td>1.113 μl</td>
					<td>2.225 μl</td>
				</tr>
<tr>
<td colspan="2">totale</td>
					<td>250 ul</td>
					<td>1.250 μl</td>
					<td>2.500 μl</td>
				</tr>
</tbody></table>
</li>
	<li>Preparare la soluzione di chetoprofene per l'analgesia diluendo la soluzione stock (10 mg/ml) 1:20 in acqua sterile e priva di piogeni in modo che ogni topo riceva una dose di 5 mg/kg iniettando 10 μl della soluzione per grammo di peso corporeo.</li>
	<li>Pesare e registrare il peso prechirurgico. I singoli pesi del mouse variano, ma generalmente vanno da 18-22 g.</li>
	<li>Iniettare 10 μl del cocktail chetamina/xiazina per grammo di peso corporeo del topo nello spazio intraperitoneale con una siringa per insulina. Ad esempio, iniettare 200 μl per un topo da 20 g.</li>
	<li>Determinare se il mouse è completamente anestetizzato dal pizzico della gamba posteriore. Generalmente ci vogliono 3-5 minuti perché il mouse non si ritiri più dal pizzico.</li>
	<li>Iniettare 10 μl della soluzione di chetoprofene per grammo di peso corporeo del topo per via sottocutanea nella pelle sciolta del fianco con una siringa per insulina. Ad esempio, iniettare 200 μl per un topo da 20 g.</li>
	<li>Radere i capelli sul cranio con le tosaerba, strofinare il cuoio capelluto esposto con povidone-iodio usando un applicatore a punta di cotone e quindi pulire un tampone alcolico. Ripetere questi passaggi, scrub povidone-iodio e salvietta alcolica, altre due volte.</li>
	<li>Applicare unguento oftalmico agli occhi del topo.</li>
	<li>Fai un'incisione della linea mediana di 1 cm che si estende da dietro le orecchie a proprio davanti agli occhi con una lama sterile del bisturi.</li>
	<li>Posizionare il mouse sotto un mirino di sezionamento ed esporre il cranio per identificare le linee di sutura. Utilizzando movimenti circolari con un trapano, centrare un foro di bava laterale di 2,5 mm al bregma e 1 mm posteriore alla sutura coronale.</li>
</ol>4. Trapianto intracranale
Nota: I volumi di iniezione superiori a 2,5 μl possono essere letali per i topi.
<ol><li>Posizionare il mouse su un telaio stereotattico agganciando gli incisivi superiori sopra la barra incisiva e applicando il morsetto del naso in modo che il cranio sia saldamente tenuto in posizione neutra.</li>
	<li>Disegnare 5-10 μl delle cellule in un tubo di microcentrifugo su e giù più volte in una siringa Hamilton da 10 μl bloccata nel supporto della sonda del manipolatore stereotattico per mescolare le sospensioni ed eliminare le bolle. Deprimere lo stantuffo in modo che la siringa sia caricata con 2 μl (il volume adeguato per iniettare un animale).</li>
	<li>Tirare il bordo laterale dell'incisione cutanea per esporre il foro di bava e, con il micromanipolatore, introdurre l'ago nel foro di bava in modo che la porzione smussata sia appena sotto la superficie del cranio.<ol>
<li>Far avanzare l'ago di 3 mm e quindi ritirare l'ago di 0,5 mm per creare uno spazio per l'iniezione.</li>
			<li>Far avanzare lentamente lo stantuffo per oltre 30 secondi e quindi lasciare che l'ago rimanga nel cervello per altri 2 minuti. Prelevare gradualmente l'ago salendo di 0,5 mm e aspettando altri 30 secondi prima di rimuovere l'ago dal cervello.</li>
		</ol>
</li>
	<li>Rimuovere il mouse dal telaio stereotattico e chiudere la ferita con un'autoclip.</li>
	<li>Posizionare il mouse su un tampone riscaldante per mantenere la temperatura corporea e monitorare continuamente il modello di respirazione e il colore delle mucose e dei tessuti esposti (suole dei piedi).</li>
	<li>Posizionare il topo in una gabbia di microisolatore sterile una volta recuperato completamente dall'anestesia (sternale e ambulatoriale) e restituirlo alla struttura abitativa degli animali.</li>
</ol>5. Cura e osservazione degli animali post-impianto
Nota: L'indicazione più affidabile di innesto tumorale e crescita infiltrativa è una perdita di peso graduale e sostenuta accompagnata dallo sviluppo di postura intuizioneta e pelo ruvido. In rare occasioni, si nota deficit neurologici che includono atassia, paresi e convulsioni. Gli xenoinnesti primari ortotopici sono altamente invasivi e si sviluppano per un lungo periodo di tempo. I topi manifestano in genere sintomi di crescita tumorale 3-6 mesi dopo il trapianto.
<ol><li>Osserva quotidianamente topi con xenoinnesti ortotopici per l'assunzione di cibo e acqua, comportamento, toelettatura e segni di infezione nel sito di incisione.</li>
	<li>Somministrare chetoprofene (5 mg/kg per via sottocutanea, 1-2 volte al giorno) se si osserva dolore o angoscia postoperatoriamente.</li>
	<li>Rimuovere le clip automatiche 8-10 giorni dopo l'intervento chirurgico.</li>
	<li>Pesare i topi settimanalmente.</li>
	<li>Monitorare i segni e i sintomi dell'innesto tumorale.</li>
</ol>6. Raccolta del tumore
Nota: Con questo metodo, la prima fetta coronale (#1) contiene l'aspetto posteriore dei bulbi olfattivi e l'aspetto anteriore dei lobi frontali. Il tumore innestato è più abbondante nell'emisfero destro delle successive 3 fette coronali (fetta #2, #3 e #4) e la vista di iniezione è regolarmente contenuta nella fetta coronale #3. A seconda delle esigenze sperimentali, il materiale può essere utilizzato per il passaggio tumorale, sezioni di tessuto congelato, sezioni di tessuto incorporato di paraffina fissa formalina, citometria del flusso del tessuto dissociato, coltura cellulare o lysati per analisi di DNA, RNA o proteine. Parti del tumore possono essere crioconservate per esigenze future con vitalità cellulare che vanno dall'80 al 95%.
<ol><li>Eutanasia dei topi per esposizione prolungata all'anidride carbonica seguita da lussazione cervicale.</li>
	<li>Decapitare i topi eutanasiati alla base del cervello (livello di forame magnum) con un paio più grande di forbici chirurgiche e estrarre la pelle dall'incisione in avanti per esporre completamente il cranio.</li>
	<li>Rimuovi il cervello.<ol>
<li>Inserire una punta di coppia di forbici chirurgiche fini nell'aspetto laterale del forame magnum al livello del meato uditivo esterno sinistro per tagliare l'osso occipitale lungo il lato sinistro del cranio. Eseguire lo stesso taglio sul lato destro.</li>
			<li>Tagliare l'osso occipitale lungo un piano coronale da un meato uditivo esterno all'altro e rimuovere l'osso per esporre il cervelletto.</li>
			<li>Tagliare le placche ossee nasali tra gli occhi.</li>
			<li>Tagliare la sutura sagittale tagliando posteriormente lungo la sutura sagittale dalle placche ossee nasali al bregma. Completare l'incisione della linea mediana lungo la sutura sagittale tagliando anteriormente dalla lambda al bregma.</li>
			<li>Inserire con cura la punta di un bel paio di force lungo l'apertura sagittale su ciascun lato per strappare qualsiasi adesione durale del cranio al cervello e quindi sbucciare le due metà del cranio lateralmente per esporre dorsalmente il cervello e i bulbi olfattivi.</li>
			<li>Far scorrere le forcep tra l'aspetto ventrale dei bulbi olfattivi e il cranio per liberare eventuali aderenze.</li>
			<li>Inclinare il cranio verso l'indietro per consentire al cervello di essere retratti in modo che l'ottica e altri nervi cranici siano esposti. Sever i nervi cranici per rilasciare il cervello in un piatto contenente PBS sterile.</li>
		</ol>
</li>
	<li>Trasferire il cervello con una spatola di pesatura su un filtro a fette a matrice e generare fette coronali da 2 mm con lamette da barba.</li>
	<li>Disporre le fette coronali in un piatto contenente PBS sterile per un'ulteriore ispezione visiva e un'ulteriore lavorazione dei tessuti.</li>
</ol>7. Crioconservazione tumorale
<ol><li>Preparare una soluzione stock di mezzo di crioconservazione.<ol>
<li>Aggiungere 50 ml di integratore di proliferazione, 5 ml di penicillina 100x e soluzione di streptomicina e 450 μl di 0,2% di eparina a 450 ml di mezzo basale.</li>
			<li>Conservare la soluzione stock a 4 °C protetta dalla luce.</li>
		</ol>
</li>
	<li>Preparare una soluzione funzionante di mezzo di crioconservazione.<ol>
<li>Unire 47,5 ml di mezzo di crioconservazione e 2,5 ml di DMSO sterile in un tubo conico in polipropilene da 50 ml e mescolare bene.</li>
			<li>Aliquota 1,0 ml di soluzione di lavoro per ogni crioviale e conservare a 4 °C protetto dalla luce.</li>
		</ol>
</li>
	<li>Posizionare una fetta coronale di cervello xenografato di 2 mm in un mezzo crioconservato contenente crioconservazione sul ghiaccio.</li>
	<li>Cappuccio stretto il flaconcino e posizionarlo in un contenitore di congelamento a -80 °C. Trasferire il criovio il giorno seguente in un serbatoio di azoto liquido per una conservazione più lunga.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Johnson, J. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relationships+between+drug+activity+in+NCI+preclinical+in+vitro+and+in+vivo+models+and+early+clinical+trials.">Relationships between drug activity in NCI preclinical in vitro and in vivo models and early clinical trials.</a> Br. 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D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+lymphoid+and+myeloid+cell+development+in+NOD/LtSz-scid+IL2R+gamma+null+mice+engrafted+with+mobilized+human+hemopoietic+stem+cells.">Human lymphoid and myeloid cell development in NOD/LtSz-scid IL2R gamma null mice engrafted with mobilized human hemopoietic stem cells.</a> J. Immunol. 174, 6477-6489 (2005).</li><li>Singh, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+human+brain+tumour+initiating+cells.">Identification of human brain tumour initiating cells.</a> Nature. 432, 396-401 (2004).</li></ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti.

Linee cellulari coltivate, xenografti e topi geneticamente modificati sono i metodi più comuni per modellare i gliomi e ci sono benefici e limitazioni distinti per ogni sistemamodello 3,13,14. I benefici rilevanti degli xenografti di glioma ortotopico primario includono la crescita infiltrativa che caratterizza i gliomi diffusi e la ritenzione di alterazioni genetiche e importanti meccanismi di segnalazione che possono essere estremamente difficili da mantenere nelle cellule di glioma coltivate. Ad esempio, <...

I gliomi maligni sono tumori gliali primari del sistema nervoso centrale che si verificano nel cervello e occasionalmente nel midollo spinale. I gliomi sono classificati dall'Organizzazione Mondiale della Sanità (OMS) in base alla somiglianza istologica con astrociti, oligodendrociti o cellule ependimali e quindi classificati numericamente (da I a IV) per caratteristiche patologiche di malignità. I sottotipi istologici più comuni sono astrocitomi, oligodendrogliomi e oligoastrocitomi misti. I gliomi maligni che comprendono i gradi da II a IV dell'OMS sono caratterizzati da crescita invasiva e recalcitranza alle terapie attuali. Ogni anno negli Stati Uniti, a circa 15.750 individui viene diagnosticato un glioma maligno e si stima che 12.740 pazienti soccombano a questa malattia. Queste statistiche evidenziano la natura particolarmente letale dei gliomi maligni e l'importante necessità di una maggiore efficacia terapeutica.
I modelli di cancro sono essenziali per studiare la biologia e le terapie tumorali. Le linee cellulari tumorali umane rappresentano un primo passo importante per le manipolazioni in vitro e gli studi di xenoin vivo (xenografti secondari)1. Tuttavia, le colture standard di cellule tumorali subiscono una trasformazione fenotipico e genotipico2-4 che potrebbe non essere ripristinata negli xenoinnestisecondari 5. Inoltre, alterazioni genetiche come mutazioni dell'isocitrato deidrogenasi(IDH)6, popolazioni distinte di cellule staminali7 e dipendenza dalle principali vie di segnalazione8 possono essere perse nelle colture delle cellule tumorali. I profili genomici possono essere mantenuti in misura migliore nella cultura della sfera tumorale, anche se non riescono ancora a rispecchiare completamente il genotipo dei tumoriprimari 2,3. Il trapianto ortotopico diretto nega le influenze della coltura in vitro, fornisce un microambiente adeguato e preserva l'integrità delle cellule che iniziano il tumore9,10. Pertanto, gli xenoinnesti primari rappresentano un modello preclinico potente e pertinente per testare rigorosamente agenti mirati per aiutare nella progettazione razionale dei futuri studiclinici 5,11,12.

<table border="1" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Phosphate buffered saline
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Life Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			14040-133
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Papain dissociation system
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Worthington Biochemical Corp.
			</td>
			<td style="width:140px;">
			LK003150
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Trypan blue solution 0.4%
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Life Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			15250061
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Ketamine HCl
			</td>
			<td rowspan="4" style="width:142px;">
			Obtained from institutional pharmacy or local veterinary supply company
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Xylazine HCl
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Ketoprofen
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Ophthalmic ointment
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Povidone-iodine
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:140px;">
			190061617
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Cryopreservation medium and proliferation supplement
			</td>
			<td style="width:142px;">
			StemCell Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			05751
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			0.2% Heparin sodium salt in PBS
			</td>
			<td style="width:142px;">
			StemCell Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			07980
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Penicillin-streptomycin
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Life Technologies
			</td>
			<td style="width:140px;">
			15140-122
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Dimethyl sulfoxide
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Sigma-Aldrich
			</td>
			<td style="width:140px;">
			D6250-5X10ML
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			NOD.Cg-Prkdcscid I/2rgtm1Wjl/SzJ mice
			</td>
			<td style="width:142px;">
			The Jackson Laboratory
			</td>
			<td style="width:140px;">
			005557
			</td>
			<td style="width:97px;">
			NSG mice
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Anti-human vimentin antibody
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Dako
			</td>
			<td style="width:140px;">
			M7020
			</td>
			<td style="width:97px;">
			Use 1:200 to 1:800
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:211px;">
			Anti-human IDH1 R132H antibody
			</td>
			<td style="width:142px;">
			Dianova
			</td>
			<td style="width:140px;">
			DIA-H09
			</td>
			<td style="width:97px;">
			Use 1:100 to 1:400
			</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>




<table border="1" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Material 
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Company
			</td>
			<td style="width:143px;">
			Catalogue Number
			</td>
			<td style="width:97px;">
			Comments
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Centrifuge with swinging bucket rotor
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:143px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Pipetter with dispensing speed control
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:143px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Disposable hemocytometer
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			22-600-100
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Sterile surgical gloves
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			11-388128
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Disposable gown
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			18-567
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Surgical mask
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			19-120-1256
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Tuberculin syringe
			</td>
			<td style="width:140px;">
			BD
			</td>
			<td style="width:143px;">
			305620
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Alcohol pads
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			22-246-073
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Portable electronic scale
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			01-919-33
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Zoom stereomicroscope
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:143px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Surgical clipper
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Stoelting
			</td>
			<td style="width:143px;">
			51465
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Scalpel handle
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			10003-12
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Scalpel blades, #10
			</td>
			<td style="width:140px;">
			
			</td>
			<td style="width:143px;">
			
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Stereotaxic instrument
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Stoelting
			</td>
			<td style="width:143px;">
			51730
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			High-speed drill
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Stoelting
			</td>
			<td style="width:143px;">
			51449
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">Drill bit, 0.6 mm</td>
			<td style="width:140px;">Stoelting</td>
			<td style="width:143px;">514552</td>
			<td style="width:97px;"></td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Hamilton syringe
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Hamilton
			</td>
			<td style="width:143px;">
			80336
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Autoclip, 9 mm
			</td>
			<td style="width:140px;">
			BD
			</td>
			<td style="width:143px;">
			427630
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Circulating water warming pad
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Kent Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			TP-700
			TP-1215EA
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Hot bead dry sterilizer
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Kent Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			INS300850
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Surgical scissors
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			14101-14
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Fine scissors
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			14094-11
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Spring scissors
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			15018-10
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Dumont forceps
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fine Science Tools
			</td>
			<td style="width:143px;">
			11251-30
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Semimicro spatulas
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			14374
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Mouse brain slicer matrix
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Zivic Instruments
			</td>
			<td style="width:143px;">
			BSMAS002-1
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:210px;">
			Cryogenic storage vials
			</td>
			<td style="width:140px;">
			Fisher Scientific
			</td>
			<td style="width:143px;">
			12-567-501
			</td>
			<td style="width:97px;">
			
			</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

primary orthotopic glioma xenografts recapitulate infiltrative growth and isocitrate dehydrogenase i mutation

I gliomi maligni costituiscono un gruppo eterogeneo di neoplasie gliali altamente infiltrative con caratteristiche cliniche e molecolari distinte. Gli xenoinnesti ortotopici primari ricapitolano le caratteristiche istopatologiche e molecolari dei sottotipi di glioma maligni nei modelli animali preclinici. Per modellare i gliomi maligni di grado III e IV dell'OMS nei test di trapianto, le cellule tumorali umane vengono xenografate in un sito ortotopico, il cervello, di topi immunocompromessi. A differenza degli xenoinnesti secondari che utilizzano cellule tumorali coltivate, le cellule glioma umane vengono dissociate dagli esemplari resected e trapiantate senza passaggio preventivo nella coltura tissutale per generare xenografti primari. La procedura in questo rapporto descrive in dettaglio la preparazione del campione tumorale, il trapianto intracraniale in topi immunocomprosi compromessi, il monitoraggio per l'innesto tumorale e la raccolta del tumore per il successivo passaggio negli animali riceventi o l'analisi. La preparazione delle cellule tumorali richiede 2 ore e la procedura chirurgica richiede 20 min / animale.

Le cellule di glioma dissociate vengono trapiantate direttamente nel cervello di topi immunocompromessi per ottenere linee primarie di xenograft ortotopico. Ad ogni campione tumorale viene assegnato un numero randomizzato prima del trapianto, come parte del processo di deidentificazione per rimuovere le informazioni sanitarie protette. A tale scopo utilizziamo un numero di database REDcap a 5 cifre. La figura 1 illustra il processo e la nomenclatura per stabilire una linea di xenograft da un glioblastoma...

Watch this Scientific Journal Video about Primary Orthotopic Glioma Xenografts Recapitulate Infiltrative Growth and Isocitrate Dehydrogenase I Mutation at JoVE.com

Primary Orthotopic Glioma Xenografts Recapitulate Infiltrative Growth and Isocitrate Dehydrogenase I Mutation

I gliomi maligni costituiscono un gruppo eterogeneo di neoplasie gliali altamente infiltrative con caratteristiche cliniche e molecolari distinte. Gli xenoinnesti ortotopici primari ricapitolano le caratteristiche istopatologiche e molecolari dei sottotipi di glioma maligni nei modelli animali preclinici.

Gli xenoinnesti glioma ortotopici primari ricapitolano la crescita infiltrativa e la mutazione isocitrato deidrogenasi I

Malignant gliomas constitute a heterogeneous group of highly infiltrative glial neoplasms with distinct clinical and molecular features. Primary ...

primary-orthotopic-glioma-xenografts-recapitulate-infiltrative-growth

Research

JoVE Journal

Medicine

7.9K Views.  Vanderbilt University Medical Center. I gliomi maligni costituiscono un gruppo eterogeneo di neoplasie gliali altamente infiltrative con caratteristiche cliniche e molecolari distinte. Gli xenoinnesti ortotopici primari ricapitolano le caratteristiche istopatologiche e molecolari dei sottotipi di glioma maligni nei modelli animali preclinici.

Video: Primary Orthotopic Glioma Xenografts Recapitulate Infiltrative Growth and Isocitrate Dehydrogenase I Mutation

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

Un modello ortotopico di cancro alla vescica Murine

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

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Orthotopic Small Bowel Transplantation in Rats

Small bowel transplantation has become an accepted clinical option for patients with short gut syndrome and failure of parenteral nutrition (irreversible intestinal failure). In specialized centers improved operative and managing strategies have led to excellent short- and intermediate term patient and graft survival while providing high quality of life 1,3. Unlike in the more common transplantation of other solid organs (i.e. heart, liver) many underlying mechanisms of graft function and immunologic alterations induced by intestinal transplantation are not entirely known6,7. Episodes of acute rejection, sepsis and chronic graft failure are the main obstacles still contributing to less favorable long term outcome and hindering a more widespread employment of the procedure despite a growing number of patients on home parenteral nutrition who would potentially benefit from such a transplant. The small intestine contains a large number of passenger leucocytes commonly referred to as part of the gut associated lymphoid system (GALT) this being part of the reason for the high immunogenity of the intestinal graft. The presence and close proximity of many commensals and pathogens in the gut explains the severity of sepsis episodes once graft mucosal integrity is compromised (for example by rejection). To advance the field of intestinal- and multiorgan transplantation more data generated from reliable and feasible animal models is needed. The model provided herein combines both reliability and feasibility once established in a standardized manner and can provide valuable insight in the underlying complex molecular, cellular and functional mechanisms that are triggered by intestinal transplantation. We have successfully used and refined the described procedure over more than 5 years in our laboratory 8-11. The JoVE video-based format is especially useful to demonstrate the complex procedure and avoid initial pitfalls for groups planning to establish an orthotopic rodent model investigating intestinal transplantation.

Small bowel transplantation has become an accepted treatment option for patients with irreversible intestinal failure. Our experimental model of orthotopic small bowel transplantation in rats serves as a reliable tool to address underlying immunologic and inflammatory processes that complicate intestinal transplantation.

Ortotopico di intestino tenue di ratti

Small  bowel transplantation has become an accepted clinical option for patients with  short gut syndrome and failure of parenteral nutrition ...

Orthotopic Liver Transplantation in Rats

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat liver transplantation in 1979 by Kamada et al.3, this model has remained the gold standard despite various proposed alternative techniques4. Nevertheless, its broader use is limited by its steep learning curve5.
In this video paper, we show a simple and easy-to-establish revision of Kamada's two-cuff technique. The suprahepatic vena cava anastomosis is performed manually with a running suture, and the vena porta and infrahepatic vena cava anastomoses are performed utilizing a quick-linker cuff system6. Manufacturing the quick-linker kit is shown in a separate video paper.

We present an easy-to-establish revision of the classical two-cuff technique for orthotopic liver transplantation in rat.

Trapianto di fegato in ratti

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat ...

Imaging Glioma Initiation In Vivo Through a Polished and Reinforced Thin-skull Cranial Window

Glioma is the one of the most lethal forms of human cancer. The most effective glioma therapy to date-surgery followed by radiation treatment-offers patients only modest benefits, as most patients do not survive more than five years following diagnosis due to glioma relapse 1,2. The discovery of cancer stem cells in human brain tumors holds promise for having an enormous impact on the development of novel therapeutic strategies for glioma 3. Cancer stem cells are defined by their ability both to self-renew and to differentiate, and are thought to be the only cells in a tumor that have the capacity to initiate new tumors 4. Glioma relapse following radiation therapy is thought to arise from resistance of glioma stem cells (GSCs) to therapy 5-10. In vivo, GSCs are shown to reside in a perivascular niche that is important for maintaining their stem cell-like characteristics 11-14. Central to the organization of the GSC niche are vascular endothelial cells 12. Existing evidence suggests that GSCs and their interaction with the vascular endothelial cells are important for tumor development, and identify GSCs and their interaction with endothelial cells as important therapeutic targets for glioma. The presence of GSCs is determined experimentally by their capability to initiate new tumors upon orthotopic transplantation 15. This is typically achieved by injecting a specific number of GBM cells isolated from human tumors into the brains of severely immuno-deficient mice, or of mouse GBM cells into the brains of congenic host mice. Assays for tumor growth are then performed following sufficient time to allow GSCs among the injected GBM cells to give rise to new tumors-typically several weeks or months. Hence, existing assays do not allow examination of the important pathological process of tumor initiation from single GSCs in vivo. Consequently, essential insights into the specific roles of GSCs and their interaction with the vascular endothelial cells in the early stages of tumor initiation are lacking. Such insights are critical for developing novel therapeutic strategies for glioma, and will have great implications for preventing glioma relapse in patients. Here we have adapted the PoRTS cranial window procedure 16and in vivo two-photon microscopy to allow visualization of tumor initiation from injected GBM cells in the brain of a live mouse. Our technique will pave the way for future efforts to elucidate the key signaling mechanisms between GSCs and vascular endothelial cells during glioma initiation.

Imaging Glioma Initiation In Vivo Through a Polished and Reinforced Thin-skull Cranial Window

By combining a polished and reinforced thin-skull (PoRTS) cranial window and glioblastoma (GBM) cell injection, we can observe glioma initiation and growth from injected GBM cells in the brain of a live mouse longitudinally.

Imaging Glioma Iniziazione<em&gt; In Vivo</em&gt; Attraverso un lucido e sottile rinforzato cranio finestra craniale

Glioma is the one of the most lethal forms of human cancer. The most effective glioma therapy to date-surgery followed by radiation treatment-offers ...

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder tumor model. The mouse model is established by urethral catheterization under inhaled general anesthetic. Chemical burn is then introduced to the bladder mucosa using intravesical silver nitrate solution to disrupt the bladder glycosaminoglycan layer and allows cells to attach. Following several washes with sterile water, human bladder cancer KU-7-luc2-GFP cells are instilled through the catheter into the bladder to dwell for 2 hours. Subsequent growth of bladder tumors is confirmed and monitored by in vivo bladder ultrasound and bioluminescent imaging. The tumors are then treated intravesically with saRNA formulated in lipid nanoparticles (LNPs). Tumor growth is monitored with ultrasound and bioluminescence. All steps of this procedure are demonstrated in the accompanying video.

Establishing an orthotopic bladder tumor model to evaluate antitumor effects of intravesically delivered saRNA and monitoring tumor growth by ultrasound and bioluminescent imaging.

Un modello ortotopico tumore della vescica e la valutazione del trattamento intravescicale sarna

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder ...

Fetal Echocardiography and Pulsed-wave Doppler Ultrasound in a Rabbit Model of Intrauterine Growth Restriction

Fetal intrauterine growth restriction (IUGR) results in abnormal cardiac function that is apparent antenatally due to advances in fetoplacental Doppler ultrasound and fetal echocardiography. Increasingly, these imaging modalities are being employed clinically to examine cardiac function and assess wellbeing in utero, thereby guiding timing of birth decisions. Here, we used a rabbit model of IUGR that allows analysis of cardiac function in a clinically relevant way. Using isoflurane induced anesthesia, IUGR is surgically created at gestational age day 25 by performing a laparotomy, exposing the bicornuate uterus and then ligating 40-50% of uteroplacental vessels supplying each gestational sac in a single uterine horn. The other horn in the rabbit bicornuate uterus serves as internal control fetuses. Then, after recovery at gestational age day 30 (full term), the same rabbit undergoes examination of fetal cardiac function. Anesthesia is induced with ketamine and xylazine intramuscularly, then maintained by a continuous intravenous infusion of ketamine and xylazine to minimize iatrogenic effects on fetal cardiac function. A repeat laparotomy is performed to expose each gestational sac and a microultrasound examination (VisualSonics VEVO 2100) of fetal cardiac function is performed. Placental insufficiency is evident by a raised pulsatility index or an absent or reversed end diastolic flow of the umbilical artery Doppler waveform. The ductus venosus and middle cerebral artery Doppler is then examined. Fetal echocardiography is performed by recording B mode, M mode and flow velocity waveforms in lateral and apical views. Offline calculations determine standard M-mode cardiac variables, tricuspid and mitral annular plane systolic excursion, speckle tracking and strain analysis, modified myocardial performance index and vascular flow velocity waveforms of interest. This small animal model of IUGR therefore affords examination of in utero cardiac function that is consistent with current clinical practice and is therefore useful in a translational research setting.

We describe examination of fetal cardiac function with contemporary functional fetal echocardiography and fetoplacental Doppler ultrasound using the VisualSonics VEVO 2100 microultrasound in a surgically induced model of intrauterine fetal growth restriction in a rabbit.

L&#39;ecocardiografia fetale e Pulsed-Doppler ad ultrasuoni in un modello di coniglio di ritardo di crescita intrauterino

Fetal intrauterine growth restriction (IUGR) results in abnormal cardiac function that is apparent antenatally due to advances in fetoplacental Doppler ...

Bioluminescent Orthotopic Model of Pancreatic Cancer Progression

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%. New therapeutic options are critically needed and depend on improved understanding of pancreatic cancer biology. To better understand the interaction of cancer cells with the pancreatic microenvironment, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression. Luciferase-tagged pancreatic cancer cells are resuspended in Matrigel and delivered into the pancreatic tail during laparotomy. Matrigel solidifies at body temperature to prevent leakage of cancer cells during injection. Primary tumor growth and metastasis to distant organs are monitored following injection of the luciferase substrate luciferin, using in vivo imaging of bioluminescence emission from the cancer cells. In vivo imaging also may be used to track primary tumor recurrence after resection. This orthotopic model is suited to both syngeneic and xenograft models and may be used in pre-clinical trials to investigate the impact of novel anti-cancer therapeutics on the growth of the primary pancreatic tumor and metastasis.

Improved understanding of pancreatic cancer biology is critically needed to enable the development of better therapeutic options to treat pancreatic cancer. To address this need, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression using in vivo bioluminescence imaging.

Bioluminescente modello ortotopico di cancro al pancreas Progressione

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%.  New therapeutic options are critically needed and depend on improved ...

Generation of Subcutaneous and Intrahepatic Human Hepatocellular Carcinoma Xenografts in Immunodeficient Mice

In vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate the human disease provide a valuable platform for research into disease pathophysiology and for the preclinical evaluation of novel therapies. We present a variety of methods to generate subcutaneous or orthotopic human HCC xenografts in immunodeficient mice that could be utilized in a variety of research applications. With a focus on the use of primary tumor tissue from patients undergoing surgical resection as a starting point, we describe the preparation of cell suspensions or tumor fragments for xenografting. We describe specific techniques to xenograft these tissues i) subcutaneously; or ii) intrahepatically, either by direct implantation of tumor cells or fragments into the liver, or indirectly by injection of cells into the mouse spleen. We also describe the use of partial resection of the native mouse liver at the time of xenografting as a strategy to induce a state of active liver regeneration in the recipient mouse that may facilitate the intrahepatic engraftment of primary human tumor cells. The expected results of these techniques are illustrated. The protocols described have been validated using primary human HCC samples and xenografts, which typically perform less robustly than the well-established human HCC cell lines that are widely used and frequently cited in the literature. In comparison with cell lines, we discuss factors which may contribute to the relatively low chance of primary HCC engraftment in xenotransplantation models and comment on technical issues that may influence the kinetics of xenograft growth. We also suggest methods that should be applied to ensure that xenografts obtained accurately resemble parent HCC tissues.

Human tumor xenografts in immunodeficient mice are valuable tools to study cancer biology. Specific protocols to generate subcutaneous and intrahepatic xenografts from human hepatocellular carcinoma cells or tumor fragments are described. Liver regeneration induced by partial hepatectomy in recipient mice is presented as a strategy to facilitate intrahepatic engraftment.

Generazione di sottocutaneo e intraepatica umane carcinoma epatocellulare xenotrapianti in topi immunodeficienti

In  vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate  the human disease provide a valuable platform for research into disease  ...

Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable cell lines are inoculated either by intravesical instillation (model of nonmuscle invasive growth) or intramural injection into the bladder wall (model of invasive growth). Both procedures are complex and highly time-consuming. Additionally, the superficial model has its shortcomings due to the lack of cell lines that are tumorigenic following instillation. Intramural injection, on the other hand, is marred by the invasiveness of the procedure and the associated morbidity for the host mouse.
With these shortcomings in mind, we modified previous methods to develop a minimally invasive approach for creating orthotopic bladder cancer xenografts. Using ultrasound guidance we have successfully performed percutaneous inoculation of the bladder cancer cell lines UM-UC1, UM-UC3 and UM-UC13 into 50 athymic nude. We have been able to demonstrate that this approach is time efficient, precise and safe. With this technique, initially a space is created under the bladder mucosa with PBS, and tumor cells are then injected into this space in a second step. Tumor growth is monitored at regular intervals with bioluminescence imaging and ultrasound. The average tumor volumes increased steadily in in all but one of our 50 mice over the study period.
In our institution, this novel approach, which allows bladder cancer xenograft inoculation in a minimally-invasive, rapid and highly precise way, has replaced the traditional model.

The established technique to inoculate primary invasive orthotopic bladder cancer xenografts requires laparotomy and mobilization of the bladder. This procedure inflicts significant morbidity on the mice, is technically challenging and time-consuming. We therefore developed a high-precision, percutaneous approach utilizing ultrasound guidance.

Mini-Invasiva Istituzione di murini ortotopico vescica Xenotrapianti

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

Orthotopic Injection of Breast Cancer Cells into the Mammary Fat Pad of Mice to Study Tumor Growth.

Breast cancer growth can be studied in mice using a plethora of models. Genetic manipulation of breast cancer cells may provide insights into the functions of proteins involved in oncogenic progression or help to discover new tumor suppressors. In addition, injecting cancer cells into mice with different genotypes might provide a better understanding of the importance of the stromal compartment. Many models may be useful to investigate certain aspects of disease progression but do not recapitulate the entire cancerous process. In contrast, breast cancer cells engraftment to the mammary fat pad of mice better recapitulates the location of the disease and presence of the proper stromal compartment and therefore better mimics human cancerous disease. In this article, we describe how to implant breast cancer cells into mice orthotopically and explain how to collect tissues to analyse the tumor milieu and metastasis to distant organs. Using this model, many aspects (growth, angiogenesis, and metastasis) of cancer can be investigated simply by providing a proper environment for tumor cells to grow.

Cancer is a complex disease that is influenced by the tissue surrounding the tumor as well as local pro- and anti-inflammatory mediators. Therefore, orthotropic injection models, rather than subcutaneous models may be useful to study cancer progression in a manner that better mimics human pathology.