Il dottor Keating è finanziato da DOD CA100335 concessione ed è un San Baldrick Foundation Scholar.

Tutte le procedure descritte sono stati esaminati e approvati dal nostro cura degli animali e l&#39;uso comitato istituzionale. 1 Piano Experiment <ol><li> Scegli le cellule da iniettare. Le cellule provenienti da una varietà di fonti sono candidati per l&#39;iniezione: aderenti linee di coltura cellulare, cloni geneticamente modificati, cellule neurosfere, colture primarie, o tumori disaggregati. Il tipo di modello desiderato definirà la sede più idonea di iniezione. <ol><li> Determinare il numero di cellule per l&#39;iniezione. Il numero di cellule necessario per formare tumori varia con la linea cellulare e deve essere determinato empiricamente; tasso di crescita tumorale dipende fortemente dal tipo di cellulare, numero di cellulare e numero di colture di tessuti passaggio. Numeri di cellulari che vanno da 1 x Ottobre 04-2 x 10 5 o più per iniezione hanno prodotto tumori di varie tassi di crescita. </li><li> Limitare il volume per l&#39;iniezione. Le cellule devono essere sospese nel più piccolo volume di siero media liberi o fosfato tamponata sAline (PBS) che permette di regolare, facile passaggio attraverso un ago 26 G. Il più piccolo il volume effettivamente consegnato nel cervello, il più preciso e definito il tumore risultante; Risultati ottimali si ottengono iniettando volumi che variano da 3 a 6 microlitri. Piano di preparare un volume totale finale di almeno 50 ml di cellule in sospensione, indipendentemente dal numero di iniezioni pianificate, per consentire misurazioni accurate, miscelazione e campionamento. </li></ol></li><li> Scegli topi appropriato per il modello. Modelli murini di tumori umani in genere utilizzano giovani topi immuno-compromessi per evitare rigetto immunitario mediata. Non è necessario per il lavoro che si terrà in una cappa di sicurezza biologica se vengono prese precauzioni appropriate, compresa la decontaminazione, disinfezione e sterilizzazione di materiali e attrezzature. Il lavoro qui mostrato è stato fatto in topi nudi atimici, maschi e femmine, tra i 6 e 12 settimane di età. I topi che pesano meno di 20 g può essere difficile da posizionare cometelaio tereotaxic e può essere più suscettibile di ipotermia. </li></ol> 2 Montare l&#39;apparecchiatura <ol><li> Ottenere e decontaminare un mouse telaio stereotassico, console di allineamento, e porta la testa anestesia gas del mouse, pompa microsiringa, rilievo di calore, macchina per anestesia, lampada da lavoro in fibra ottica, e trapano rotante a velocità variabile. Pulire e decontaminare tutte le attrezzature. </li><li> Programmare i parametri di iniezione (tra cui il volume di iniezione, la portata, unità di tasso, tipo siringa) e altre variabili necessarie per il funzionamento della pompa a siringa. Ottimizzare le impostazioni per ogni modello particolare. NOTA: In queste iniezioni le impostazioni erano 3.000 campioni nl ad una velocità di 400 nl / min (unità di tasso &quot;M&quot;) utilizzando una siringa da 25 ml (Device Type &quot;E&quot;), modalità nel Non-raggruppati (&quot;N&quot;). </li><li> Pulire una microsiringa di precisione con il 26 ago G con diversi risciacqui di acqua deionizzata sterile (diH 2 O) e il 70% di etanolo (EtOH), facendo un ri finalense con diH 2 O. Alcuni, ma non tutti i modelli sono progettati per essere sterilizzati in autoclave. Accertarsi che il movimento del pistone è liscia e libera. </li><li> Ottenere apparecchiature per anestesia. Isoflurano è l&#39;anestetico preferito in quanto è facile da regolare la profondità e la durata dell&#39;anestesia. Assicurarsi che l&#39;unità stereotassica è dotata di un attacco di gas per anestesia del mouse e che il tubo e connettori necessari sono in atto per fornire la miscela di gas dalla macchina per anestesia al mouse. </li><li> Strumenti chirurgici Autoclave, tra cui forbici a punta fine, due pinze / pinze emostatiche (con denti) per sutura, forbici di medie dimensioni, pinzette medio e punta fine, e almeno due punte dentali 1 mm. Mantenere gli strumenti puliti durante la procedura con il 70% EtOH, disinfettante, o uno sterilizzatore tallone. </li><li> Ottenere isoflurano, analgesico, unguento oftalmico / lubrificante, pomata antibiotica, soluzione salina, il 30% di perossido di idrogeno (H 2 O 2), antisettico, e cera ossea (se desiderato) da unfornitura veterinario o medico. Preparare sterile diH 2 O e il 70% EtOH. Usa e getta, come garze, medicazioni sterili, suture, tamponi di cotone, etanolo punta tamponi, guanti chirurgici sterili, lame chirurgiche e più sono dettagliate nella lista dei materiali. Un bel pennarello indelebile punta per la marcatura del cranio deve essere decontaminata e dedicato per uso chirurgico. </li></ol> 3 Preparare Celle per iniezione <ol><li> Negli esperimenti qui riportati, selezionare una linea di cellule GBM umano immortalato. Determinare il numero di cellule (2 x 10 5) e il volume di sospensione da iniettare (3 ml) empiricamente; dettagli possono variare con il tipo di cellule. Usare un volume di almeno 50 ml di facilitare misurazione accurata, miscelazione e iniezione. </li><li> Trypsinize cellule e risospendere in media o PBS. Effettuare le seguenti operazioni appena prima dell&#39;iniezione di cellule: <ol><li> Rimuovere i supporti dalle cellule mediante aspirazione e lavare con 10 ml di PBS per mm piastra 100; rimuovi PBS. </li><li> Annunciod 1 ml di tripsina per ogni piastra mm 100 e incubare a RT giusto il tempo di produrre una sospensione di cellule singole. </li><li> Interrompere l&#39;attività di tripsina con 5 ml di coltura di Dulbecco modificato (DMEM) + 10% di siero fetale bovino (FBS) per mm piastra 100. </li><li> Cellule pellet per centrifugazione a 450 xg e risospendere in ~ 5 ml di siero DMEM libero (SF-DMEM) per mm piastra 100. </li><li> Contare cellule vitali mediante un emocitometro o un contatore di cellule automatizzato. </li><li> Regolare la densità delle cellule dal vivo per 2 x 10 5 cellule / 3 ml (o come determinato da sperimentazione) di pellet e risospendere le cellule in SF-DMEM. </li></ol></li><li> Mantenere le cellule refrigerate su ghiaccio o una confezione freddo (non consentono alle cellule di congelare). Mescolare delicatamente schioccare le dita. </li></ol> 4. Anestetizzare e Preparare il mouse per Chirurgia <ol><li> Indurre l&#39;anestesia utilizzando ~ 5% isoflurano (ossigeno flusso ~ 2 L / min) o come indicato dal veterinario. Induzione dovrebbe prendere 2 a 3 min. Mantenere il mouse ad una profondità adeguatadi anestesia con ~ 3% isoflurano. <ol><li> Controllare la profondità di anestesia pizzico punta, regolare isoflurano se indicato e continuare a monitorare la respirazione e la punta risposta pizzico tutta la procedura. Coprire mouse con garze per calore e controllare il mouse regolarmente durante tutta la procedura, che può richiedere 45 minuti a 1 ora, a seconda del tasso di iniezione. </li></ol></li><li> Posizionare il mouse nel telaio stereotassico trascinando con attenzione la barra palato sulla lingua e nella bocca. Agganciare gli incisivi anteriori nel foro del dente. Utilizzare barre orecchio per stabilizzare la testa, con la superficie orecchio-a-occhio il più vicino possibile orizzontale. Non forzare bar nel condotto uditivo. E &#39;fondamentale per posizionare la testina in modo sicuro: controllare il movimento da lato a lato e su-e-giù delicatamente con i polpastrelli. Utilizzare i controlli di regolazione dell&#39;unità stereotassico per ottimizzare vestibilità. </li><li> Lubrificare gli occhi con pomata oftalmica. Pulire la pelle tra le orecchie e gli occhi due volte con alternanza di applicazioni di un povidone-iodine antisettico e il 70% EtOH. </li><li> Iniettare per via sottocutanea analgesico scelto (SQ) in fianco (o come indicato). </li></ol> 5 Eseguire iniezione <ol><li> Determinare il sito di iniezione. Il sito di iniezione può variare con le dimensioni e la tensione del mouse e il tipo di cellula. Cellule iniettate troppo vicino ai ventricoli possono portare alla diffusione cranio-spinale della malattia. Cellule iniettate troppo superficiale possono crescere attraverso il percorso dell&#39;ago. NOTA: Negli esperimenti qui riportati, l&#39;obiettivo è stato definito come la regione frontale della corteccia cerebrale un sito 2,5 millimetri laterale (destra) 1,5 mm anteriormente e 3,5 mm ventrale rispetto al bregma è stato scelto (Figura 1), producendo un tumore mesencefalo nei topi che vanno da 20 a 30 g. </li><li> Fai una piccola incisione (~ lunga 8 mm) con tecnica sterile attraverso la pelle della testa per esporre il bregma e il sito di iniezione. Un taglio diagonale, da un punto tra l&#39;asse mediana e l&#39;occhio destro verso l&#39;orecchio destro ( <strong&gt; Figura 2) consente l&#39;accesso sia al bregma e il sito di iniezione. </li><li> Ritrarre la pelle e utilizzare un tampone di cotone sterile per asciugare la superficie del cranio. Tamponare l&#39;osso con un altro tampone inumidito con H 2 O 2 per visualizzare bregma. L&#39;H 2 O 2 produrrà bolle di ossigeno, lasciando le linee sottili di schiuma bianca lungo le suture coronali e sagittali che si intersecano al bregma. </li><li> Bloccare una siringa vuota con ago sulla micropompa e manovrare la punta dell&#39;ago direttamente sopra il bregma; set di coordinate sulla console di allineamento a 0,0 mm lateralmente, 0,0 millimetri anteriore / posteriore e 0,0 millimetri ventrale / dorsale. </li><li> Spostare l&#39;ago a 2,5 mm lateralmente (destra) ea 1,5 mm anteriormente rispetto al bregma (o posizione desiderata) utilizzando le manopole di controllo sull&#39;unità stereotassico. Sollevare la siringa leggermente e segnare la posizione esatta sul cranio con un pennarello apposito. Se la superficie esterna del cranio non è in piano con bregma (i.e., la dorsale / ventrale coordinate non più legge zero), ripristinare il ventrale / dorsale a leggere per 0,0 al fine di garantire che la profondità della iniezione non viene spostato. </li><li> Praticare un piccolo foro nel cranio con un trapano rotativo portatile dotato di una punta sterile dentale presso il sito appropriato contrassegnati con la penna al punto 5.5. Tenere il trapano in un angolo al cranio e toccare molto delicatamente la punta all&#39;osso. Ripetere se necessario. Foratura quasi ma non completamente attraverso l&#39;osso, lasciando l&#39;ago per penetrare effettivamente questo strato del cranio, comporta l&#39;iniezione pulito. </li><li> Rimuovere la polvere di osso con un batuffolo di cotone inumidito in PBS o soluzione salina. Ritorna la siringa alla pompa e abbassare l&#39;ago verso il basso per il buco bava per confermare la posizione. Se il buco bava non è centrato con l&#39;ago, usare il trapano per allargare l&#39;apertura. </li><li> Mescolare delicatamente la sospensione cellulare e disegnare le celle nella siringa utilizzando il controller della pompa. Evitare bolle e grumi e pulire l&#39;arguzia agoh un tampone imbevuto di alcool per rimuovere le cellule contaminanti sulla superficie esterna. Se la siringa / ago è ostruito o congelato, rimuovere e pulire subito con acqua sterile e il 70% EtOH. </li><li> Abbassare l&#39;ago al livello della superficie del cranio (0,0 millimetri ventrale / dorsali). Poi, lentamente (in circa 1 min) abbassare l&#39;ago per perforare attraverso l&#39;intero spessore del cranio e penetrare il cervello ad una profondità di quattro millimetri ventrall. Estrarre l&#39;ago lentamente a 3,5 mm ventrale. Se la testa del mouse viene tenuto saldamente nell&#39;unità stereotassico, ci dovrebbe essere quasi nessun movimento del cranio. </li><li> Verificare che i parametri corretti nel controller della pompa (sezione 2.2) e premere il tasto &quot;RUN / STOP&quot; (o come indicato dal manuale del prodotto) per autoinject cellule. Monitorare il mouse e regolare isoflurano se indicato. Guarda la siringa e verificare che il pistone si muove in canna. Movimento congelato o intasato può risultare in un piegato / pistone rotto. </li><li> Attendere da 1 a 2 min con l&#39;ago in bpioggia, poi molto lentamente (più di 3 a 4 min) ritirare l&#39;ago dal tessuto. Tempo totale per rimuovere l&#39;ago dopo l&#39;iniezione è completa si trova a 5 min. Usare un tampone di cotone per asciugare la zona intorno al foro bava; lasciare i bordi della pelle aperta per consentire l&#39;osso asciugare. </li><li> Togliere la siringa dalla pompa e sciacquare rapidamente 3x con H 2 O sterile, 3x con il 70% EtOH, e 3 volte con H 2 O sterile (o come indicato dal produttore). Pulire ago con EtOH e mettere da parte. </li><li> Applicare la cera ossea sterile (equivalente a 1 o 2 ml) al foro bava e utilizzare l&#39;estremità di legno di un tampone di cotone sterile per tamp la cera sopra e nell&#39;osso. Se la superficie viene essiccato adeguatamente, dovrebbe attaccare. </li><li> Stendere telo sterile su tutta l&#39;area di lavoro del mouse e dintorni e suturare l&#39;incisione; tre punti dovrebbero essere sufficienti. In alternativa, è possibile utilizzare l&#39;adesivo chirurgico. Applicare un antibiotico topico. </li><li> Ridurre isoflurano al 0% e rimuovere il mouse dall&#39;unità stereotassico, essendo careful per proteggere i denti. Controllare le orecchie, la bocca e la lingua. </li><li> Monitorare il mouse vicino dopo l&#39;iniezione. Posizionare il mouse su un rilievo di calore per 5 a 10 minuti; poi il trasferimento a gabbia (il rilievo di calore) e osservare il mouse fino a quando si sveglia ed è ambulatoriale. Non lasciare incustodito il mouse fino a quando non ha ripreso coscienza sufficiente per mantenere prona sternale. Non restituire mouse per la compagnia di altri animali fino alla completa guarigione. Considerare l&#39;uso di analgesici supplementari se i segni di dolore sono notati. </li></ol> 6 Fine e Monitor Recovery e lo sviluppo del tumore <ol><li> Pulire tutti gli strumenti e le attrezzature che utilizzano il 70% EtOH, uno sterilizzatore perlina o disinfettante tra i topi. </li><li> Monitorare i topi iniettati per due giorni dopo la procedura per i segni di dolore, infezioni o altre complicazioni. Iniettare analgesico a 24 e 48 ore (o come indicato) dopo la procedura. Rimuovere suture a 7 a 10 giorni, se necessario. </li><li> Valutare i topi per i segni clinici della malattia, paralysis, diminuzione dell&#39;attività, perdita di peso, convulsioni, o malattia generale. </li><li> Monitorare lo sviluppo del tumore con i mezzi adeguati [risonanza magnetica (MRI), in vivo Imaging Systems (IVIS), ecc]. </li></ol>

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	<li>Heyer, J., Kwong, L. N., Lowe, S. W., Chin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-germline+genetically+engineered+mouse+models+for+translational+cancer+research.">Non-germline genetically engineered mouse models for translational cancer research.</a> Nature reviews. Cancer. 10, 470-480 (2010).</li><li>Yamada, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+to+accurately+inject+tumor+cells+into+the+caudate/putamen+nuclei+of+the+mouse+brain.">A method to accurately inject tumor cells into the caudate/putamen nuclei of the mouse brain.</a> The Tokai journal of experimental and clinical medicine. 29, 167-173 (2004).</li><li>Brooks, A. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reproducible+and+efficient+murine+CNS+gene+delivery+using+a+microprocessor-controlled+injector.">Reproducible and efficient murine CNS gene delivery using a microprocessor-controlled injector.</a> Journal of neuroscience. 80, 137-147 (1998).</li><li>Shankavaram, U. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+profiling+indicates+orthotopic+xenograft+of+glioma+cell+lines+simulate+a+subclass+of+human+glioblastoma.">Molecular profiling indicates orthotopic xenograft of glioma cell lines simulate a subclass of human glioblastoma.</a> Journal of cellular and molecular medicine. 16, 545-554 (2012).</li><li>Giannini, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patient+tumor+EGFR+and+PDGFRA+gene+amplifications+retained+in+an+invasive+intracranial+xenograft+model+of+glioblastoma+multiforme.">Patient tumor EGFR and PDGFRA gene amplifications retained in an invasive intracranial xenograft model of glioblastoma multiforme.</a> Neuro-oncology. 7, 164-176 (2005).</li><li>Yi, D., Hua, T. X., Lin, H. 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D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishing+intracranial+brain+tumor+xenografts+with+subsequent+analysis+of+tumor+growth+and+response+to+therapy+using+bioluminescence+imaging.">Establishing intracranial brain tumor xenografts with subsequent analysis of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging.</a> J. Vis. Exp. (41), (2010).</li><li>Valadez, J. G., Sarangi, A., Lundberg, C. J., Cooper, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primary+orthotopic+glioma+xenografts+recapitulate+infiltrative+growth+and+isocitrate+dehydrogenase+I+mutation.">Primary orthotopic glioma xenografts recapitulate infiltrative growth and isocitrate dehydrogenase I mutation.</a> J. Vis. Exp. (83), (2014).</li><li>Baumann, B. C., Dorsey, J. F., Benci, J. L., Joh, D. Y., Kao, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stereotactic+intracranial+implantation+and+in+vivo+bioluminescent+imaging+of+tumor+xenografts+in+a+mouse+model+system+of+glioblastoma+multiforme.">Stereotactic intracranial implantation and in vivo bioluminescent imaging of tumor xenografts in a mouse model system of glioblastoma multiforme.</a> J. Vis. Exp. (67), (2012).</li><li>Iwami, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+of+intracranial+injection+via+the+postglenoid+foramen+for+brain+tumor+mouse+models.">A novel method of intracranial injection via the postglenoid foramen for brain tumor mouse models.</a> Journal of neurosurgery. 116, 630-635 (2012).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Modelli di mouse ortotopico di cancro al cervello umano può essere un ottimo strumento per valutare l&#39;efficacia delle terapie cliniche, ma la cura deve essere presa per ottimizzare il posizionamento delle cellule nel tessuto cerebrale. Studi hanno dimostrato che eccessivi volumi aliquote, tecnica di iniezione ottimale e tassi di iniezione affrettate possono portare a mancanza di tenuta e la comparsa di cellule tumorali in luoghi indesiderati (ventricoli, midollo spinale, regioni extradurali, ecc.) E alta v...

Studi in vitro su cellule tumorali del cervello sono di valore inestimabile per sezionare i meccanismi molecolari che guidano la crescita, la sopravvivenza, la migrazione e l&#39;invasione delle cellule tumorali; esperimenti sulle cellule in coltura possono definire vie di segnalazione, suggerire potenziali bersagli terapeutici, e caratterizzare la risposta cellulare al trattamento farmacologico. Ma in vitro sistemi sono troppo semplicistico per predire la risposta ai farmaci organismal; mancano le reazioni fisiologiche, le risposte immunitarie, microambiente cellulare, e eterogeneità complessiva dei sistemi viventi animali. Geneticamente modelli di ingegneria può essere prezioso, quando disponibile, ma esistono differenze molecolari tra le specie e le cellule murine non può ricapitolare gli eventi in processi umani, con conseguente discrepanze significative quando si confrontano modelli animali di osservazioni cliniche 1. Modelli di xenotrapianto topi, che comporta sottocutanea (SQ) iniezione di linee cellulari tumorali del cervello umano sotto la pelle del fianco sono facili da eseguiree misurare; essi possono essere usati per affrontare gli effetti di modificazione genica e la somministrazione del farmaco / consegna, metabolismo e tossicità. Inconvenienti di rilievo, tuttavia, limitano l&#39;utilità dei modelli SQ. Il microambiente non ricapitolare quello di un tumore cerebrale naturale: le interazioni dei vari tipi di cellule e tessuti; la vascolarizzazione locale, e una miriade di altri fattori unica per il cervello non possono essere replicati. Per riprodurre in modo più accurato l&#39;ambiente unico di un tumore al cervello naturale e testare gli effetti degli interventi farmaceutiche, un modello ortotopico mouse dovrebbe essere utilizzato. Inoltre, le tecniche di ortotopici può essere utilizzato come parte di un approccio geneticamente in cui le cellule non cancerose umane primarie (differenziate o progenitore) sono geneticamente modificati e iniettato nel sito in questione di un mouse, con o senza cellule dello stroma umane, con conseguente tumorigenesi simile a quello osservato negli esseri umani 1. Questo articolo descriveuna metodologia per creare con precisione e riproducibile tumori cerebrali nei topi. Usando questa tecnica, l&#39;utente può iniettare con precisione una piccola aliquota di cellule sospese in una posizione specificata della regione fronto-parieto-temporale del mouse corteccia cerebrale. Mortalità del mouse è estremamente basso; nelle nostre mani, non i topi sono morti per complicazioni chirurgiche dopo 185 procedure. Caratteristiche del tumore risultante può essere confrontato con quello dei tumori clinici tipici; per esempio: rapidità di crescita, il grado di necrosi, estensione dell&#39;invasione, eterogeneità di tipo cellulare, la presenza di cellule mitotiche, marcatori di proliferazione e apoptosi, ecc linee cellulari e campioni di tessuto o disaggregati tumorali umane possono quindi essere valutati in base alla loro capacità di per simulare la presentazione clinica reale. Pharmaceuticals, selezionati in base alle loro performance in coltura cellulare, possono essere testati nel contesto di un metabolismo funzionante, sistema circolatorio, e la barriera emato-encefalica, come esistono in un animale gravato witah tumore, il tutto in un contesto architettonico rilevante. Inoltre, le cellule scelti per l&#39;iniezione possono essere geneticamente modificati per studiare l&#39;impatto di atterramenti specifiche, delezioni, knock-in, le mutazioni, ecc sulla crescita del tumore e la sopravvivenza. Un certo numero di pubblicazioni documentano tumori studi che utilizzano una varietà di tecniche intracraniche. Yamada et al. Ha fatto uno studio dettagliato della iniezione di colorante e di cellule U87 e ha scoperto che riducendo al minimo il volume di iniezione e la tariffa prodotto il migliore tumore 2. . Brooks et al trovato riproducibilità superiore e l&#39;efficienza mediante un iniettore controllato da microprocessore piuttosto che un metodo manuale per fornire vettori virali; le loro conclusioni in materia di parametri di iniezione ottimali sono applicabili alla consegna delle cellule 3. Shankavaram et al. Hanno dimostrato che glioblastoma multiforme (GBM) linee di cellule iniettate ortotopicamente (utilizzando un metodo manuale) nel cervello ricapitolato il profilo di espressione genica del cltumori inical più strettamente che sia in xenotrapianti vitro o SQ, sostenendo l&#39;utilizzo di modelli intracranici per gli studi preclinici 4. Giannini et al. Cellule da campioni chirurgici umani che erano stati sostenuti nei fianchi di topi nudi da passaging seriale nel cervello di topi ulteriori iniettato, e ha dimostrato che questo approccio conservato paziente alterazioni del gene del tumore nel modello 5. Risultati simili sono stati riportati da Yi et al 6. Utilizzando una configurazione stereotassico, sito di iniezione ben definita, e una velocità di iniezione lento e costante, ottennero tumori cerebrali riproducibili con tassi di crescita costanti e alto (100%), tasso di attecchimento. La validità di questa tecnica è stato quindi ben definito; una ricerca di letteratura suggerisce che le applicazioni di questa tecnica sono ampie. Carty et al. Usato iniezioni intracraniche di consegnare con successo vettori virali esprimenti geni terapeutici nella corteccia frontale di transgenic modello della malattia di Alzheimer 7. Thaci et al. Ha descritto l&#39;uso di iniezioni intracraniche di consegnare terapeutico adenovirus oncolitici in un supporto a base neurale delle cellule staminali in topi nudi già trasportano ortotopicamente iniettati tumori GBM 8. Chiaramente, le iniezioni intracraniche sono uno strumento versatile ed efficace per la ricerca preclinica. Pubblicazioni precedenti in The Journal of Experiments Visualizzato descrivono approcci fondamentali 9-11, ma prendiamo il concetto di iniezione intracranica del tumore e la modellazione ortotopico a un livello superiore di precisione utilizzando la tecnologia facile da padrone.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="866">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:87px;">Company</td>
			<td style="width:145px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:287px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Equipment</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:349px;">Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console.</td>
			<td style="width:87px;">Kopf</td>
			<td style="width:145px;">Model 940</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Mouse Gas Anesthesia Head Holder</td>
			<td style="width:87px;">Kopf</td>
			<td style="width:145px;">Model 923-B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Mouse Ear Bars</td>
			<td style="width:87px;">Kopf</td>
			<td style="width:145px;">Medel 922</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Fiber Optic Illuminator</td>
			<td style="width:87px;">Fisher</td>
			<td style="width:145px;">12-562-36</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">UltraMicroPump III</td>
			<td style="width:87px;">WPI</td>
			<td style="width:145px;">UMP3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Micro4 microprocessor</td>
			<td style="width:87px;">WPI</td>
			<td style="width:145px;">UMC4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Variable speed hand-held rotary drill</td>
			<td style="width:87px;">Dremel</td>
			<td style="width:145px;">Model 300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Dental drill bit, 1.0 mm</td>
			<td style="width:87px;">Spoelting</td>
			<td style="width:145px;">514554</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Adaptor for dental drill bit: 3/32 inch collet</td>
			<td style="width:87px;">Dremel</td>
			<td style="width:145px;">481</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Heating pad</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for mice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Isoflurane vaporizer system</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for mice</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:349px;">Medical tubing and connectors</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td style="width:287px;">to connect isoflurane vaporizer with stereotaxic frame</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Instruments</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Precision 25 ul micro syringe</td>
			<td style="width:87px;">Hamilton&#160;</td>
			<td style="width:145px;">7636-01</td>
			<td>Model 702, without needle</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Microsyringe needles, 26s gauge&#160;</td>
			<td style="width:87px;">Hamilton&#160;</td>
			<td style="width:145px;">7804-04</td>
			<td>RN, 25 mm point style 2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Fine-tipped scissors (straight, sharp/sharp)</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Medium-sized standard scissors</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Standard serrated forceps</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Serrated hemostats (2)</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Fine-tipped forceps</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Supplies</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sutures 5-0 vicryl P-3 13 mm (Ethicon)</td>
			<td style="width:87px;">MWI</td>
			<td style="width:145px;">J463G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Surgical blades #10, stainless (Feather)</td>
			<td style="width:87px;">Fisher</td>
			<td style="width:145px;">296#10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:349px;">Isoflurane (Fluriso)&#160;</td>
			<td style="width:87px;">VetOne&#160;</td>
			<td style="width:145px;">NDC 13985-528-60</td>
			<td style="width:287px;">Item #502017. Liquid inhalation anesthetic. federal law restricts this drug to use by or on the order of a licensed veterinarian.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Carprofen (Rimadyl Injectable 50 mg/mL)&#160;</td>
			<td style="width:87px;">Pfizer</td>
			<td style="width:145px;">NDC 61106-8507-01</td>
			<td>dilute in saline</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Ophthalmic ointment (artificial tears)</td>
			<td style="width:87px;">Rugby</td>
			<td style="width:145px;">NDC 0536-6550-91</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Topical antibiotic (AK-Poly-Bac )</td>
			<td style="width:87px;">Akorn</td>
			<td style="width:145px;">NDC 17478-238-35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Povidone-iodine topical antiseptic, 10% (Betadine)</td>
			<td style="width:87px;">Betadine</td>
			<td style="width:145px;">NDC 67618-150-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Hydrogen Peroxide, 30%</td>
			<td style="width:87px;">Fisher&#160;</td>
			<td style="width:145px;">H325-100</td>
			<td>for visualizing skull landmarks</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile saline</td>
			<td style="width:87px;">VetOne&#160;&#160;</td>
			<td style="width:145px;">NDC 13985-807-25</td>
			<td>for diluting solutions, cleaning tissue</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Bone wax</td>
			<td style="width:87px;">WPI</td>
			<td style="width:145px;">Item #501771</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile drapes</td>
			<td style="width:87px;">McKesson</td>
			<td style="width:145px;">25-517</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile surgical gloves</td>
			<td style="width:87px;">McKesson</td>
			<td style="width:145px;">(to fit)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile gauze pads, 2 x 2</td>
			<td style="width:87px;">Fisherbrand&#160;</td>
			<td style="width:145px;">22028556</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile gauze pads, 4 x 4</td>
			<td style="width:87px;">Fisherbrand&#160;</td>
			<td style="width:145px;">22-415-469</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Alcohol prep pads (medium)</td>
			<td style="width:87px;">PDI</td>
			<td style="width:145px;">B603</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile cotton-tipped applicators</td>
			<td style="width:87px;">Fisherbrand&#160;</td>
			<td style="width:145px;">23-400-114</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:349px;">Sterile 0.5 ml screw cap tube with caps for cells</td>
			<td style="width:87px;">USA Scientific</td>
			<td style="width:145px;">1405-4700</td>
			<td>for cells</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Individually wrapped sterile dispo pipettes</td>
			<td style="width:87px;">Fisher</td>
			<td style="width:145px;">BD 357575</td>
			<td>for needle cleaning solutions</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">BD insulin syringes with needles&#160;</td>
			<td style="width:87px;">Fisher</td>
			<td style="width:145px;">329461</td>
			<td>for analgesic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">70% ethanol</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for cleaning</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:349px;">Sterile di H2O</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for cleaning</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Microfuge tubes for cleaning solutions</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for needle cleaning solutions</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Felt tip pen (dedicated)</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for marking skull</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

creating anatomically accurate and reproducible intracranial xenografts of human brain tumors

Modelli di tumore ortotopico sono attualmente il modo migliore per studiare le caratteristiche di un tipo di tumore, con e senza l&#39;intervento, nel contesto di un animale vivo - in particolare in siti con caratteristiche uniche fisiologici e architettonici come il cervello in vitro e modelli ectopiche non possono. tenere conto di caratteristiche quali vasi, il sangue barriera del cervello, il metabolismo, somministrazione di farmaci e la tossicità, e una miriade di altri fattori rilevanti. Modelli ortotopico hanno i loro limiti troppo, ma con adeguate cellule tumorali tecnica di interesse possono essere innestate con esattezza in tessuto che più strettamente imita le condizioni nel cervello umano. Utilizzando metodi che forniscono i volumi misurati con precisione a definire con precisione posizioni ad una velocità costante e pressione, modelli murini di tumori cerebrali umani con tassi di crescita prevedibili possono essere riproducibile creati e sono adatti per un&#39;analisi attendibile dei vari interventi. Il protocollo qui descritto si concentra sul tedettagli chnical di progettazione e preparazione per l&#39;iniezione intracranica, eseguire l&#39;intervento chirurgico, e garantire la crescita del tumore e di successo riproducibile e fornisce i punti di partenza per una serie di condizioni che possono essere personalizzati per una vasta gamma di diversi modelli di tumore al cervello.

Xenotrapianti intracranica affidabili possono essere creati con questa tecnica descritta. Identificare le strutture critiche del cranio del mouse (Figura 1), consentirà il riconoscimento del bregma e guidare il ricercatore in una posizione di iniezione precisa e riproducibile. In questi studi la linea parentale U251, U251 cellule trasfettate con luciferasi (U251-Luc), o U87 immortalato cellule di coltura di tessuti GBM umani sono stati sospesi a 4-6 ml di SF-DMEM e iniettato 2,5 millimetri laterale (a ...

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Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors

Il cervello è un sito unico con qualità che non sono ben rappresentati da in vitro o analisi ectopiche. Modelli di mouse ortotopico con caratteristiche di localizzazione e di crescita riproducibili possono essere attendibilmente creati con iniezioni intracraniche utilizzando uno strumento di fissazione stereotassico e una pompa a siringa a bassa pressione.

Creazione anatomicamente accurati e riproducibili intracranica xenotrapianti di tumori cerebrali umani

Orthotopic tumor models are currently the best way to study the characteristics of a tumor type, with and without intervention, in the context of a live ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

15.4K Views.  University of Colorado School of Medicine.  Il cervello è un sito unico con qualità che non sono ben rappresentati da in vitro o analisi ectopiche. Modelli di mouse ortotopico con caratteristiche di localizzazione e di crescita riproducibili possono essere attendibilmente creati con iniezioni intracraniche utilizzando uno strumento di fissazione stereotassico e una pompa a siringa a bassa pressione. 

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Establishment and Propagation of Human Retinoblastoma Tumors in Immune Deficient Mice

Culturing retinoblastoma tumor cells in defined stem cell media gives rise to primary tumorspheres that can be grown and maintained for only a limited time. These cultured tumorspheres may exhibit markedly different cellular phenotypes when compared to the original tumors. Demonstration that cultured cells have the capability of forming new tumors is important to ensure that cultured cells model the biology of the original tumor. 
Here we present a protocol for propagating human retinoblastoma tumors in vivo using Rag2-/- immune deficient mice. Cultured human retinoblastoma tumorspheres of low passage or cells obtained from freshly harvested human retinoblastoma tumors injected directly into the vitreous cavity of murine eyes form tumors within 2-4 weeks. These tumors can be harvested and either further passaged into murine eyes in vivo or grown as tumorspheres in vitro. Propagation has been successfully carried out for at least three passages thus establishing a continuing source of human retinoblastoma tissue for further experimentation. 
Wesley S. Bond and Lalita Wadhwa are co-first authors.

A method is described to propagate human retinoblastoma tumors in mice. Tumor cells are directly injected into the eyes of immune deficient mice. Secondary tumors have been successfully established using both cells directly harvested from human tumors and cultured tumorspheres.

Istituzione e Propagazione dei Tumori retinoblastoma umani in topi privi di sistema immunitario

Culturing retinoblastoma tumor cells in defined stem cell media gives rise to primary tumorspheres that can be grown and maintained for only a limited ...

Ricerca

Medicina

Automated Midline Shift and Intracranial Pressure Estimation based on Brain CT Images

In this paper we present an automated system based mainly on the computed tomography (CT) images consisting of two main components: the midline shift estimation and intracranial pressure (ICP) pre-screening system. To estimate the midline shift, first an estimation of the ideal midline is performed based on the symmetry of the skull and anatomical features in the brain CT scan. Then, segmentation of the ventricles from the CT scan is performed and used as a guide for the identification of the actual midline through shape matching. These processes mimic the measuring process by physicians and have shown promising results in the evaluation. In the second component, more features are extracted related to ICP, such as the texture information, blood amount from CT scans and other recorded features, such as age, injury severity score to estimate the ICP are also incorporated. Machine learning techniques including feature selection and classification, such as Support Vector Machines (SVMs), are employed to build the prediction model using RapidMiner. The evaluation of the prediction shows potential usefulness of the model. The estimated ideal midline shift and predicted ICP levels may be used as a fast pre-screening step for physicians to make decisions, so as to recommend for or against invasive ICP monitoring.

An automated midline shift estimation and intracranial pressure (ICP) pre-screening system based on computed tomography (CT) images for patients with traumatic brain injury (TBI) is proposed using image processing and machine learning techniques.

Automatizzato Maiusc Midline e stima della pressione intracranica in base cerebrali Immagini CT

In this paper we present an automated system based mainly on the computed tomography (CT) images consisting of two main components: the midline shift ...

Stereotactic Intracranial Implantation and In vivo Bioluminescent Imaging of Tumor Xenografts in a Mouse Model System of Glioblastoma Multiforme

Glioblastoma multiforme (GBM) is a high-grade primary brain cancer with a median survival of only 14.6 months in humans despite standard tri-modality treatment consisting of surgical resection, post-operative radiation therapy and temozolomide chemotherapy 1. New therapeutic approaches are clearly needed to improve patient survival and quality of life. The development of more effective treatment strategies would be aided by animal models of GBM that recapitulate human disease yet allow serial imaging to monitor tumor growth and treatment response. In this paper, we describe our technique for the precise stereotactic implantation of bio-imageable GBM cancer cells into the brains of nude mice resulting in tumor xenografts that recapitulate key clinical features of GBM 2. This method yields tumors that are reproducible and are located in precise anatomic locations while allowing in vivo bioluminescent imaging to serially monitor intracranial xenograft growth and response to treatments 3-5. This method is also well-tolerated by the animals with low perioperative morbidity and mortality.

Stereotactic Intracranial Implantation and In vivo Bioluminescent Imaging of Tumor Xenografts in a Mouse Model System of Glioblastoma Multiforme

We describe an integrated method for the precise, stereotactic implantation of human glioblastoma multiforme cells into the brains of nude mice and subsequent serial in vivo imaging to monitor growth and response to treatment of the resultant xenografts.

Stereotassica impianto intracranico e<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging Bioluminescent di xenotrapianti di tumori in un sistema modello del mouse di Glioblastoma Multiforme

Glioblastoma multiforme (GBM) is a high-grade primary brain cancer with a median survival of only 14.6 months in humans despite standard tri-modality ...

A Novel High-resolution In vivo Imaging Technique to Study the Dynamic Response of Intracranial Structures to Tumor Growth and Therapeutics

We have successfully integrated previously established Intracranial window (ICW) technology 1-4 with intravital 2-photon confocal microscopy to develop a novel platform that allows for direct long-term visualization of tissue structure changes intracranially. Imaging at a single cell resolution in a real-time fashion provides supplementary dynamic information beyond that provided by standard end-point histological analysis, which looks solely at 'snap-shot' cross sections of tissue.
Establishing this intravital imaging technique in fluorescent chimeric mice, we are able to image four fluorescent channels simultaneously. By incorporating fluorescently labeled cells, such as GFP+ bone marrow, it is possible to track the fate of these cells studying their long-term migration, integration and differentiation within tissue. Further integration of a secondary reporter cell, such as an mCherry glioma tumor line, allows for characterization of cell:cell interactions. Structural changes in the tissue microenvironment can be highlighted through the addition of intra-vital dyes and antibodies, for example CD31 tagged antibodies and Dextran molecules.
Moreover, we describe the combination of our ICW imaging model with a small animal micro-irradiator that provides stereotactic irradiation, creating a platform through which the dynamic tissue changes that occur following the administration of ionizing irradiation can be assessed.
Current limitations of our model include penetrance of the microscope, which is limited to a depth of up to 900 &mu;m from the sub cortical surface, limiting imaging to the dorsal axis of the brain. The presence of the skull bone makes the ICW a more challenging technical procedure, compared to the more established and utilized chamber models currently used to study mammary tissue and fat pads 5-7. In addition, the ICW provides many challenges when optimizing the imaging.

A Novel High-resolution In vivo Imaging Technique to Study the Dynamic Response of Intracranial Structures to Tumor Growth and Therapeutics

We describe a novel in vivo imaging technique that couples fluorescent chimeric mice with intracranial windows and high-resolution 2-photon microscopy. This imaging platform aids studies of dynamic changes in brain tissue and microvasculature, at a single-cell level, following pathological insults and is adaptable to assess intracranial drug delivery and distribution.

Un romanzo ad alta risoluzione<em&gt; In vivo</em&gt; Tecnica di imaging per studiare la risposta dinamica di strutture intracraniche alla crescita del tumore e Terapeutica

We have successfully integrated previously established Intracranial window (ICW) technology 1-4 with intravital 2-photon confocal microscopy to develop a ...

Generation of Subcutaneous and Intrahepatic Human Hepatocellular Carcinoma Xenografts in Immunodeficient Mice

In vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate the human disease provide a valuable platform for research into disease pathophysiology and for the preclinical evaluation of novel therapies. We present a variety of methods to generate subcutaneous or orthotopic human HCC xenografts in immunodeficient mice that could be utilized in a variety of research applications. With a focus on the use of primary tumor tissue from patients undergoing surgical resection as a starting point, we describe the preparation of cell suspensions or tumor fragments for xenografting. We describe specific techniques to xenograft these tissues i) subcutaneously; or ii) intrahepatically, either by direct implantation of tumor cells or fragments into the liver, or indirectly by injection of cells into the mouse spleen. We also describe the use of partial resection of the native mouse liver at the time of xenografting as a strategy to induce a state of active liver regeneration in the recipient mouse that may facilitate the intrahepatic engraftment of primary human tumor cells. The expected results of these techniques are illustrated. The protocols described have been validated using primary human HCC samples and xenografts, which typically perform less robustly than the well-established human HCC cell lines that are widely used and frequently cited in the literature. In comparison with cell lines, we discuss factors which may contribute to the relatively low chance of primary HCC engraftment in xenotransplantation models and comment on technical issues that may influence the kinetics of xenograft growth. We also suggest methods that should be applied to ensure that xenografts obtained accurately resemble parent HCC tissues.

Human tumor xenografts in immunodeficient mice are valuable tools to study cancer biology. Specific protocols to generate subcutaneous and intrahepatic xenografts from human hepatocellular carcinoma cells or tumor fragments are described. Liver regeneration induced by partial hepatectomy in recipient mice is presented as a strategy to facilitate intrahepatic engraftment.

Generazione di sottocutaneo e intraepatica umane carcinoma epatocellulare xenotrapianti in topi immunodeficienti

In  vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate  the human disease provide a valuable platform for research into disease  ...

Lesion Explorer: A Video-guided, Standardized Protocol for Accurate and Reliable MRI-derived Volumetrics in Alzheimer's Disease and Normal Elderly

Obtaining in vivo human brain tissue volumetrics from MRI is often complicated by various technical and biological issues. These challenges are exacerbated when significant brain atrophy and age-related white matter changes (e.g. Leukoaraiosis) are present. Lesion Explorer (LE) is an accurate and reliable neuroimaging pipeline specifically developed to address such issues commonly observed on MRI of Alzheimer's disease and normal elderly. The pipeline is a complex set of semi-automatic procedures which has been previously validated in a series of internal and external reliability tests1,2. However, LE's accuracy and reliability is highly dependent on properly trained manual operators to execute commands, identify distinct anatomical landmarks, and manually edit/verify various computer-generated segmentation outputs.
LE can be divided into 3 main components, each requiring a set of commands and manual operations: 1) Brain-Sizer, 2) SABRE, and 3) Lesion-Seg. Brain-Sizer's manual operations involve editing of the automatic skull-stripped total intracranial vault (TIV) extraction mask, designation of ventricular cerebrospinal fluid (vCSF), and removal of subtentorial structures. The SABRE component requires checking of image alignment along the anterior and posterior commissure (ACPC) plane, and identification of several anatomical landmarks required for regional parcellation. Finally, the Lesion-Seg component involves manual checking of the automatic lesion segmentation of subcortical hyperintensities (SH) for false positive errors.
While on-site training of the LE pipeline is preferable, readily available visual teaching tools with interactive training images are a viable alternative. Developed to ensure a high degree of accuracy and reliability, the following is a step-by-step, video-guided, standardized protocol for LE's manual procedures.

Lesion Explorer: A Video-guided, Standardized Protocol for Accurate and Reliable MRI-derived Volumetrics in Alzheimer&#039;s Disease and Normal Elderly

Lesion Explorer (LE) is a semi-automatic, image-processing pipeline developed to obtain regional brain tissue and subcortical hyperintensity lesion volumetrics from structural MRI of Alzheimer's disease and normal elderly. To ensure a high level of accuracy and reliability, the following is a video-guided, standardized protocol for LE's manual procedures.

Lesione Explorer: un video-guida, standardizzato protocollo preciso e affidabile Volumetrics MRI-derivati ​​nella malattia di Alzheimer e normale Anziani

Obtaining in vivo human brain tissue volumetrics from MRI is often complicated by various technical and biological issues. These challenges are ...

Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable cell lines are inoculated either by intravesical instillation (model of nonmuscle invasive growth) or intramural injection into the bladder wall (model of invasive growth). Both procedures are complex and highly time-consuming. Additionally, the superficial model has its shortcomings due to the lack of cell lines that are tumorigenic following instillation. Intramural injection, on the other hand, is marred by the invasiveness of the procedure and the associated morbidity for the host mouse.
With these shortcomings in mind, we modified previous methods to develop a minimally invasive approach for creating orthotopic bladder cancer xenografts. Using ultrasound guidance we have successfully performed percutaneous inoculation of the bladder cancer cell lines UM-UC1, UM-UC3 and UM-UC13 into 50 athymic nude. We have been able to demonstrate that this approach is time efficient, precise and safe. With this technique, initially a space is created under the bladder mucosa with PBS, and tumor cells are then injected into this space in a second step. Tumor growth is monitored at regular intervals with bioluminescence imaging and ultrasound. The average tumor volumes increased steadily in in all but one of our 50 mice over the study period.
In our institution, this novel approach, which allows bladder cancer xenograft inoculation in a minimally-invasive, rapid and highly precise way, has replaced the traditional model.

The established technique to inoculate primary invasive orthotopic bladder cancer xenografts requires laparotomy and mobilization of the bladder. This procedure inflicts significant morbidity on the mice, is technically challenging and time-consuming. We therefore developed a high-precision, percutaneous approach utilizing ultrasound guidance.

Mini-Invasiva Istituzione di murini ortotopico vescica Xenotrapianti

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

In Vivo Optical Imaging of Brain Tumors and Arthritis Using Fluorescent SapC-DOPS Nanovesicles

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo monitoring of physiopathological processes labeled with a fluorescent marker. Mouse models (brain tumor and arthritis) were used to evaluate the usefulness of this method. Saposin C (SapC)-dioleoylphosphatidylserine (DOPS) nanovesicles tagged with CellVue Maroon (CVM) fluorophore were administered intravenously. Animals were then placed in the rotational holder (MARS) of the in vivo imaging system. Images were acquired in 10&#176; steps over 380&#176;. A rectangular&#160;region of interest (ROI) was placed across the full image width at the model disease site. Within the ROI, and for every image, mean fluorescence intensity was computed after background subtraction. In the mouse models studied, the labeled nanovesicles were taken up in both the orthotopic and transgenic brain tumors, and in the arthritic sites (toes and ankles). Curve analysis of the multi angle image ROIs determined the angle with the highest signal. Thus, the optimal angle for imaging each disease site was characterized. The MAROI method applied to imaging of fluorescent compounds is a noninvasive, economical, and precise tool for in vivo quantitative analysis of the disease states in the described mouse models.

In Vivo Optical Imaging of Brain Tumors and Arthritis Using Fluorescent SapC-DOPS Nanovesicles

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo quantitation of a fluorescent marker delivered by saposin C (SapC)-dioleoylphosphatidylserine (DOPS) nanovesicles. Employing mouse models of cancer and arthritis, we demonstrate how the MAROI signal curve analysis can be used for the precise mapping and biological characterization of disease processes.

In Vivo Imaging ottico dei tumori cerebrali e artrite Uso fluorescente SAPC-DOPS nanovesicles

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo monitoring of physiopathological processes labeled with a fluorescent ...

Fast and Accurate Exhaled Breath Ammonia Measurement

This exhaled breath ammonia method uses a fast and highly sensitive spectroscopic method known as quartz enhanced photoacoustic spectroscopy (QEPAS) that uses a quantum cascade based laser. The monitor is coupled to a sampler that measures mouth pressure and carbon dioxide. The system is temperature controlled and specifically designed to address the reactivity of this compound. The sampler provides immediate feedback to the subject and the technician on the quality of the breath effort. Together with the quick response time of the monitor, this system is capable of accurately measuring exhaled breath ammonia representative of deep lung systemic levels. 
Because the system is easy to use and produces real time results, it has enabled experiments to identify factors that influence measurements. For example, mouth rinse and oral pH reproducibly and significantly affect results and therefore must be controlled. Temperature and mode of breathing are other examples. As our understanding of these factors evolves, error is reduced, and clinical studies become more meaningful. This system is very reliable and individual measurements are inexpensive. 
The sampler is relatively inexpensive and quite portable, but the monitor is neither. This limits options for some clinical studies and provides rational for future innovations.

Ammonia is an important physiologic metabolite relevant to various disease and wellness states. It is also a difficult molecule to measure in breath, which demands particular precautions be taken to obtain accurate results. Not all factors influencing ammonia are known, but progress can be difficult without accounting for these factors.

Veloce e preciso espirata Ammoniaca misura

This exhaled breath ammonia method uses a fast and highly sensitive spectroscopic method known as quartz enhanced photoacoustic spectroscopy (QEPAS) that ...

Depletion of Mouse Cells from Human Tumor Xenografts Significantly Improves Downstream Analysis of Target Cells

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic patient tumors in different assays1. Human tumor xenografts represent the gold standard with respect to tumor biology, drug discovery, and metastasis research 2-4. Tumor xenografts can be derived from different types of material like tumor cell lines, tumor tissue from primary patient tumors4 or serially transplanted tumors. When propagated in vivo, xenografted tissue is infiltrated and vascularized by cells of mouse origin. Multiple factors such as the tumor entity, the origin of xenografted material, growth rate and region of transplantation influence the composition and the amount of mouse cells present in tumor xenografts. However, even when these factors are kept constant, the degree of mouse cell contamination is highly variable.
Contaminating mouse cells significantly impair downstream analyses of human tumor xenografts. As mouse fibroblasts show high plating efficacies and proliferation rates, they tend to overgrow cultures of human tumor cells, especially slowly proliferating subpopulations. Mouse cell derived DNA, mRNA, and protein components can bias downstream gene expression analysis, next-generation sequencing, as well as proteome analysis 5. To overcome these limitations, we have developed a fast and easy method to isolate untouched human tumor cells from xenografted tumor tissue. This procedure is based on the comprehensive depletion of cells of mouse origin by combining automated tissue dissociation with the benchtop tissue dissociator and magnetic cell sorting. Here, we demonstrate that human target cells can be can be obtained with purities higher than 96% within less than 20 min independent of the tumor type.

Human tumor xenografts are vascularized and infiltrated by cells of mouse origin during the growth phase in vivo. To circumvent the bias caused by these contaminating cells during downstream analysis, we developed a method allowing for comprehensive depletion of all mouse cells by magnetic cell sorting.

L&#39;esaurimento delle cellule di topo da xenotrapianti tumorali umani migliora in modo significativo Analisi A valle delle cellule bersaglio

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic ...