Questo lavoro è stato sostenuto da una borsa (R01GM098394) dal NIH e l&#39;Istituto Nazionale delle Scienze Mediche Generali, nonché concessione 1.121.176 da National Science Foundation.

1. Pista A. Preparazione dei testicoli in diretta <ol><li> Preparare PBS sciogliendo 8,0 g di NaCl, KCl 0,2 g, 1,44 g di Na 2 HPO 4, 0,24 g di KH 2 PO 4 in 800 ml di acqua distillata e portare il pH a 7,4. Portare il volume a 1 L e sterilizzare in autoclave. </li><li> Isolare testicoli come descritto in precedenza 27. </li><li> Preparare buffer di colorazione DAPI diluendo 1 mg / ml magazzino a 1 mg / ml in PBS. Utilizzare un foglio di alluminio per proteggere il tubo dalla luce e conservare a -20 ° C. </li><li> Dopo aver isolato i testicoli, immergere il campione in 6 ml di tampone colorazione DAPI sulla cima di un vetrino da microscopio in vetro con carica positiva per 10 min. Testicoli aderiscano bene alle commercialmente disponibili vetrini carichi positivamente, consentendo una facile manipolazione del campione. Diapositive caricate positivamente sono covalentemente modificate per impartire una carica positiva statica alla superficie del vetro. Simili rivestimento polilisina, questo favorisce l&#39;interazione dei testicoli wi° La superficie del vetrino. </li><li> Lavare eccesso DAPI sostituendo il tampone colorazione due volte con 6 ml di PBS. Usare un pezzo di carta da filtro per allontanare il buffer dopo ogni lavaggio. Prestare attenzione per non rimuovere accidentalmente i testicoli con il buffer durante ogni lavaggio. </li><li> Aggiungere 6 ml di PBS al provino. La quantità di buffer utilizzato deve essere in funzione della dimensione del vetrino. I volumi previsti nel presente protocollo sono per un coprioggetto mm 18 x 18. Opzionale: Si consiglia di perforare testicoli vicino alla posizione relativa del tipo di cellula di interesse. Questo farà sì che la pressione minima su queste cellule durante la fase di schiacciamento, mantenendo così la loro integrità strutturale. Piercing dei testicoli può essere eseguita usando un forte, bisturi pulito. </li><li> Posizionare con cura il vetrino sulla parte superiore del campione. </li><li> Sigillare i bordi del coprioggetto con smalto trasparente per garantire che il buffer non evapora dalle esemplare vivo mentre iminvecchiamento. </li><li> Usare un marcatore per designare la posizione dei testicoli per facilità nel posizionare il campione sul vetrino e procedere a imaging. </li><li> Lavare eccesso tampone colorazione DAPI sostituendo il tampone due volte con 6 ml di PBS. Usare un pezzo di carta da filtro per allontanare il buffer dopo ogni lavaggio. Fare attenzione a non rimuovere accidentalmente il campione con il buffer durante ogni lavaggio. </li></ol> 2. Traccia B. Preparazione dei testicoli fissi <ol><li> Preparare tampone Fix diluendo 37% di soluzione di formaldeide magazzino in PBS ad una concentrazione finale di 3,7% di formaldeide in 1x PBS </li><li> Preparare buffer di colorazione DAPI diluendo 1 mg / ml DAPI magazzino a 1 mg / ml in PBS. </li><li> Immergere i testicoli in 6 microlitri goccia di PBS in cima ad una carica positiva vetrino per microscopio. </li><li> Orientare manualmente i testicoli in modo lineare o come altrimenti preferito. </li><li> Usare un pezzo di carta da filtro per evacuare la PBS e sostituirlo con 6 ml di Fixtampone per 5 min. </li><li> Usare un pezzo di carta da filtro per allontanare il buffer Fix e immergere il campione in 6 ml di tampone colorazione DAPI per 10 min. </li><li> Posizionare con cura un coprioggetto mm 18 x 18 sulla parte superiore del campione. </li><li> Sigillare i bordi del coprioggetto con smalto trasparente per garantire che il buffer non evapora dal campione durante l&#39;imaging. </li><li> Usare un marcatore per designare la posizione dei testicoli per facilità nel posizionare il campione sul vetrino e procedere a imaging. </li></ol> 3. Pista C. Preparazione di immunostained testicoli Siliconizzazione Coverslip: Immergere più 18 x 18 millimetri vetrini in un piccolo vassoio contenente soluzione siliconatura e incubare per 1 minuto a temperatura ambiente sotto una cappa aspirante. Assicurarsi che i coprioggetti sono completamente esposti e non sono impilati uno sopra l&#39;altro. <ol><li> Porre il campione in 5 ml goccia di PBS sul vetrino siliconato. Orientare iltesticoli come desiderato e perforare i testicoli con un bisturi affilato. Posizionare delicatamente una carica positiva vetrino da microscopio vetro sopra il vetrino, permettendo al PBS di diventare uniformemente disperse tra il vetrino e lo scivolo. Utilizzare un piccolo pezzo di carta da filtro per allontanare il tampone in eccesso tra il vetrino e scivolo. Come tampone viene rimosso dalla carta da filtro, l&#39;aumento della pressione sarà schiacciare i testicoli. Molti i campioni devono essere preparati simultaneamente, come alcuni possono essere persi o danneggiati nel corso del protocollo. Un incisore vetro può essere utilizzato per etichettare i vetrini se saranno preparati contemporaneamente diversi tipi di campioni. <ol><li> Lavare il coprioggetti 3x per 1 min ciascuno in acqua, seguita da 3x per 1 min ciascuno in etanolo al 70%, e un lavaggio finale per 1 min in acqua. Lasciare i coprioggetti siliconati per asciugare sotto una cappa aspirante. </li></ol></li><li> Cada i vetrini in azoto liquido e consentire il campione di congelare per 5-10 min. </li><li> Rimuovere i vetrini dalla liquid azoto utilizzando una grande pinza. Utilizzare un bisturi per rimuovere rapidamente il vetrino. I campioni devono rimanere sulla diapositiva. Fare attenzione a non spalmare il campione durante questo processo facendo scorrere il vetrino lungo la slitta. </li><li> Incubare i vetrini in metanolo prechilled in verticale per istologia vetro colorazione vaso a -20 ° C per 15 min. </li><li> Trasferire i vetrini in una vaschetta di colorazione Coplin di vetro contenenti acetone prechilled a -20 ° C per 30 sec. </li><li> Lavare i vetrini per 1 min in PBS a temperatura ambiente utilizzando un Coplin vetro colorazione vaso. </li><li> Preparare PBST-B completandola PBS con 0,1% Triton-X100 e l&#39;1% di siero bovino Albume (BSA). 5% di siero normale dalle stesse specie ospite come anticorpo secondario (dal punto 3.14) può essere usata al posto di BSA per ridurre il rumore di fondo prodotto dal legame non specifico anticorpo secondario. </li><li> Incubare i vetrini per 10 minuti in PBST-B in una vaschetta di colorazione Coplin di vetro per per bloccare i siti non specifici. </li><li> Riempire i pozzetti dila camera umida con acqua. Umidità all&#39;interno della camera di minimizzare l&#39;evaporazione di soluzioni di anticorpi dai campioni durante le fasi di incubazione. </li><li> Preparare PBST-BR completandolo PBST-B con 100 pg / ml RNasi A. RNasi A degrada RNA nel campione e serve anche come un agente di bloccaggio supplementare assorbendo fortemente alla superficie del vetro. <ol><li> Inserire un pezzo di circa 1x1 cm di Parafilm sopra del campione per diffondere la soluzione di anticorpi uniformemente e proteggere la soluzione di anticorpi da evaporazione. Chiudere la camera umida ed incubare il campione in anticorpo primario per 1 ora a temperatura ambiente. </li></ol></li><li> Rimuovere i vetrini dal PBST-B. Usare un pezzo di carta da filtro per asciugare l&#39;area del vetrino intorno al provino, prestando attenzione a non asciugare il campione stesso. Infine, posizionare il vetrino nella camera umida con il campione verso l&#39;alto </li><li> Aggiungere delicatamente 100 ml di anticorpo primario diluito in PBST-BR in cima alla specImen (1:200 è generalmente una buona concentrazione di partenza per gli anticorpi non caratterizzati). <ol><li> Coprire il campione con circa 1 x 1 cm pezzo di Parafilm e chiudere la camera di umidità. Incubare la provetta in anticorpo secondario per 1 ora a temperatura ambiente. </li></ol></li><li> Aprire la camera di umidità e utilizzare pinze per rimuovere delicatamente la Parafilm dalla diapositiva. Incubare i vetrini per 5 min in PBST in un Coplin vetro colorazione vaso a temperatura ambiente per lavare. Ripetere questo processo per un totale di tre lavaggi. </li><li> Rimuovere i vetrini dal PBST-B e metterli nella camera umida con il campione verso l&#39;alto. Aggiungere delicatamente 100 ml di anticorpo secondario diluito in PBST-BR sopra del campione. </li><li> Aprire la camera di umidità e utilizzare pinze per rimuovere delicatamente la Parafilm dalla diapositiva. Ancora una volta, lavare il 3x campione per 5 minuti ciascuna in PBST in una vaschetta di colorazione Coplin vetro seguita da 3x per 5 minuti ciascuno in PBS. </li><li> Utilizzare un Kimwipe e carta da filtro<html> asciugare accuratamente la superficie del vetrino, facendo attenzione a evitare di toccare o asciugare il campione. </li><li> Aggiungere 6 ml di supporti di montaggio per esemplare, coprire con un coprioggetto pulito (non ricoperta di silicone), e il sigillo bordi con smalto. </li><li> Usare un marcatore per designare la posizione dei testicoli per facilità nel posizionare il campione sul vetrino e procedere a imaging. </li></ol> 4. Note Imaging Imaging può essere raggiunto utilizzando un microscopio a luce normale posizione verticale o invertita o microscopio confocale. E &#39;importante che il microscopio essere equipaggiato con contrasto di fase, in particolare per l&#39;imaging di testicoli vivi esemplari (traccia A). Questa caratteristica è recentemente diventata disponibile su microscopi confocali. Quando i testicoli si rompono spontaneamente (Track A), la punta (staminali regione cellule) è di solito mantenuto intatto ed è facilmente identificabile, che fornisce un buon marcatore per individuare inizialmente e utilizzare per l&#39;orientamento. _content &quot;&gt; Centrioli sono abbastanza piccole strutture e le immagini devono pertanto essere prese utilizzando 63X o 100X obiettivi, un fattore di zoom di 4-6X, e una risoluzione di almeno 512 x 512 pixel quando possibile.

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Studiare la biologia centrosome nei testicoli fly mediante marcatori centrosomica geneticamente taggati è un metodo utile per valutare la funzione e l&#39;attività cntrosoma sia in un contesto wild-type e mutante. In particolare, la pista A è adatto per lo screening rapido di anomalie centrosomica come malformazione, misegregation, instabilità o lunghezza anomala nel tentativo di identificare nuovi mutanti. Inoltre, spermatidi ciglia in preparazioni vivi rimangono mobili per circa 15 min dopo la dissezione e l&#39;uso di testicoli vivi in ​​pista A consente anche di motilità gestire facilmente. Poiché l&#39;attività di spermatozoi mobili ciglia è direttamente correlata alla funzionalità cntrosoma, saggi possono essere eseguiti per determinare gli effetti di varie mutazioni centrosomica sulla funzione ciliare. Traccia B può essere usato per osservazioni più specifiche soprattutto quando i dati statistici è richiesta come per contare il numero di centrioli per cella e o numero di celle per cisti. Traccia C è più useful per le osservazioni dettagliate che richiedono la colorazione con anticorpi. Gli esempi includono l&#39;etichettatura di un particolare tipo di cellule, come le cellule staminali, colorazione di una proteina che non ha un tag disponibili come tubulina acetilata, o per verificare l&#39;assenza o mislocalization di una proteina in un mutante. Quando l&#39;imaging centrosomi e strutture centrosoma-correlati, utilizzando marcatori geneticamente con targhetta piuttosto che gli anticorpi non è solo sperimentalmente più facile, ma anche fornisce risultati più affidabili e riproducibili. Pertanto, l&#39;uso di proteine ​​centrosomica geneticamente contrassegnate è un metodo affidabile per le analisi quantitative meccanicistici e che richiedono un grande insieme di dati. Ad esempio, l&#39;uso di marcatori centrosomica geneticamente-tag è stato particolarmente utile per la quantificazione di lunghezza centriole. Tale analisi ha rivelato che varie mutazioni possono essere classificati in due categorie in base al variabilità in lunghezza centriolo. Una categoria comprende le mutazioni che change lunghezza centriolo ma non incidono sulla deviazione standard 1 e l&#39;altra categoria comprende le mutazioni che colpiscono sia la lunghezza centriolo e la deviazione standard di lunghezza 11. Tali dati quantitativi in ​​grado di fornire indicazioni utili nella funzione di particolari geni centrosomica. Centrosomica mutanti che presentano la lunghezza centriolo difettoso con un aumento della deviazione standard possono essere dovuti a una destabilizzazione di struttura centriolar. Tuttavia, lunghezza centriolo difettoso con un normale errore standard può indicare che la mutazione non strutturalmente destabilizzare centriolo ed è più probabile che sia dovuto ad un cambiamento di meccanismo di regolazione controllo lunghezza centriolo. A causa di incongruenze nella immunoistochimica, analisi quantitative sono difficili con l&#39;uso di marcatori anticorpali da solo. Il centrosoma è una grande, complessa struttura proteica e molte delle sue proteine ​​si trovano solo al proprio interno. Utilizzando centrosomica geneticamente tagmarcatori piuttosto gli anticorpi permette di etichettare in modo coerente i componenti interni del centrosoma cui epitopi può essere altrimenti inaccessibili ai marcatori anticorpali. Per esempio, studi di localizzazione di BLD10 utilizzando anticorpi trova la proteina sia arricchito alle estremità distali e prossimali del centriolo 13, mentre BLD10-GFP mostra una distribuzione più uniforme 1. Tuttavia, è anche importante considerare il livello di espressione di una particolare proteina geneticamente-tag, come questo può influenzare la distribuzione della proteina. Localizzazione dei Sas-4-GFP e SAS-6-GFP espresso sotto il loro endogena è limitata alle estremità prossimali dei centriolo 1,16,35 D&#39;altra parte, Sas-4-GFP e SAS-6-GFP espresso sotto il promotore forte ubiquitina sono localizzati lungo l&#39;intera lunghezza del centriolo 12,14. Un&#39;altra considerazione importante è l&#39;effetto della modifica genetica sulla funzione della proteina. Analizzare se le proteine ​​geneticamente etichettati sono funzionali può essere tesTED introducendo la proteina transgenica in uno sfondo mutante ed esaminando se la proteina transgenica salva il fenotipo mutante. Fissazione dei testicoli Drosophila può essere eseguita utilizzando una varietà di fissativi chimici. Qui, descriviamo la fissazione sia con formaldeide (Track B) e metanolo, acetone (Track C). Tuttavia, o fissativo può essere usato in modo intercambiabile e da vari fissativi possono alterare chimicamente epitopi di anticorpi nativi, la selezione del fissativo appropriato per immunostaining deve essere determinato sperimentalmente. Le seguenti fissativi e condizioni di incubazione sono comunemente impiegati: 3,7% di formaldeide, 5 min a temperatura ambiente; metanolo, 15 min a -20 ° C; acetone, 10 min a -20 ° C; metanolo, 15 min a -20 ° C. seguito da acetone, 30 sec a -20 ° C; etanolo, 20 min a -20 ° C. Sebbene fissazione con acetone, metanolo, etanolo e non richiedono un passo permeabilizzazione estesa per immunoistochimica, la fissazione with formaldeide dovrebbe essere seguito da una incubazione 1 hr in PBST-B a temperatura ambiente per permeabilize membrane cellulari e consentire l&#39;accesso anticorpi contro epitopi intracellulari. Inoltre, alcuni fissativi sono più adatti per particolari antigeni. Ad esempio, le funzioni di formaldeide bene per il fissaggio di piccole proteine, mentre metanolo e acetone sono particolarmente adatti per il fissaggio di grandi complessi molecolari 36. Immunostaining di Drosophila testicoli è stato descritto in precedenza per osservare le strutture della cromatina e il microtubulo citoscheletro 29,37. Qui (Track C), la procedura è stata ottimizzata per l&#39;analisi di strutture centrosomica contenenti proteine ​​geneticamente etichettati. Forniamo una descrizione dettagliata di questa procedura per guidare gli individui che non hanno esperienza nel lavorare in testicoli di Drosophila. Questa procedura prevede delle modificazioni per migliorare la conservazione e la morfologia dei testicoli, ad esempio utilizzando siliconized coprioggetto e carica positiva vetrini per microscopio.

Testicoli Drosophila sono un sistema idoneo organo di studiare una varietà di processi cellulari e dello sviluppo e sono stati esaminati estesamente negli anni 1-9. Questa manoscritto concentra sull&#39;uso dei testicoli Drosophila per studiare centrosoma, un organello cellulare conservata. Come in altri sistemi, il centrosoma della funzione testicoli Drosophila in mitosi, meiosi, e ciliogenesis 10. Centrosomi sono composti da una coppia di strutture basate microtubuli noti come centrioli circondati da una rete proteina complesso denominato materiale pericentriolar (PCM). La coppia centriolo è composto da un vecchio centriole madre e una giovane figlia centriolo. Come la cellula progredisce verso la mitosi, entrambi centrioli si separano, duplicare, e acquistano una grande quantità di PCM per formare infine due centrosomi distinti. Il centrosoma contenente la madre centriolo originale viene indicato come il centrosoma madre e il centrOsome contenente la figlia centriolo originale viene indicato come il centrosoma figlia. Testicoli Drosophila sono ideali per studiare le basi molecolari della biologia cntrosoma mediante microscopia a fluorescenza per una serie di motivi. <ol><li> La maggior parte delle proteine ​​di Drosophila che sono necessari per la biologia cntrosoma nei testicoli sono conservate tra eucarioti, suggerendo che le intuizioni alla biologia cntrosoma negli esseri umani e altre specie può essere acquisita studiando centrosoma in Drosophila testicoli 1,11-14. </li><li> Esecuzione di analisi mutanti in Drosophila fornisce un vantaggio significativo in quanto, a differenza di molti altri modelli, mutazioni centrosomica in Drosophila non sono embrionali letali, consentendo così l&#39;analisi genetica classica della funzione centrosoma. Questa caratteristica unica di Drosophila è dovuto alla presenza di contributo materno che persiste durante le fasi critiche di svi embrionalepment. 1,11-14. Così, si può a) le mutazioni di studio che eliminano completamente la formazione cntrosoma e b) studiano il destino di un centrosoma normale che si è formata nei primi embrione mediante conferimento materna in un contesto mutante dopo il contributo materno è esaurito (il principio del metodo è descritto in 11). </li><li> Transgeni funzionali con tag fluorescenti geneticamente codificati che etichettano il centrosoma sono disponibili. Molte di queste linee uso proprio promotore della proteina di guidare la trascrizione del transgene per evitare marcata iperespressione. Questo è particolarmente importante perché sovraespressione di proteine ​​si traduce spesso in artefatti che interferiscono con l&#39;analisi della funzione cntrosoma 1,11. </li><li> Il centriolo e cntrosoma sono unicamente lungo tutta Drosophila spermatogenesi, permettendo così l&#39;analisi rapida e semplice del centrosoma da imaging. </li><li> Passaggi consecutivi nel spermatogenesi e cntrosoma biology sono organizzati cronologicamente lungo i testicoli, a partire dalla punta testicolo con i centrosomi delle cellule staminali spermatiche e termina sul fondo dei testicoli con ridotta dimensione centrosoma e l&#39;attività in cellule spermatiche mature (figure 1 e 2). Questo permette una facile identificazione e l&#39;analisi della funzione del centrosoma durante le diverse fasi di sviluppo dello sperma. </li><li> I testicoli sono facilmente sezionati da larve maschio, pupe e adulti 27. </li><li> Durante la spermatogenesi, il centrosoma e le sue centrioli procedere attraverso compositivo multipla, stati funzionali per funzionare in mitosi, meiosi, e la formazione ciglio strutturale e. Durante questi processi, le assembla centrosoma, duplicati, migra, ancore a parti specifiche della cellula, matura, divide e crea un ciglio. Inoltre, centriolo del spermatid maturo dà luogo ad un precursore centriolar denominato PCL 1. Anche nel spermatide maturo, centrosoma subisce un processo cALLED riduzione cntrosoma quale perde molti componenti del PCM e centriolo (figure 1 e 2). Così, gli studi nei testicoli permettono di affrontare molteplici aspetti della vita cntrosoma come ritenzione centrosoma nelle cellule staminali, centriolo duplicazione, la stabilità centriolo, allungamento centriolo, separazione centriolo e la segregazione, PCM reclutamento, ciliogenesis, la formazione PCL, la riduzione centrosoma, e astrale microtubuli nucleazione tra gli altri. </li><li> Infine, studi di biologia cntrosoma sono aiutati da altre caratteristiche ben note di Drosophila che ne hanno fatto un modello di organismo preferita per studi biologici. Questi includono un breve tempo di generazione, facilità di genetica, nonché mutagenesi casuale e sito-diretta. </li></ol> Insieme, le caratteristiche sopra indicate di Drosophila testicoli offre un modello in cui il centrosoma può essere studiato mediante imaging facile, veloce e dettagliata. Le tecniche descrittein questo documento sono stati applicati per studiare molti aspetti della biologia centrosoma tra cui la formazione centriolo 11, centriolo duplicazione 15 PCM assunzione 16, regolamento cntrosoma 17, e ciliogenesis 18. Queste tecniche sono state applicate anche per studiare il centrosoma in altre aree della biologia quali la regolamentazione meiotic 19, assemblaggio del fuso 20, e l&#39;attività centrosome nella divisione delle cellule staminali asimmetrica 21 tra molti altri. Imaging dei testicoli nei comincia centrosoma con l&#39;ottenimento di mosche che esprimono le proteine ​​centrosomica geneticamente con targhetta e isolando i testicoli da larve maschio, pupe, o mosche adulte. Queste mosche sono disponibili da diversi gruppi di ricerca 1,11,15,22-25. I testicoli larvali contengono tutte le fasi della spermatogenesi prima della meiosi e sono utili quando si analizzano le mutazioni che sono letali nel pupa o adulto. Tuttavia, dopo l&#39;orario di pupa o giovane adutesticoli lt sono i più robusti e contengono tutti i pre e post-meiotici fasi della spermatogenesi, rendendoli preferibili per l&#39;analisi. Poiché il numero di spermatozoi diminuisce con l&#39;età mosca, l&#39;uso di testicoli adulto è anche adatto per studiare il centrosoma nel contesto dell&#39;invecchiamento. 26. Procedimento di testicolo isolamento da mosche adulte è stato precedentemente descritto 27. Imaging di centrosomi e la loro funzione in testicoli di Drosophila può essere raggiunto attraverso tre tracce correlate che vengono presentati qui (Figura 3). Selezione di cui traccia è più appropriata dipende dalla natura della domanda il ricercatore si rivolge. Traccia A comporta l&#39;imaging dei testicoli dal vivo. È il più rapido delle tre tracce, ma può essere applicato soltanto quando i campioni non devono essere conservati e quando immunoistochimica non è richiesto. In Traccia A, testicoli sono montati (intatto, forato o tagliare) su vetrinie accuratamente schiacciato sotto un coprioggetto per formare un singolo strato di cellule facilmente identificabili. Le cellule vengono poi visualizzati utilizzando sia microscopia a contrasto di fase e microscopia a fluorescenza. L&#39;uso di contrasto di fase è particolarmente importante per l&#39;analisi dei testicoli Drosophila perché rivela informazioni cellulare che non è visibile con altre forme di illuminazione trasmessa e permette una rapida identificazione delle varie fasi di sviluppo dello sperma 28,29 così. Tuttavia, Pista A ha due svantaggi principali. In primo luogo, l&#39;integrità morfologica delle cellule è spesso compromessa una volta che i testicoli sono rotti. Secondo, le cellule non fissate a volte si muovono entro il campione, rendendo l&#39;imaging di strati multipli confocali in una regione determinata difficile. Per promuovere l&#39;analisi di specifici tipi cellulari, testicoli possono essere forati o tagliati in modo da dirigere il modo rotture testicolo tale che schiacciando sotto il minimo coprioggetto agisce sulla morfologia del tipo cella di interesse. Traccia B comporta la fissazione chimica dei testicoli. Questa pista richiede una quantità intermedia di tempo per la preparazione del campione e ha il vantaggio che campioni fissati possono essere salvate per una successiva analisi. Inoltre, fissazione serve a rendere strutture cellulari più rigida, riducendo al minimo il movimento del campione durante l&#39;imaging. Tuttavia, la microscopia a contrasto di fase diventa molto meno informativo dopo la fissazione chimica, rendendo alcune fasi di sviluppo dello sperma difficili da identificare. Traccia C è la più alta intensità di tempo, ma ha il vantaggio che le strutture cellulari sono fissi e immunoistochimica, permettendo la visualizzazione di proteine ​​che non sono disponibili con le opportune modifiche genetica. Ci sono molti anticorpi disponibili commercialmente e da vari gruppi di ricerca di immunoistochimica centrosomi e strutture centrosoma legati in testicoli di Drosophila.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/ Equipment</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments/Description</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>DAPI</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>D1306</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Positively Charged Slides</td>
 <td>AZER Scientific</td>
 <td>EMS200A+</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Feather Microscalpel</td>
 <td>Electron Microscopy Sciences</td>
 <td>72045-30</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>37% Formaldehyde or Paraformaldehyde</td>
 <td>Fisher Scientific</td>
 <td>BP531-500</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Phosphate Buffered Saline (PBS)</td>
 <td>Boston Bioproducts</td>
 <td>BM-220</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>18x18 mm coverslips number 1.5</td>
 <td>VWR</td>
 <td>48366 205</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Nail Polish</td>
 <td>Electron Microscopy Sciences</td>
 <td>72180</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sigmacote</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>SL2-100 ml</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Methanol</td>
 <td>Fisher Scientific</td>
 <td>A412-4</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acetone</td>
 <td>Fisher Scientific</td>
 <td>A949-1</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Triton-X100</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>T9284-100ML</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>BSA</td>
 <td>Jackson ImmunoResearch</td>
 <td>001-000-162</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>RNAse A</td>
 <td>5 prime</td>
 <td>2900142</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Filter paper</td>
 <td>Whatman</td>
 <td>1001-055</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Glass engraver</td>
 <td>Dremel</td>
 <td>290-01</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>TCS SP5 confocal microscope</td>
 <td>Leica </td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Mounting Media</td>
 <td>Electron Microscopy Sciences</td>
 <td>17985-10</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Immuno Stain Moisture Chamber, Black</td>
 <td>Electron Microscopy Sciences</td>
 <td>62010-37</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Glass Coplin Staining Jar, Screw Cap</td>
 <td>Electron Microscopy Sciences</td>
 <td>70315</td>
 <td></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

imaging centrosomes in fly testes

Cntrosome sono conservati organelli basato microtubuli cui struttura e cambiamento drammaticamente durante il ciclo cellulare e la differenziazione cellulare funzionali. Centrosomi sono essenziali per determinare l&#39;asse di divisione cellulare durante la mitosi e nucleazione ciglia durante l&#39;interfase. L&#39;identità delle proteine ​​che mediano questi cambiamenti dinamici rimane solo parzialmente noto, e la funzione di molte delle proteine ​​che sono state implicate in questi processi è ancora rudimentale. Studi recenti hanno dimostrato che la Drosophila spermatogenesi fornisce un potente sistema per identificare nuove proteine ​​cruciali per la funzione centrosoma e la formazione, nonché al fine di conoscere la particolare funzione di giocatori noti nei processi centrosoma-correlati. Drosophila è un consolidato modello genetico dell&#39;organismo in cui i mutanti in centrosomica geni possono essere ottenuti facilmente e facilmente analizzati. Inoltre, i recenti progressi nella sensibilità e risoluzione del microscopio ottico esviluppo di robusti indicatori centrosomica geneticamente etichettati hanno trasformato la capacità di usare testicoli di Drosophila come un semplice e accessibile sistema modello per studiare centrosomi. Questo articolo descrive l&#39;uso di marcatori centrosomica geneticamente etichettati per eseguire esami genetici per i nuovi mutanti centrosomica e al fine di conoscere la specifica funzione di nuovi geni identificati.

Cntrosome subiscono più trasformazioni morfologiche e funzionali nel corso della spermatogenesi. Questa caratteristica della spermatogenesi rende testicoli un sistema utile per studiare vari aspetti della biologia cntrosoma. Un tale processo facilmente osservata è l&#39;allungamento centrosoma. In spermatogoni, il marcatore centriolar ANA1-GFP segna l&#39;(4a Figura) 0,6 micron lungo centriolo. Questo centriolo allunga durante la spermatogenesi e raggiunge una lunghezza di 2,5 micron di spermatidi quasi maturi. Poiché centrioli in Drosophila sperma sono unicamente lungo, di immagini può essere usato per fare dichiarazioni quantitative riguardanti l&#39;allungamento cntrosoma (Fig. 4b). Analisi di lunghezza centriole può anche essere eseguita in uno sfondo mutante e vari mutanti sono stati identificati che altera la crescita centriolo (Figura 5). Esempi sono sempre presto (aly) e Cannonball (CAN), mutazioni che Arrest spermatogenesi prima dell&#39;inizio della meiosi 30, ma non bloccare centriolo di allungamento. In questi mutanti, centrioli del spermatocita maturo crescere a circa ~ 2,4 micron rispetto ai centrioli di cellule di controllo che raggiungono un massimo di 1,8 micron. <img src="/files/ftp_upload/50938/50938fig1.jpg" alt="Figura 1" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50938/50938fig1highres.jpg"/> Figura 1. Spermatogenesi e Biologia cntrosoma. A) sviluppo delle cellule staminali e spermatogoni. Tutti gli spermatozoi provengono da cellule staminali si trovano sulla punta apicale dei testicoli. Ogni Stem Cell divide asimmetricamente per formare una Stem Cell che eredita il centrosoma madre e un spermatogonio progenitore che eredita il centrosoma figlia 31. Come forma spermatogoni, diventano circondati da 2 celle cisti, che continuano a circondare i spermatociti e spermatidi in tutta la spermatogenesi. Spermatogoni dividere 4 volte per produrre 16 spermatogoni, contenenti ciascuna due centrioli. B) Sviluppo di spermatociti e meiosi. Durante lo sviluppo spermatocita, centrioli duplicati una volta di più per generare quattro centrioli organizzati in due coppie per cellula e 64 centrioli per cisti. Fase iniziale dello sviluppo spermatocita, ogni centriolo sposta alla membrana plasmatica, banchine ad esso, e si allunga per formare una struttura simile a una ciglio primario 18,32-34. In maturi spermatociti, lunghezza centriolo raggiunge ~ 1.8 micron. I centrosomi svolgono un ruolo essenziale nella meiosi. Durante la meiosi I, le coppie centriolo che sono ancora attaccati alla mossa membrana plasmatica verso il centro della cellula e creano cellule invaginazioni di membrana a loro punta distale. Il PCM intorno ai centrioli cresce, nucleates microtubuli astrali, e colocalizza con il polo del mandrino. Durante la transizione a meiosi II, la coppia centriolo separa in modo che solo un singolo centriolo è present per ogni polo mandrino. C) spermiogenesi. Alla fine della meiosi II, il Primo Turno spermatide ha un unico centriolo attaccato alla membrana plasmatica invaginato. Un grande derivato mitocondriale rotonda si trova vicino al nucleo e poi inizia ad allungarsi lungo la crescente axoneme in successive spermatidi rotondi. Durante la spermatogenesi, le forme axoneme e allunga all&#39;interno del citoplasma. Inoltre, una nuova struttura centriolar conosciuto come il PCL (prossimale Centriolo piace) appare vicino al centriolo preesistente 1. Alla fine della spermatogenesi, le cellule condividono una cisti comune separano gli uni dagli altri per diventare pienamente maturo spermatozoi mobili. I diagrammi di spermatocita sviluppo (B) e spermiogenesi (C) rappresentano solo una cellula su 16 spermatociti e spermatidi 64, rispettivamente, per cisti, e non rappresentano le cellule cisti. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50938/50938fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere</a>r figura. <img src="/files/ftp_upload/50938/50938fig2.jpg" alt="Figura 2" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/50938/50938fig2highres.jpg"/> Figura 2. La Drosophila testicoli. Una sovrapposizione di un contrasto di fase e fluorescenza GFP al microscopio di un testicolo intero-mount che esprimono il marcatore pan-centriolar Ana-1-GFP. Un&#39;area distinta corrispondente a pannelli 1-3 di figura 1 sono separati da una linea rossa tratteggiata A) Cellule Staminali e spermatogoni, B) spermatociti e meiosi, C) spermiogenesi. <img src="/files/ftp_upload/50938/50938fig3.jpg" alt="Figura 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50938/50938fig3highres.jpg"/> Figura 3. Tracce Verso Imaging centrosomi in Drosophila testicoli. <p class="jove_content" fo: Keep-together.within-page = &quot;always&quot;&gt; <img src="/files/ftp_upload/50938/50938fig4.jpg" alt="Figura 4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50938/50938fig4highres.jpg"/> Figura 4. Cntrosoma Allungamento durante la spermatogenesi. A) Ogni tappa mostra l&#39;immagine di un contrasto di fase (a sinistra), immagine di fluorescenza (al centro), e l&#39;immagine ingrandita del centrosoma (a destra). L&#39;immagine a contrasto di fase dimostra la fase particolare cella in base alla posizione e morfologia della cellula, nucleo, nucleolo, e mitocondri. L&#39;immagine di fluorescenza mostra DNA colorati con DAPI (blu). L&#39;immagine mostra centrosoma centrosomi etichettati da Asterless-GFP (Asl, top images) e ANA1-GFP (ANA1, immagine in basso). Un cerchio bianco evidenzia la membrana cellulare in entrambe le immagini a contrasto di fase e fluorescenza. I cerchi bianchi tratteggiati e il cerchio grigio nell&#39;immagine fluorescenza evidenziare la posizione del nucleo e nucleolo, rispettivamente. Giallo freccia punta alla Y-cromoalcuni loop. Rossa tratteggiata cerchi segnano i mitocondri. Fasi 1-6 si riferisce a 29 e palchi 13-17 si riferisce alla descrizione delle fasi di cellulari in 32. Fase 1: Primaria spermatocita. Identificato come una piccola cellula una punta del testicolo. Fase 2a: Polar spermatocita. Identificato dalla presenza di un tappo mitocondri su un lato del nucleo. Fase 3: apolare spermatocita. Identificata dalla sua dimensione relativa maggiore del spermatocita primaria e la mancanza di un tappo mitocondri. Fase 4: Primary spermatocita. Identificato dalla comparsa di tutti: tutti i 3 loop del cromosoma Y. Fase 5: Mature Primario spermatocita. Grande spermatocita prodotta nella spermatogenesi, individuato da un ulteriore aumento della dimensione nucleare. Fase 6: Premeiotic Primario spermatocita. Loop del cromosoma Y disintegrano e il nucleo scompare. Tappa 13: Cipolla stage spermatide. Cellule rotonde contenenti nucleo altrettanto dimensioni e mitocondri. Fase 17: Tardo spermatide. Identificato come un spermatid allungata che rimane parte di un Bundle di 64 spermatidi con nuclei trovati vicino alla base dei testicoli., nuclei sono leggermente più ampia rispetto spermatidi maturi trovati in vescicola seminale. Bar Scala, 10 micron e 1 micron. B) Il grafico raffigura media e deviazione standard per ogni fase come misurato da Asterless-GFP (blu) e ANA1-GFP (green). Nella fase 6, (verde) le medie e le deviazioni standard Asterless-GFP (blu) e ANA1-GFP si sovrappongono e solo Asterless-GFP (blu) è evidente. A partire Tappa 13, Asterless-GFP non decora l&#39;intera centriolo e le misurazioni non sono stati determinati (ND). <img src="/files/ftp_upload/50938/50938fig5.jpg" alt="Figura 5" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50938/50938fig5highres.jpg"/> Figura 5. Anormalmente lunghi Centrioli in Fase 6 spermatociti di Aly e possono mutanti. AC) al microscopio luce dei testicoli interi e pannello fluorescente del rappresentante cntrosoma laBeled da ANA1-GFP. Si noti la forma anomala dei testicoli in aly e può mutanti, che deriva da una mancanza di spermatidi in conseguenza di un arresto meiotico. D) Il grafico raffigura deviazione media standard, e la distribuzione di dati di lunghezza centriole in wild-type, aly e può . Numero di campioni per ogni punto dati è tra parentesi. Barra della scala, 1 micron.

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Imaging Centrosomes in Fly Testes

Imaging di proteine ​​centrosomica durante Drosophila spermatogenesi è un metodo efficace per identificare nuove proteine ​​critiche per la biologia cntrosoma nonché per chiarire la particolare funzione di giocatori noti in questo processo.

I centrosomi Imaging in Fly Testicoli

Centrosomes are conserved microtubule-based organelles whose structure and function change dramatically throughout the cell cycle and cell ...

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Imaging Cell Shape Change in Living Drosophila Embryos

The developing Drosophila melanogaster embryo undergoes a number of cell shape changes that are highly amenable to live confocal imaging. Cell shape changes in the fly are analogous to those in higher organisms, and they drive tissue morphogenesis. So, in many cases, their study has direct implications for understanding human disease (Table 1)1-5. On the sub-cellular scale, these cell shape changes are the product of activities ranging from gene expression to signal transduction, cell polarity, cytoskeletal remodeling and membrane trafficking. Thus, the Drosophila embryo provides not only the context to evaluate cell shape changes as they relate to tissue morphogenesis, but also offers a completely physiological environment to study the sub-cellular activities that shape cells.
The protocol described here is designed to image a specific cell shape change called cellularization. Cellularization is a process of dramatic plasma membrane growth, and it ultimately converts the syncytial embryo into the cellular blastoderm. That is, at interphase of mitotic cycle 14, the plasma membrane simultaneously invaginates around each of ~6000 cortically anchored nuclei to generate a sheet of primary epithelial cells. Counter to previous suggestions, cellularization is not driven by Myosin-2 contractility6, but is instead fueled largely by exocytosis of membrane from internal stores7. Thus, cellularization is an excellent system for studying membrane trafficking during cell shape changes that require plasma membrane invagination or expansion, such as cytokinesis or transverse-tubule (T-tubule) morphogenesis in muscle.
Note that this protocol is easily applied to the imaging of other cell shape changes in the fly embryo, and only requires slight adaptations such as changing the stage of embryo collection, or using "embryo glue" to mount the embryo in a specific orientation (Table 1)8-19. In all cases, the workflow is basically the same (Figure 1). Standard methods for cloning and Drosophila transgenesis are used to prepare stable fly stocks that express a protein of interest, fused to Green Fluorescent Protein (GFP) or its variants, and these flies provide a renewable source of embryos. Alternatively, fluorescent proteins/probes are directly introduced into fly embryos via straightforward micro-injection techniques9-10. Then, depending on the developmental event and cell shape change to be imaged, embryos are collected and staged by morphology on a dissecting microscope, and finally positioned and mounted for time-lapse imaging on a confocal microscope.

Imaging Cell Shape Change in Living Drosophila Embryos

Early development of the fruit fly, Drosophila melanogaster, is characterized by a number of cell shape changes that are well suited for imaging approaches. This article will describe basic tools and methods required for live confocal imaging of Drosophila embryos, and will focus on a cell shape change called cellularization.

Imaging Forma Modifica cella in Living Drosophila Embrioni

The developing Drosophila melanogaster embryo undergoes a number of cell shape changes that are highly amenable to live confocal imaging.  Cell shape ...

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Isolation of Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline interactions. Testes are typically isolated from adult males 0-3 days after eclosion from the pupal case. The testes of wild-type flies are easily distinguished from other tissues because they are yellow, but the testes of white mutant flies, a common genetic background for laboratory experiments are similar in both shape and color to the fly gut. Performing dissection on a glass microscope slide with a black background makes identifying the testes considerably easier. Testes are removed from the flies using dissecting needles. Compared to protocols that use forceps for testes dissection, our method is far quicker, allowing a well-practiced individual to dissect testes from 200-300 wild-type flies per hour, yielding 400-600 testes. Testes from white flies or from mutants that reduce testes size are harder to dissect and typically yield 200-400 testes per hour.

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

Drosophila melanogaster testes can be rapidly and efficiently isolated from adult males using dissecting needles. With practice, one can readily isolate in one or two days an amount of testes sufficient for the analysis of DNA or RNA by high throughput sequencing or more traditional molecular biology methods or of protein for antibody- or enzyme-based assays.

Isolamento di Drosophila melanogaster Testicoli

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline ...

Functional Imaging of Brown Fat in Mice with 18F-FDG micro-PET/CT

Brown adipose tissue (BAT) differs from white adipose tissue (WAT) by its discrete location and a brown-red color due to rich vascularization and high density of mitochondria. BAT plays a major role in energy expenditure and non-shivering thermogenesis in newborn mammals as well as the adults 1. BAT-mediated thermogenesis is highly regulated by the sympathetic nervous system, predominantly via &beta; adrenergic receptor 2, 3. Recent studies have shown that BAT activities in human adults are negatively correlated with body mass index (BMI) and other diabetic parameters 4-6. BAT has thus been proposed as a potential target for anti-obesity/anti-diabetes therapy focusing on modulation of energy balance 6-8. While several cold challenge-based positron emission tomography (PET) methods are established for detecting human BAT 9-13, there is essentially no standardized protocol for imaging and quantification of BAT in small animal models such as mice. Here we describe a robust PET/CT imaging method for functional assessment of BAT in mice. Briefly, adult C57BL/6J mice were cold treated under fasting conditions for a duration of 4 hours before they received one dose of 18F-Fluorodeoxyglucose (FDG). The mice were remained in the cold for one additional hour post FDG injection, and then scanned with a small animal-dedicated micro-PET/CT system. The acquired PET images were co-registered with the CT images for anatomical references and analyzed for FDG uptake in the interscapular BAT area to present BAT activity. This standardized cold-treatment and imaging protocol has been validated through testing BAT activities during pharmacological interventions, for example, the suppressed BAT activation by the treatment of &beta;-adrenoceptor antagonist propranolol 14, 15, or the enhanced BAT activation by &beta;3 agonist BRL37344 16. The method described here can be applied to screen for drugs/compounds that modulate BAT activity, or to identify genes/pathways that are involved in BAT development and regulation in various preclinical and basic studies.

Functional Imaging of Brown Fat in Mice with 18F-FDG micro-PET/CT

A method of functional imaging of mouse brown adipose tissue (BAT) is described in which cold-stimulated uptake of 18F-Fluorodeoxyglucose (FDG) in BAT is non-invasively assessed with a standardized micro-PET/CT protocol. This method is robust and sensitive to detect differences in BAT activities in mouse models.

Imaging funzionale del grasso bruno nei topi con FDG micro-PET/CT

Brown adipose tissue (BAT) differs from white adipose  tissue (WAT) by its discrete location and a brown-red color due to rich  vascularization and high ...

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

The proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal development in all metazoan organisms. Apoptotic cell clearance is a highly dynamic process intimately associated with cell death; unengulfed apoptotic cells are barely seen in vivo under normal conditions. In order to understand the different steps of apoptotic cell clearance and to compare 'professional' phagocytes - macrophages and dendritic cells to 'non-professional' - tissue-resident neighboring cells, in vivo live imaging of the process is extremely valuable. Here we describe a protocol for studying apoptotic cell clearance in live Drosophila embryos. To follow the dynamics of different steps in phagocytosis we use specific markers for apoptotic cells and phagocytes. In addition, we can monitor two phagocyte systems in parallel: 'professional' macrophages and 'semi-professional' glia in the developing central nervous system (CNS). The method described here employs the Drosophila embryo as an excellent model for real time studies of apoptotic cell clearance.

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

Here we describe an effective method for studying dynamics of apoptotic cell clearance in vivo. This method employs live Drosophila embryos as a powerful model for monitoring phagocytosis of apoptotic cells using specific labeling of apoptotic cells and phagocytes.

Vivere Imaging di apoptotica delle cellule libera nel corso<em&gt; Drosophila</em&gt; Embriogenesi

The  proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and  subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal  ...

Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

Drosophila melanogaster is a powerful model system that has been widely used to elucidate a variety of biological processes. For example, studies of both the female and male germ lines of Drosophila have contributed greatly to the current understanding of meiosis as well as stem cell biology. Excellent protocols are available in the literature for the isolation and imaging of Drosophila ovaries&#160;and testes3-12. Herein, methods for the dissection and preparation of Drosophila testes for microscopic analysis are described with an accompanying video demonstration. A protocol for isolating testes from the abdomen of adult males and preparing slides of live tissue for analysis by phase-contrast microscopy as well as a protocol for fixing and immunostaining testes for analysis by fluorescence microscopy are presented. These techniques can be applied in the characterization of Drosophila mutants that exhibit defects in spermatogenesis as well as in the visualization of subcellular localizations of proteins.

Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

Methods for isolating and preparing Drosophila testes samples (live and fixed) for imaging by phase-contrast and fluorescence microscopy are described herein.&#160;

L&#39;analisi citologica della spermatogenesi: Preparati Live e fisse di<em&gt; Drosophila</em&gt; Testicoli

Drosophila melanogaster is a powerful model system that has been widely used to elucidate a variety of biological processes. For example, studies of both ...

In Vivo 4-Dimensional Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Adult Mouse Calvarial Bone Marrow

Through a delicate balance between quiescence and proliferation, self renewal and production of differentiated progeny, hematopoietic stem cells (HSCs) maintain the turnover of all mature blood cell lineages. The coordination of the complex signals leading to specific HSC fates relies upon the interaction between HSCs and the intricate bone marrow microenvironment, which is still poorly understood[1-2].
We describe how by combining a newly developed specimen holder for stable animal positioning with multi-step confocal and two-photon in vivo imaging techniques, it is possible to obtain high-resolution 3D stacks containing HSPCs and their surrounding niches and to monitor them over time through multi-point time-lapse imaging. High definition imaging allows detecting ex vivo labeled hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) residing within the bone marrow. Moreover, multi-point time-lapse 3D imaging, obtained with faster acquisition settings, provides accurate information about HSPC movement and the reciprocal interactions between HSPCs and stroma cells.
Tracking of HSPCs in relation to GFP positive osteoblastic cells is shown as an exemplary application of this method. This technique can be utilized to track any appropriately labeled hematopoietic or stromal cell of interest within the mouse calvarium bone marrow space.

In Vivo 4-Dimensional Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Adult Mouse Calvarial Bone Marrow

The nature of the interactions between hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) and bone marrow niches is poorly understood. Custom hardware modifications and a multi-step acquisition protocol allow the use of two-photon and confocal microscopy to image ex vivo labeled HSPCs homed within bone marrow areas, tracking interactions and movement.

In Vivo inseguimento 4-dimensionale di emopoietiche staminali e progenitrici celle di topo adulto cranica di Midollo Osseo

Through a delicate balance between quiescence and proliferation, self renewal and production of differentiated progeny, hematopoietic stem cells (HSCs) ...

Quantitative Immunofluorescence Assay to Measure the Variation in Protein Levels at Centrosomes

Centrosomes are small but important organelles that serve as the poles of mitotic spindle to maintain genomic integrity or assemble primary cilia to facilitate sensory functions in cells. The level of a protein may be regulated differently at centrosomes than at other .cellular locations, and the variation in the centrosomal level of several proteins at different points of the cell cycle appears to be crucial for the proper regulation of centriole assembly. We developed a quantitative fluorescence microscopy assay that measures relative changes in the level of a protein at centrosomes in fixed cells from different samples, such as at different phases of the cell cycle or after treatment with various reagents. The principle of this assay lies in measuring the background corrected fluorescent intensity corresponding to a protein at a small region, and normalize that measurement against the same for another protein that does not vary under the chosen experimental condition. Utilizing this assay in combination with BrdU pulse and chase strategy to study unperturbed cell cycles, we have quantitatively validated our recent observation that the centrosomal pool of VDAC3 is regulated at centrosomes during the cell cycle, likely by proteasome-mediated degradation specifically at centrosomes.

Here, a novel quantitative fluorescence assay is developed to measure changes in the level of a protein specifically at centrosomes by normalizing that protein&#8217;s fluorescence intensity to that of an appropriate internal standard.

Quantitative Immunofluorescence Assay misurare la variazione dei livelli di proteine ​​ad centrosomi

Centrosomes are small but important organelles that serve as the poles of mitotic spindle to maintain genomic integrity or assemble primary cilia to ...

High-resolution Time-lapse Imaging and Automated Analysis of Microtubule Dynamics in Living Human Umbilical Vein Endothelial Cells

The physiological process by which new vasculature forms from existing vasculature requires specific signaling events that trigger morphological changes within individual endothelial cells (ECs). These processes are critical for homeostatic maintenance such as wound healing, and are also crucial in promoting tumor growth and metastasis. EC morphology is defined by the organization of the cytoskeleton, a tightly regulated system of actin and microtubule (MT) dynamics that is known to control EC branching, polarity and directional migration, essential components of angiogenesis. To study MT dynamics, we used high-resolution fluorescence microscopy coupled with computational image analysis of fluorescently-labeled MT plus-ends to investigate MT growth dynamics and the regulation of EC branching morphology and directional migration. Time-lapse imaging of living Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVECs) was performed following transfection with fluorescently-labeled MT End Binding protein 3 (EB3) and Mitotic Centromere Associated Kinesin (MCAK)-specific cDNA constructs to evaluate effects on MT dynamics. PlusTipTracker software was used to track EB3-labeled MT plus ends in order to measure MT growth speeds and MT growth lifetimes in time-lapse images. This methodology allows for the study of MT dynamics and the identification of how localized regulation of MT dynamics within sub-cellular regions contributes to the angiogenic processes of EC branching and migration.

Protocols for Human Umbilical Vein Endothelial Cell (HUVEC) culture, transient transfection of fluorescently-labeled markers of microtubule growth, live-cell imaging and automated analysis of interphase microtubule growth dynamics are detailed.

Ad alta risoluzione Time-lapse imaging e analisi automatizzata dei microtubuli Dynamics in Living ombelicale umano cellule endoteliali Vena

The physiological process by which new vasculature forms from existing vasculature requires specific signaling events that trigger morphological changes ...

Cryopreservation of Zebrafish Spermatogonia by Whole Testes Needle Immersed Ultra-Rapid Cooling

Current trends in science and biotechnology lead to creation of thousands of new lines in model organisms thereby leading to the necessity for new methods for safe storage of genetic resources beyond the common practices of keeping breeding colonies. The main purpose of this study was to adapt the needle immersed vitrification (NIV) procedure to cryopreserve whole zebrafish testes. Cryopreservation of early-stage germ cells by whole testes NIV offers possibilities for the storage of zebrafish genetic resources, especially since after transplantation they can mature into both male and female gametes. Testes were excised, pinned on an acupuncture needle, equilibrated in two cryoprotective media (equilibration solution containing 1.5 M methanol and 1.5 M propylene glycol; and vitrification solution containing 3 M dimethyl sulfoxide and 3 M propylene glycol) and plunged into liquid nitrogen. Samples were warmed in a series of three consequent warming solutions. The main advantages of this technique are (1) the lack of spermatozoa after digestion of warmed testes thus facilitating downstream manipulations; (2) ultra-rapid cooling enabling the optimal exposure of tissues to liquid nitrogen therefore maximizing the cooling and reducing the required concentration of cryoprotectants, thereby reducing their toxicity; (3) synchronous exposure of several testes to cryoprotectants and liquid nitrogen; and (4) repeatability demonstrated by obtaining viability of above 50% in five different zebrafish strains.

The main purpose of this study was to adapt the needle immersed vitrification (NIV) procedure to cryopreserve whole zebrafish testes. Additionally, the repeatability of the method in five different zebrafish strains was tested.

Crioconservazione degli spermatogoni di Zebrafish dall'intero testicoli ago immerso di raffreddamento ultra-rapido

Current trends in science and biotechnology lead to creation of thousands of new lines in model organisms thereby leading to the necessity for new methods ...

Identification of Novel Regulators of Plant Transpiration by Large-Scale Thermal Imaging Screening in Helianthus Annuus

Plant adaptation to biotic and abiotic stresses is governed by a variety of factors, among which the regulation of stomatal aperture in response to water deficit or pathogens plays a crucial role. Identifying small molecules that regulate stomatal movement can therefore contribute to understanding the physiological basis by which plants adapt to their environment. Large-scale screening approaches that have been used to identify regulators of stomatal movement have potential limitations: some rely heavily on the abscisic acid (ABA) hormone signaling pathway, therefore excluding ABA-independent mechanisms, while others rely on the observation of indirect, long-term physiological effects such as plant growth and development. The screening method presented here allows the large-scale treatment of plants with a library of chemicals coupled with a direct quantification of their transpiration by thermal imaging. Since evaporation of water through transpiration results in leaf surface cooling, thermal imaging provides a non-invasive approach to investigate changes in stomatal conductance over time. In this protocol, Helianthus annuus seedlings are grown hydroponically and then treated by root feeding, in which the primary root is cut and dipped into the chemical being tested. Thermal imaging followed by statistical analysis of cotyledonary temperature changes over time allows for the identification of bioactive molecules modulating stomatal aperture. Our proof-of-concept experiments demonstrate that a chemical can be carried from the cut root to the cotyledon of the sunflower seedling within 10 minutes. In addition, when plants are treated with ABA as a positive control, an increase in leaf surface temperature can be detected within minutes. Our method thus allows the efficient and rapid identification of novel molecules regulating stomatal aperture.

Identification of Novel Regulators of Plant Transpiration by Large-Scale Thermal Imaging Screening in Helianthus Annuus

We provide a method for identifying modulators of foliar transpiration by large-scale screening of a compound library.

Identificazione di nuovi regolatori della traspirazione vegetale mediante screening termico su larga scala in Helianthus Annuus

Plant adaptation to biotic and abiotic stresses is governed by a variety of factors, among which the regulation of stomatal aperture in response to water ...