Gli autori riconoscono il sostegno del Consiglio della Ricerca Australiano attraverso il Centro di Eccellenza per Electromaterials Science.

Il protocollo è stato approvato dalla La Trobe University (09-28P) e RMIT University comitati etici degli animali (1315). 1. Elettrodo Preparazione e test preliminari in vitro <ol><li> Preparare le soluzioni di deposizione di rivestimento elettrodi, per esempio 10 mM 3,4-etilendiossitiofene (Edot) e 0,1 M di sodio para-toluene solfonato (Na 2 pts) per formare poli-3 ,4-etilendiossitiofene-PTS (PEDOT-PTS). </li><li> Collegare la matrice di elettrodi per un potenziostato. </li><li> Posizionare con cura la matrice di elettrodi nella soluzione di deposizione e bloccare in posizione. </li><li> Collocare un controelettrodo maglia platino ed elettrodo di riferimento Ag / AgCl nella soluzione di deposizione e collegarsi ad un potenziostato. </li><li> Utilizzando potenziostato, rivestimenti deposito sugli elettrodi desiderati. Condizioni di deposizione (potenziale, corrente e tempo) potranno variare a seconda delle vernici desiderati. Per rivestimenti PEDOT-PTS, un pote applicatantial di 1 V per 15, 30, 45, o 60 sec è stato usato. Quattro elettrodi sulla matrice devono essere rivestiti con il rivestimento in una configurazione sfalsata (Figura 1). </li><li> Rimuovere la matrice di elettrodi dalla soluzione di deposizione e risciacquare delicatamente con acqua deionizzata. </li><li> Ripetere la procedura di rivestimento con altri materiali come desiderato. </li><li> Preparare la soluzione di test in vitro (0,3 M fosfato di sodio (Na 2 HPO 4) in acqua deionizzata). </li><li> Collegare la matrice di elettrodi per un potenziostato. </li><li> Posizionare con cura la matrice di elettrodi nella soluzione di test e bloccare in posizione. </li><li> Posizionare un contatore elettrodo maglie platino ed elettrodo di riferimento Ag / AgCl nella soluzione di test e connettersi a un potenziostato. </li><li> Utilizzando il potenziostato, effettuare spettroscopia di impedenza elettrochimica sequenziale (EIS) (Offset potenziale 0 V, ampiezza 10 mV, gamma di frequenza 10-100,000 Hz) e voltammetria ciclica (1 ciclo, campo di potenziale 00,8 a -0,8 V, frequenza di scansione di 100 mV / sec) su tutti gli elettrodi. Elettrodi non testati sono conservati presso potenziale circuito aperto e un momento tranquillo di 1 sec viene utilizzato tra ciascuna prova. Tutti i 32 elettrodi sono in contatto con la soluzione per la sessione di test completo di 1 ora. </li><li> Rimuovere la matrice di elettrodi dalla soluzione di prova e lavare delicatamente con acqua deionizzata. </li><li> Eseguire tutte le altre analisi desiderati come la microscopia ottica. </li><li> Conservare le sonde in un contenitore protettivo asciutto per evitare danni e degrado delle superfici degli elettrodi. </li></ol> 2. Elettrodi impianto <ol><li> Pesare il topo. </li><li> Iniettare uretano (20% w / v in acqua distillata, 1,3 g / kg ip) per anestesia nonrecovery. </li><li> Garantire esordio anestesia testando per un riflesso ritiro pizzico punta. Se l&#39;anestesia non è sufficiente, dosi supplementari di uretano deve essere somministrato (0,3 g / kg ip). </li><li> Applicare il lubrificante occhio, e poi radere la testa del unIMAL. </li><li> Posto l&#39;animale in posizione prona su un piatto omeotermale e inserire una sonda rettale (37,5 ° C). </li><li> Mettere una barra orecchio nella posizione finale circa previsto entro il telaio stereotassico, e quindi regolare l&#39;animale per posizionare la barra orecchio nel meato acustico esterno. </li><li> Allineare la seconda barra orecchio nel meato acustico esterno controlaterale. Spostare l&#39;animale nei bar orecchio ad allinearsi con il supporto del dente. </li><li> Utilizzando pinze rat-dente, aprire la mascella dell&#39;animale, agganciare gli incisivi superiori sopra il supporto del dente e bloccare il naso al suo posto. </li><li> Crea un&#39;incisione nella pelle della testa, circa 1 mm verso destra della linea mediana e da 10 mm ad rostrale a 10 mm caudale di lambda. </li><li> Retrarre la pelle e lateralmente muscolare dall&#39;incisione per esporre parietale e ossa interparietale Utilizzo 20% soluzione di perossido di idrogeno e un tampone di garza, strofinare la superficie dell&#39;osso esposto. </li><li> Praticare un foro di circa3 millimetri 2 nell&#39;osso interparietal più vicino al lambda e la linea mediana possibile e togliere il tappo osso. Utilizzando soluzione salina sterile, lavare il foro per rimuovere la polvere di osso o frammenti che possono danneggiare l&#39;elettrodo. </li><li> Utilizzando le forbici spuntate-schietto, sezionare sotto la collottola e creare una cavità. Avvolgere un filo di Ag / AgCl in cotone, saturare con soluzione salina e quindi inserire l&#39;elettrodo di riferimento nella cavità. </li><li> Fare un&#39;incisione della dura madre sul piano sagittale con la punta di un ago. </li><li> Fissare la matrice di elettrodi al manipolatore elettrodo e regolarne la posizione sopra l&#39;apertura con un angolo rostro-caudale 19 °. Inserire manualmente l&#39;elettrodo circa 2 mm nel cervello verso il collicolo inferiore. </li><li> Fissare il diffusore al bar all&#39;orecchio cava di sinistra. </li><li> Assicurarsi che l&#39;amplificatore è acceso. Quindi verificare l&#39;anestesia degli animali prima di sigillare la camera di registrazione. </li></ol> 3.In Testing vivo <ol><li> Invia raffiche di rumore bianco, (rumore gaussiano distribuito, 1-44 kHz, 10 msec tempo di salita-discesa) e monitorare l&#39;attività su ciascun elettrodo. La velocità massima alla quale scoppia dovrebbe essere consegnato è uno scoppio ogni 200 msec. </li><li> Utilizzando il microdrive motorizzato, inserire lentamente la matrice di elettrodi fino a quando l&#39;attività acusticamente guidato viene registrata sui 3 elettrodi più distali di ciascun gambo (il numero e la posizione delle attività di registrazione elettrodi possono variare con il posizionamento degli elettrodi o design elettrodo). </li><li> Eseguire il protocollo di stimolazione acustica con 300 ripetizioni di 50 msec raffiche di rumore bianco (rumore gaussiano distribuito, 1-44 kHz, 10 msec tempo di salita-discesa), con un tasso di ripetizione 1 sec a 70 dB, e registrare l&#39;attività dell&#39;unità multipla a ciascun elettrodo ( 24.4 kHz frequenza di campionamento). </li><li> Inserire lentamente la matrice di elettrodi altri 200 μ m nella IC per posizionare ciascun elettrodo o meno nella stessa posizione come elettrodo più distale da the posizione di registrazione iniziale. </li><li> Ripetere la stimolazione acustica e il protocollo di registrazione neurale. </li><li> Continuare inserendo la matrice di elettrodi in 200 μ m passi e l&#39;esecuzione della stimolazione acustica e il protocollo di registrazione neurale fino a quando tutti gli elettrodi hanno registrato l&#39;attività acusticamente guidato da un minimo di 3 posizioni (in genere 8-12 posizioni elettrodi in tutto). </li><li> Ritrarre la matrice di elettrodi in 200 μ m passi e continuare a svolgere la stimolazione acustica e il protocollo di registrazione neurale fino alla posizione iniziale matrice di elettrodi è raggiunto. </li><li> Rientrare con cautela la matrice di elettrodi manualmente. </li><li> Iniettare una dose eccessiva di pentobarbitone sodio (Lethobarb; 200 mg / kg ip) di eutanasia dell&#39;animale. </li><li> Lavare delicatamente la matrice di elettrodi con acqua distillata. Poi memorizzare le sonde in un contenitore protettivo asciutto per evitare danni e degrado delle superfici degli elettrodi. </li></ol> 4. Post-impianto in vitro Testing <ol><li> Lavare delicatamente la matrice di elettrodi con acqua distillata per rimuovere eventuali contaminazioni. </li><li> Collegare la matrice di elettrodi per un potenziostato. </li><li> Posizionare con cura la matrice di elettrodi nella soluzione di test e bloccare in posizione. </li><li> Posizionare un contatore elettrodo maglie platino ed elettrodo di riferimento Ag / AgCl nella soluzione di test e connettersi al potenziostato. </li><li> Utilizzando il potenziostato, effettuare spettroscopia di impedenza elettrochimica sequenziale (EIS) (Offset potenziale 0 V, ampiezza 10 mV, gamma di frequenza 10-100,000 Hz) e voltammetria ciclica (1 ciclo, il potenziale range da 0,8 a -0,8 V, frequenza di scansione di 100 mV / sec ) su tutti gli elettrodi. Elettrodi non testati sono conservati presso potenziale circuito aperto e un momento tranquillo di 1 sec viene utilizzato tra ciascuna prova. Tutti i 32 elettrodi sono in contatto con la soluzione per la sessione di test completo di 1 ora. </li><li> Rimuovere la matrice di elettrodi dalla soluzione di prova e lavare delicatamente con acqua deionizzata. </li><li> Pmerletti la matrice di elettrodi in una soluzione detergente enzimatica per 24 ore. </li><li> Rimuovere la matrice di elettrodi dalla soluzione e sciacquare con acqua distillata. </li><li> Collegare la matrice di elettrodi per un potenziostato. </li><li> Posizionare con cura la matrice di elettrodi nella soluzione di test e bloccare in posizione. </li><li> Posizionare un contatore elettrodo maglie platino ed elettrodo di riferimento Ag / AgCl nella soluzione di test e connettersi al potenziostato. </li><li> Utilizzando il potenziostato, effettuare spettroscopia di impedenza elettrochimica sequenziale (EIS) (Offset potenziale 0 V, ampiezza 10 mV, gamma di frequenza 10-100,000 Hz) e voltammetria ciclica (1 ciclo, il potenziale range da 0,8 a -0,8 V, frequenza di scansione di 100 mV / sec ) su tutti gli elettrodi. Elettrodi non testati sono conservati presso potenziale circuito aperto e un momento tranquillo di 1 sec viene utilizzato tra ciascuna prova. Tutti i 32 elettrodi sono in contatto con la soluzione per la sessione di test completo di 1 ora. </li><li> Rimuovere la matrice di elettrodi dalla soluzione in esame elavare delicatamente con acqua deionizzata. </li><li> Conservare le sonde in un contenitore protettivo asciutto per evitare danni e degrado delle superfici degli elettrodi. </li></ol>

<ol>
	<li>Oluigbo, C. O., Rezai, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Addressing+Neurological+Disorders+With+Neuromodulation.">Addressing Neurological Disorders With Neuromodulation.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 58, 1907-1917 (2011).</li><li>Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inferior+Colliculus+Responses+to+Multichannel+Microstimulation+of+the+Ventral+Cochlear+Nucleus:+Implications+for+Auditory+Brain+Stem+Implants.">Inferior Colliculus Responses to Multichannel Microstimulation of the Ventral Cochlear Nucleus: Implications for Auditory Brain Stem Implants.</a> J. Neurophysiol. 99, 1-13 (2008).</li><li>Perlmutter, J. S., Mink, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+Brain+Stimulation.">Deep Brain Stimulation.</a> Ann. Rev. Neurosci. 29, 229 (2006).</li><li>Weaver, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bilateral+Deep+Brain+Stimulation+vs+Best+Medical+Therapy+for+Patients+With+Advanced+Parkinson+Disease.">Bilateral Deep Brain Stimulation vs Best Medical Therapy for Patients With Advanced Parkinson Disease.</a> J. Am. Med. Assoc. 301, 63-73 (2009).</li><li>Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+cell+loss+accompanies+the+brain+tissue+response+to+chronically+implanted+silicon+microelectrode+arrays.">Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays.</a> Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).</li><li>McConnell, G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implanted+neural+electrodes+cause+chronic,+local+inflammation+that+is+correlated+with+local+neurodegeneration.">Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration.</a> J. Neural Eng. 6, (2009).</li><li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stability+of+the+interface+between+neural+tissue+and+chronically+implanted+intracortical+microelectrodes.">Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes.</a> IEEE Trans. Rehab. Eng. 7, 315-326 (1999).</li><li>Rousche, P. J., Normann, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+recording+capability+of+the+Utah+Intracortical+Electrode+Array+in+cat+sensory+cortex.">Chronic recording capability of the Utah Intracortical Electrode Array in cat sensory cortex.</a> J. Neurosci. Methods. 82, 1-15 (1998).</li><li>Williams, J. C., Rennaker, R. L., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+neural+recording+characteristics+of+wire+microelectrode+arrays+implanted+in+cerebral+cortex.">Long-term neural recording characteristics of wire microelectrode arrays implanted in cerebral cortex.</a> Brain Res. Protoc. 4, 303-313 (1999).</li><li>Harris, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conducting+polymer+coated+neural+recording+electrodes.">Conducting polymer coated neural recording electrodes.</a> J. Neural Eng. 10, (2013).</li><li>Bard, A. J., Faulkner, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrochemical Methods. , (2001).</li><li>Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+neural+recordings+using+silicon+microelectrode+arrays+electrochemically+deposited+with+a+poly(3,4-ethylenedioxythiophene)+(PEDOT)+film.">Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film.</a> J. Neural Eng. 3, 59 (2006).</li></ol>

Questo protocollo fornisce un metodo per la comparazione dei rivestimenti elettrodo di registrazione neurali entro un animale. Il design elettrodo utilizzato è ideale per l&#39;impianto in un ratto collicolo inferiore (IC), con dimensioni di un livello simile. Variazioni di questo elettrodo come più spazio tra gambi impedirebbero tutti gambi essendo nel ratto IC Allo stesso tempo, mentre gambi più lunghi e un passo più grande tra gli elettrodi aumentano il rischio che le punte gambo verranno in contatto con la base ...

Impianti neurali sono sempre più utilizzati per la ricerca, il controllo protesi e trattamento di disturbi come il morbo di Parkinson, epilessia e perdita sensoriale 1,2. Misurazione e / o controllare sia la composizione chimica e elettrica del cervello è la base per tutti gli impianti neurali. Tuttavia, è importante somministrare un trattamento solo quando il tessuto neurale è in stato aberrante per ridurre gli effetti collaterali 3. Per esempio, stimolatori cerebrali profondi per il trattamento dell&#39;epilessia dovrebbe essere applicato solo un impulso elettrico al cervello durante un attacco. Alcuni effetti indesiderati possono essere distonia, perdita di memoria, disorientamento, la funzione cognitiva, allucinazioni indotte, depressione o anti-depressione 3,4. In molti dispositivi, un sistema a circuito chiuso è quindi necessario registrare attività elettrica e di innescare stimolazione quando viene rilevato uno stato anomalo. Registrazione di elettrodi vengono usati anche per controllare prodispositivi protesici. E &#39;fondamentale per registrare l&#39;attività neurale bersaglio con il più alto rapporto segnale-rumore per ottenere il triggering più accurata e il controllo del dispositivo. Un elevato rapporto segnale-rumore è anche altamente desiderabile per applicazioni di ricerca, come dati più affidabili possono essere ottenuti, con conseguente minor soggetti di prova richiesti. Ciò consentirà anche una maggiore comprensione dei meccanismi e dei meccanismi coinvolti nella stimolazione neurale e la registrazione. Dopo una protesi neurale è stata posta nel cervello, una risposta immunitaria viene attivato 5,6. La durata della risposta è generalmente diviso in fasi acute e croniche, ciascuna composta da diversi processi biologici 7. La risposta immunitaria può avere effetti drammatici sulle prestazioni dell&#39;impianto, come l&#39;isolamento degli elettrodi dei neuroni bersaglio di incapsulamento in una cicatrice gliale o degradazione chimica dei materiali implantari 8.Ciò può ridurre il rapporto segnale-rumore di un elettrodo di registrazione e la potenza di un elettrodo di stimolazione, e piombo sull&#39;elettrodo guasto 9. L&#39;attenta scelta di design dell&#39;impianto e dei materiali sono necessari per evitare il fallimento per tutta la durata dell&#39;impianto. Molti materiali diversi e design di impianti sono stati sviluppati recentemente per migliorare il rapporto segnale-rumore e stabilità dell&#39;impianto per la registrazione neurale. Materiali per gli elettrodi hanno incluso platino, iridio, tungsteno, ossido di iridio, ossido di tantalio, grafene, nanotubi di carbonio, drogato polimeri conduttori, e più recentemente idrogel. Materiali di substrato provato include anche silicio, ossido di silicio, nitruro di silicio, seta, Teflon, poliimmide, e silicone. Varie modifiche elettrodi sono stati indagati, utilizzando rivestimenti come laminina, neurotrofine, o monostrati auto-assemblati e trattamenti a base di elettrochimica, plasma e tecniche ottiche. Design dell&#39;impiantos potrebbe essere 1 -, 2 - o 3-dimensionale con gli elettrodi generalmente sulla punta di una sonda isolante o lungo il bordo di un codolo per penetrare elettrodi o in una matrice a 2 dimensioni per impianti con superficie corticale. Indipendentemente dal disegno dell&#39;elettrodo o materiale, letteratura precedente ha tipicamente dimostrato le prestazioni del nuovo impianto senza riferimento ad altri costrutti implantari. Questo impedisce una valutazione sistematica delle loro proprietà. Questo protocollo fornisce un metodo per la comparazione dei diversi materiali elettrodici attraverso una serie di tecniche analitiche ed elettrofisiologici. Si basa su un articolo pubblicato di recente che ha confrontato 4 drogato diversa conduzione rivestimenti polimerici (polipirrolo (PpY) e di poli-3 ,4-etilendiossitiofene (PEDOT) drogato con solfato (SO 4) o para-toluene solfonato (PTS)) e 4 rivestimento in diversi spessori 10. Questo articolo ha trovato un materiale, PEDOT-PTS con un tempo di deposizione 45 sec,avuto il rapporto e picco più alto numero di segnale-rumore con il minor rumore di fondo e che questi parametri dipendevano impedenza dell&#39;elettrodo. PEDOT-PTS visualizzato anche biostabilità acuta superiore rispetto agli altri polimeri drogate conduzione ed elettrodi iridio nude. Il protocollo consente i parametri critici controllando il rapporto segnale-rumore e la stabilità di essere determinato e utilizzato per migliorare ulteriormente le prestazioni di elettrodi di registrazione neurali.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1217">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Programmable Attenuator</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PA5</td>
			<td style="width:600px;">Controls the amplitude of the acoustic signal across frequencies</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Electrostatic speaker driver</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">ED1</td>
			<td>Drives the electrostatic speakers (EC1)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Coupled electrostatic speaker</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">EC1</td>
			<td>Delivers sound to the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Processing base station</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RZ2</td>
			<td>Records neural activity from electrode array (using PZ2 preamplifier)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Preamplifier</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PZ2-256</td>
			<td>256-channel high impedance preamplifier</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multifunction Processor</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RX6</td>
			<td>Used to generate acoustic stimuli</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">Multichannel electrode</td>
			<td style="width:195px;">NeuroNexus Technologies</td>
			<td style="width:179px;">A4 &#215; 8&#8211;5mm-200-200-413</td>
			<td>4-shank 32-channel electrode array</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Potentiostat</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI660B</td>
			<td>Deposits electrode coatings and performs cyclic voltammetry and EIS (used with CHI684)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multiplexer</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI684</td>
			<td>Switches between electrodes on the potentiostat</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">di-sodium phosphate</td>
			<td style="width:195px;">Fluka</td>
			<td style="width:179px;">71644</td>
			<td>Used in the test solution</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">3,4-ethylenedioxythiophene (EDOT)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">483028</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:244px;">para-toluene sulfonate (Na2pTS)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">152536</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Urethane</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">U2500</td>
			<td>Used to anaesthetise the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Silver/Silver chloride electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI111</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Platinum electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">MW4130</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Motorized microdrive</td>
			<td style="width:195px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:179px;">DR1000</td>
			<td>To control the electrode array position during surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Enzymatic cleaner</td>
			<td style="width:195px;">Advanced Medical Optics</td>
			<td style="width:179px;">Ultrazyme</td>
			<td>Cleans the protein off the electrode array after implantation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Acoustic enclosure</td>
			<td style="width:195px;">TMC Ametek</td>
			<td style="width:179px;">83-501</td>
			<td>Isolates the animal from acoustic and electrical noise</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Stereotaxic frame</td>
			<td style="width:195px;">David Kopf Instruments</td>
			<td style="width:179px;">1430</td>
			<td>Secures and positions the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Temperature controller</td>
			<td style="width:195px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:179px;">ATC1000</td>
			<td>Controls the animal temperature</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Bone drill</td>
			<td style="width:195px;">KaVo Dental</td>
			<td style="width:179px;">K5Plus</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Aspirator</td>
			<td style="width:195px;">Flaem</td>
			<td style="width:179px;">Suction pro</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a method for systematic electrochemical and electrophysiological evaluation of neural recording electrodes

Nuovi materiali e disegni per impianti neurali sono in genere testati separatamente, con una dimostrazione di prestazioni, ma senza riferimento ad altre caratteristiche implantari. Ciò preclude una razionale selezione di un particolare impianto come ottimale per una particolare applicazione e lo sviluppo di nuovi materiali basati sui parametri più critici prestazioni. Questo articolo sviluppa un protocollo per in vitro e in vivo test di elettrodi di registrazione neurali. Parametri consigliati per il test elettrochimico ed elettrofisiologico sono documentati con i passaggi chiave e potenziali problemi discussi. Questo metodo elimina o riduce l&#39;impatto di molti errori sistematici presenti in una semplificazione in vivo paradigmi di prova, soprattutto le variazioni della distanza elettrodo / neurone e tra modelli animali. Il risultato è una forte correlazione tra la critica in vitro e in vivo risposte, come impedenza e SIde segnal-to-rumore. Questo protocollo può essere facilmente adattato a test altri materiali elettrodici e disegni. Le tecniche in vitro possono essere espanse per qualsiasi altro metodo non distruttivo per determinare ulteriori importanti indicatori di performance. I principi utilizzati per l&#39;approccio chirurgico nel percorso uditivo possono anche essere modificati per altre regioni o tessuti neurali.

Una serie di elettrodi tipico utilizzato per questo protocollo sperimentale è mostrato in Figura 1. Ci sono 32 elettrodi all&#39;iridio su 4 stinchi con 413 μ m 2 Superficie geometrica nominale e una μ m passo 200. Ogni secondo elettrodo sulla matrice è stata rivestita con uno dei quattro rivestimenti differenti elettrodi, etichettate 1-4. I materiali di rivestimento sono stati scelti con attenzione per le loro proprietà chimiche, meccaniche ed elettrochimiche. Come acc...

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A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

Diversi rivestimenti degli elettrodi influiscono sulle prestazioni di registrazione neurale attraverso modifiche alle proprietà elettrochimiche, chimiche e meccaniche. Confronto di elettrodi in vitro è relativamente semplice, tuttavia confronto della risposta in vivo è tipicamente complicata da variazioni di distanza elettrodo / neurone e tra animali. Questo articolo fornisce un metodo robusto per confrontare elettrodi di registrazione neurali.

Un metodo per la sistematica elettrochimici ed elettrofisiologiche di valutazione dei neurali registrazione elettrodi

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.3K Views.  La Trobe University.  Diversi rivestimenti degli elettrodi influiscono sulle prestazioni di registrazione neurale attraverso modifiche alle proprietà elettrochimiche, chimiche e meccaniche. Confronto di elettrodi in vitro è relativamente semplice, tuttavia confronto della risposta in vivo è tipicamente complicata da variazioni di distanza elettrodo / neurone e tra animali. Questo articolo fornisce un metodo robusto per confrontare elettrodi di registrazione neurali. 

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Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery. Here we provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting electrode systems. We demonstrate the implantation procedure of both a penetrating and a surface electrode. The surgical process is described from start to finish, including detailed descriptions of each step throughout the procedure. It should also be noted that this video guide is focused towards procedures conducted in rodent models and other small animal models. Modifications of the described procedures are feasible for other animal models.

We provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting chronic neural recording electrodes. Techniques for both penetrating and surface electrode systems are described in a rodent animal model.

Impianto chirurgico di elettrodi neurali cronici per la registrazione di attività singola unità e segnali Electrocorticographic

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery.  Here we provide useful information for ...

Ricerca

Neuroscienze

Reproducible Mouse Sciatic Nerve Crush and Subsequent Assessment of Regeneration by Whole Mount Muscle Analysis

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative response mounted by PNS neurons thereby possibly illuminating the failures of CNS regeneration1. Sciatic nerve crush (axonotmesis) is one of the most common models of peripheral nerve injury in rodents2. Crushing interrupts all axons but Schwann cell basal laminae are preserved so that regeneration is optimal3,4. This allows the investigator to study precisely the ability of a growing axon to interact with both the Schwann cell and basal laminae4. Rats have generally been the preferred animal models for experimental nerve crush. They are widely available and their lesioned sciatic nerve provides a reasonable approximation of human nerve lesions5,4. Though smaller in size than rat nerve, the mouse nerve has many similar qualities. Most importantly though, mouse models are increasingly valuable because of the wide availability of transgenic lines now allows for a detailed dissection of the individual molecules critical for nerve regeneration6, 7. Prior investigators have used multiple methods to produce a nerve crush or injury including simple angled forceps, chilled forceps, hemostatic forceps, vascular clamps, and investigator-designed clamps8,9,10,11,12. Investigators have also used various methods of marking the injury site including suture, carbon particles and fluorescent beads13,14,1. We describe our method to obtain a reproducibly complete sciatic nerve crush with accurate and persistent marking of the crush-site using a fine hemostatic forceps and subsequent carbon crush-site marking. As part of our description of the sciatic nerve crush procedure we have also included a relatively simple method of muscle whole mount we use to subsequently quantify regeneration.

In this report we describe a method to crush mouse sciatic nerve. This method uses readily available hemostatic forceps and easily and reproducibly produces complete sciatic nerve crush. In addition, we describe a method to prepare muscle whole mounts suitable for analysis of nerve regeneration after sciatic nerve crush.

Riproducibile nervo sciatico Crush mouse e successiva valutazione da parte della Rigenerazione intera analisi Muscle Monte

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative ...

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13. In the auditory system, fundamental response properties of brainstem neurons including threshold, frequency specificity, and inhibitory sidebands are altered in significant ways under anesthesia1-2. These observations prompted physiologists to seek ways to record from single neurons without the contaminating effects of anesthesia. One result was a decerebrate preparation, where the brainstem was completely transected at the level of the midbrain4. The drawbacks of this preparation are a formidable surgery, the elimination of descending projections from the forebrain, and an inability to use sensory stimulation to examine structures above the midbrain. A different strategy has been to implant electrode arrays chronically to record from single neurons and multiunit clusters while the animal is awake and/or behaving5,6. These techniques however are not compatible with injecting tracer dyes after first electrophysiologically characterizing a brain structure. To avoid altering neural response properties with anesthetics while recording electrophysiological response properties from single neurons, we have adapted a head restraint technique long used in bats7-9 to mouse10-12. Using this method, we are able to conduct electrophysiological recordings over several days in the unanesthetized mouse. At the end of the recording sessions, we can then inject a dye to reconstruct electrode positions and recording sites or inject a tracer so that pathways to and from the recording loci can be determined. This method allows for well isolated single neuron recordings over multiple days without the use anesthetics.

Electrophysiological characterization of neuronal responses is important for understanding brain function and for guiding the placement of dyes for pathway tracing. However, many studies are performed in anesthetized animals. To understand brain function without anesthetics, we developed a method to record neuronal response properties and inject dyes in awake mouse.

Preparazione di un mouse Awake per la registrazione di risposte neurali e iniezione Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

Proencefalo registrazione elettrofisiologica in larvale Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Registrazione elettrofisiologica nel cervello di intatto Zebrafish adulti

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Extracellulare La registrazione di un neurone attività combinata con Microiontophoretic applicazione di sostanze neuroattivi nei topi Awake

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Metodo elettrofisiologiche per la registrazione intracellulare di tensione Risposte di<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotorecettori e Interneuroni a luce stimoli<em&gt; In Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Fabrication of High Contact-Density, Flat-Interface Nerve Electrodes for Recording and Stimulation Applications

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic applications. This protocol describes a fabrication technique of a modified cylindrical nerve cuff electrode to meet these criteria. Minimum computer-aided design and manufacturing (CAD and CAM) skills are necessary to consistently produce cuffs with high precision (contact placement 0.51 &#177; 0.04 mm) and various cuff sizes. The precision in spatially distributing the contacts and the ability to retain a predefined geometry accomplished with this design are two criteria essential to optimize the cuff&#39;s interface for selective recording and stimulation. The presented design also maximizes the flexibility in the longitudinal direction while maintaining sufficient rigidity in the transverse direction to reshape the nerve by using materials with different elasticities. The expansion of the cuff&#39;s cross sectional area as a result of increasing the pressure inside the cuff was observed to be 25% at 67 mm Hg. This test demonstrates the flexibility of the cuff and its response to nerve swelling post-implant. The stability of the contacts&#39; interface and recording quality were also examined with contacts&#39; impedance and signal-to-noise ratio metrics from a chronically implanted cuff (7.5 months), and observed to be 2.55 &#177; 0.25 k&#8486; and 5.10 &#177; 0.81 dB respectively.

This article provides a detailed description on the fabrication process of a high contact-density flat interface nerve electrode (FINE). This electrode is optimized for recording and stimulating neural activity selectively within peripheral nerves.

Fabbricazione di High Contact-Density, Flat-Interface Elettrodi nervose per la registrazione e la stimolazione Applicazioni

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic ...

A Micro-CT-based Method for Characterizing Lesions and Locating Electrodes in Small Animal Brains

Lesion and electrode location verification are traditionally done via histological examination of stained brain slices, a time-consuming procedure that requires manual estimation. Here, we describe a simple, straightforward method for quantifying lesions and locating electrodes in the brain that is less laborious and yields more detailed results. Whole brains are stained with osmium tetroxide, embedded in resin, and imaged with a micro-CT scanner. The scans result in 3D digital volumes of the brains with resolutions and virtual section thicknesses dependent on the sample size (12&#8211;15 and 5&#8211;6 &#181;m&#160;per voxel for rat and zebra finch brains, respectively). Surface and deep lesions can be characterized, and single tetrodes, tetrode arrays, electrolytic lesions, and silicon probes can also be localized. Free and proprietary software allows experimenters to examine the sample volume from any plane and segment the volume manually or automatically. Because this method generates whole brain volume, lesions and electrodes can be quantified to a much higher degree than in current methods, which will help standardize comparisons within and across studies.

This article describes a straightforward method to prepare small animal brains for micro-CT imaging, in which lesions can be quantified and electrodes located with high precision in the context of the whole brain.

Un metodo basati su Micro-CT per la caratterizzazione di lesioni e posizionamento elettrodi nel cervello degli animali piccoli

Lesion and electrode location verification are traditionally done via histological examination of stained brain slices, a time-consuming procedure that ...