Sostenuto in parte dal NIH / NEI EY017885 (RMS).

1. Setup: una tecnica asettica 11 <ol><li> Accendere cappa a flusso laminare (LFH). </li><li> Accendere l&#39;unità di controllo Azoto. Assicurarsi che il tubo sia collegato tra l&#39;unità di console e il serbatoio di azoto. Girare a gas. Regolazione del gas deve essere impostata a 50-60 PSI su serbatoio regolatore. Pressione turbina su unità dovrebbe leggere da 3,3 a 3,4 bar. </li><li> Premere il pulsante di prova. Pressione atmosferica leggerà nei 700 e pompe 1 e 2 dovrebbe essere inferiore a 200. L&#39;unità emette un segnale acustico quando il test è completo. Maschera di Don con la protezione degli occhi, ove applicabile, e cap. Lavare le mani e indossano guanti non sterili. Posizionare kit sterili involucri all&#39;interno LFH e aperto per stabilire campo sterile. </li><li> Collocare una tazza sterile medicina e una vaschetta di plastica sterile con garza sterile accanto al campo stabilito sterile. Versare l&#39;alcool isopropilico sterile nella coppa medicina. Pulire la sonda pachimetria con tampone imbevuto di alcol / pad e sonda posto, punta verso il basso, nella coppa medicina. La punta della sonda deve immergere in alcol isopropilico per 10 minuti. Dopo che la sonda pachimetria è in ammollo per 10 minuti, sciacquare la sonda con acqua sterile da siringa preriempita per rimuovere l&#39;alcol e la sonda posto nella bacinella di plastica. </li><li> Usando una tecnica asettica, aprire e rilasciare gli elementi sterili (lama, guanti sterili, e corneali camere di visualizzazione) sul campo sterile se non è già parte del pre-made pack. </li><li> Ottenere tessuto corneale in mezzo di conservazione e posto all&#39;interno LFH (Figura 2). </li><li> Aprire flaconcino (s) e smaltire il coperchio (s) in un contenitore adeguato a rischio biologico. Gettare i guanti non sterili. </li><li> Munirsi di guanti sterili. Posizionare preconfezionata bacinella di plastica al lato del campo in cui si trova pachimetro. Collegare linea di infusione rubinetto e posto fine spike della linea di infusione esterna della cappa garantire la linea in modo tale da impedire la linea esterna della cappa dal rientrando nel cappuccio e toccando il campo sterile. </li><li> Eseguire il trasferimento del tessuto corneale. Delicatamente versare il tessuto e mezzo, in un SIngle movimento, dal flacone esistente in una camera sterile visualizzazione. Essere sicuri di mantenere il lato endoteliale up. Mettere il coperchio sulla camera. Tenere camere contenenti tessuti e dei media sul campo sterile. Estrarre la fiala (s) da LFH. Rimuovere e gettare i guanti sterili. </li><li> Spike soluzione salina bilanciata (BSS) bottiglia con linea di infusione. Hang bottiglia di sterili BSS circa quattro metri dalla superficie di lavoro. </li><li> Aprire due paia di guanti sterili e camice sterile con un asciugamano. </li><li> Eseguire sei minuti scrub chirurgico ed asciugarsi le mani. </li><li> Indossare camice sterile, allora entrambe le paia di guanti sterili. </li><li> Aprire le scatole di strumenti e posizionare il contenuto in campo sterile. </li><li> Dispensare 10-20 cc di soluzione BSS in metallo bacino o di coppa medicina. Riempire la pipetta sterile con soluzione BSS. Collegate rubinetto e la linea di infusione alla porta di infusione della camera anteriore e lavare con BSS modo che una piccola quantità è visibile sulla parte superiore del pistone. </li><li> Posizione della Camera artificiale LFH iltop di garza. Pistone inferiore ruotando la ghiera di serraggio innesto in senso antiorario. </li></ol> 2. Procedura <ol><li> Utilizzando pinze, afferrare delicatamente cornea da parte di RIM sclerale. Aperto rubinetto per lavare con sistema BSS mentre accuratamente centraggio cornea sulla sommità del pistone con il lato endoteliale basso. Se le bolle sono visibili sotto la cornea, infondendo continuare con BSS e spostando leggermente la cornea per rimuoverli. Interrompere infusione una volta bolle d&#39;aria vengono rimossi. Assicurarsi che la cornea sia centrato sul pistone (Figura 3a). </li><li> Posizione coperchio della camera anteriore, anello di bloccaggio di base in modo che le linguette della copertura in forma negli spazi aperti sulla base. Bloccare coprire nella base, ruotando in senso orario di copertura 15 °. Sollevare il pistone e serrare completamente (Figura 3b). </li><li> Con un dito guantato sterile, toccare top della cornea per garantire che vi sia una pressione sufficiente per eseguire la procedura. </li><li> Controllare pachimetria ponendo la sonda sulla superficie of cornea per ottenere lettura di spessore (Figura 4). La deviazione standard deve essere inferiore a 10. In caso contrario, riprendere la misura. Con la mano guantata sterile che non è stato utilizzato per eseguire la pachimetria, passare il tubo turbina a mano che eseguito pachimetria e avvitare il tubo turbina nell&#39;unità di controllo. Far assistere record di lettura tecnico pachimetria. </li><li> Rimuovere i guanti contaminati. </li><li> Utilizzando sterile pennarello, tracciare una linea di 4 millimetri dal limbus verso il centro della cornea (o non segnare se il chirurgo preferisce non di marcatura). Utilizzare pipetta per posizionare cinque gocce di BSS sopra della cornea. </li><li> Salvo indicazioni specifiche fornite dal chirurgo, la testa di taglio 300 um verranno utilizzati se il pre-taglio misurazione pachimetria è inferiore a 600 um. Se più di 600 um, la testa di taglio 350 um verrà utilizzato. </li><li> Con filettatura rivolta verso di voi e il numero rivolto verso l&#39;alto, caricare lama nel lato destro della testa microcheratomo, ha prima estremità, evitando il contatto with la lama. </li><li> Tenendo testa a ogni lato, testa della vite sulla turbina. Stringere la camera artificiale con le dita. </li><li> Avvitare sul tubo turbina a turbina. </li><li> Testare l&#39;oscillazione lama premendo il pedale vuoto una volta, sommergendo la testa di taglio in acqua sterile e l&#39;impulso di turbina per 5 secondi. </li><li> Stringere pistone. </li><li> Microcheratomo posto sulla base con supporto di montaggio e la posizione a cinque ore. Premere e tenere premuto il pedale della turbina ad oscillare lama (figura 5a). </li><li> Utilizzo di indice e pollice, premuto a metà strada microcheratomo tra la base e la sommità della turbina. Ruotare il polso per fare un liscio, persino tagliare e in tutta la cornea. Turbine di rilascio del pedale e sollevare microcheratomo di getto unità. Premere pedale vuoto per spegnere vuoto (figura 5b). </li><li> Indossare un guanto sterile e ricontrollare la lettura pachimetria corneale dopo il tappo viene rimosso mettendo sonda sulla superficie della cornea per ottenere la seconda lettura dello spessore di essereconsapevoli del fatto che il tessuto è molto sottile e facilmente danneggiabili. Rimuovere guanti contaminati. Avere assistenza tecnico in seconda lettura pachimetria record. </li><li> Utilizzando sterile pennarello, inserire un segno di se richiesto dal chirurgo, il mid-periferica bordo del letto stromale residua nella camera artificiale. Mettete qualche goccia di sterile BSS sul letto stromale residua. </li><li> Rimuovere il tappo anteriore della cornea microcheratomo (Figura 6) e sostituirlo sulla cornea prima di rimuovere dalla cornea artificiale camera anteriore. Cap dovrebbe essere centrata sulla cornea periferica utilizzando la marcatura di allineare correttamente il tappo, se applicabile. Usa lancia tampone per riposizionare delicatamente il tappo sulla cornea. Usa lancia fresca per assorbire eventuali BSS sotto tappo anteriore. </li><li> Apri rubinetto, girare camera upside-down ed inferiore del pistone abbastanza lento per evitare la deformazione della cornea. Sblocca base e consentire la pressione dal flusso BSS per spingere la coppa artificiale camera dalla base. Con una pinza, tirare delicatamente unot il bordo corneale alle 9, 12 e ore 3 posizioni per allentare dalla tazza. Una volta sciolto, usare una pinza nella posizione delle ore 12 per rimuovere cornea. Posizionare la cornea nella camera di visualizzazione, il lato endoteliale (Figura 7). Mettere il coperchio sulla camera di visione. Rimuovere guanto sterile. </li><li> Stringere la visualizzazione coperchio della camera. </li><li> Eseguire una valutazione post-cut lampada a fessura e la microscopia speculare dei risultati cornea e record. </li><li> Luogo camera (s) nella apposita sezione del frigorifero. </li><li> Pacchetto per il trasporto di chirurgo (Figura 8). </li></ol> 3. Risultati rappresentativi La corretta dissezione microcheratomo meccanico dei risultati cornea del donatore liscia, uniforme tessuto lamellare della cornea del donatore. Questo è dimostrato da una tomografia di coerenza ottica (OCT) immagine della cornea in sezione trasversale (Figura 9). La finale del tessuto corneale posteriore deve essere di spessore adeguato, come misurato dalla pachymetry. Negli ultimi 6 mesi presso la Banca Eye Michigan, la media di pre-elaborazione spessore corneale era 558 micron, e post-elaborazione spessore del tessuto corneale posteriore era 158 micron. Ottantasette per cento del microcheratomo-sezionato tessuto del donatore misurata tra 100-200 micron, 10,9%, misurato&gt; 200 micron, e 2,1%, misurato &lt;100 micron. Il tessuto corneale posteriore deve mantenere alta densità delle cellule endoteliali (ECD) per fornire un miglioramento della funzione endoteliale al ricevente il trapianto. Microscopia speculare viene utilizzato per misurare ECD. Negli ultimi 6 mesi, tutto il tessuto corneale considerato ammissibile cheratoplastica endoteliale dal Michigan Eye Bank ha avuto un ECD di&gt; 2200 cellule / mm 2. Il novantanove per cento del tessuto pretagliato DSAEK avuto un post-processing ECD&gt; 2400 cellule / mm 2, e il 19% ha avuto un ECD&gt; 3000 cellule / mm 2. Il cambiamento medio in pre-al post-processing ECD è stato trascurabile al 1,2% (p = 0,0003, abbinato a due code t-test).Le complicanze che possono verificarsi durante la procedura comprendono la perdita di pressione, dissezione asimmetrica, e il rientro del tessuto significativa (con conseguente perdita di cellule endoteliale corneale). Dissezione improprio può anche provocare la perforazione del tessuto. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig1.jpg" /> Figura 1. Schema generale di preparazione dei tessuti della cornea per Endothelial Keratoplasty figure 1a a 1e sono cross-section rappresentazioni della preparazione cornea del donatore. Figure 1F 1i sono cross-section rappresentazioni della cornea del ricevente il trapianto durante l&#39;intervento chirurgico DSAEK. <ol class="lalpha"><li> La cornea del donatore viene montato su una camera anteriore artificiale e sezionato con la testa microcheratomo. </li><li> Dopo la dissezione dei tessuti, i due lamelle sono separati, ma la lamella anteriore (cap) è posizionato sul letto è rimasto corneale per il trasporto al chirurgo. </li><li> Nelsala operatoria, il chirurgo utilizza un trapano per tagliare il tessuto corneale centrale verticalmente attraverso lamella anteriore che posteriore. </li><li> Dopo il taglio trapano, la cornea periferica viene rimosso dal campo. </li><li> La lamella posteriore viene delicatamente rimosso dalla lamella anteriore con una spatola. Il donatore lamella posteriore (tessuto DSAEK) sostituisce la parte malata della cornea ricevente (1i). </li><li> Il paziente ha una cornea malata posteriore da rimuovere. </li><li> La cornea malata posteriore è segnato con uno strumento intraoculare (reverse Sinsky gancio) in un cerchio di grande diametro. </li><li> Dopo aver segnato la cornea malata, la membrana posteriore corneale viene rimosso. </li><li> Il donatore lamella posteriore (tessuto DSAEK) si trova nell&#39;occhio del destinatario. </li></ol><img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig2.jpg" /> Figura 2. Tessuto corneale in Media. Tessuto corneale è in mezzo di conservazione dopo harvesting dal donatore. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig3.jpg" /> Figura 3. Tessuto corneale in camera anteriore artificiale. <ol class="lalpha"><li> Tessuto corneale viene montato sul artificiale anteriore anello di base prima di bloccaggio camera o la dissezione dei tessuti. </li><li> Tessuto corneale è montato su artificiale camera anteriore con anello di bloccaggio base di sigillato sui tessuti. </li></ol><img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig4.jpg" /> Figura 4. Spessore del tessuto corneale Controllare. Lo spessore corneale viene controllata mediante pachimetria sonda ecografica sulla superficie della cornea. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig5.jpg" /> Figura 5. Dissection tessuto corneale. <ol class="lalpha"><li> Lama microcheratomo viene posizionato sulla base, con supporto di montaggio e la posizione alle cinque. </li><li> Microcheratomoviene fatto passare attraverso cornea per rendere la dissezione lamellare. </li></ol><img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig6.jpg" /> Figura 6. Cap anteriore della cornea dopo la dissezione. La calotta cornea anteriore è libero dopo la dissezione microcheratomo è completa. <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig7.jpg" /> Figura 7. Dissected cornea in Visualizzazione Sezione. Dopo dissezione è completato, la cornea viene restituito alla camera di osservazione per il trasporto. <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig8.jpg" /> Figura 8. Cornea in Packaging per il trasporto. La cornea nella camera di osservazione viene poi accuratamente imballati per il trasporto al chirurgo. <img alt="Figura 9" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig9.jpg" /> Figura 9. Aspetto ottobre della cornea. L&#39;ottobre delfinale cornea sezionato (in sezione) mostra che la cornea è divisa in due metà. L&#39;interfaccia è più intensamente riflettente rispetto al tessuto circostante, come indicato dalla freccia.

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Drs. Woodward e Shtein non hanno nulla da rivelare. Mr. Mavin e il signor Tito sono dipendenti delle banche degli occhi Midwest.

Lo strato più interno della cornea, l&#39;endotelio, mantiene la chiarezza ottica della cornea mantenendo disidratazione corneale. Numerosi stati patologici in particolare influenzano la salute e la vitalità dell&#39;endotelio corneale compresi distrofie, infezioni, processi infiammatori e degenerazioni. Fino a poco tempo, il trapianto di cornea per sostituire malato endotelio corneale necessario trapianto pieno spessore della cornea. Negli ultimi dieci anni, la sostituzione mirata della cornea posteriore da trapianto di cornea a spessore parziale, come la chirurgia DSAEK, è stato in grado di raggiungere lo stesso scopo con un tempo di recupero più breve. Indipendentemente dalla tecnica, tessuti trapiantati devono mantenere un endotelio corneale sano per mantenere la chiarezza ottica nella cornea trapiantata, di conseguenza, tutte le tecniche di lavorazione del tessuto devono passaggi aggiuntivi per proteggere l&#39;endotelio corneale. Automated dissezione microcheratomo è attualmente °di serie e per la preparazione del tessuto corneale per cheratoplastica endoteliale. L&#39;utilizzo del microcheratomo ha dimostrato di diminuire la perforazione dei tessuti del donatore e accelerare il recupero visivo rispetto alla dissezione manuale 5. Quando DSAEK stato inizialmente introdotto, alcuni chirurghi acquistato attrezzature e microcheratomo eseguita dissezione lamellare donatore in sala operatoria all&#39;inizio della chirurgia. Se preparazione del tessuto non, la chirurgia dovrebbe essere cancellati causando inconvenienti e costi per il paziente e il chirurgo. Nel 2006 le banche degli occhi ha cominciato ad effettuare la dissezione microcheratomo &quot;off site&quot; in condizioni controllate in laboratorio banca degli occhi un giorno prima dell&#39;intervento 12. Se la preparazione del tessuto non riesce in questa impostazione, c&#39;è tempo per eseguire un&#39;altra dissezione di tessuto fresco. Dissezione microcheratomo del donatore posteriore tessuto lamellare della cornea richiede tecnica dolce e precisa per ridurre al minimo le complicanze. La cornea deve essere posizionato gently sulla camera anteriore artificiale (AAC) per evitare danni alle delicate cellule endoteliali. Una volta che la cornea è montato e allineato sul AAC, l&#39;anello di bloccaggio deve essere posizionata e regolata per una tenuta perfetta per mantenere la pressione all&#39;interno della camera alta e diminuire le probabilità di collasso dei tessuti durante la dissezione microcheratomo. Per garantire dissezione uniforme, la testa microcheratomo dovrebbe essere ruotato in una costante, in modo agevole. Dopo la dissezione, il tessuto deve di nuovo essere maneggiato con cura per ridurre al minimo i danni delle cellule endoteliali. Inoltre, è critico per confermare che il taglio lamellare è centrato e completo per garantire che la lamella posteriore sarà adatto per l&#39;uso in chirurgia 13. Perforazione corneale del donatore è una complicazione terribile di questa procedura, ma diventa meno frequente con l&#39;esperienza. Se perforazioni ripetute verificarsi durante passaggi microcheratomo, è importante controllare i passaggi multipli nella procedura. Il granoEA ha bisogno di essere correttamente montato e allineato sul AAC. La tenuta stagna e la pressione alta deve essere ottenuta prima del passaggio microcheratomo e mantenuto durante tutta la procedura. In occasione, congiuntiva residua presente sul bordo sclera e deve essere sezionato off prima del montaggio. La lama microcheratomo deve essere forte e senza tacche. Il corretto spessore testa microcheratomo dovrebbe essere scelto sulla base della stima dello spessore corneale. La testa deve essere microcheratomo oscilla correttamente prima al passo. Con ulteriori problemi con questa tecnica, consultare il fornitore di microcheratomo per verificare che tutte le apparecchiature funziona correttamente. Anche quando ha funzionato alla perfezione, ci sono alcune limitazioni a questa tecnica. Microcheratomo teste sono disponibili per tagliare il tessuto corneale in vari spessori, tuttavia, il rapporto della testa microcheratomo allo spessore del tessuto finale è impreciso con la stessa testa che fornisce una vasta gamma di tessuti spessori finali7. Inoltre, un rilevante sussiste curva di apprendimento e le complicanze in corso di preparazione sono più frequenti per i nuovi utenti. Esecuzione della dissezione lamellare nella cornice banca degli occhi consente ai tecnici qualificati che svolgono questa procedura più volte al giorno per ottimizzare la loro tecnica, riducendo al minimo le complicazioni dovute a inesperienza. Modifiche della tecnica per microcheratomo-assistita dissezione corneale per cheratoplastica endoteliale esiste. Alcuni preferiscono utilizzare materiale viscoelastico o di supporti di memorizzazione corneali piuttosto che una soluzione salina bilanciata sotto il bottone corneale sulla camera anteriore artificiale con l&#39;intento di fornire una maggiore protezione per l&#39;endotelio corneale. Ci sono anche variazioni del metodo per determinare la posizione in cui l&#39;incisione microcheratomo deve essere iniziato. Banche degli occhi e differenti chirurghi corneali possono avere preferenze particolari di come la cornea è contrassegnato per l&#39;identificazione deiil tappo anteriore corneale o posteriore orientamento lamellare. Va notato che i costruttori rendano apparecchiatura simile a quello usato in questo protocollo. Le istruzioni del fabbricante particolare dovrebbe essere seguita con qualsiasi apparecchio viene utilizzato. Affidabile preparazione banca degli occhi di sezionato tessuto corneale per la chirurgia DSAEK sia stata vantaggiosa per la diffusa accettazione di questa tecnica chirurgica relativamente nuova. Una volta diventato chirurghi fiducia nelle banche degli occhi che effettuano il &quot;primo passo&quot; nel trapianto di cornea - vale a dire la preparazione dei tessuti, molti limiti pratici per DSAEK sono stati alleviati. Banche degli occhi sono stati in grado di tenere in modo affidabile con la domanda di tessuti trattati con alimentazione sicura, efficace e tempestiva del tessuto del donatore. Tessuti di alta qualità DSAEK possono ora essere ordinati in anticipo e sala tempo di funzionamento e le complicanze di preparazione dei tessuti sono diminuite 9, 14-15. Questo protocollo descrive Preparatisu di innesti DSAEK dal punto di vista del trattamento banca degli occhi di tessuto corneale del donatore, tuttavia, questa tecnica è direttamente applicabile ai chirurghi interessati a preparare il proprio tessuto lamellare della cornea del donatore, nonché coloro che sono interessati nello svolgimento di studi di laboratorio o clinici basati sulla cornea lamellare trapianto. Direzioni future per la preparazione della cornea lamellare comprendono l&#39;uso del laser a femtosecondi per la lavorazione dei tessuti, la creazione di &quot;ultra-thin&quot; DSAEK tessuto corneale, o la preparazione di rotoli corneali endoteliali di membrana di Descemet cheratoplastica endoteliale (DMEK) l&#39;intervento chirurgico. Cheratoplastica endoteliale è un campo chirurgico in evoluzione e il rapporto simbiotico tra la banca degli occhi e chirurgo corneale continuerà a cambiare le tecniche chirurgiche sono ottimizzate.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome del Attrezzature </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td></tr><tr><td> Microcheratomo </td><td> Moria </td><td> 1021174 </td></tr><tr><td> Artificial base della camera anteriore </td><td> Moria </td><td> 19161-562 </td></tr><tr><td> Artificial cap camera anteriore </td><td> Moria </td><td> 19172-220 </td></tr><tr><td> Microcheratomo Testa 300 </td><td> Moria </td><td> O304 </td></tr><tr><td> Microcheratomo Testa 350 </td><td> Moria </td><td> N791 </td></tr><tr><td> Console </td><td> Moria </td><td> 19360-3482 </td></tr></tbody></table>

corneal donor tissue preparation for endothelial keratoplasty

Negli ultimi dieci anni, le tecniche di trapianto corneale chirurgiche hanno subito cambiamenti rivoluzionari 1,2. Fin dalla sua istituzione, tradizionale trapianto corneale a tutto spessore è stato il trattamento per ridare la vista in quelli limitati da una malattia della cornea. Alcuni svantaggi di questo approccio includono un elevato grado di post-operatorio astigmatismo, mancanza di rifrazione risultato prevedibile, e disturbo alla superficie oculare. Lo sviluppo di cheratoplastica endoteliale strippaggio Descemet (DSEK), trapiantando solo il posteriore stroma corneale, membrana di Descemet ed endotelio, ha cambiato radicalmente il trattamento di malattia corneale endoteliale. DSEK viene eseguito attraverso un&#39;incisione più piccola, questa tecnica evita l&#39;intervento chirurgico &#39;cielo aperto&#39; con il rischio di emorragia o di espulsione, diminuisce l&#39;incidenza di deiscenza della ferita post-operatoria, riduce gli esiti imprevedibili di rifrazione, e può diminuire il tasso del rigetto del trapianto 3-6. ove_content &quot;&gt; Inizialmente, donatore di dissezione cornea posteriore lamellare DSEK è stata eseguita manualmente 1 risultante di spessore innesto variabile e danni al delicato tessuto corneale endoteliale durante la lavorazione del tessuto. Automated dissezione lamellare (Descemet strippaggio cheratoplastica automatizzato endoteliale, DSAEK) è stato sviluppato per affrontare questi questioni. dissezione Automated utilizza la stessa tecnologia di creazione del flap LASIK corneale con una lama microcheratomo meccanico che aiuta a creare innesti di tessuto uniforme e sottile per la chirurgia DSAEK con una minima perdita di cellule endoteliali della cornea nella lavorazione dei tessuti. Banche degli occhi hanno fornito pieno spessore cornee per trapianto chirurgico per molti anni. Nel 2006, le banche degli occhi ha cominciato a sviluppare metodologie per la fornitura di pretagliate tessuto corneale per cheratoplastica endoteliale. Con l&#39;ingresso di chirurghi corneali, banche degli occhi hanno sviluppato protocolli approfonditi per preparare in modo sicuro ed efficace posteriore f tessuto lamellareDSAEK o chirurgia. Questo può essere eseguita prima dell&#39;intervento alla banca degli occhi. La ricerca mostra alcuna differenza significativa in termini di qualità dei risultati dei tessuti 7 o 8,9 paziente utilizzando banca dei tessuti dell&#39;occhio pretagliato rispetto chirurgo preparato dei tessuti per la chirurgia DSAEK. Per la maggior parte dei chirurghi corneali, la disponibilità di tessuto corneale pretaglio DSAEK risparmia tempo e denaro 10, e riduce la sollecitazione di eseguire la dissezione corneale donatore in sala operatoria. In parte a causa della capacità delle banche degli occhi per fornire alta qualità lamellare posteriore della cornea in modo tempestivo, DSAEK è diventato lo standard di cura per la gestione chirurgica della patologia endoteliale corneale. La procedura che stiamo descrivendo è la preparazione della cornea posteriore lamellare alla banca degli occhi per il trapianto in DSAEK chirurgia (Figura 1).

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Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty

Endoteliale trapianto di cornea è una tecnica chirurgica per il trattamento di patologie corneali posteriori. Dissezione microcheratomo meccanico per preparare risultati in tessuto più sottili, innesti più simmetrici con minore perdita di cellule endoteliali ed i risultati migliori. Dissezioni può essere effettuata presso la banca degli occhi prima dell&#39;intervento trapianto di cornea.

Preparazione del tessuto corneale dei donatori per Keratoplasty Endothelial

Over the past ten years, corneal transplantation surgical techniques have undergone revolutionary changes1,2. Since its inception, traditional full ...

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27.4K Views.  University of Michigan. Endoteliale trapianto di cornea è una tecnica chirurgica per il trattamento di patologie corneali posteriori. Dissezione microcheratomo meccanico per preparare risultati in tessuto più sottili, innesti più simmetrici con minore perdita di cellule endoteliali ed i risultati migliori. Dissezioni può essere effettuata presso la banca degli occhi prima dell'intervento trapianto di cornea.

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Single Port Donor Nephrectomy

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology. Since that time, the use of single port surgery for nephrectomy has expanded to include donor nephrectomy. Over the next two years the technique was adopted for many others types of nephrectomies to include donor nephrectomy. We present our technique for single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in over 100 patients and add this experience to our experience of over 1000 laparoscopic nephrectomies. With the proper equipment and technique, single port donor nephrectomy can be performed safely and effectively in the majority of live donors. We have found that our operative times and most importantly our transplant outcomes have not changed significantly with the adoption of the single port donor nephrectomy. We believe that single port donor nephrectomy represents a step forward in the care of living donors.

Single port laparoscopic surgery is changing the standard of care in surgical care like nothing since the laparoscopic technique was introduced 20 years ago. We present out technique of single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in 100 patients.

Porta singola donatori nefrectomia

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology.  Since that time, the ...

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Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, along with its basement membrane (Descemet&#39;s membrane) is introduced onto the recipient&#39;s posterior stroma3. Unlike Descemet&#8217;s Stripping Automated Endothelial Keratoplasty (DSAEK), where additional donor stroma is introduced, no unnatural stroma-to-stroma interface is created. As a result, the natural anatomy of the cornea is preserved as much as possible allowing for improved recovery time and visual acuity4. Endothelial Keratoplasty (EK) is the procedure of choice for treatment of endothelial dysfunction. The advantages of EK include rapid recovery of vision, preservation of ocular integrity and minimal refractive change due to use of a small, peripheral incision1. DSAEK utilizes donor tissue prepared with partial thickness stroma and endothelium. The rapid success and utilization of this procedure can be attributed to availability of eye-bank prepared precut tissue. The benefits of eye-bank preparation of donor tissue include elimination of need for specialized equipment in the operating room and availability of back up donor tissue in case of tissue perforation during preparation. In addition, high volume preparation of donor tissue by eye-bank technicians may provide improved quality of donor tissue. DSAEK may have limited best corrected visual acuity due to creation of a stromal interface between the donor and recipient cornea. Elimination of this interface with transplantation of only donor Descemet&#39;s membrane and endothelium in DMEK may improve visual outcomes and reduce complications after EK5. Similar to DSAEK, long term success and acceptance of DMEK is dependent on ease of availability of precut, eye-bank prepared donor tissue. Here we present a stepwise approach to donor tissue preparation which may reduce some barriers eye-banks face in providing DMEK grafts.

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet&#039;s Membrane Endothelial Keratoplasty

Endothelial keratoplasty is a surgical technique continuously evolving as advancements result in transplantation of thinner grafts with each succession1. Here we present a technique for controlled manual tissue dissection to allow safe and repeatable separation of endothelium and Descemet&#39;s membranes from donor corneoscleral buttons for transplantation2.

Corneale Preparazione donatore di tessuti per di Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, ...

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene and cell therapies are highly promising alternative approaches for CVD treatment. However, the broad clinical application of gene therapy is greatly limited by the lack of suitable gene delivery systems. The development of appropriate gene delivery vectors can provide a solution to current challenges in cell therapy. In particular, existing drawbacks, such as limited efficiency and low cell retention in the injured organ, could be overcome by appropriate cell engineering (i.e., genetic) prior to transplantation. The presented protocol describes the efficient and safe transient modification of endothelial cells using a polyethyleneimine superparamagnetic magnetic nanoparticle (PEI/MNP)-based delivery vector. Also, the algorithm and methods for cell characterization are defined. The successful intracellular delivery of microRNA (miR) into human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) has been achieved without affecting cell viability, functionality, or intercellular communication. Moreover, this approach was proven to cause a strong functional effect in introduced exogenous miR. Importantly, the application of this MNP-based vector ensures cell magnetization, with accompanying possibilities of magnetic targeting and non-invasive MRI tracing. This may provide a basis for magnetically guided, genetically engineered cell therapeutics that can be monitored non-invasively with MRI.

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

This manuscript describes the efficient, non-viral delivery of miR to endothelial cells by a PEI/MNP vector and their magnetization. Thus, in addition to genetic modification, this approach allows for magnetic cell guidance and MRI detectability. The technique can be used to improve the characteristics of therapeutic cell products.

preparazione e<em&gt; In Vitro</em&gt; Caratterizzazione di magnetizzato miR-modificato cellule endoteliali

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene ...

Ex Vivo Corneal Organ Culture Model for Wound Healing Studies

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two dimensional (2D) and three dimensional (3D) culture has generated a wealth of information not only about corneal biology but also about wound healing, myofibroblast biology, and scarring in general. The goal of the protocol is an assay system for quantifying myofibroblast development, which characterizes scarring. We demonstrate a corneal organ culture ex vivo model using pig eyes. In this anterior keratectomy wound, corneas still in the globe are wounded with a circular blade called a trephine. A plug of approximately 1/3 of the anterior cornea is removed including the epithelium, the basement membrane, and the anterior part of the stroma. After wounding, corneas are cut from the globe, mounted on a collagen/agar base, and cultured for two weeks in supplemented-serum free medium with stabilized vitamin C to augment cell proliferation and extracellular matrix secretion by resident fibroblasts. Activation of myofibroblasts in the anterior stroma is evident in the healed cornea. This model can be used to assay wound closure, the development of myofibroblasts and fibrotic markers, and for toxicology studies. In addition, the effects of small molecule inhibitors as well as lipid-mediated siRNA transfection for gene knockdown can be tested in this system.

A protocol for an ex vivo corneal organ culture model useful for wound healing studies is described. This model system can be used to assess the effects of agents to promote regenerative healing or drug toxicity in an organized 3D multicellular environment.

Ex Vivo modello di cultura di organo corneale per la guarigione delle ferite studi

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two ...

A Porcine Corneal Endothelial Organ Culture Model Using Split Corneal Buttons

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for experimental investigations as they are normally needed for transplantation. Endothelial cell cultures often do not translate well to in vivo situations. Due to the biostructural characteristics of non-human corneas, stromal swelling during cultivation induces substantial corneal endothelial cell loss, which makes it difficult to perform cultivation for an extended period of time. Deswelling agents such as dextran are used to counteract this response. However, they also cause significant endothelial cell loss. Therefore, an ex vivo organ culture model not requiring deswelling agents was established. Pig eyes from a local slaughterhouse were used to prepare split corneal buttons. After partial corneal trephination, the outer layers of the cornea (epithelium, bowman layer, parts of the stroma) were removed. This significantly reduces corneal endothelial cell loss induced by massive stromal swelling and Descemet&#39;s membrane folding throughout longer cultivation periods and improves general preservation of the endothelial cell layer. Subsequent complete corneal trephination was followed by the removal of the split corneal button from the remaining eye bulb and cultivation. Endothelial cell density was assessed at follow-up times of up to 15 days after preparation (i.e., days 1, 8, 15) using light microscopy. The preparation technique used allows a better preservation of the endothelial cell layer enabled by less stromal tissue swelling, which results in slow and linear decline rates in split corneal buttons comparable to human donor corneas. As this standardized organo-typically cultivated research model for the first time allows a stable cultivation for at least two weeks, it is a valuable alternative to human donor corneas for future investigations of various external factors with regards to their effects on the corneal endothelium.

Here, a step-by-step protocol for the preparation and cultivation of porcine split corneal buttons is presented. As this organo-typically cultivated organ culture model shows cell death rates within 15 days, comparable to human donor corneas, it represents the first model allowing long-term cultivation of non-human corneas without adding toxic dextran.

Un modello di cultura dell'organo endoteliale porcina utilizzando i pulsanti corneali divisi

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for ...

Development of a Noninvasive, Laser-Assisted Experimental Model of Corneal Endothelial Cell Loss

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the optical breakdown at the laser focus. Acoustic shock waves and cavitation bubbles are generated, causing tissue rupture. Bubble sizes and pressure amplitudes vary with pulse energy and position of the focal point. In this study, enucleated porcine eyes were positioned in front of a commercially available Nd:YAG laser. Variable pulse energies as well as different positions of the focal spots posterior to the cornea were tested. Resulting lesions were evaluated by two-photon microscopy and histology to determine the best parameters for an exclusive detachment of corneal endothelial cells (CEC) with minimum collateral damage. The advantages of this method are the precise ablation of CEC, reduced collateral damage, and above all, the non-contact treatment.

Here, we present a protocol to detach corneal endothelial cells (CEC) from Descemet&#8217;s membrane (DM) using a neodymium:YAG (Nd:YAG) laser as an ex vivo disease model for bullous keratopathy (BK).

Sviluppo di un modello sperimentale non invasivo e assistito dal laser della perdita di cellule endoteliali corneale

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the ...

An Epithelial Abrasion Model for Studying Corneal Wound Healing

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its transparency. However, due to its external position, the cornea is highly susceptible to a wide variety of injuries that can lead to the loss of corneal transparency and eventual blindness. Efficient corneal wound healing in response to these injuries is pivotal for maintaining corneal homeostasis and preservation of corneal transparency and refractive capabilities. In events of compromised corneal wound healing, the cornea becomes vulnerable to infections, ulcerations, and scarring. Given the fundamental importance of corneal wound healing to the preservation of corneal transparency and vision, a better understanding of the normal corneal wound healing process is a prerequisite to understanding impaired corneal wound healing associated with infection and disease. Toward this goal, murine models of corneal wounding have proven useful in furthering our understanding of the corneal wound healing mechanisms operating under normal physiological conditions. Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion in mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. In this model, a 2 mm diameter circular trephine, centered over the cornea, is used to demarcate the wound area. The golf club spud is used with care to debride the epithelium and create a circular wound without damaging the corneal epithelial basement membrane. The resulting inflammatory response proceeds as a well-characterized cascade of cellular and molecular events that are critical for efficient wound healing. This simple corneal wound healing model is highly reproducible and well-published and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of disease.

Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion wound in the mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. This corneal wound healing model is highly reproducible and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of diseases.

Un modello di abrasione epiteliale per lo studio della guarigione delle ferite corneali

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

Un protocollo di trapianto di cuore eterotopico suino per la somministrazione di terapie a un allotrapianto cardiaco

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

Preparation of Human Myocardial Tissue for Long-Term Cultivation

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, an ex vivo way to cultivate myocardial slices obtained from human heart samples was demonstrated, while approaching in vivo condition of myocardial contraction. These samples originate mostly from heart transplantations or left-ventricular assist device placements. Using a vibratome and a specially developed cultivation system, 300 &#181;m thick slices are placed between a fixed and a spring wire, allowing for stable and reproducible cultivation for several weeks. During cultivation, the slices are continuously stimulated according to individual settings. Contractions can be displayed and recorded in real-time, and pharmacological agents can be readily applied. User-defined stimulation protocols can be scheduled and performed to assess vital contraction parameters like post-pause-potentiation, stimulation threshold, force-frequency relation, and refractory period. Furthermore, the system enables a variable pre- and afterload setting for a more physiological cultivation.
Here, we present a step-by-step guide on how to generate a successful long-term cultivation of human left ventricular myocardial slices, using a commercial biomimetic cultivation solution.

We present a protocol for ex vivo cultivation of human ventricular myocardial tissue. It allows for detailed analysis of contraction force and kinetics, as well as the application of pre- and afterload to mimic the in vivo physiological environment more closely.

Preparazione del tessuto miocardico umano per la coltivazione a lungo termine

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, ...

Trapianto di cuore in vivo per studiare la transizione da endotelio a mesenchimale

A Neonatal Heterotopic Rat Heart Transplantation Model for the Study of Endothelial-to-Mesenchymal Transition

Endocardial fibroelastosis (EFE), defined by subendocardial tissue accumulation, has major impacts on the development of the left ventricle (LV) and precludes patients with congenital critical aortic stenosis and hypoplastic left heart syndrome (HLHS) from curative anatomical biventricular surgical repair. Surgical resection is currently the only available therapeutic option, but EFE often recurs, sometimes with an even more infiltrative growth pattern into the adjacent myocardium.
To better understand the underlying mechanisms of EFE and to explore therapeutic strategies, an animal model suitable for preclinical testing was developed. The animal model takes into consideration that EFE is a disease of the immature heart and is associated with flow disturbances, as supported by clinical observations. Thus, the heterotopic heart transplantation of neonatal rat donor hearts is the basis for this model.
A neonatal rat heart is transplanted into an adolescent rat&#39;s abdomen and connected to the recipient&#39;s infrarenal aorta and inferior vena cava. While perfusion of the coronary arteries preserves the viability of the donor heart, flow stagnation within the LV induces EFE growth in the very immature heart. The underlying mechanism of EFE formation is the transition of endocardial endothelial cells to mesenchymal cells (EndMT), which is a well-described mechanism of early embryonic development of the valves and septa but also the leading cause of fibrosis in heart failure. EFE formation can be macroscopically observed within days after transplantation. Transabdominal echocardiography is used to monitor the graft viability, contractility, and the patency of the anastomoses. Following euthanasia, the EFE tissue is harvested, and it shows the same histopathological characteristics as human EFE tissue from HLHS patients.
This in vivo model allows for studying the mechanisms of EFE development in the heart and testing treatment options to prevent this pathological tissue formation and provides the opportunity for a more generalized examination of EndMT-induced fibrosis.

Autore in primo piano: Un modello di trapianto di cuore di ratto eterotopico neonatale per lo studio della transizione da endotelio a mesenchimale  

This work presents an animal model of endothelial-to-mesenchymal transition-induced fibrosis, as seen in congenital cardiac defects such as critical aortic stenosis or hypoplastic left heart syndrome, which allows for detailed histological tissue evaluation, the identification of regulatory signaling pathways, and the testing of treatment options.

Un modello di trapianto di cuore di ratto eterotopico neonatale per lo studio della transizione da endoteliale a mesenchimale

Endocardial fibroelastosis (EFE), defined by subendocardial tissue accumulation, has major impacts on the development of the left ventricle (LV) and ...