We are grateful to Dr. Clowes for first developing and describing this method. We are also thankful to Dr. Tulis for his detailed protocol which has been fundamentally helpful to our previous, current and future work. This work was supported by grants R01HL097111 and R01HL123364 from the NIH to M.T., and by American Heart Association grant 14GRNT18880008 to M.T.
We would like to thank Rachel Newton for her expert technical support and for her valuable help during the filming process.

NOTA: L&#39;uso di animali per i seguenti esperimenti è stato esaminato e approvato dalla cura e l&#39;uso Comitato Istituzionale Animal (IACUC). 1. Procedure preoperatori <ol style="margin-left: 40px;"><li> Sterilizzare strumenti chirurgici prima dell&#39;uso. <ol><li> Autoclave tutti gli strumenti chirurgici 24 ore o meno prima di un intervento chirurgico. Se più interventi chirurgici vengono eseguiti nello stesso giorno, sterilizzare gli strumenti con uno sterilizzatore tallone secca tra ambulatori. </li></ol></li><li> Filtro-sterilizzare la soluzione salina prima dell&#39;uso. </li><li> Pesare il ratto e calcolare la dose di farmaci anestetici (ketamina 80 mg / kg e xilazina 7 mg / kg). </li><li> Amministrare i farmaci anestetici intra-peritoneally (ip). <ol><li> Verificare l&#39;adeguatezza della sedazione per pizzico piedi in 5-10 minuti. Somministrare una piccola dose supplementare di farmaci (ketamina 7 mg / kg e xilazina 0,6 mg / kg) se la sedazione non è completa. </li><li> Assicurarsi che l&#39;ago è abbastanza profonda per i farmaci di consegna intra-peritoneally perché mancata consegna l&#39;intera soluzione di droga nella cavità peritoneale provoca sedazione inadeguata. NOTA: Ulcere e perdita dei capelli nella pelle al sito di iniezione saranno visibili diversi giorni dopo l&#39;intervento, a causa involontaria sottocutanea (sc) iniezione di soluzione di droga. </li></ol></li><li> Iniettare 3 ml di soluzione salina sterile per via sottocutanea (SC). Utilizzando un tampone di cotone sterile, applicare una piccola quantità di pomata oftalmica per entrambi gli occhi per evitare che le cornee si secchi. </li><li> Preparare degli impianti di riscaldamento. Pastiglie di calore Pre-caldo di forno a microonde oa bagnomaria. </li><li> Mettere l&#39;animale supinamente sulla piattaforma chirurgica. <ol><li> Rimuovere i capelli nella regione del collo ventrale. Applicare la rimozione dei capelli con un tampone di cotone, attendere 30 secondi e pulire completamente con una garza. </li><li> Tampone collo con iodopovidone scrub e il 70% di etanolo. </li></ol></li><li> Indossare dispositivi di protezione individuale, tra cui l&#39;abito, la copertura dei capelli, maschera chirurgica e occhiali. Indossare STERile guanti chirurgici alla fine prima di maneggiare gli strumenti chirurgici sterili e forniture. </li><li> Telo ratto con un foglio chirurgica sterile con solo la regione del collo esposto. </li></ol> 2. Procedure chirurgiche <ol style="margin-left: 40px;"><li> Durante la procedura chirurgica, verificare la profondità di sedazione animale pizzico punta in ogni 15 min. Se animale risponde a pizzico punta, aggiungere piccola dose supplementare (10% della dose iniziale) di ketamina e xilazina. </li><li> Sezionare sinistra carotide comune (CCA) <ol><li> Utilizzare un bisturi per fare una incisione longitudinale diritta nel mezzo del collo. La lunghezza approssimativa di incisione cutanea è 1,5-2 cm, allo scopo di isolare una porzione 1,5-2 cm di arteria. La durata può variare dipende dallo scopo dello studio. </li><li> Bluntly sezionare il tessuto connettivo dalla pelle. Tenere le punte pinze e fare attenzione a non forare la pelle o il tessuto sottostante. </li><li> Sezionare strati muscolari longitudinalmente along lato sinistro della trachea. </li><li> Quando si apre lo strato muscolare, visualizzare il CCA sinistra con il nervo vago strettamente collegato. Senza mezzi termini sezionare lungo l&#39;arteria carotide sinistra con estrema cautela per separare il nervo vago con il minimo di stretching. </li><li> Sezionare CCA distalmente fino alla biforcazione. Sezionare con cura la biforcazione e due rami - arteria carotide interna (ICA) e carotide esterna (ECA). </li><li> Mantenere dissezione attorno al CCA, fino a circa una porzione di 1,5-2 cm dell&#39;arteria è isolato dai tessuti circostanti. </li></ol></li><li> Lesioni Balloon <ol><li> Definitivamente fare una legatura sul ECA a di circa 5 mm dalla biforcazione. Definitivamente legare il ramo occipitale ECA che è vicino alla biforcazione di ECA e ICA. Anche legare stabilmente altri rami eventuali localizzare fra la biforcazione e ECA legature - per esempio, il ramo superiore della tiroide. Sutura che utilizzato per tutte le legature è 4-0 neroseta. Clip sull&#39;estremità prossimale del CCA e l&#39;estremità distale della ICA. NOTA: Ora, il flusso di sangue è stato interrotto in modo permanente attraverso la legatura (a ECA) o temporaneamente attraverso la saturazione (in CCA e ICA). Contenuto luminale nell&#39;area biforcazione sono stati isolati dalla circolazione sistemica. </li><li> Praticare un&#39;incisione arteriotomia su ECA da piccola-micro forbici. Assicurarsi che l&#39;incisione è vicino alla sutura nodo distale. Sangue pulito con soluzione salina e tamponi di cotone. </li><li> Inserire il uninflated catetere a palloncino 2F nel lume ECA. Far avanzare il catetere a palloncino prossimale al lume CCA. Mantenere avanzare il catetere prossimale fino alla sua punta raggiunge in cui la clip rimane. </li><li> Collegare il dispositivo di gonfiaggio del palloncino di un luer lock femmina su un rubinetto a 3 vie e collegare il luer lock maschio del rubinetto a 3 vie al catetere a palloncino. </li><li> Lentamente gonfiare il palloncino con circa 1,5 atm di pressione, per distendere la carotide a 1,5 volte il diametro. </li&gt; <li> Tirare delicatamente il palloncino rotazione indietro alla biforcazione. </li><li> Sgonfiare il palloncino e passare di nuovo alla fine prossimale. Gonfiare di nuovo e ripetere la procedura tirando-back altre due volte. </li><li> Ritirare il catetere a palloncino dal lume dell&#39;arteria. </li></ol></li><li> Amministrazione endoluminale di reagenti (ad esempio, siRNA, droga) NOTA: Qui, il reagente utilizzato era una soluzione contenente particelle lentivirali codificanti sia shRNA mira stromali Interaction Molecule 1 (STIM1) o non-targeting di controllo shRNA. STIM1 è un singolo transmembrana reticolo endoplasmatico (ER) proteina che è un 2 + sensore ER Ca controllare l&#39;attivazione di membrana plasmatica Ca 2+ canali ed è up-regolata durante vascolare dedifferentiation muscolatura liscia in un fenotipo migratorio proliferativa 12,30-33. <ol><li> Attaccare un catetere intravascolare over-the-ago di una siringa (24 G 1,6 cm). Aspirare soluzione 30 ml di REAG testEnt. Inserire il catetere nella stessa incisione sulla ECA. </li><li> Far avanzare la punta del catetere nel CCA e legare un pezzo di sutura con un singolo nodo sulla Corte dei conti per fissare il catetere e chiudere temporaneamente l&#39;incisione. </li><li> Iniettare la soluzione del reagente di prova nel lume del CCA. Conservare la soluzione nel lume del vaso per 30 min. Tenere il tessuto esposto umido con soluzione salina e coprire con una garza umida. </li><li> Dopo l&#39;incubazione, aspirare la soluzione rimanente. Allentare quel singolo nodo e ritirare il catetere. </li><li> Legare l&#39;ECA con un pezzo di sutura prossimale all&#39;incisione arteriotomia. Rendere il nodo più vicino possibile alla biforcazione. </li></ol></li><li> Chiudere la ferita. <ol><li> Poiché il pregiudizio a palloncino e l&#39;introduzione del catetere può causare una perdita o puntura del vaso sanguigno, rimuovere la clip sul ICA e verificare se ci sono perdite. Se l&#39;emorragia si osserva, applicare un pezzo di garza e applicare una leggera pressione per fermare l&#39;emorragia. </li><li> Rimuoverel&#39;altra clip su CCA. </li><li> Assicurarsi che non ci sono segni di sanguinamento, e quindi rimuovere tutti i morsetti e altri strumenti chirurgici. Tagliare suture in eccesso. </li><li> Chiudi ferite con suture cutanee (4-0 seta nera). Tampone su tutti i lati della ferita chiusa con la Povidon-iodio o altri anti-settico / battericida / fungicida agente. Iniettare 3 ml di soluzione fisiologica sterile sc </li></ol></li></ol> 3. Procedure postoperatorie <ol style="margin-left: 40px;"><li> Tenere rat sul rilievo di calore dopo l&#39;intervento chirurgico. Somministrare una dose di 0,05 mg / kg buprenorfina tramite iniezione intramuscolare (im) al ratto. Durante la procedura di ripristino, tenere gli occhi e la bocca animali umida. Monitorare l&#39;animale fino a quando è sveglio e ambulatoriale. </li><li> Posto l&#39;animale in una gabbia pulita senza biancheria da letto finché non è completamente recuperato. Dopo il recupero, l&#39;animale verrà restituito alla stanza degli animali e ospitato singolarmente. </li></ol>

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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histological+and+morphometric+analyses+for+rat+carotid+balloon+injury+model).">Histological and morphometric analyses for rat carotid balloon injury model).</a> Methods In Molecular Medicine. 139, 31-66 (2007).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Il ratto infortunio carotide balloon è stata ben descritta da Tulis nel 2007 34. E &#39;stato completamente discusso tutti i dettagli di questa procedura Dr. Tulis. I lettori che sono interessati a questa procedura, si consiglia vivamente di leggere il protocollo Tulis &#39;. Tuttavia, c&#39;è una cosa che non siamo d&#39;accordo con il dottor Tulis: invece di gonfiare il palloncino con soluzione salina o qualsiasi tipo di liquido, abbiamo suggerito a gonfiare con l&#39;aria. Secondo la nostra esperienza personale, gonfiando co...

Cateteri a palloncino sono dispositivi medici utilizzati nella procedura di angioplastica, allo scopo di ampliare sito ostruito (s) di ateroma o trombo in un vaso sanguigno. Il lume del vaso socchiusi è costretto ad aprire dal pallone gonfiato e la fornitura di sangue sarebbero stati ripristinati in sequenza per alleviare i sintomi di ischemia a valle, come angina, infarto del miocardio, e dolore alle gambe. Tuttavia, il grande successo di angioplastica è stata diminuita di complicanze post-operatorie, come i risultati di forza causando barotrauma vascolare (balloon injury), ovvero il rimodellamento parete del vaso e in molti casi ri-restringimento del lume vasale (restenosi) 1. Un certo numero di modelli animali sono stati sviluppati imitando la procedura di angioplastica per aiutare gli investigatori a comprendere i meccanismi alla base del palloncino lesioni legate nave rimodellamento parete 2. Tra tutte le specie animali utilizzati per la modellazione, ratto è quello più utilizzato. Compared a conigli, cani e suina, i vantaggi di ratti sono il basso costo, la relativa facilità di utilizzo e l&#39;attuale conoscenza della fisiologia ratto. Sebbene topi hanno un vantaggio in una vasta gamma di ceppi geneticamente manipolati, la nave topi è troppo piccolo per inserire un catetere a palloncino. Nel corso degli ultimi tre decenni, i topi sperimentali hanno permesso ai ricercatori di ottenere una migliore comprensione dei meccanismi molecolari e cellulari alla base di formazione neointima e rimodellamento vascolare 3-6. Al di là di balloon injury, rimodellamento vascolare sono coinvolti anche nella maggior parte delle malattie vascolari maggiori, come l&#39;aterosclerosi 7,8, ipertensione 9, e 10 aneurismi. Così, le conoscenze acquisite attraverso il modello infortunio balloon è in generale vantaggioso per gli studi sulle malattie parete complessivi vascolari. L&#39;obiettivo generale del modello di danno topo pallone non è solo per capire meglio le malattie vascolari, ma anche per testare la potenza di nuovi agenti percontrollo della malattia 11,12. Trattamento farmacologico clinico attuale di restenosi è applicato da stent medicati posizionati mediante il lume del vaso dopo angioplastica. In modelli animali, un modo efficiente ma più economico per i nuovi test agente è un metodo di perfusione endoluminale locale ben sviluppata. Agenti candidati che sono stati testati con questo metodo includono farmaci piccola molecola 13,14, citochine o fattori di crescita 15,16, gene manipolando agenti (cloni di cDNA, siRNA, ecc) 17-20, e nuove formulazioni farmaceutiche 21,22. Finora, il palloncino modello di lesioni ratto rimane uno dei modelli più utili per lo studio vascolare malattie / disordini. È il passo fondamentale dal laboratorio al letto, di solito come il primo passo passando da in vitro in vivo, ma non dovrebbe essere l&#39;ultimo. Il risultato di esperimenti ratto deve essere deliberate e caratterizzato inoltre prima traduzione in umanauso clinico, a causa della differenza di letti vascolari e nave anatomia e le differenze intrinseche tra specie umana e di ratto 23-26. Tuttavia, è ancora uno strumento essenziale nella ricerca medica traslazionale. Mentre questo tipo di ricerca usato per essere limitato dalla mancanza di topi geneticamente modificati, è non è più stato un problema dal momento che gli approcci genomici innovative come le zinc-finger nucleasi 27, 28 e Talens CRISPR-Cas 29 hanno reso i topi knockout facilmente accessibile.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1059">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:384px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:389px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Fogarty balloon embolectomy catheters, 2 French&#160;</td>
			<td>Edwards Lifesciences, Germany</td>
			<td>&#160;120602F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Deltaphase Operating Board - Includes 2 Pads &#38; 2 Insulators</td>
			<td>Braintree Scientific, Inc.</td>
			<td>39OP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;LED light source</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-563-501&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hartmann Mosquito Forceps 4&#8221; curved</td>
			<td>Apiary Medical, Inc. San Diego, CA</td>
			<td>gS 22.1670</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Crile Retractor 4&#8221; double ended</td>
			<td>Apiary Medical, Inc.</td>
			<td>gS 34.1934</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Other surgical instruments</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument Company, Inc., Gaithersburg, MD</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Peripheral Intravenous (I.V.) Cannula, 24G</td>
			<td>BD</td>
			<td>381312</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ketamine HCl, 100mg/mL, 10mL</td>
			<td>Ketaset- Patterson Vet</td>
			<td>07-803-6637&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Xylazine (AnaSed),20mg/mL,20mL</td>
			<td>Ketaset- Patterson Vet</td>
			<td>07-808-1947</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenex, 0.3mg/1ml (5 Ampules/Box)</td>
			<td>Ketaset- Patterson Vet</td>
			<td>07-850-2280</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Nair Baby Oil Hair Removal Lotion-9 oz</td>
			<td>Amazon/Walmart/CVS</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Inflation Device</td>
			<td>Demax Medical</td>
			<td>DID30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">D300 3-way Stopcock</td>
			<td>B.Braun Medical Inc.</td>
			<td>4599543</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Artificial Tears Ointment&#160;</td>
			<td>Rugby Laboratories, Duluth, GA</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

vascular balloon injury and intraluminal administration in rat carotid artery

Il pallone modello di lesione carotidea nei ratti è stata consolidata per oltre due decenni. Rimane un importante metodo per studiare i meccanismi molecolari e cellulari coinvolti nella vascolare dedifferenziazione muscolatura liscia, la formazione di neointima e rimodellamento vascolare. Maschi ratti Sprague-Dawley sono gli animali più frequentemente impiegato per questo modello. Ratti femmina non sono preferiti come ormoni femminili sono protettivi contro le malattie vascolari e introducono una variante a questa procedura così. La carotide sinistra è tipicamente infortunato con la carotide destra serve come controllo negativo. Lesioni della carotide sinistra è causato dal pallone gonfiato che denudes l&#39;endotelio e distend s la parete del serbatoio. Dopo lesioni, potenziali strategie terapeutiche come l&#39;uso di composti farmacologici e sia gene o trasferimento shRNA possono essere valutati. Tipicamente per gene o il trasferimento shRNA, la sezione feriti del lume del vaso viene trasformata localmente per 30 minuti con vparticelle IRAL codificano sia una proteina o shRNA per la consegna e di espressione nella parete del vaso feriti. Neointimale ispessimento rappresentano cellule muscolari lisce vascolari proliferative solito picco di due settimane dopo l&#39;infortunio. Le navi sono in gran parte raccolte in questo punto di tempo per l&#39;analisi cellulare e molecolare delle vie di segnalazione cellulare, nonché l&#39;espressione di geni e proteine. Le navi possono essere raccolte in precedenti punti di tempo per determinare l&#39;insorgenza di espressione e / o l&#39;attivazione di una proteina o percorso specifico, a seconda degli scopi sperimentali destinati. Le navi possono essere caratterizzati e valutati utilizzando colorazione istologica, immunoistochimica, test di proteine ​​/ mRNA, e saggi di attività. Il intatta carotide destra dello stesso animale è un controllo interno ideale. Cambiamenti lesioni indotte parametri molecolari e cellulari possono essere valutati confrontando l&#39;arteria feriti all&#39;arteria giusto controllo interno. Allo stesso modo, modalità terapeutiche possono essere valutati confrontando il injured e trattato dell&#39;arteria al controllo feriti unica arteria.

Due settimane dopo la lesione, le arterie carotidi sono raccolte, sezionati e sottoposti ad analisi morfologica. Le arterie sono sezionata e colorate con H &amp; E (figure 1, 2B, C e 3). Rat parete carotidea contiene quattro strati di lamina elastica, che appaiono come linee rosa. L&#39;area tra la lamina esterna, lamina elastica esterna (EEL) e la lamina interna, lamina elastica interna (IEL) è il supporto liscio strato muscolare (Figura 1). L&#39;area all&#39;interno della IEL è l&#...

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Vascular Balloon Injury and Intraluminal Administration in Rat Carotid Artery

Questo protocollo utilizza un catetere a palloncino per causare un danno endoluminale sull&#39;arteria carotide di ratto e d&#39;ora in poi suscitare iperplasia neointimale. Questo è un modello consolidato per lo studio dei meccanismi di rimodellamento vascolare in risposta al danno. È inoltre ampiamente utilizzato per determinare la validità dei potenziali approcci terapeutici.

Vascolare Balloon Lesioni e intraluminale Amministrazione in Rat carotide

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and ...

vascular-balloon-injury-intraluminal-administration-rat-carotid

Research

JoVE Journal

Medicine

16.2K Views.  State University of New York College of Nanoscale Science and Engineering (SUNY CNSE).  Questo protocollo utilizza un catetere a palloncino per causare un danno endoluminale sull'arteria carotide di ratto e d'ora in poi suscitare iperplasia neointimale. Questo è un modello consolidato per lo studio dei meccanismi di rimodellamento vascolare in risposta al danno. È inoltre ampiamente utilizzato per determinare la validità dei potenziali approcci terapeutici. 