Authors would like to thank Charisse Montgomery for her editing service. A. Alomran&#8217;s work partially fulfills the requirements for a master&#8217;s degree in Pharmacology.This work is funded by The University of Toledo&#8217;s intramural startup fund for W.A.A and NIH grant (DK080640) for S.M.N.

Le procedure per l&#39;uso degli animali sono stati approvati dalla cura e l&#39;uso degli animali Comitato Istituzionale (IACUC) della University of Toledo in conformità con le linee guida della cura e l&#39;uso degli animali Comitato Istituzionale presso il National Institutes of Health e della Guida per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio. 1. Estrazione del cervello, Sezioni e Preparazione del tessuto <ol><li> Sacrifica ceppo selvatico topo C57BL / 6 da profondamente eutanasia con CO 2 asfissia per 5 min. Assicurare la morte per dislocazione cervicale. </li><li> Pulire la testina del mouse con il 70% di etanolo. </li><li> Eseguire craniectomy con le forbici sterili e pinze tirando prima la pelle di dosso, a partire dalla parte superiore della testa per esporre il cranio. </li><li> Poi, quando il cranio è esposto, rimuovere il cranio mediante pelatura pezzo per pezzo di osso, partendo dal lato posteriore e lo spostamento verso il lato anteriore. Fare attenzione a non distruggere i ventricoli del cervello. </li><li>Raccogliere tutto il cervello. </li><li> Mettere il cervello in un piatto da 100 millimetri di Petri contenente DMEM / High-glucosio addizionato con siero fetale bovino 10% (FBS) e 1% di soluzione di penicillina / streptomicina contenente 10.000 unità / ml di penicillina e 10.000 ug / ml di streptomicina e pre-riscaldato a 37 ° C. </li><li> Tagliare il cervello sul piano sagittale mediana a mano con una lama affilata, e di ottenere la prima sezione 100-200 mm da ciascuna metà con un vibratome. </li><li> Sciacquare il tessuto cerebrale con una soluzione pre-riscaldato a 37 ° C tampone fosfato (PBS 1x). </li><li> Porre immediatamente la sezione cervello in DMEM / media-alta glucosio pre-riscaldato a 37 ° C. </li></ol> 2. Immagini dal vivo Configurazione e impostazione <ol><li> Posizionare le sezioni di tessuto cerebrale in 30 millimetri con fondo di vetro piatti della cultura contenenti 1 ml di DMEM / supporti ad alta glucosio. Regolare ambiente camera chiusa del microscopio a 37 ° C, 95% / 5% O 2 / CO 2 contenuto (Figura 1 </strong&gt;). </li><li> Utilizzando un obiettivo 60X immersione in olio obiettivo, raccogliere le cellule ependimali / immagini ciglia dapprima mettendo un goccia di olio sulla lente dell&#39;obiettivo 60X e concentrandosi sulle cellule con regolare DIC trasmessa luce. </li><li> Quindi, seguire la direzione del movimento bolla DMEM come guida per la posizione delle ciglia ependimali motilità come percosse ciliari creano una sorta di movimento bolla nella zona. Scegli una zona che contiene le cellule sane con cilia motile nel ventricolo laterale del cervello utilizzando il filtro DIC. Una volta che le ciglia ependimali si trovano, regolare la luce e messa a fuoco per ottenere un&#39;immagine soddisfacente. </li><li> Impostare i parametri di imaging dal vivo secondo uno scopo specifico utilizzando software di imaging Metamorph. Nel presente manifestazione, acquisire venti immagini a quattro bit con il set di binning fotocamera a 1 x 1 combinato con 60X obiettivo e 5-10 il tempo di esposizione msec. </li><li> Raccogliere le immagini DIC aprendo il diaframma microscopio ad un livello ottimale per avere un exp minimatempo osure. Osservare le immagini in diretta streaming per la fotocamera per fornire l&#39;acquisizione delle immagini veloce e immediato senza indugio. Calcolare la velocità delle ciglia battere sulla base dei requisiti dei tempi di esposizione minima per ottenere il contrasto dell&#39;immagine sufficiente. </li></ol> 3. Visualizzazione e analisi dei dati <ol><li> Calcolare il numero di percosse ciglia contando il numero di pestaggi in 1 min. A tale scopo, diminuendo la velocità del video e contando il numero di battute utilizzando un contatore di cellule o un attrezzo simile. </li><li> Per calcolare la frequenza di percosse, moltiplicare il tempo di esposizione in cui il video viene registrato dal numero di fotogrammi o time-lapse immagini acquisite per ottenere il numero di sec. (Esempio: tempo di esposizione 5 msec 200 fotogrammi = 1.000 msec o 1 sec). </li><li> Calcolare il numero di percosse in un secondo per ottenere la frequenza che viene espresso come numero di battere per un secondo. A tale scopo, dividendo il numero di pestaggi ciglia sopra una sola seconda volta traval (Esempio: cilia batte 50 volte in un video 200 fotogrammi registrati al tempo di esposizione di 5 msec cioè 5 msec x 200 frames = 1 sec; ora dividere 50 battiti da 1 sec = 50 Hz). </li><li> Calcolare l&#39;angolo ciliare pestaggio valutando il percorso intrapreso dalle ciglia ependimale durante entrambe le corse di potenza e di recupero. Eseguire questa secondo un metodo precedentemente descritto, con lievi modifiche 11. Il movimento preciso delle ciglia individuale si osserva durante il ciclo di battito completo. </li><li> Su un foglio di acetato posto sopra il monitor, disegnare una linea orizzontale lungo il bordo ependimali e una linea verticale attraverso la posizione mediana delle ciglia all&#39;inizio della corsa di lavoro. </li><li> Tracciare la posizione precisa del telaio cilium per fotogramma mentre si muove in avanti durante la corsa di alimentazione. In modo simile, tracciare il movimento delle ciglia durante la corsa di recupero. </li><li> Calcolare l&#39;angolo ciliare pestaggio dalla deviazione massima del cilium dalla linea mediana durante tegli corsa di potenza nonché la corsa di recupero. </li></ol> 4. Calcio di registrazione del segnale <ol><li> Dopo il taglio del cervello, sciacquare brevemente la fetta cervello con 1x PBS o Dulbecco PBS (pH 7,0). Preparare fresco Fluo-2 per evitare estinzione della fluorescenza e avere buon rapporto segnale-rumore. </li><li> Preparare 1 soluzione madre mM di Fluo-2 soluzione in dimetilsolfossido (DMSO), mescolare e agitare la soluzione per almeno 5 minuti per garantire che Fluo-2 è omogeneamente disciolto in DMSO. </li><li> Diluire la soluzione Fluo-2 stock in 500 ml di DMEM / High-glucosio addizionato con 2% B27 preriscaldata a 37 ° C ad una concentrazione finale di 20 mg / ml. NOTA: B-27 è un integratore senza siero ottimizzato contenenti vitamina A, cocktail antiossidante e insulina utilizzato per sostenere la redditività a breve oa lungo termine di ippocampo e altri neuroni del sistema nervoso centrale. </li><li> Incubare Immediatamente la fetta cervello con 20 mg / ml Fluo-2 per 30 minuti a 37 ° C in una piastra di fondo di vetro. </li><li> Per determinare la concentrazione di carico ottimale di calcio fluoroforo Fluo-2 e per evitare la tossicità delle cellule tintura di calcio, le cellule sfida con l&#39;ATP, e verificare la vitalità cellulare determinando il decorso e punta grandezza dei segnali di calcio in risposta a ATP. </li><li> Registra il video per l&#39;oscillazione di calcio a una velocità di acquisizione di 5 msec per un minimo di 1 secondo (200 fotogrammi al secondo), con eccitazione e di emissione lunghezze d&#39;onda di 488 nm e 515 nm, rispettivamente (Movie 2). </li><li> Per distinguere il segnale Fluo-2 di calcio da autofluorescenza o movimenti artefatti, accertarsi che le intensità emessi a 515 nm è monitorata separatamente. NOTA: Fluo-2 non è il fluoremetric calcio adatto per quantificare calcio intracellulare. Tuttavia, è un ottimo colorante calcio dinamica per rilevare i cambiamenti rapidi di calcio, come oscillazioni calcio. Per la quantificazione di calcio più accurata, è consigliabile Fura-2. Tuttavia, le variazioni dinamiche di Fura-2 sono limitati dal suo raziometricola natura del colorante. </li><li> Seguire le formule fornite dal produttore per calcolare l&#39;esatto valore di calcio intracellulare libero. Esempio [Ca 2+] = K d × (R - R min) / (R max - R). Dove K d è la costante di dissociazione del colorante dal calcio rilasciato, R è la fluorescenza misurata a 488, e R e R min max sono i rapporti di fluorescenza alla minima e massima concentrazione di ioni 12. </li></ol> 5. immunofluorescenza Microscopia <ol><li> Fissare le sezioni di cervello con fosfato soluzione salina tamponata contenente 4% paraformaldeide (PFA) e 2% di saccarosio per 10 min. In alternativa, fissare tutto il cervello con il 4% PFA e poi la sezione in 50 sezioni mm utilizzando un criostato. </li><li> Lavare il tessuto tre volte con PBS 1x per 5 minuti ogni volta. </li><li> Incubare la fetta cervello con un solutisu 0,1% Triton-X in 1x PBS per 5 minuti, quindi risciacquare tre volte con PBS 1x per 5 minuti ogni volta. </li><li> Incubare la fetta cervello con anticorpo di topo primaria, antiacetylated a-tubulina, utilizzato ad una diluizione di 1: 5000 in 10% FBS in 1x PBS per un&#39;ora a temperatura ambiente (RT) o per una notte a 4 ° C. </li><li> Lavare il tessuto tre volte con PBS 1x per 5 minuti ogni volta. </li><li> Incubare la fetta cervello anticorpo secondario, fluoresceina anti-topo IgG ad una diluizione di 1: 500 in 10% FBS in soluzione PBS 1x per 1 ora a RT. </li><li> Prima osservazione al microscopio a fluorescenza, controcolorazione la sezione con 4 &#39;, 6-diamidino-2-fenilindolo (DAPI) per 5 minuti per macchiare il nucleo (o DNA) 13. Per ridurre al minimo photobleaching, immagine delle sezioni subito con il tempo di esposizione minima possibile. </li></ol>

<ol>
	<li>AbouAlaiwi, W. A., Lo, S. T., Nauli, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primary+cilia:+Highly+sophisticated+biological+sensors.">Primary cilia: Highly sophisticated biological sensors.</a> Sensors. 9 (9), 7003-7020 (2009).</li><li>Nonaka, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Randomization+of+left-right+asymmetry+due+to+loss+of+nodal+cilia+generating+leftward+flow+of+extraembryonic+fluid+in+mice+lacking+kif3b+motor+protein.">Randomization of left-right asymmetry due to loss of nodal cilia generating leftward flow of extraembryonic fluid in mice lacking kif3b motor protein.</a> Cell. 95 (6), 829-837 (1998).</li><li>Satir, P., Christensen, S. 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Ependymal cells along the lateral ventricle express functional p2x(7) receptors.</a> Purinergic signalling. 5 (3), 299-307 (2009).</li><li>Appelbe, O. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disruption+of+the+mouse+jhy+gene+causes+abnormal+ciliary+microtubule+patterning+and+juvenile+hydrocephalus.">Disruption of the mouse jhy gene causes abnormal ciliary microtubule patterning and juvenile hydrocephalus.</a> Developmental biology. 382 (1), 172-185 (2013).</li><li>Sawamoto, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+neurons+follow+the+flow+of+cerebrospinal+fluid+in+the+adult+brain+(New+York,+N.Y.).">New neurons follow the flow of cerebrospinal fluid in the adult brain (New York, N.Y.).</a> Science. 311 (5761), 629-632 (2006).</li><li>Banizs, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dysfunctional+cilia+lead+to+altered+ependyma+and+choroid+plexus+function,+and+result+in+the+formation+of+hydrocephalus.">Dysfunctional cilia lead to altered ependyma and choroid plexus function, and result in the formation of hydrocephalus.</a> Development. 132 (23), 5329-5339 (2005).</li><li>Kawanabe, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cilostazol+prevents+endothelin-induced+smooth+muscle+constriction+and+proliferation.">Cilostazol prevents endothelin-induced smooth muscle constriction and proliferation.</a> PloS one. 7 (9), e44476 (2012).</li><li>Liu, T., Jin, X., Prasad, R. M., Sari, Y., Nauli, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three+types+of+ependymal+cells+with+intracellular+calcium+oscillation+are+characterized+by+distinct+cilia+beating+properties.">Three types of ependymal cells with intracellular calcium oscillation are characterized by distinct cilia beating properties.</a> J Neurosci Res. 92 (9), 1199-1204 (2014).</li><li>Chilvers, M. A., O'Callaghan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+ciliary+beat+pattern+and+beat+frequency+using+digital+high+speed+imaging:+Comparison+with+the+photomultiplier+and+photodiode+methods.">Analysis of ciliary beat pattern and beat frequency using digital high speed imaging: Comparison with the photomultiplier and photodiode methods.</a> Thorax. 55 (4), 314-317 (2000).</li><li>Nauli, S. M., Jin, X., AbouAlaiwi, W. A., El-Jouni, W., Su, X., Zhou, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-motile+primary+cilia+as+fluid+shear+stress+mechanosensors.">Non-motile primary cilia as fluid shear stress mechanosensors.</a> Methods in enzymology. 525, 1-20 (2013).</li><li>AbouAlaiwi, W. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survivin-induced+abnormal+ploidy+contributes+to+cystic+kidney+and+aneurysm+formation.">Survivin-induced abnormal ploidy contributes to cystic kidney and aneurysm formation.</a> Circulation. 129 (6), 660-672 (2014).</li><li>AbouAlaiwi, W. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ciliary+polycystin-2+is+a+mechanosensitive+calcium+channel+involved+in+nitric+oxide+signaling+cascades.">Ciliary polycystin-2 is a mechanosensitive calcium channel involved in nitric oxide signaling cascades.</a> Circulation research. 104 (7), 860-869 (2009).</li><li>Jin, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cilioplasm+is+a+cellular+compartment+for+calcium+signaling+in+response+to+mechanical+and+chemical+stimuli.">Cilioplasm is a cellular compartment for calcium signaling in response to mechanical and chemical stimuli.</a> Cell Mol Life Sci. 71 (11), 2165-2178 (2014).</li><li>Praetorius, H. A., Spring, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bending+the+mdck+cell+primary+cilium+increases+intracellular+calcium.">Bending the mdck cell primary cilium increases intracellular calcium.</a> The Journal of membrane biology. 184 (1), 71-79 (2001).</li><li>Smith, C. M., Radhakrishnan, P., Sikand, K., O'Callaghan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+ethanol+and+acetaldehyde+on+brain+ependymal+and+respiratory+ciliary+beat+frequency.">The effect of ethanol and acetaldehyde on brain ependymal and respiratory ciliary beat frequency.</a> Cilia. 2 (1), 5 (2013).</li></ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Qui descritto è un protocollo per la preparazione di tessuto cerebrale topo sia per live-imaging e microscopia a fluorescenza che fornisce un rapido e sensibile osservazione delle ciglia ependimali nei ventricoli cerebrali. Questa tecnica non è limitato solo al ventricolo laterale; potrebbe essere utilizzata per osservare le ciglia in altre ventricoli cerebrali. Questa tecnica di imaging fornisce un flusso dal vivo che assomiglia al movimento del CSF battito ciliare in un ambiente ex vivo. Inoltre, essa conse...

Cilia sono organelli basato microtubuli sensoriali che si estendono dalla superficie cellulare per l&#39;ambiente extracellulare. A seconda della loro organizzazione dei microtubuli, ciglia possono essere classificati in due tipi - &quot;9 + 0&quot; o &quot;9 + 2&quot;. Funzionalmente, sulla base della loro motilità, questi possono essere classificati come motile o non mobili cilia 1. Cilia primaria è un termine comunemente usato per indicare &quot;9 + 0&quot; cilia non mobili. Questi hanno nove microtubuli doppietto parallele (indicati con &#39;9&#39;) e una coppia centrale di microtubuli è presenta all&#39;interno della guaina centrale (indicato con &#39;0&#39;). Tuttavia, alcuni &quot;9 + 0&quot; cilia, come cilia nodale, che regolano embrione lateralità sono mobili 2. D&#39;altra parte, cilia motile sono caratterizzati, oltre alle nove doppietti microtubuli parallele, da una coppia centrale supplementare di doppietti microtubuli e associata con proteine ​​motrici dynein per facilitare la motilità. Inoltre, alcuni &quot;9+2 &quot;Cilia come ciglia olfattive sono non mobili 3. Cellule ependimali rivestono i ventricoli cerebrali e il canale centrale del midollo spinale sono caratterizzati da cilia motile che spingono il liquido cerebrospinale (CSF) lungo i ventricoli cerebrali 4. L&#39;obiettivo generale di questo metodo è quello di facilitare lo studio della motilità dinamiche ciglia e anomalie strutturali. Salute e lo sviluppo del cervello dipendono fortemente efficiente circolazione del liquor nei ventricoli cerebrali. Ad esempio, il normale flusso di CSF e l&#39;equilibrio dei fluidi richiedono battito normale e funzionale delle ciglia ependimali 5,6, che a sua volta gioca un ruolo critico nella regolazione del movimento direzionale delle cellule neuronali e la migrazione delle cellule staminali 7. Come tale, anormale funzione cilia ependimali o la struttura può portare a flusso CSF ​​anormali, che è associato con idrocefalo, una condizione medica in cui vi è un accumulo anomalo di CSF nei ventricoli del bpioggia. Ciò può di conseguenza causare un aumento della pressione intracranica e progressivo ampliamento della testa, convulsioni, visione a tunnel, e disabilità mentale 8. I vantaggi di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti è che ha permesso per la prima volta a segnalare tre distinti tipi di cellule ependimali: I, II, e III, sulla base della loro frequenza battito ciliare unica e l&#39;angolo battendo. Queste cellule ependimali sono localizzati in alcune regioni nei ventricoli cerebrali. Inoltre, gli effetti dell&#39;età e agenti farmacologici come alcol e cilostazolo sulla modifica i tipi di cellule ependimali o loro localizzazioni possono essere dimostrati, che non era possibile prima questa classificazione delle cellule ependimali. Cilostazolo è un inibitore della fosfodiesterasi-3, un enzima che metabolizza cAMP di AMP e regola anche il calcio intracellulare 9. Usando l&#39;analisi di imaging di fluorescenza ad alta velocità permette l&#39;imaging e la quantificazione del intracellulare unicoproprietà di oscillazione di calcio delle cellule ependimali. Ad esempio, alcol e cilostazol alterato significativamente la frequenza ciliare pestaggio ependimale nonché le oscillazioni intracellulari di calcio proprietà, che a sua volta, potrebbe portare a un cambiamento del volume del liquido cerebrospinale di sostituzione da ciglia ependimali 10. In sintesi, questa tecnica è stato fondamentale per fornire la prima prova di tre diversi tipi di cellule ependimali con diverse proprietà di oscillazione calcio. Nella sezione seguente, una panoramica dettagliata passo-passo della procedura è prevista, prestando molta attenzione alla preparazione e la manipolazione dei tessuti.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>DMEM/HIGH GLUCOSE</td>
			<td>Cellgro Mediatech Inc.</td>
			<td>10-013-CV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal bovine serum (FBS)</td>
			<td>Hyclone</td>
			<td>SH30088-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin/Streptomycin</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>SV30010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate buffered saline</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>SH30256-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde&#160;</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>15710-SP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S-2395</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton-X</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T9284</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluo-2&#160;</td>
			<td>TEF Labs</td>
			<td>#0200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMSO</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B27</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>17504044</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VECTASHIELD HardSet Mounting Medium with DAPI</td>
			<td>Vector Labs</td>
			<td>H-1500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-acetylated a-tubulin antibody</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T7451&#160;</td>
			<td>clone 6-11B1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FITC Anti-mouse antibody</td>
			<td>Vector Labs</td>
			<td>FI-2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell Culture plate</td>
			<td>VWR Vista Vision</td>
			<td>30-2041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cover Slip (18x18)</td>
			<td>VWR Vista Vision</td>
			<td>16004.326</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vibratome</td>
			<td>Leica Biosystems</td>
			<td>Leica VT1200S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryostat</td>
			<td>Leica Biosystems</td>
			<td>Leica CM1860</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted Fluorescence Microscope</td>
			<td>Nikon&#160;</td>
			<td>Nikon TE2000</td>
			<td>60X oil&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope cover glass 24x60mm</td>
			<td>VWR Vista Vision</td>
			<td>16004-312</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mounting Medium with DAPI</td>
			<td>Vector Laboratories</td>
			<td>H-1500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI filter cube</td>
			<td>Chroma Technology</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

live imaging of the ependymal cilia in the lateral ventricles of the mouse brain

Cellule ependimali Multiciliated linea i ventricoli del cervello adulto. Funzione o la struttura di ciglia ependimali anormale è associata con vari deficit neurologici. L&#39;attuale ex vivo imaging dal vivo di motilità tecnica cilia ependimale consente per uno studio dettagliato delle dinamiche ciliari dopo diversi passaggi. Questi passaggi sono: topi eutanasia con anidride carbonica secondo i protocolli della University of Institutional cura di Toledo degli animali e del Comitato uso (IACUC); craniectomy seguita dalla rimozione del cervello e sagittale dissezione del cervello con un vibratomo o lama affilata di ottenere sezioni molto sottili attraverso i ventricoli laterali del cervello, dove le ciglia ependimale possono essere visualizzati. L&#39;incubazione delle fette del cervello in una lastra di vetro-bottom personalizzata contenente Modified Eagle Medium (DMEM) / High-Glucosio Dulbecco a 37 ° C in presenza di 95% / 5% O 2 / CO miscela 2 è essenziale per mantenere vivo il tessuto durantel&#39;esperimento. Un video del pestaggio cilia viene registrato utilizzando un microscopio a contrasto di interferenza differenziale ad alta risoluzione. Il video viene poi analizzato fotogramma per fotogramma per calcolare la frequenza ciliare pestaggio. Questo permette la classificazione distinta delle cellule ependimali in tre categorie o tipi in base alla loro frequenza di battito ciliare e l&#39;angolo. Inoltre, questa tecnica permette l&#39;uso dell&#39;analisi fluorescenza ad alta velocità per caratterizzare le proprietà uniche intracellulari oscillazione calcio di cellule ependimali, nonché l&#39;effetto di agenti farmacologici sulle oscillazioni di calcio e la frequenza di battito ciliare. Inoltre, questa tecnica è adatto per immunofluorescenza di imaging per studi di struttura ciliare e localizzazione della proteina ciliare. Ciò è particolarmente importante in studi diagnosi della malattia e fenotipo. Il limite principale di questa tecnica è attribuita alla diminuzione in vivo movimento cilia motilità come il tessuto cerebrale inizia a morire.

Misurare funzione cilia ependimale nel cervello di topo vivo Il metodo descritto in questo protocollo viene utilizzato per monitorare la funzione cilia ependimali e struttura nel tessuto fresco sezionato dal cervello di topo e di monitorare e studiare cilia frequenza battito. La procedura seguita per realizzare un esperimento completo vengono rappresentati in un diagramma di flusso schematico (figura 1). Si consiglia vivamente che l&#39;esperimento è condotto entro un breve...

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Live Imaging of the Ependymal Cilia in the Lateral Ventricles of the Mouse Brain

Utilizzando ad alta risoluzione di contrasto di interferenza differenziale (DIC) microscopia, un ex vivo osservazione del battito di ciglia motile ependimale situato all&#39;interno il mouse ventricoli cerebrali è dimostrata dal live-imaging. La tecnica consente una registrazione della frequenza battito ciliare unico e battendo angolo come pure i loro calcio intracellulare proprietà oscillazione stimolazione.

Immagini dal vivo del ependimale Cilia nei ventricoli laterali del cervello di topo

Multiciliated ependymal cells line the ventricles in the adult brain. Abnormal function or structure of ependymal cilia is associated with various ...

live-imaging-ependymal-cilia-lateral-ventricles-mouse

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.6K Views.  University of Toledo, College of Pharmacy and Pharmaceutical Sciences.  Utilizzando ad alta risoluzione di contrasto di interferenza differenziale (DIC) microscopia, un ex vivo osservazione del battito di ciglia motile ependimale situato all'interno il mouse ventricoli cerebrali è dimostrata dal live-imaging. La tecnica consente una registrazione della frequenza battito ciliare unico e battendo angolo come pure i loro calcio intracellulare proprietà oscillazione stimolazione. 

Video: Live Imaging of the Ependymal Cilia in the Lateral Ventricles of the Mouse Brain

Neuromodulation and Mitochondrial Transport: Live Imaging in Hippocampal Neurons over Long Durations

To understand the relationship between mitochondrial transport and neuronal function, it is critical to observe mitochondrial behavior in live cultured neurons for extended durations1-3. This is now possible through the use of vital dyes and fluorescent proteins with which cytoskeletal components, organelles, and other structures in living cells can be labeled and then visualized via dynamic fluorescence microscopy. For example, in embryonic chicken sympathetic neurons, mitochondrial movement was characterized using the vital dye rhodamine 1234. In another study, mitochondria were visualized in rat forebrain neurons by transfection of mitochondrially targeted eYFP5. However, imaging of primary neurons over minutes, hours, or even days presents a number of issues. Foremost among these are: 1) maintenance of culture conditions such as temperature, humidity, and pH during long imaging sessions; 2) a strong, stable fluorescent signal to assure both the quality of acquired images and accurate measurement of signal intensity during image analysis; and 3) limiting exposure times during image acquisition to minimize photobleaching and avoid phototoxicity.
Here, we describe a protocol that permits the observation, visualization, and analysis of mitochondrial movement in cultured hippocampal neurons with high temporal resolution and under optimal life support conditions. We have constructed an affordable stage-top incubator that provides good temperature regulation and atmospheric gas flow, and also limits the degree of media evaporation, assuring stable pH and osmolarity. This incubator is connected, via inlet and outlet hoses, to a standard tissue culture incubator, which provides constant humidity levels and an atmosphere of 5-10% CO2/air. This design offers a cost-effective alternative to significantly more expensive microscope incubators that don't necessarily assure the viability of cells over many hours or even days. To visualize mitochondria, we infect cells with a lentivirus encoding a red fluorescent protein that is targeted to the mitochondrion. This assures a strong and persistent signal, which, in conjunction with the use of a stable xenon light source, allows us to limit exposure times during image acquisition and all but precludes photobleaching and phototoxicity. Two injection ports on the top of the stage-top incubator allow the acute administration of neurotransmitters and other reagents intended to modulate mitochondrial movement. In sum, lentivirus-mediated expression of an organelle-targeted red fluorescent protein and the combination of our stage-top incubator, a conventional inverted fluorescence microscope, CCD camera, and xenon light source allow us to acquire time-lapse images of mitochondrial transport in living neurons over longer durations than those possible in studies deploying conventional vital dyes and off-the-shelf life support systems.

We describe a protocol that allows imaging of mitochondria in living neurons via fluorescence microscopy over long durations. Imaging over extended periods is accomplished through lentivirus-mediated expression of a mitochondrially targeted fluorescent protein and use of an inexpensive stage-top incubator that was designed and built in our laboratory.

Neuromodulazione e mitocondriale di trasporto: Imaging Live in neuroni dell&#39;ippocampo oltre durate a lungo

To understand the relationship between mitochondrial transport and neuronal function, it is critical to observe mitochondrial behavior in live cultured ...

Ricerca

Neuroscienze

Manual Drainage of the Zebrafish Embryonic Brain Ventricles

Cerebrospinal fluid (CSF) is a protein rich fluid contained within the brain ventricles. It is present during early vertebrate embryonic development and persists throughout life. Adult CSF is thought to cushion the brain, remove waste, and carry secreted molecules1,2. In the adult and older embryo, the majority of CSF is made by the choroid plexus, a series of highly vascularized secretory regions located adjacent to the brain ventricles3-5. In zebrafish, the choroid plexus is fully formed at 144 hours post fertilization (hpf)6. Prior to this, in both zebrafish and other vertebrate embryos including mouse, a significant amount of embryonic CSF (eCSF) is present . These data and studies in chick suggest that the neuroepithelium is secretory early in development and may be the major source of eCSF prior to choroid plexus development7.
eCSF contains about three times more protein than adult CSF, suggesting that it may have an important role during development8,9. Studies in chick and mouse demonstrate that secreted factors in the eCSF, fluid pressure, or a combination of these, are important for neurogenesis, gene expression, cell proliferation, and cell survival in the neuroepithelium10-20. Proteomic analyses of human, rat, mouse, and chick eCSF have identified many proteins that may be necessary for CSF function. These include extracellular matrix components, apolipoproteins, osmotic pressure regulating proteins, and proteins involved in cell death and proliferation21-24. However, the complex functions of the eCSF are largely unknown.
We have developed a method for removing eCSF from zebrafish brain ventricles, thus allowing for identification of eCSF components and for analysis of the eCSF requirement during development. Although more eCSF can be collected from other vertebrate systems with larger embryos, eCSF can be collected from the earliest stages of zebrafish development, and under genetic or environmental conditions that lead to abnormal brain ventricle volume or morphology. Removal and collection of eCSF allows for mass spectrometric analysis, investigation of eCSF function, and reintroduction of select factors into the ventricles to assay their function. Thus the accessibility of the early zebrafish embryo allows for detailed analysis of eCSF function during development.

We present a method to collect cerebrospinal fluid (CSF) and to create a system which lacks CSF within the embryonic zebrafish brain ventricular system. This allows for further examination of CSF composition and its requirement during embryonic brain development.

Drenaggio manuale dei ventricoli cerebrali embrionali zebrafish

Cerebrospinal fluid  (CSF) is a protein rich fluid contained within the brain ventricles. It is  present during early vertebrate embryonic development and ...

Live Imaging of Mitosis in the Developing Mouse Embryonic Cortex

Although of short duration, mitosis is a complex and dynamic multi-step process fundamental for development of organs including the brain. In the developing cerebral cortex, abnormal mitosis of neural progenitors can cause defects in brain size and function. Hence, there is a critical need for tools to understand the mechanisms of neural progenitor mitosis. Cortical development in rodents is an outstanding model for studying this process. Neural progenitor mitosis is commonly examined in fixed brain sections. This protocol will describe in detail an approach for live imaging of mitosis in ex vivo embryonic brain slices. We will describe the critical steps for this procedure, which include: brain extraction, brain embedding, vibratome sectioning of brain slices, staining and culturing of slices, and time-lapse imaging. We will then demonstrate and describe in detail how to perform post-acquisition analysis of mitosis. We include representative results from this assay using the vital dye Syto11, transgenic mice (histone H2B-EGFP and centrin-EGFP), and in utero electroporation (mCherry-&#945;-tubulin). We will discuss how this procedure can be best optimized and how it can be modified for study of genetic regulation of mitosis. Live imaging of mitosis in brain slices is a flexible approach to assess the impact of age, anatomy, and genetic perturbation in a controlled environment, and to generate a large amount of data with high temporal and spatial resolution. Hence this protocol will complement existing tools for analysis of neural progenitor mitosis.

Neural progenitor mitosis is a critical parameter of neurogenesis. Much of our understanding of neural progenitor mitosis is based on analysis of fixed tissue. Live imaging in embryonic brain slices is a versatile technique to assess mitosis with high temporal and spatial resolution in a controlled environment.

Immagini dal vivo della mitosi in via di sviluppo embrionali di topo Cortex

Although of short duration, mitosis is a complex and dynamic multi-step process fundamental for development of organs including the brain. In the ...

Telomerase Activity in the Various Regions of Mouse Brain: Non-Radioactive Telomerase Repeat Amplification Protocol (TRAP) Assay

Telomerase, a ribonucleoprotein, is responsible for maintaining the telomere length and therefore promoting genomic integrity, proliferation, and lifespan. In addition, telomerase protects the mitochondria from oxidative stress and confers resistance to apoptosis, suggesting its possible importance for the surviving of non-mitotic, highly active cells such as neurons. We previously demonstrated the ability of novel telomerase activators to increase telomerase activity and expression in the various mouse brain regions and to protect motor neurons cells from oxidative stress. These results strengthen the notion that telomerase is involved in the protection of neurons from various lesions. To underline the role of telomerase in the brain, we here compare the activity of telomerase in male and female mouse brain and its dependence on age. TRAP assay is a standard method for detecting telomerase activity in various tissues or cell lines. Here we demonstrate the analysis of telomerase activity in three regions of the mouse brain by non-denaturing protein extraction using CHAPS lysis buffer followed by modification of the standard TRAP assay.
In this 2-step assay, endogenous telomerase elongates a specific telomerase substrate (TS primer) by adding TTAGGG 6 bp repeats (telomerase reaction). The telomerase reaction products are amplified by PCR reaction creating a DNA ladder of 6 bp increments. The analysis of the DNA ladder is made by 4.5% high resolution agarose gel electrophoresis followed by staining with highly sensitive nucleic acid stain.
Compared to the traditional TRAP assay that utilize 32P labeled radioactive dCTP&#39;s for DNA detection and polyacrylamide gel electrophoresis for resolving the DNA ladder, this protocol offers a non-toxic time saving TRAP assay for evaluating telomerase activity in the mouse brain, demonstrating the ability to detect differences in telomerase activity in the various female and male mouse brain region.

Telomerase Activity in the Various Regions of Mouse Brain: Non-Radioactive Telomerase Repeat Amplification Protocol TRAP Assay

Telomerase is expressed in the neonatal brain and also in distinct regions of the adult brain. We present a non-toxic time saving TRAP assay for the analysis of telomerase activity in various regions of the mouse brain and detection of differences in telomerase activity between male and female mouse brains.

La telomerasi attività nelle varie regioni del cervello di topo: telomerasi non radioattivo Repeat Amplification Protocol (TRAP) Assay

Telomerase, a ribonucleoprotein, is responsible for maintaining the telomere length and therefore promoting genomic integrity, proliferation, and ...

3D Modeling of the Lateral Ventricles and Histological Characterization of Periventricular Tissue in Humans and Mouse

The ventricular system carries and circulates cerebral spinal fluid (CSF) and facilitates clearance of solutes and toxins from the brain. The functional units of the ventricles are ciliated epithelial cells termed ependymal cells, which line the ventricles and through ciliary action are capable of generating laminar flow of CSF at the ventricle surface. This monolayer of ependymal cells also provides barrier and filtration functions that promote exchange between brain interstitial fluids (ISF) and circulating CSF. Biochemical changes in the brain are thereby reflected in the composition of the CSF and destruction of the ependyma can disrupt the delicate balance of CSF and ISF exchange. In humans there is a strong correlation between lateral ventricle expansion and aging. Age-associated ventriculomegaly can occur even in the absence of dementia or obstruction of CSF flow. The exact cause and progression of ventriculomegaly is often unknown; however, enlarged ventricles can show regional and, often, extensive loss of ependymal cell coverage with ventricle surface astrogliosis and associated periventricular edema replacing the functional ependymal cell monolayer. Using MRI scans together with postmortem human brain tissue, we describe how to prepare, image and compile 3D renderings of lateral ventricle volumes, calculate lateral ventricle volumes, and characterize periventricular tissue through immunohistochemical analysis of en face lateral ventricle wall tissue preparations. Corresponding analyses of mouse brain tissue are also presented supporting the use of mouse models as a means to evaluate changes to the lateral ventricles and periventricular tissue found in human aging and disease. Together, these protocols allow investigations into the cause and effect of ventriculomegaly and highlight techniques to study ventricular system health and its important barrier and filtration functions within the brain.

Using MRI scans (human), 3D imaging software, and immunohistological analysis, we document changes to the brain&#8217;s lateral ventricles. Longitudinal 3D mapping of lateral ventricle volume changes and characterization of periventricular cellular changes that occur in the human brain due to aging or disease are then modeled in mice.

Modellazione 3D del laterale ventricoli e istologica Caratterizzazione del Tissue periventricolare di esseri umani e il mouse

The ventricular system carries and circulates cerebral spinal fluid (CSF) and facilitates clearance of solutes and toxins from the brain. The functional ...

Imaging Serotonergic Fibers in the Mouse Spinal Cord Using the CLARITY/CUBIC Technique

Long descending fibers to the spinal cord are essential for locomotion, pain perception, and other behaviors. The fiber termination pattern in the spinal cord of the majority of these fiber systems have not been thoroughly investigated in any species. Serotonergic fibers, which project to the spinal cord, have been studied in rats and opossums on histological sections and their functional significance has been deduced based on their fiber termination pattern in the spinal cord. With the development of CLARITY and CUBIC techniques, it is possible to investigate this fiber system and its distribution in the spinal cord, which is likely to reveal previously unknown features of serotonergic supraspinal pathways. Here, we provide a detailed protocol for imaging the serotonergic fibers in the mouse spinal cord using the combined CLARITY and CUBIC techniques. The method involves perfusion of a mouse with a hydrogel solution and clarification of the tissue with a combination of clearing reagents. Spinal cord tissue was cleared in just under two weeks, and the subsequent immunofluorescent staining against serotonin was completed in less than ten days. With a multi-photon fluorescent microscope, the tissue was scanned and a 3D image was reconstructed using Osirix software.

Supraspinal projections are important for pain perception and other behaviors, and serotonergic fibers are one of these fiber systems. The present study focused on the application of the combined CLARITY/CUBIC protocol to the mouse spinal cord in order to investigate the termination of these serotonergic fibers.

Imaging Fibre serotoninergici nel midollo spinale mouse Uso del CHIAREZZA / Tecnica CUBIC

Long descending fibers to the spinal cord are essential for locomotion, pain perception, and other behaviors. The fiber termination pattern in the spinal ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

Registrazione di plasticità sinaptica in fettine ippocampali Acute mantenuti in un piccolo volume riciclaggio - aspersione- e sistema di immersione-tipo camera

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

Live Imaging of Primary Cerebral Cortex Cells Using a 2D Culture System

During cerebral cortex development, progenitor cells undergo several rounds of symmetric and asymmetric cell divisions to generate new progenitors or postmitotic neurons. Later, some progenitors switch to a gliogenic fate, adding to the astrocyte and oligodendrocyte populations. Using time-lapse video-microscopy of primary cerebral cortex cell cultures, it is possible to study the cellular and molecular mechanisms controlling the mode of cell division and cell cycle parameters of progenitor cells. Similarly, the fate of postmitotic cells can be examined using cell-specific fluorescent reporter proteins or post-imaging immunocytochemistry. More importantly, all these features can be analyzed at the single-cell level, allowing the identification of progenitors committed to the generation of specific cell types. Manipulation of gene expression can also be performed using viral-mediated transfection, allowing the study of cell-autonomous and non-cell-autonomous phenomena. Finally, the use of fusion fluorescent proteins allows the study of symmetric and asymmetric distribution of selected proteins during division and the correlation with daughter cells fate. Here, we describe the time-lapse video-microscopy method to image primary cerebral cortex murine cells for up to several days and analyze the mode of cell division, cell cycle length and fate of newly generated cells. We also describe a simple method to transfect progenitor cells, which can be applied to manipulate genes of interest or simply label cells with reporter proteins.

Live imaging is a powerful tool to study cellular behaviors in real time. Here, we describe a protocol for time-lapse video-microscopy of primary cerebral cortex cells that allows a detailed examination of the phases enacted during the lineage progression from primary neural stem cells to differentiated neurons and glia.

Immagini di corteccia cerebrale primario celle utilizzando un sistema 2D cultura dal vivo

During cerebral cortex development, progenitor cells undergo several rounds of symmetric and asymmetric cell divisions to generate new progenitors or ...

Exploring Deep Space - Uncovering the Anatomy of Periventricular Structures to Reveal the Lateral Ventricles of the Human Brain

Anatomy students are typically provided with two-dimensional (2D) sections and images when studying cerebral ventricular anatomy and students find this challenging. Because the ventricles are negative spaces located deep within the brain, the only way to understand their anatomy is by appreciating their boundaries formed by related structures. Looking at a 2D representation of these spaces, in any of the cardinal planes, will not enable visualisation of all of the structures that form the boundaries of the ventricles. Thus, using 2D sections alone requires students to compute their own mental image of the 3D ventricular spaces. The aim of this study was to develop a reproducible method for dissecting the human brain to create an educational resource to enhance student understanding of the intricate relationships between the ventricles and periventricular structures. To achieve this, we created a video resource that features a step-by-step guide using a fiber dissection method to reveal the lateral and third ventricles together with the closely related limbic system and basal ganglia structures. One of the advantages of this method is that it enables delineation of the white matter tracts that are difficult to distinguish using other dissection techniques. This video is accompanied by a written protocol that provides a systematic description of the process to aid in the reproduction of the brain dissection. This package offers a valuable anatomy teaching resource for educators and students alike. By following these instructions educators can create teaching resources and students can be guided to produce their own brain dissection as a hands-on practical activity. We recommend that this video guide be incorporated into neuroanatomy teaching to enhance student understanding of the morphology and clinical relevance of the ventricles.

This paper demonstrates the effective use of a fiber dissection method to reveal the superficial white matter tracts and periventricular structures of the human brain, in three-dimensional space, to aid student comprehension of ventricular morphology.

Esplorazione dello spazio profondo - scoprendo l'anatomia delle strutture Periventricular per rivelare i ventricoli laterali del cervello umano

Anatomy students are typically provided with two-dimensional (2D) sections and images when studying cerebral ventricular anatomy and students find this ...

Large-scale Three-dimensional Imaging of Cellular Organization in the Mouse Neocortex

The mammalian neocortex is composed of many types of excitatory and inhibitory neurons, each with specific electrophysiological and biochemical properties, synaptic connections, and in vivo functions, but their basic functional and anatomical organization from cellular to network scale is poorly understood. Here we describe a method for the three-dimensional imaging of fluorescently-labeled neurons across large areas of the brain for the investigation of the cortical cellular organization. Specific types of neurons are labeled by the injection of fluorescent retrograde neuronal tracers or expression of fluorescent proteins in transgenic mice. Block brain samples, e.g., a hemisphere, are prepared after fixation, made transparent with tissue clearing methods, and subjected to fluorescent immunolabeling of the specific cell types. Large areas are scanned using confocal or two-photon microscopes equipped with large working distance objectives and motorized stages. This method can resolve the periodic organization of the cell type-specific microcolumn functional modules in the mouse neocortex. The procedure can be useful for the study of three-dimensional cellular architecture in the diverse brain areas and other complex tissues.

Here we describe a procedure for tissue clearing, fluorescent labeling, and large-scale imaging of mouse brain tissue which, thereby, enables visualization of the three-dimensional organization of cell types in the neocortex.