Questo progetto di ricerca è stata sostenuta da un supplemento ARRA, 5 R01 NS056380. Ulteriore supporto è stato fornito tramite il vettore virale Core e Core Microscopia della Emory Neuroscienze NINDS Nucleo Facilities Grant, P30NS055077. Ringraziamo il mouse Emory transgenico e Gene Targeting Nucleo per derivare la linea di mouse da GENSAT; Greg Pazour per il SSTR3-GFP linea cellulare IMCD3 stabile e Bradley Yoder per il SSTR3-GFP lentivirali costruiamo. Gli anticorpi monoclonali sono stati ottenuti da studi di sviluppo Hybridoma Banca, sviluppato sotto l&#39;egida del NICHD, e mantenuto dalla University of Iowa, Dipartimento di Scienze Biologiche, Iowa City, IA 52242. Tutte le procedure di animali sono stati approvati dal IACUC e del Comitato Biosicurezza alla Emory University.

Topi adulti sono sacrificati per dislocazione cervicale meccanico. Tutte le procedure di animali sono stati approvati dal IACUC e del Comitato Biosicurezza alla Emory University. 1. Generazione Embryo <ol><li> Croce tamoxifene-inducibile Cre linea, CAGGCreER, e la linea giornalista dsRedCre (Tg (CAG-Bgeo,-DsRed * MST) 1Nagy) (Figura 1) 5,6. Per monitorare la relativa tempistica di risposta Shh nelle cellule figlie, croce CAGGCreER e DsRed linea con il Olig2-eGFP BAC topi transgenici (Tg (Olig2-EGFP) EK23Gsat) (Figura 1) 7,8. </li><li> Sciogliere tamoxifene in 100% di etanolo, ed eseguire l&#39;iniezione intraperitoneale di 2,5 mg di tamoxifene per 40 g di peso corporeo nelle femmine gravide a 6,5 ​​embrionale (E6.5) per indurre l&#39;espressione Cre ed etichettatura DsRed in un piccolo sottogruppo di cellule. </li><li> 48 ore più tardi sezionare embrioni, identificare gli embrioni positivi DsRed utilizzando il microscopio a fluorescenza, trasferirli al piatto cultura e osservatoriposta divisioni cellulari singoli durante ex vivo imaging (vedi sotto). </li></ol> 2. Tutta mouse Embrione Cultura <ol><li> Sezionare embrioni E8.5 nel medio lavaggio preriscaldata contenente DMEM/F12 (1:1) supplementato con 10% di siero di vitello neonato e 1% di penicillina / streptomicina (P / S) 9. </li><li> Direttamente dopo la dissezione, posto embrioni sulla ° C fase di riscaldamento 37 al microscopio a fluorescenza e di identificare come GFP e / o DsRed positivo (vedi sotto). </li><li> Trasferire fino a 2 embrioni in 500 microlitri goccia di terreni di coltura pre-equilibrata contenente 50% siero di ratto da un maschio Sprague-Dawley e il 50% DMEM/F12 (1:1) senza rosso fenolo integrato con L-glutammina e 1% di 1 M HEPES in NaCl 0,85% e P / S 9. </li><li> Applicare uno strato sottile (0.1 cm) di olio minerale leggero equilibrata nel medio per evitare l&#39;evaporazione e trasferire il piatto di coltura contenente gli embrioni ai 37 ° C, 5% CO 2 incubatore. </li></ol> 3.Infezione virale <ol><li> Al fine di etichetta cilia nel neuroepitelio, aggiungere 5-10 ml di SSTR3-GFP lentivirus, circa 2 milioni di virioni, ad un 500 microlitri goccia equilibrata di terreno di coltura contenente un embrione E8.5. </li><li> Dopo 18 ore di coltura, il trasferimento di embrioni infetti in diverse gocce di mezzo di lavaggio per lavare il virus e preparare fetta del tubo neurale. </li></ol> 4. Del tubo neurale Slice Preparazione per Live Imaging <ol><li> Sezionare tubo neurale del E8.5 embrione in media lavaggio pre-riscaldato utilizzando un formato micro-coltello 0,025 millimetri, su un piatto rivestito di agar 1%. </li><li> Posizionare il tubo laterale isolato neurale ventrale giù in una goccia 150 ml di terreno di coltura equilibrato senza rosso fenolo sulla mm rivestito di vetro piatto fondo di poli-L-lisina 35. </li><li> Mettere una piccola quantità di una miscela 1:1 realizzato da gelatina pura al 100% di petrolio e cera fusa (candela da IKEA) attorno al tubo neurale montato, e premere delicatamente da una stretta lingua di coprioggetto di vetro, al fine diimmobilizzare il campione. </li><li> Coprire il piatto con un sottile strato (~ 0,1 centimetri) di olio minerale leggero equilibrata (Figura 2). </li></ol> 5. Vivere Imaging e Time-lapse Microscopia confocale <ol><li> Luogo piatto sotto la Nikon A1R confocale microscopio invertito dotato di una camera climatica che regola la temperatura, impostata a 37 ° C, e il 5% di CO 2. </li><li> Utilizzare 60x obiettivo ad immersione in olio a registrare GFP ciglia etichettati e cellule positive DsRed, mentre l&#39;uso obiettivo ad immersione in olio 40x per monitorare Olig2-GFP e cellule positive DsRed. </li><li> Aprire il software NIS Elements per creare le condizioni di imaging lasso di tempo. Ogni 10 min acquisire z-stack fino a 25 micron con una spaziatura di 1,5 micron (obiettivo 40x) e fino a 8 micron con una spaziatura di 0,4 micron (60x obiettivo). Usare 488 e 561 nm, la lunghezza d&#39;onda di eccitazione e di canali trasmessi, se necessario. Acquisire immagini in formato 512 x 512. Impostare più regioni definite dall&#39;utente di interest per eseguire la registrazione simultanea. Ottima esposizione al potere del laser e la luminosità dell&#39;immagine è stata regolata mediante l&#39;uso del laser a bassa intensità (fino al 11% per mCherry 561 e fino al 4,5% EGFP 405/488), velocità di scansione 1, media linea 2 e la dimensione del foro del perno (61 micron per DsRed; 28,1 micron per Olig2; 72 micron per SSTR3GFP; 61,3 micron per DsRed e SSTR3GFP; 58 micron per DsRed e Olig2). L&#39;uso di giornalisti fluorescenti geneticamente codificati ci ha permesso di rilevare la luminosità con basso potere del laser. </li><li> Analizzare i dati registrati utilizzando Imaris software di ricostruzione 3D. </li></ol> 6. Immunofluorescenza <ol><li> Fissare gli embrioni o tubi neurali isolate in paraformaldeide al 4% / 0,1 M tampone fosfato sul ghiaccio (4 ° C) per 1 ora in un piatto di vetro. </li><li> Lavare i campioni 2 ore in PBS su ghiaccio (4 ° C) (cambiamento PBS un paio di volte) e mettere nel 30% di saccarosio / 0,1 M tampone fosfato durante la notte o fino a quando gli embrioni lavandino. </li><li> Incorpora in ottobre, congelare in ghiaccio secco e conservare in -80 ° C. Peffettuare la giusta sezionamento sul criostato (10 mm). </li><li> Lavare i vetrini per 10 min in soluzione di lavaggio contenente siero ovino inattivato al calore 1% e 0,1% Triton X-100 in PBS. </li><li> Diluire gli anticorpi primari in soluzione di lavaggio a seguito di concentrazioni: Rat monoclonale anti-RFP (5F8,) 1:200; coniglio anti-ARL13B siero 1:1500 e topo monoclonale anti-ARL13B 01:05 (295B/54); coniglio anti-Olig2 1:300; monoclonali mouse Pax6, Shh e Nkx2.2-all 1:10; ed policlonale di coniglio Ki67 1:500. Aggiungere circa 150 ml per diapositiva nel piatto camera umidificata, coprire con parafilm per evitare la disidratazione e lasciare tutta la notte a 4 ° C. </li><li> Lavare i vetrini nella soluzione di lavaggio per tre volte, ogni volta 20 min a temperatura ambiente. </li><li> Diluire gli anticorpi secondari Alexa Fluor 488, 568, 350 nelle soluzioni di lavaggio a 1:200 concentrazione. Utilizzare Hoechst 1:3000 o TO-PRO-3 1:500 a macchia nuclei. Aggiungere 150 microlitri per vetrino, lasciare 1 ora a temperatura ambiente in camera umidificata al riparo dalla luce. </li><li> Lavare i vetrini nella soluzione di lavaggio two volte, ogni volta 30 min a temperatura ambiente. </li><li> Monte scivola nel 80% Prolungare Oro reagente anti-sbiadimento e la vista entro 24 ore. </li></ol>

<ol>
	<li>Yamada, T., Pfaff, S. L., Edlund, T., Jessell, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+cell+pattern+in+the+neural+tube:+motor+neuron+induction+by+diffusible+factors+from+notochord+and+floor+plate.">Control of cell pattern in the neural tube: motor neuron induction by diffusible factors from notochord and floor plate.</a> Cell. 73, 673-686 (1993).</li><li>Ericson, J., Muhr, J., Placzek, M., Lints, T., Jessell, T. M., Edlund, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sonic+hedgehog+induces+the+differentiation+of+ventral+forebrain+neurons:+A+common+signal+for+ventral+patterning+within+the+neural+tube.">Sonic hedgehog induces the differentiation of ventral forebrain neurons: A common signal for ventral patterning within the neural tube.</a> Cell. 81, 747-756 (1995).</li><li>Briscoe, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Homeodomain+Protein+Code+Specifies+Progenitor+Cell+Identity+and+Neuronal+Fate+in+the+Ventral+Neural+Tube.">Homeodomain Protein Code Specifies Progenitor Cell Identity and Neuronal Fate in the Ventral Neural Tube.</a> Cell. 101, 435-445 (2000).</li><li>Berbari, N. F., Johnson, A. D., Lewis, J. S., Askwith, C. C., Mykytyn, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+ciliary+localization+sequences+within+the+third+intracellular+loop+of+G+protein-coupled+receptors.">Identification of ciliary localization sequences within the third intracellular loop of G protein-coupled receptors.</a> Mol. Biol. Cell. 19 (4), 1540-1547 (2008).</li><li>Vintersten, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+in+red:+red+fluorescent+protein+expression+in+mouse+ES+cells,+embryos,+and+adult+animals.">Mouse in red: red fluorescent protein expression in mouse ES cells, embryos, and adult animals.</a> Genesis. 40 (4), 241-246 (2004).</li><li>Hayashi, S., McMahon, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+recombination+in+diverse+tissue+by+a+tamoxifen-inducible+form+of+Cre:+a+tool+for+temporally+regulated+gene+activation/inactivation+in+the+mouse.">Efficient recombination in diverse tissue by a tamoxifen-inducible form of Cre: a tool for temporally regulated gene activation/inactivation in the mouse.</a> Dev. Biol. 244 (2), 305-318 (2002).</li><li>Gong, S., Zheng, C., Doughty, M. L., Losos, K., Didkovsky, N., Schambra, U. B., Nowak, N. J., Joyner, A., Leblanc, G., Hatten, M. E., Heintz, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+gene+expression+atlas+of+the+central+nervous+system+based+on+bacterial+artificial+chromosomes.">A gene expression atlas of the central nervous system based on bacterial artificial chromosomes.</a> Nature. 425 (6961), 917-925 (2003).</li><li>Mukouyama, Y. S., Deneen, B., Lukaszewicz, A., Novitch, B. G., Wichterle, H., Jessell, T. M., Anderson, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olig2++neuroepithelial+motoneuron+progenitors+are+not+multipotent+stem+cells+in+vivo.">Olig2+ neuroepithelial motoneuron progenitors are not multipotent stem cells in vivo.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 103 (5), 1551-1556 (2006).</li><li>Jones, E. A. V., Crotty, D., Kulesa, P. M., Waters, C. W., Baron, M. H., Fraser, S. E., Dickinson, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+in+vivo+imaging+of+postimplantation+mammalian+embryos+using+whole+embryo+culture.">Dynamic in vivo imaging of postimplantation mammalian embryos using whole embryo culture.</a> Genesis. 34, 228-235 (2002).</li><li>Piotrowska-Nitsche, K., Caspary, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+imaging+of+individual+cell+divisions+in+mouse+neuroepithelium+shows+asymmetry+in+cilium+formation+and+Sonic+hedgehog+response.">Live imaging of individual cell divisions in mouse neuroepithelium shows asymmetry in cilium formation and Sonic hedgehog response.</a> Cilia. 1 (6), (2012).</li><li>Nowotschin, S., Ferrer-Vaquer, A., Hadjantonakis, A. -. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+mouse+development+with+confocal+time-lapse+microscopy.">Imaging mouse development with confocal time-lapse microscopy.</a> Methods in Enzymology. 476, 351-377 (2010).</li></ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Il nostro sistema ex vivo permette di osservare direttamente divisioni cellulari singoli all&#39;interno del neuroepitelio in tempo reale via di sviluppo. Come esempio abbiamo esaminato divisioni cellulari entro il mouse embrionale tubo neurale e vigilato o formazione ciglio o risposta Shh. Abbiamo confermato i nostri risultati di imaging (n = 24) erano coerenti con i risultati di sezioni fisse (n = 178) che indicano la nostra tecnica fornisce dati fisiologicamente rilevanti. <p class="jov...

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of the reagent</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue number</td>
			<td>Comments (optional)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Z/RED line (STOCK Tg(CAG-Bgeo,-DsRed*MST)1Nagy/J</td>
			<td>Jackson Laboratory</td>
			<td>005438</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olig2-eGFP line (STOCK Tg(Olig2-EGFP)EK23Gsat/Mmcd</td>
			<td>MMRRC,</td>
			<td>010555-UCD</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CAGGCreER</td>
			<td>Jackson Laboratory</td>
			<td>003724</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tamoxifen</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T5648</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM/F12 (1:1)</td>
			<td>GIBCO</td>
			<td>21041-025</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Newborn calf serum</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>14-416F</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin/Streptomycin</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15140-122</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rat Serum SD male</td>
			<td>Harlan Bioproducts</td>
			<td>4520</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1M Hepes</td>
			<td>BioWhittaker</td>
			<td>17-737E</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Glutamine</td>
			<td>GIBCO</td>
			<td>21041-025</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light mineral oil</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M8410</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sstr3-GFP lentivirus</td>
			<td>Emory Viral Core</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-knife, size 0.025 mm</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>62091</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>35 mm poly-L-lysine coated glass bottom dish</td>
			<td>MatTek</td>
			<td>P35GC-0-10-C</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100% petroleum jelly</td>
			<td>Kroger</td>
			<td>FL9958c</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A1R Laser Scanning Confocal Inverted Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NIS Elements software</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imaris 3D software</td>
			<td>Bitplane AG</td>
			<td>Imaris 7.2.3</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OCT</td>
			<td>Tissue-Tek</td>
			<td>4583</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryostat</td>
			<td>Leica</td>
			<td>CM1850</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat-inactivated sheep serum</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>16210-072</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP151</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafolmaldehyde</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P6148</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate Buffer</td>
			<td>Lab made</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rat monoclonal anti-RFP (5F8)</td>
			<td>Chromotek</td>
			<td>110411</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit anti-Arl13b serum</td>
			<td>NeuroMab</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>mouse monoclonal anti-Arl13b 1:5</td>
			<td>NeuroMab</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit anti-Olig2</td>
			<td>Chemicon</td>
			<td>AB9610</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse monoclonals Pax6</td>
			<td>Developmental Hybridoma Bank</td>
			<td>Pax6</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse monoclonalsShh</td>
			<td>Developmental Hybridoma Bank</td>
			<td>5E1</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse monoclonals Nkx2.2</td>
			<td>Developmental Hybridoma Bank</td>
			<td>74.5A5</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit polyclonal Ki67</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>AB15580</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 488</td>
			<td>Molecular Probes</td>
			<td>A11029</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 568</td>
			<td>Molecular Probes</td>
			<td>A11031</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 350</td>
			<td>Molecular Probes</td>
			<td>A11046</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hoechst</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>AC22989</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TO-PRO-3</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>T3605</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ProLong Gold anti-fade reagent</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>P36934</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

ex vivo live imaging of single cell divisions in mouse neuroepithelium

Abbiamo sviluppato un sistema che integra l&#39;imaging dal vivo di marcatori fluorescenti e fette di coltura embrionale neuroepithelium mouse. Abbiamo approfittato di linee del mouse esistenti per la cellula genetica lineage tracing: una linea di Cre tamoxifene-inducibile e una linea giornalista Cre esprimendo DsRed su ricombinazione Cre-mediata. Utilizzando un livello relativamente basso di tamoxifene, siamo stati in grado di indurre ricombinazione in un piccolo numero di cellule, permettendo di seguire divisioni cellulari individuali. Inoltre, abbiamo osservato la risposta trascrizionale di Sonic hedgehog (Shh) di segnalazione utilizzando un Olig2-eGFP transgenico linea 1-3 e abbiamo monitorato formazione di ciglia infettando la fetta colta con virus che esprime il marcatore di ciglia, SSTR3-GFP 4. Per l&#39;immagine del neuroepitelio, abbiamo raccolto gli embrioni a E8.5, isolato il tubo neurale, montata la fetta neurale in appropriate condizioni di coltura nella camera di imaging e di eseguita time-lapse imaging confocale. Il nostro exmetodo di imaging in vivo in diretta consente di tracciare divisioni cellulari singoli di valutare la relativa tempistica di formazione ciglia primarie e risposta Shh in modo fisiologicamente rilevanti. Questo metodo può essere facilmente adattato utilizzando marcatori fluorescenti distinti e fornisce il campo gli strumenti con cui monitorare il comportamento delle cellule in situ ed in tempo reale.

Qui abbiamo effettuato ex vivo imaging dal vivo di divisioni cellulari singoli all&#39;interno del E8.5 del mouse neuroepitelio. Per etichettare singole celle, abbiamo indotto ricombinasi Cre in un sottogruppo di cellule contenenti una linea giornalista Cre che esprimevano DsRed upon ricombinazione 5,6 (Figura 3A). Così, 48 ore dopo siamo stati in grado di osservare le divisioni cellulari singoli durante ex vivo imaging (Figure 4A-D). Allo stesso tempo, abb...

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Ex vivo Live Imaging of Single Cell Divisions in Mouse Neuroepithelium

Qui sviluppiamo gli strumenti necessari per<em&gt; Ex vivo</em&gt; L&#39;imaging dal vivo di tracciare divisioni cellulari singoli nel topo E8.5 neuroepitelio

Ex vivo Imaging in diretta di divisioni cellulari singoli in mouse neuroepitelio

We developed a system that integrates live imaging of fluorescent markers and culturing slices of embryonic mouse neuroepithelium. We took advantage of ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Ex vivo Live Imaging of Single Cell Divisions in Mouse Neuroepithelium

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