Questo lavoro è stato sostenuto da un finanziamento di DJJ attraverso il progetto DFG # JA2108 / 2-1.

NOTA: Le seguenti operazioni delineano il nostro metodo per condurre un esperimento in situ su stadi embrionali e larvali di L. stagnalis. Qualora un passo prevede l&#39;utilizzo di un prodotto chimico pericoloso questo è indicato dalla parola &#39;ATTENZIONE&#39; e tutte le procedure di sicurezza appropriate devono essere adottate. Collegamenti a fogli rappresentative scheda di sicurezza per sostanze chimiche pericolose sono forniti in file supplementare 1. Ricette per tutti i reagenti sono forniti in file integrativa 2. 1. Assemblea dei Decapsulation Apparato <ol><li> Per fare questo, collegare un 20 siringa monouso ml a tubo in silicone (con diametro interno di 1 mm e un diametro esterno di 3 mm) utilizzando un taglio punta P 1.000 a una lunghezza appropriata come mostrato nella Figura 2A. </li><li> Nastro un vetrino da microscopio standard per un grande piatto di Petri invertita. Nastro il tubo in silicone immediatamente adiacente al vetrino da microscopio, come mostrato in figura60; 2C e 2D. </li><li> Riposo un ago di vetro tirato sul vetrino e delicatamente inserirla nel tubo di silicio fino a che la punta dell&#39;ago sporge circa il 20% del modo attraverso il diametro interno del tubo (vedere la Figura 2C e 2D). Una volta che l&#39;ago è in posizione del nastro verso il basso al piatto Petri. </li><li> Lasciare che l&#39;estremità libera del tubo di silicio di riposare in un altro piatto di Petri che raccoglierà il materiale decapsulated. </li></ol> 2. Raccolta dei campioni, Fissazione e Decapsulation NOTA: Tutte le fasi vengono eseguite a temperatura ambiente salvo diversamente indicato. <ol><li> Raccogliere accuratamente stringhe di uova dalle mura di un acquario. Per fare questo, utilizzare un pezzo di plastica flessibile come una spatola per raschiare la stringa uovo fuori dal substrato, e utilizzare un setaccio del tè di plastica a pescare la stringa uovo galleggiante fuori dall&#39;acqua. Stage e ordinare il materiale sotto un microscopio utilizzando la guida fornita in Figura1. </li><li> Posizionare la stringa uovo su un tovagliolo di carta e fare una incisione longitudinale lungo la massa delle uova usando le pinze piuma. Arrotolare le capsule uovo fuori della stringa uovo e rimuovere la maggior quantità di materiale gelatinoso possibile da ogni capsula spingendoli intorno al tovagliolo di carta utilizzando le pinze piuma. </li><li> Utilizzando le pinze piuma, trasferire le capsule a base di uova in una capsula di Petri contenente 5 ml di acqua di rubinetto. Continuare a raccogliere de-gelatina capsule uovo degli stadi di sviluppo desiderati in questo piatto. Raccogliere abbastanza capsule da tutti gli stadi di sviluppo per l&#39;esperimento WMISH previsto quindi procedere alla fase successiva. </li><li> Quando si lavora con le larve più sviluppati (5 giorni dopo prima scissione (dpfc) e più anziani) anestetizzare loro prima della fissazione. NOTA: Questo consentirà di evitare i muscoli dal contraente che fa l&#39;interpretazione in situ pattern di colorazione molto difficili. <ol><li> Relax larve (mentre sono ancora nella loro capsules) in una soluzione al 2% w / v di MgCl 2 • 6H 2 O per 30 minuti prima della fissazione. </li><li> Valutare il grado di rilassamento dopo 30 min immergendo diverse larve, pur nelle loro capsule uovo in soluzione fissativo e monitorare la loro risposta al microscopio. Incompleto larve rilassato si ritrae nel loro guscio, mentre le larve completamente rilassato non risponderà. Una volta che queste larve sono state rilassato procedere alla fase successiva. </li></ol></li><li> Trasferire le capsule uovo usando un&#39;ampia pipetta di plastica foro in un tubo sigillato che fornisce 10 volte il volume di capsule uovo (per es., 1 ml di capsule regolate richiederebbe un tubo 10+ ml). </li><li> Aspirare il più liquido possibile dal tubo e sostituirlo con un volume di soluzione di fissativo che è 10 volte il volume delle capsule uovo stanziali. Ruotare delicatamente le capsule a base di uova in fissativo a temperatura ambiente per il momento opportuno per ogni fase di sviluppo (vedi Figura 1). </li><li> DiscontinRotazione ue e consentire le capsule per affondare e aspirare la soluzione fissativo in un contenitore per i rifiuti appropriato. </li><li> Lavare le capsule uovo sostituendo la soluzione fissativa con tampone fosfato con 0,1% Tween-20 (PBTw) e rotante a temperatura ambiente per 5 min. Aspirare il PBTw e ripetere due volte. </li><li> Rimuovere embrioni e larve di loro capsule utilizzando l&#39;apparecchiatura (vedi paragrafo 1 per i dettagli) mostrata nella Figura 2. Disegnare le capsule nella siringa 20 ml, collegare il tubo e poi dissipare le capsule attraverso il tubo e passato il ago di vetro fuori in il piatto di raccolta. NOTA: In genere, la maggior parte (&gt; 90%) di tutte le capsule dovrebbe essere necessario solo un passaggio attraverso il dispositivo. In molti casi la membrana capsula è danneggiato ma embrioni e larve rimangono all&#39;interno della capsula rottura. Rielaborare questo materiale semplicemente la sua elaborazione nella siringa e dissipare nuovo. </li><li> Raccogliere gli embrioni decapsulate e larve in una provetta da 1,5 ml con un microfonoropipette (a P20 per sul 0 - 3 giorno di età larve, e P200 per le larve anziani con l&#39;estremità della punta tagliati). NOTA: Una pausa (fino a diversi mesi) nel protocollo può essere fatta in questa fase. Se ciò è necessario, il materiale decapsuled dovrebbe essere raccolto in una provetta da 1,5 ml per immagazzinaggio (continua alla fase successiva). In caso contrario, continua immediatamente al protocollo 3. </li><li> Lasciare embrioni e larve a depositarsi sul fondo del tubo e aspirare il surnatante. Sostituire con 33% di etanolo (EtOH) in PBTw e lasciate riposare per 5 - 10 minuti. Ripetere con il 66% EtOH in PBTw e il 100% EtOH. Lavare larve due volte in 100% EtOH a RT. Conservare il materiale a -20 ° C in 100% EtOH. </li><li> Quando si è pronti per continuare, reidratare i campioni rimuovendo il 100% EtOH e la sua sostituzione con il 66% EtOH in PBTw, lasciate riposare per 5 - 10 minuti. Ripetere con il 33% EtOH in PBTw, lasciate riposare per 5 - 10 minuti. Infine lavare con 3x 5 min lavaggi di PBTw per garantire che tutti EtOH viene rimosso. </li></ol> 3. proteinasi-K, TEA e Post-fifissazione NOTA: Troviamo eseguire le seguenti operazioni in piccole ceste con un pavimento a rete il metodo più efficace e delicata per lo scambio rapido di soluzioni critiche di tempo. Mentre questi possono essere fatti in casa, usiamo i cestini (di medie dimensioni) che sono compatibili con il Intavis InSituPro -Vsi movimentazione liquido robot (www.intavis.de/products/automated-ish-and-ihc). Tali cesti possono essere rapidamente e facilmente spostati tra i pozzetti di una ben coltura tissutale piatto 12 (TCD) per soluzioni di cambio, oppure la soluzione può essere aspirati dal pozzetto con una pipetta. In alternativa, tutti gli scambi di soluzioni possono essere effettuate senza questi cestini semplicemente aspirare il surnatante dal larve. In questo caso un delicato movimento rotatorio si concentrerà tutti gli embrioni e larve al centro del piatto permettendo il surnatante viene rimosso dal bordo del pozzo. Di seguito si presuppone che l&#39;utente sta impiegando cestini per lo scambio di soluzioni. <ol><li> Usando una pipetta, Embrioni e larve di trasferimento in un cesto seduto in un 12 ben TCD con 2 ml di PBTw. NOTA:. Il numero di embrioni e / o larve che possono essere aggiunti dipende dallo stadio di sviluppo in fase di studio, ma una regola generale è quello di mantenere almeno il 25% dello spazio al suolo privo di embrioni / larve (vale a dire, non lo fanno sovraffollamento nel carrello). </li><li> Preparare un adiacente bene con 2 ml di soluzione di proteinasi-K appropriata (vedi Figura 1), e un altro 2 pozzetti con 2 ml di 0,2% Glycine ciascuna. Spostare ogni canestro nel pozzo contenente la concentrazione appropriata di proteinasi-K ed iniziare immediatamente la tempistica. </li><li> Dopo 10 min spostare ciascun cestello in un pozzetto contenente 0,2% Glicina e incubare per 5 min. Quindi spostare ciascun cestello nella seconda sacca con 0,2% Glicina e incubare per 5 min. Lavare la glicina con 3x 5 min scambi di 3 ml PBTw. </li><li> Rimuovere la soluzione PBTw e trattare i campioni una volta con trietanolammina (TEA) sol preparati al momentoution per 5 min ATTENZIONE! Non agitare. Sostituire con 3 ml di soluzione di tè appena preparato per 5 min. Non agitate. Aspirare la maggior parte della soluzione di TEA dai campioni. Aggiungere il Trietanolammina appena preparato con la soluzione di anidride acetica (TEAAA) e incubare per 5 min. ATTENZIONE! Non si agita. </li><li> OPTIONAL - Mentre il passo precedente è in incubazione, preparare un altro lotto fresco di soluzione TEAAA e ripetere il passo precedente. NOTA: Questo secondo trattamento con TEAAA è facoltativo, ma può aiutare a eliminare completamente tutti i sfondo con sonde inclini a generare sfondo. </li><li> Rimuovere la soluzione TEAAA aspirando dal pozzo e sostituire con 3 ml di PBTw. Non agitate. Rimuovere il PBTw e applicare 3 ml di 3,7% di formaldeide in PBTw. Mescolare delicatamente di tanto in tanto nel corso di un 30 minuti di incubazione. </li><li> Rimuovere il fissativo aspirando dal pozzo e sostituire con 3 ml di PBTw. Trasferire il materiale in una provetta da 1,5 ml. REPosizionare il PBTw con tampone di ibridazione e incubare per 5 minuti a temperatura ambiente - ATTENZIONE. </li><li> Porre i tubi in un blocco a caldo a temperatura ambiente, e impostare la temperatura alla temperatura desiderata ibridazione. NOTA: La temperatura di ibridazione è sonda specifica e dovrà essere empiricamente ottimizzati, tuttavia troviamo 55 ° C per essere una buona temperatura di processo inizialmente. Lasciare il blocco di venire alla temperatura di ibridazione, e permettere ai campioni di pre-ibridano per circa 15 min (cioè, il tempo necessario per preparare le riboprobes, più non è necessario). Preparare volumi adeguati (normalmente 100 mL) dei riboprobes diluiti. Abbiamo concentrazioni sonda genere di prova di 100 e 500 ng / ml come una gamma iniziale. Prepariamo riboprobes secondo 12. </li><li> Rimuovere il tampone di ibridazione dai campioni e aggiungere la sonda nel tampone di ibridazione ai campioni. Overlay con 100 microlitri (o un volume sufficiente per formare una fase sopra la buffe ibridazioner) di olio minerale. NOTA: L&#39;olio minerale impedisce vasta condensa che si forma durante l&#39;ibridazione lunga. condensa Extensive altererà significativamente sia la chimica della soluzione di ibridazione e la concentrazione della sonda. </li><li> Denaturare la sonda e RNA bersaglio riscaldando i campioni a 75 ° C per 10 minuti, poi ridurre il calore alla temperatura di ibridazione desiderata. Lasciare ibridazione di procedere per un minimo di 12 ore (O / N) o più a lungo (24-48 ore). </li><li> Durante l&#39;ibridazione rimuovere un singolo tubo dal blocco di calore, ruotare rapidamente tra pollice e indice di sospendere le larve senza disturbare la fase oleosa, e sostituirlo nel blocco di calore. Ripetere questa volta ogni 6-12 ore o giù di lì. </li></ol> 4. Hot Lava e immunorilevazione NOTA: Oltre ad utilizzare un robot di movimentazione liquido per le seguenti operazioni, queste possono facilmente essere fatto manualmente. In questo caso, gli embrioni e larve shoULD essere conservato in provette da 1,5 ml sono stati ibridati in. Tutti gli scambi di soluzioni successive vengono aspirati e ha aggiunto con una pipetta P 1.000. Quando eseguito manualmente ognuno dei seguenti passaggi dovrebbero impiegare 1 ml di ciascuna soluzione. <ol><li> Calore volumi adeguati (3 ml ciascuno per ogni campione) del 4x, 2x e 1x soluzioni di lavaggio alla temperatura di ibridazione. </li><li> Lavare tutti i campioni tre volte in tampone di lavaggio 4x per 15 minuti ciascuno alla temperatura di ibridazione. Lavare tutti i campioni tre volte in tampone di lavaggio 2x per 15 minuti ciascuno alla temperatura di ibridazione. Lavare tutti i campioni tre volte in tampone di lavaggio 1X per 15 minuti ciascuno alla temperatura di ibridazione. </li><li> Lavare tutti i campioni una volta con 1x Sodio cloruro Sodio Citrato tampone + 0,1% Tween (SSC + 0,1% Tween) alla temperatura di ibridazione. Lasciare che i campioni raffreddare a temperatura ambiente. </li><li> Lavare tutti i campioni due volte in 1x SSC + 0,1% Tween per 15 min Sostituire questa soluzione SSC 1x con maleica Acid Buffer (MAB) e lasciate riposare per 10 minuti Ripetete il MAB wcenere. Sostituire MAB con la soluzione di blocco e incubare per 1,5 ore. </li><li> Sostituire la soluzione di blocco per soluzione di anticorpi (1: 10.000 diluizione degli anticorpi in soluzione di blocco) e incubare per 12 ore (O / N) a temperatura ambiente con agitazione. </li></ol> 5. Colore di sviluppo e di montaggio <ol><li> Aspirare la soluzione di anticorpi e lavare 15 volte con PBTw per 10 minuti ciascuno. Sostituire PBTw con 1x fosfatasi alcalina Buffer (AP) e incubare per 10 min. </li><li> Mentre i suddetti proventi fase di incubazione, preparare la soluzione colorante AP (vedi file supplementare 2) - ATTENZIONE. Trasferire il materiale in un TCD bene e sostituire la soluzione 1x AP con la soluzione AP colorazione. Si noti il ​​tempo in modo che la lunghezza del tempo di reazione di colore avviene per può essere registrato. Monitorare lo sviluppo del pattern di colorazione finché il rapporto segnale sfondo è ottimale. </li><li> Per fermare lo sviluppo del colore, rimuovere la soluzione colorante 1x AP (smaltire nel eri appropriatae container), e applicare 2 ml di PBTw e prendere nota del tempo. Lavare due volte con PBTw per 5 minuti ciascuna. Utilizzare uno di questi risciacqui per trasferire il materiale in una provetta da 1,5 ml. </li><li> Rimuovere il PBTw e applicare 1 ml di 3,7% di formaldeide in PBTw e agitare o ruotare per almeno 30 min a RT (ciò può essere fatto anche O / N). </li><li> Lavare il fissativo con 3 lavaggi di PBT (smaltire il fissativo rifiuti in un contenitore per i rifiuti appropriato). Lavare i campioni 3 volte a 50 ° C in acqua deionizzata. NOTA: Questi lavaggi eliminano la precipitazione dei sali che può diventare visibile durante la compensazione e passaggi di visualizzazione. </li><li> Decidere se i campioni devono essere montati in benzoato benzilico: Alcool benzilico (BB: BA, noto anche come chiaro di Murray) o glicerolo. NOTA: Preferiamo il più potente agente di compensazione BB: BA come L. embrioni stagnalis sono un po &#39;opaco. I campioni per essere montati in BB: BA in primo luogo bisogno di essere disidratati attraverso una serie di etanolo. I campioni da montare nel 60%glicerolo può essere montato immediatamente. </li><li> Trasferire i campioni nella soluzione di montaggio (BB: BA o 60% glicerolo) con una pipetta. NOTA: Durante il montaggio in BB: BA questo deve essere fatto in un bicchiere ben (BB: BA si scioglierà policarbonato). </li><li> Consentire ai campioni di chiaro per 5 - 10 minuti, e poi montarli su un vetrino con un numero adeguato di vetrini accatastati come distanziatori (1 vetrino per i campioni &lt;1 dpfc, 2 lamelle per campioni&gt; 1 dpfc). NOTA: i supporti interi possono ora essere ripreso con un microscopio composto con ottica DIC. </li></ol>

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C., Truchado-Garcia, M., Fischer, A. H. L., Helfrich, L. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deployment+of+regulatory+genes+during+gastrulation+and+germ+layer+specification+in+a+model+spiralian+mollusc.">Deployment of regulatory genes during gastrulation and germ layer specification in a model spiralian mollusc.</a> Dev. Dyn. , (2015).</li><li>Iijima, M., Takeuchi, T., Sarashina, I., Endo, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+patterns+of+engrailed+and+dpp+in+the+gastropod+Lymnaea+stagnalis.">Expression patterns of engrailed and dpp in the gastropod Lymnaea stagnalis.</a> Dev Genes Evol. 218 (5), 237-251 (2008).</li><li>Shimizu, K., Iijima, M., Setiamarga, D. H. E., Sarashina, I., Kudoh, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Left-right+asymmetric+expression+of+dpp+in+the+mantle+of+gastropods+correlates+with+asymmetric+shell+coiling.">Left-right asymmetric expression of dpp in the mantle of gastropods correlates with asymmetric shell coiling.</a> EvoDevo. 4 (1), 15 (2013).</li><li>Christodoulou, F., Raible, F., Tomer, R., Simakov, O., Trachana, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ancient+animal+microRNAs+and+the+evolution+of+tissue+identity.">Ancient animal microRNAs and the evolution of tissue identity.</a> Nature. 463, (2010).</li><li>Koga, M., Kudoh, T., Hamada, Y., Watanabe, M., Kageura, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+triple+staining+method+for+double+in+situ+hybridization+in+combination+with+cell+lineage+tracing+in+whole-mount+Xenopus+embryos.">A new triple staining method for double in situ hybridization in combination with cell lineage tracing in whole-mount Xenopus embryos.</a> Dev Growth Differ. 49 (8), 635-645 (2007).</li><li>Lauter, G., S&#246;ll, I., Hauptmann, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-color+fluorescent+in+situ+hybridization+in+the+embryonic+zebrafish+brain+using+differential+detection+systems.">Two-color fluorescent in situ hybridization in the embryonic zebrafish brain using differential detection systems.</a> BMC Dev. Biol. 11 (1), 43 (2011).</li><li>Davison, A., Frend, H. T., Moray, C., Wheatley, H., Searle, L. J., Eichhorn, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mating+behaviour+in+Lymnaea+stagnalis.+pond+snails+is+a+maternally+inherited,+lateralized+trait.">Mating behaviour in Lymnaea stagnalis. pond snails is a maternally inherited, lateralized trait.</a> Biol. Lett. 5 (1), 20-22 (2009).</li><li>Kuroda, R., Endo, B., Abe, M., Shimizu, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chiral+blastomere+arrangement+dictates+zygotic+left-right+asymmetry+pathway+in+snails.">Chiral blastomere arrangement dictates zygotic left-right asymmetry pathway in snails.</a> Nature. 462 (7274), 790-794 (2009).</li><li>Shibazaki, Y., Shimizu, M., Kuroda, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Body+handedness+is+directed+by+genetically+determined+cytoskeletal+dynamics+in+the+early+embryo.">Body handedness is directed by genetically determined cytoskeletal dynamics in the early embryo.</a> Curr. Biol. 14 (16), 1462-1467 (2004).</li><li>Lu, T. Z., Feng, Z. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+sodium+leak+current+regulates+pacemaker+activity+of+adult+central+pattern+generator+neurons+in+Lymnaea+stagnalis.">A sodium leak current regulates pacemaker activity of adult central pattern generator neurons in Lymnaea stagnalis.</a> PLoS One. 6 (4), e18745 (2011).</li><li>Dawson, T. F., Boone, A. N., Senatore, A., Piticaru, J., Thiyagalingam, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+Splicing+of+an+Invertebrate+Beta+Subunit+(LCav-beta)+in+the+N-Terminal+and+HOOK+Domains+and+Its+Regulation+of+LCav1+and+LCav2+Calcium+Channels.">Gene Splicing of an Invertebrate Beta Subunit (LCav-beta) in the N-Terminal and HOOK Domains and Its Regulation of LCav1 and LCav2 Calcium Channels.</a> PLoS ONE. 9 (4), e92941 (2014).</li><li>Smith, S. A., Wilson, N. G., Goetz, F. E., Feehery, C., Andrade, S. C. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resolving+the+evolutionary+relationships+of+molluscs+with+phylogenomic+tools.">Resolving the evolutionary relationships of molluscs with phylogenomic tools.</a> Nature. 480 (7377), 364-367 (2011).</li><li>Gregory, T. R., Nicol, J. A., Tamm, H., Kullman, B., Kullman, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Eukaryotic+genome+size+databases.">Eukaryotic genome size databases.</a> Nuc. Acids. Res. 35 (Database issue), D332-D338 (2007).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Il metodo qui descritto permette la visualizzazione efficiente dei trascritti di RNA con presumibilmente diversi livelli di espressione all&#39;interno di tutte le fasi di sviluppo di Lymnaea stagnalis. Per rimuovere gli embrioni e larve dalle loro capsule abbiamo trialed una varietà di sostanze chimiche, shock osmotico e trattamenti fisici riportati per altri encapsulated- lo sviluppo di organismi modello. Tuttavia, nelle nostre mani il metodo che descriviamo qui è l&#39;unica tecnica high-throughput che rim...

I molluschi sono un gruppo di animali che tengono l&#39;interesse di una vasta diversità di discipline scientifiche. Nonostante la loro diversità morfologica 1, ricchezza di specie (secondo solo a Artropodi in termini di numero di specie 2) e rilevanza per una vasta gamma di commerciali 3, 4 medici e scientifici questioni 5-8, ci sono relativamente poche specie di molluschi che possono vantare di essere entrambi i modelli scientifici ben attrezzate e facili da mantenere in un ambiente di laboratorio. Un mollusco che è molto utilizzato da discipline come la neurobiologia 9, ecotossicologia 10 e la biologia evolutiva, più recentemente 11,12, è Lymnaea stagnalis, soprattutto a causa della sua distribuzione capillare ed estrema facilità di manutenzione. Nonostante la sua popolarità come un organismo &#39;modello&#39; e la sua lunga storia di utilizzo da parte di biologi dello sviluppo 13-19, la gamma e la potenza di strumenti molecolari a disposizione del L. stagnalis comunità scientifica si trova molto indietro che di più modelli tradizionali animali (Drosophila, il mouse, ricci di mare, nematodi). Il nostro desiderio di sviluppare Lymnaea come un modello molecolare deriva da un interesse per i meccanismi molecolari che guidano la formazione del guscio. Questo ci ha spinto a perfezionare un insieme di tecniche che permettano per la visualizzazione efficiente, coerente e sensibile dell&#39;espressione genica durante lo sviluppo Lymnaea s &#39;. Montare tutto ibridazione in situ (WMISH) è ampiamente utilizzato per una varietà di organismi modello ed è stato in uso per più di 40 anni 20. Nelle sue varie forme, ISH può essere impiegato per localizzare spazialmente loci specifici sui cromosomi, rRNA, mRNA e micro-RNA. Una delle sfide che abbiamo bisogno di affrontare prima di perfezionare un metodo per WMISH L. stagnalis è stata la questione degli embrioni estrazione dolcemente e in modo efficiente e larve di varie fasi, dalla tsi capsule uovo in cui sono depositati. Questa estrazione, o &#39;decapsulation&#39;, deve essere realizzato in modo efficiente per raccogliere materiale adeguato per un dato esperimento in situ, mentre allo stesso tempo mantenere l&#39;integrità morfologica e cellulare. Mentre altri organismi modello subiscono anche lo sviluppo incapsulato, nelle nostre mani nessuno dei metodi riportati per quelle specie potrebbe essere impiegato con successo in L. stagnalis. Gli obiettivi generali di questo metodo sono quindi: per estrarre L. stagnalis embrioni e larve dalle loro capsule in un modo high-throughput, di applicare i trattamenti pre-ibridazione che ottimizzano il segnale WMISH, per preparare gli embrioni e larve con WMISHsignals soddisfacenti per l&#39;imaging.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="2203">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:380px;">Featherweight forceps</td>
			<td style="width:173px;">Ehlert &#38; Partner</td>
			<td style="width:104px;">#4181119</td>
			<td style="width:1547px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Silicon tubing</td>
			<td>Glasger&#228;tebau OCHS GmbH</td>
			<td>760070</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Glass capillaries</td>
			<td>Hilgenberg</td>
			<td>1403547</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">12 well tissue culture dishes</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>CE55.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">37% Formaldehyde</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>P733.1</td>
			<td>CAUTION - May cause cancer. Toxic by inhalation, in contact with skin and if swallowed. Toxic: danger of very serious irreversible effects through inhalation, in contact with skin and if swallowed.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ethylenediamine tetraacetic acid</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>CN06.3</td>
			<td>CAUTION - CAUSES EYE IRRITATION. MAY CAUSE RESPIRATORY TRACT AND SKIN IRRITATION. Avoid breathing dust. Avoid contact with eyes, skin and clothing. Use only with adequate ventilation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Magnesium Chloride</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>2189.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tween-20</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>9127.1</td>
			<td>CAUTION - May be harmful if inhaled. May cause respiratory tract irritation. May be harmful if absorbed through skin. May cause skin irritation. May cause eye irritation. May be harmful if swallowed.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sodium Chloride</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>3957.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ficoll type 400</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>CN90.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">polyvinylpyrrolidone K30 (MW 40)</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>4607.1</td>
			<td>CAUTION - May be harmful if inhaled. May cause respiratory tract irritation. May be harmful if absorbed through skin. May cause skin irritation. May cause eye irritation. May be harmful if swallowed.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Nuclease freeBovine Serum Albumin</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>8895.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Salmon sperm</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>5434.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Heparin</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>7692.1</td>
			<td>CAUTION - ADVERSE EFFECTS INCLUDE HEMORRHAGE, LOCAL IRRITATION. POSSIBLE ALLERGIC REACTION IF INHALED, INGESTED/CONTACTED. EYES/SKIN/RESPIRATORY TRACT IRRITANT. POSSIBLE HYPERSENSITIZATION. DURING PREGNANCY HAS BEEN REPORTED TO INCREASE RISK OF STILLBIRTH</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Proteinase-K</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>7528.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Glycine</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>3790.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Deionised formamide</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>P040.1</td>
			<td>CAUTION - Irritating to eyes and skin. May be harmful by inhalation, in contact with skin and if swallowed. May cause harm to the unborn child. Hygroscopic.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Standard formamide</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>6749.3</td>
			<td>CAUTION - Irritating to eyes and skin. May be harmful by inhalation, in contact with skin and if swallowed. May cause harm to the unborn child. Hygroscopic.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Triethanolamine</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>6300.1</td>
			<td>CAUTION - Avoid breathing vapor or mist. Avoid contact with eyes. Avoid prolonged or repeated contact with skin. Wash thoroughly after handling.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Acetic anhydride</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>4483.1</td>
			<td>CAUTION - CAUSES SEVERE SKIN AND EYE BURNS. REACTS VIOLENTLY WITH WATER. HARMFUL IF SWALLOWED. VAPOR IRRITATING TO THE EYES AND RESPIRATORY TRACT</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Maleic acid</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>K304.2</td>
			<td>CAUTION - Very hazardous in case of eye contact (irritant), of ingestion, . Hazardous in case of skin contact (irritant), of inhalation (lung irritant). Slightly hazardous in case of skin contact (permeator). Corrosive to eyes and skin.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Benzyl benzoate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>B6630-250ML</td>
			<td>CAUTION - May be harmful if inhaled. May cause respiratory tract irritation. May be harmful if absorbed through skin. May cause skin irritation. May cause eye irritation. Harmful if swallowed.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Benzyl alcohol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>10,800-6</td>
			<td>CAUTION - Harmful if swallowed. Harmful if inhaled. Causes serious eye irritation.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Glycerol</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>3783.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Blocking powder</td>
			<td>Roche</td>
			<td>11096176001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anti DIG Fab fragments AP conjugated</td>
			<td>Roche</td>
			<td>11093274910</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tris-HCl</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>9090.3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">4-Nitro blue tetrazolium chloride in dimethylformamide&#160;</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>4421.3</td>
			<td>CAUTION - May cause harm to the unborn child. Harmful by inhalation and in contact with skin. Irritating to eyes.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">5-bromo-4-chloro-3-indolyl-phosphate</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>A155.3</td>
			<td>CAUTION - Potentially harmful if ingested. Do not get on skin, in eyes, or on clothing. Potential skin and eye irritant.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">N-acetyl cysteine</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>4126.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dithiothreitol</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>6908.1</td>
			<td>CAUTION - May cause eye and skin irritation. May cause respiratory and digestive tract irritation. The toxicological properties of this material have not been fully investigated.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tergitol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>NP40S</td>
			<td>CAUTION - May be harmful if inhaled. May cause respiratory tract irritation. May be harmful if absorbed through skin. May cause skin irritation. May cause eye irritation. May be harmful if swallowed.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:380px;">Sodium dodecyl sulphate</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>CN30.3</td>
			<td>CAUTION - Harmful if swallowed. Toxic in contact with skin. Causes skin irritation. Causes serious eye damage. May cause respiratory irritation.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Potassium Chloride</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>6781.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">di-Sodium hydrogen phosphate dihydrate (Na2HPO4.2H2O)</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>4984.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">Potassium dihydrogen phosphate (KH2PO4)</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>3904.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">Tri sodium citrate dihydrate (C6H5Na3O7.2H2O)</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>3580.1</td>
			<td>CAUTION - May cause eye, skin, and respiratory tract irritation. The toxicological properties of this material have not been fully investigated.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:380px;">Mineral oil&#160;</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td style="width:104px;">HP50.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:380px;">InSituPro-Vsi&#160;</td>
			<td style="width:173px;">Intavis</td>
			<td style="width:104px;"></td>
			<td>www.intavis.de/products/automated-ish-and-ihc</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a whole mount in situ hybridization method for the gastropod mollusc lymnaea stagnalis

Montare tutto ibridazione in situ (WMISH) è una tecnica che consente la risoluzione spaziale di molecole di acido nucleico (spesso mRNA) all&#39;interno di una preparazione dei tessuti &#39;intero monte&#39;, o stadio di sviluppo (ad esempio, un embrione o larva) di interesse. WMISH è estremamente potente, perché può contribuire in modo significativo alla caratterizzazione funzionale di genomi complessi metazoi, una sfida che sta diventando sempre più di un collo di bottiglia con il diluvio di dati di sequenza di prossima generazione. Nonostante la semplicità concettuale della tecnica molto tempo è spesso necessaria per ottimizzare i vari parametri inerenti esperimenti WMISH per sistemi modello nuovi; sottili differenze nelle proprietà cellulari e biochimiche tra tipi di tessuto e le fasi di sviluppo significa che un singolo metodo WMISH potrebbe non essere adatto per tutte le situazioni. Abbiamo sviluppato una serie di metodi WMISH per il modello gasteropode Lymnaea stagnalis riemergenti che generano coerente esegnali WMISH chiari per una serie di geni, e in tutte le fasi di sviluppo. Questi metodi includono l&#39;assegnazione di larve di sconosciuto età cronologica a una finestra ontogenetica, la rimozione efficiente di embrioni e larve dalle loro capsule uovo, l&#39;applicazione di un idoneo trattamento con proteinasi-K per ogni finestra ontogenetica e ibridazione, post-ibridazione e immunolocalizzazione gradini. Questi metodi forniscono una base da cui il segnale risultante per un dato trascrizione di RNA può essere ulteriormente raffinato con aggiustamenti specifici sonda (principalmente sondare concentrazione e temperatura di ibridazione).

I pattern di colorazione WMISH rappresentante mostrato in Figura 3 sono stati generati utilizzando la tecnica sopra descritta, e riflettono una varietà di modelli di espressione spaziale per geni coinvolti in una serie di processi molecolari che vanno dalla formazione del guscio (gene Novel 1, 2, 3 e 4), alla segnalazione cellula-cellula (DPP) del regolamento di trascrizione (Brachyury) in una serie di fasi di sviluppo. Anche se non a...

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A Whole Mount In Situ Hybridization Method for the Gastropod Mollusc Lymnaea stagnalis

A monte intero<em&gt; In Situ</em&gt; Metodo ibridazione per la molluschi gasteropodi<em&gt; stagnalis Lymnaea</em

The goal of this protocol is to provide users with a set of methods for the high-throughput decapsulation of Lymnaea stagnalis embryos and larvae in preparation for whole mount in situ hybridization, and for subsequent pre- and post-hybridization treatments.

Whole mount in situ hybridization (WMISH) is a technique that allows for the spatial resolution of nucleic acid molecules (often mRNAs) within a ...

a-whole-mount-situ-hybridization-method-for-gastropod-mollusc-lymnaea

Research

JoVE Journal

Biology

A Whole Mount In Situ Hybridization Method for the Gastropod Mollusc Lymnaea stagnalis

8.7K Views.  Georg-August University of Göttingen. The goal of this protocol is to provide users with a set of methods for the high-throughput decapsulation of Lymnaea stagnalis embryos and larvae in preparation for whole mount in situ hybridization, and for subsequent pre- and post-hybridization treatments.

Video: A Whole Mount In Situ Hybridization Method for the Gastropod Mollusc Lymnaea stagnalis

Double Whole Mount in situ Hybridization of Early Chick Embryos

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  gene expression in brain, neural tube, somite and heart primordia formation. This video demonstrates the different steps in 2-color whole mount in situ hybridization; First, the embryo is dissected from the egg and fixed in paraformaldehyde. Second, the embryo is processed for prehybridization. The embryo is then hybridized with two different probes, one coupled to DIG, and one coupled to FITC.  Following overnight hybridization, the embryo is incubated with DIG coupled antibody. Color reaction for DIG substrate is performed, and the region of interest appears blue. The embryo is then incubated with FITC coupled antibody. The embryo is processed for color reaction with FITC, and the region of interest appears red. Finally, the embryo is fixed and processed for phtograph and sectioning. A troubleshooting guide is also presented.

This video demonstrates 2-color whole mount in situ hybridization, a method by which the spatial and temporal expression pattern of 2 different genes can be visualized in young chick embryos. This method was originally introduced by David Wilkinson, Domingos Henrique, Phil Ingham and David Ish -Horowicz.

Doppia Monte intero ibridazione in situ di embrioni di pollo primi

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Method for Whole Mount Antibody Staining in Chick

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying antibody expression in developing brain, neural tube and somite. This video demonstrates the different steps in whole-mount antibody staining using HRP conjugated secondary antibodies; First, the embryo is dissected from the egg and fixed in paraformaldehyde. Second, endogenous peroxidase is inactivated; The embryo is then exposed to primary antibody. After several washes, the embryo is incubated with secondary antibody conjugated to HRP. Peroxidase activity is revealed using reaction with diaminobenzidine substrate. Finally, the embryo is fixed and processed for photography and sectioning. The advantage of this method over the use of fluorescent antibodies is that embryos can be processed for wax sectioning, thus enabling the study of antigen sites in cross section. This method was originally introduced by Jane Dodd and Tom Jessell 1.

This video demonstrates whole mount immunohistochemistry, a method by which the spatial and temporal expression pattern of an antigen can be visualized in young chick embryos. This method was originally introduced by Jane Dodd and Tom Jessell.

Metodo per la colorazione intero anticorpi Monte a Chick

Zebrafish Whole Mount High-Resolution Double Fluorescent In Situ Hybridization

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology. Here, we present a high-resolution double fluorescent in situ hybridization protocol for analyzing the precise expression pattern of a single gene and for determining the overlap of the expression domains of two genes. The protocol is a modified version of the standard in situ hybridization using alkaline phosphatase and substrates such as NBT/BCIP and Fast Red 1,2. This protocol utilizes standard digoxygenin and fluorescein labeled probes along with tyramide signal amplification (TSA) 3. The commercially available TSA kits allow flexible experimental design as fluorescence emission from green to far-red can be used in combination with various nuclear stains, such as propidium iodide, or fluorescence immunohistochemistry for proteins. TSA produces a reactive fluorescent substrate that quickly covalently binds to moieties, typically tyrosine residues, in the immediate vicinity of the labeled antisense riboprobe. The resulting staining patterns are high resolution in that subcellular localization of the mRNA can be observed using laser scanning confocal microscopy 3,4. One can observe nascent transcripts at the chromosomal loci, distinguish nuclear and cytoplasmic staining and visualize other patterns such as cortical localization of mRNA. Studies in Drosophila indicate that roughly 70% of mRNAs exhibit specific patterns of subcellular localization that frequently correlate with the function of the encoded protein 5. When combined with computer-aided reconstruction of 3D confocal datasets, our protocol allows the detailed analysis of mRNA distribution with sub-cellular resolution in whole vertebrate embryos.

Zebrafish Whole Mount High-Resolution Double Fluorescent In Situ Hybridization

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology. Here, we present a high-resolution double fluorescent in situ hybridization protocol for analyzing the precise expression pattern of a single gene and for determining the overlap of the expression domains of two genes. We include a propidium iodide nuclear counter-stain to highlight tissue organization.

Zebrafish intero monte ad alta risoluzione doppia fluorescente In Situ Ibridazione

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology.  Here, we present a high-resolution double ...

Using Whole Mount in situ Hybridization to Link Molecular and Organismal Biology

Whole mount in situ hybridization (WISH) is a common technique in molecular biology laboratories used to study gene expression through the localization of specific mRNA transcripts within whole mount specimen. This technique (adapted from Albertson and Yelick, 2005) was used in an upper level undergraduate Comparative Vertebrate Biology laboratory classroom at Syracuse University. The first two thirds of the Comparative Vertebrate Biology lab course gave students the opportunity to study the embryology and gross anatomy of several organisms representing various chordate taxa primarily via traditional dissections and the use of models. The final portion of the course involved an innovative approach to teaching anatomy through observation of vertebrate development employing molecular techniques in which WISH was performed on zebrafish embryos. A heterozygous fibroblast growth factor 8 a (fgf8a) mutant line, ace, was used. Due to Mendelian inheritance, ace intercrosses produced wild type, heterozygous, and homozygous ace/fgf8a mutants in a 1:2:1 ratio. RNA probes with known expression patterns in the midline and in developing anatomical structures such as the heart, somites, tailbud, myotome, and brain were used. WISH was performed using zebrafish at the 13 somite and prim-6 stages, with students performing the staining reaction in class. The study of zebrafish embryos at different stages of development gave students the ability to observe how these anatomical structures changed over ontogeny. In addition, some ace/fgf8a mutants displayed improper heart looping, and defects in somite and brain development. The students in this lab observed the normal development of various organ systems using both external anatomy as well as gene expression patterns. They also identified and described embryos displaying improper anatomical development and gene expression (i.e., putative mutants).
For instructors at institutions that do not already own the necessary equipment or where funds for lab and curricular innovation are limited, the financial cost of the reagents and apparatus may be a factor to consider, as will the time and effort required on the part of the instructor regardless of the setting. Nevertheless, we contend that the use of WISH in this type of classroom laboratory setting can provide an important link between developmental genetics and anatomy. As technology advances and the ability to study organismal development at the molecular level becomes easier, cheaper, and increasingly popular, many evolutionary biologists, ecologists, and physiologists are turning to research strategies in the field of molecular biology. Using WISH in a Comparative Vertebrate Biology laboratory classroom is one example of how molecules and anatomy can converge within a single course. This gives upper level college students the opportunity to practice modern biological research techniques, leading to a more diversified education and the promotion of future interdisciplinary scientific research.

Using Whole Mount in situ Hybridization to Link Molecular and Organismal Biology

Whole mount in situ hybridization (WISH) was used in an upper level undergraduate Comparative Vertebrate Biology course in addition to vertebrate dissections. This gave students the opportunity to study gene expression patterns as well as gross anatomy, linking the study of molecular and organismal biology within one course.

Utilizzando il monte intero In situ Ibridazione a Link Biologia Molecolare e organismal

Whole mount in situ hybridization (WISH) is a common technique in molecular biology laboratories used to study gene expression through the localization of ...

Whole Mount in Situ Hybridization of E8.5 to E11.5 Mouse Embryos

Whole mount in situ hybridization is a very informative approach for defining gene expression patterns in embryos. The in situ hybridization procedures are lengthy and technically demanding with multiple important steps that collectively contribute to the quality of the final result. This protocol describes in detail several key quality control steps for optimizing probe labeling and performance. Overall, our protocol provides a detailed description of the critical steps necessary to reproducibly obtain high quality results. First, we describe the generation of digoxygenin (DIG) labeled RNA probes via in vitro transcription of DNA templates generated by PCR. We describe three critical quality control assays to determine the amount, integrity and specific activity of the DIG-labeled probes. These steps are important for generating a probe of sufficient sensitivity to detect endogenous mRNAs in a whole mouse embryo. In addition, we describe methods for the fixation and storage of E8.5-E11.5 day old mouse embryos for in situ hybridization. Then, we describe detailed methods for limited proteinase K digestion of the rehydrated embryos followed by the details of the hybridization conditions, post-hybridization washes and RNase treatment to remove non-specific probe hybridization. An AP-conjugated antibody is used to visualize the labeled probe and reveal the expression pattern of the endogenous transcript. Representative results are shown from successful experiments and typical suboptimal experiments.

Whole Mount in Situ Hybridization of E8.5 to E11.5 Mouse Embryos

This whole mount in situ hybridization protocol discusses critical steps that ensure reproducible high quality results for gene expression studies in E8.5-E11.5 day old mouse embryos.

Tutto il monte In Situ</emIbridazione> di E8.5 a E11.5 embrioni di topo

Whole mount in situ hybridization is a very informative approach for defining gene expression patterns in embryos. The in situ hybridization procedures ...

In Situ Hybridization for the Precise Localization of Transcripts in Plants

With the advances in genomics research of the past decade, plant biology has seen numerous studies presenting large-scale quantitative analyses of gene expression. Microarray and next generation sequencing approaches are being used to investigate developmental, physiological and stress response processes, dissect epigenetic and small RNA pathways, and build large gene regulatory networks1-3. While these techniques facilitate the simultaneous analysis of large gene sets, they typically provide a very limited spatiotemporal resolution of gene expression changes. This limitation can be partially overcome by using either profiling method in conjunction with lasermicrodissection or fluorescence-activated cell sorting4-7. However, to fully understand the biological role of a gene, knowledge of its spatiotemporal pattern of expression at a cellular resolution is essential. Particularly, when studying development or the effects of environmental stimuli and mutants can the detailed analysis of a gene's expression pattern become essential. For instance, subtle quantitative differences in the expression levels of key regulatory genes can lead to dramatic phenotypes when associated with the loss or gain of expression in specific cell types. 
Several methods are routinely used for the detailed examination of gene expression patterns. One is through analysis of transgenic reporter lines. Such analysis can, however, become time-consuming when analyzing multiple genes or working in plants recalcitrant to transformation. Moreover, an independent validation to ensure that the transgene expression pattern mimics that of the endogenous gene is typically required. Immunohistochemical protein localization or mRNA in situ hybridization present relatively fast alternatives for the direct visualization of gene expression within cells and tissues. The latter has the distinct advantage that it can be readily used on any gene of interest. In situ hybridization allows detection of target mRNAs in cells by hybridization with a labeled anti-sense RNA probe obtained by in vitro transcription of the gene of interest. 
Here we outline a protocol for the in situ localization of gene expression in plants that is highly sensitivity and specific. It is optimized for use with paraformaldehyde fixed, paraffin-embedded sections, which give excellent preservation of histology, and DIG-labeled probes that are visualized by immuno-detection and alkaline-phosphatase colorimetric reaction. This protocol has been successfully applied to a number of tissues from a wide range of plant species, and can be used to analyze expression of mRNAs as well as small RNAs8-14.

In Situ Hybridization for the Precise Localization of Transcripts in Plants

The in situ hybridization protocol described here allows a direct localization of mRNA and small RNA expression at the cellular level with high sensitivity and specificity. The procedure is optimized for paraffin-embedded plant tissue sections, is applicable to a wide range of plants and tissues, and can be completed within ten days.

Ibridazione in situ per la localizzazione precisa delle Trascrizioni nelle piante

With the advances in genomics research of the past decade, plant biology has seen numerous studies presenting large-scale quantitative analyses of gene ...

Whole Mount RNA Fluorescent in situ Hybridization of Drosophila Embryos

Assessing the expression pattern of a gene, as well as the subcellular localization properties of its transcribed RNA, are key features for understanding its biological function during development. RNA in situ hybridization (RNA-ISH) is a powerful method used for visualizing RNA distribution properties, be it at the organismal, cellular or subcellular levels 1. RNA-ISH is based on the hybridization of a labeled nucleic acid probe (e.g. antisense RNA, oligonucleotides) complementary to the sequence of an mRNA or a non-coding RNA target of interest 2. As the procedure requires primary sequence information alone to generate sequence-specific probes, it can be universally applied to a broad range of organisms and tissue specimens 3. Indeed, a number of large-scale ISH studies have been implemented to document gene expression and RNA localization dynamics in various model organisms, which has led to the establishment of important community resources 4-11. While a variety of probe labeling and detection strategies have been developed over the years, the combined usage of fluorescently-labeled detection reagents and enzymatic signal amplification steps offer significant enhancements in the sensitivity and resolution of the procedure 12. Here, we describe an optimized fluorescent in situ hybridization method (FISH) employing tyramide signal amplification (TSA) to visualize RNA expression and localization dynamics in staged Drosophila embryos. The procedure is carried out in 96-well PCR plate format, which greatly facilitates the simultaneous processing of large numbers of samples.

Whole Mount RNA Fluorescent in situ Hybridization of Drosophila Embryos

Here we describe a whole-mount fluorescent in situ hybridization (FISH) protocol for determining the expression and localization properties of RNAs expressed during embryogenesis in the fruit fly, Drosophila melanogaster.

Tutta la Monte RNA fluorescente<em&gt; In situ</em&gt; L&#39;ibridazione di<em&gt; Drosophila</em&gt; Embrioni

Assessing  the expression pattern of a gene, as well as the subcellular localization  properties of its transcribed RNA, are key features for ...

RNA In situ Hybridization in Whole Mount Embryos and Cell Histology Adapted for Marine Elasmobranchs

Marine elasmobranchs are valued animal models for biomedical and genomic studies as they are the most primitive vertebrates to have adaptive immunity and have unique mechanisms for osmoregulation 1-3. As the most primitive living jawed-vertebrates with paired appendages, elasmobranchs are an evolutionarily important model, especially for studies in evolution and development. Marine elasmobranchs have also been used to study aquatic toxicology and stress physiology in relationship to climate change 4. Thus, development and adaptation of methodologies is needed to facilitate and expand the use of these primitive vertebrates to multiple biological disciplines. Here I present the successful adaptation of RNA whole mount in situ hybridization and histological techniques to study gene expression and cell histology in elasmobranchs.
Monitoring gene expression is a hallmark tool of developmental biologists, and is widely used to investigate developmental processes 5. RNA whole mount in situ hybridization allows for the visualization and localization of specific gene transcripts in tissues of the developing embryo. The expression pattern of a gene's message can provide insight into what developmental processes and cell fate decisions a gene may control. By comparing the expression pattern of a gene at different developmental stages, insight can be gained into how the role of a gene changes during development.
While whole mount in situ's provides a means to localize gene expression to tissue, histological techniques allow for the identification of differentiated cell types and tissues. Histological stains have varied functions. General stains are used to highlight cell morphology, for example hematoxylin and eosin for general staining of nuclei and cytoplasm, respectively. Other stains can highlight specific cell types. For example, the alcian blue stain reported in this paper is a widely used cationic stain to identify mucosaccharides. Staining of the digestive tract with alcian blue can identify the distribution of goblet cells that produce mucosaccharides. Variations in mucosaccharide constituents on short peptides distinguish goblet cells by function within the digestive tract 6. By using RNA whole mount in situ's and histochemical methods concurrently, cell fate decisions can be linked to gene-specific expression.
Although RNA in situ's and histochemistry are widely used by researchers, their adaptation and use in marine elasmobranchs have met limited and varied success. Here I present protocols developed for elasmobranchs and used on a regular basis in my laboratory. Although further modification of the RNA in situ's hybridization method may be needed to adapt to different species, the protocols described here provide a strong starting point for researchers wanting to adapt the use of marine elasmobranchs to their scientific inquiries.

RNA In situ Hybridization in Whole Mount Embryos and Cell Histology Adapted for Marine Elasmobranchs

By combining methods for RNA whole mount in situ hybridization and histology, gene expression can be linked with cell fate decisions in the developing embryo. These methods have been adapted to marine elasmobranchs and facilitate the use of these animals as model organisms for biomedical, toxicology and comparative studies.

RNA<em&gt; In situ</emIbridazione&gt; in embrioni Mount interi e istologia Adattato per Elasmobranchi Marine

Marine  elasmobranchs are valued animal models for biomedical and genomic studies as  they are the most primitive vertebrates to have adaptive immunity ...

Visualization and Analysis of mRNA Molecules Using Fluorescence In Situ Hybridization in Saccharomyces cerevisiae

The Fluorescence in situ Hybridization (FISH) method allows one to detect nucleic acids in the native cellular environment. Here we provide a protocol for using FISH to quantify the number of mRNAs in single yeast cells. Cells can be grown in any condition of interest and then fixed and made permeable. Subsequently, multiple single-stranded deoxyoligonucleotides conjugated to fluorescent dyes are used to label and visualize mRNAs. Diffraction-limited fluorescence from single mRNA molecules is quantified using a spot-detection algorithm to identify and count the number of mRNAs per cell. While the more standard quantification methods of northern blots, RT-PCR and gene expression microarrays provide information on average mRNAs in the bulk population, FISH facilitates both the counting and localization of these mRNAs in single cells at single-molecule resolution.

Visualization and Analysis of mRNA Molecules Using Fluorescence In Situ Hybridization in Saccharomyces cerevisiae

This protocol describes an experimental procedure for performing Fluorescence in situ Hybridization (FISH) for counting mRNAs in single cells at single-molecule resolution.

Visualizzazione e l&#39;analisi di molecole di mRNA mediante fluorescenza<em&gt; In Situ</em&gt; Ibridazione in<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em

The Fluorescence in situ Hybridization (FISH) method allows one to detect nucleic acids in the native cellular environment. Here we provide a protocol for ...

High Resolution Whole Mount In Situ Hybridization within Zebrafish Embryos to Study Gene Expression and Function

This article focuses on whole-mount in situ hybridization (WISH) of zebrafish embryos. The WISH technology facilitates the assessment of gene expression both in terms of tissue distribution and developmental stage. Protocols are described for the use of WISH of zebrafish embryos using antisense RNA probes labeled with digoxigenin. Probes are generated by incorporating digoxigenin-linked nucleotides through in vitro transcription of gene templates that have been cloned and linearized. The chorions of embryos harvested at defined developmental stages are removed before incubation with specific probes. Following a washing procedure to remove excess probe, embryos are incubated with anti-digoxigenin antibody conjugated with alkaline phosphatase. By employing a chromogenic substrate for alkaline phosphatase, specific gene expression can be assessed. Depending on the level of gene expression the entire procedure can be completed within 2-3 days.

High Resolution Whole Mount In Situ Hybridization within Zebrafish Embryos to Study Gene Expression and Function

The zebrafish, a small tropical fish, has become a popular model for studying gene function during vertebrate development and disease. The temporal and spatial expression of target genes can be determined by in situ hybridization. Our improved protocol allows for the detection of low abundant transcripts with low non-specific background signal.

Alta Risoluzione intero monte<em&gt; In Situ</em&gt; Ibridazione in embrioni di zebrafish per studiare l&#39;espressione genica e la funzione

This article focuses on whole-mount in situ hybridization (WISH) of zebrafish embryos. The WISH technology facilitates the assessment of gene expression ...

A monte intero

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Doppia Monte intero ibridazione in situ di embrioni di pollo primi

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Utilizzando il monte intero In situ Ibridazione a Link Biologia Molecolare e organismal

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Tutta la Monte RNA fluorescente

RNA

Visualizzazione e l'analisi di molecole di mRNA mediante fluorescenza

Alta Risoluzione intero monte