Name: a simple neuronal mechanical injury methodology to study drosophila motor neuron degeneration
Uploaded: 2017-07-19T15:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 18 s
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Vorremmo ringraziare tutti i membri del Keller e dei Magie Labs presso l&#39;Università Quinnipiac per suggerimenti utili. In particolare, vorremmo ringraziare Barron L. Lincoln II per lo sviluppo di questo test di lesioni all&#39;interno del Keller Lab. Vorremmo inoltre ringraziare l&#39;Università di Quinnipiac College of Arts e Science Grant-In-Aid conferito a LC Keller.

1. Preparazione di reagenti e attrezzature <ol><li> Preparare 1x dissezione buffer (70 mM NaCl, 5 mM KCl, 0,02 mM CaCl 2, 20 mM MgCl 2, 10 mM NaHCO 3, 115 mM di saccarosio, trealosio 5 mM, HEPES 5 mM, pH 7.2). </li><li> Preparare una soluzione salina a base di fosfato (PBS). </li><li> Preparare 1x PBT utilizzando 1x PBS con 0.01% Triton X-100. </li><li> Preparare le piastre di agar succo di frutta. 14 In breve, mescolare 30 g di agar in 700 ml di H 2 O e autoclave. Sciogliere 0,5 g di metil paraben in 10 ml di etanolo e aggiungere la soluzione a 300 ml di concentrato di succo di frutta (uva o mela). Mescolare la concentrazione in soluzione agar autoclavata e versare nei coperchi di piatti da 10 mm x 35 mm Petri. NOTA: La premiera di potenza dell&#39;agrumi può essere acquistata anche da varie aziende (vedere tabelle dei materiali ). </li><li> Ottieni pinze di dimensione 5 che permettono di danneggiare meccanicamente le larve. </li><li> Utilizzare Drosophila standard CO 2 </sUb&gt; base dell&#39;anestesia. </li></ol> 2. Selezionare Drosophila Larvae <ol><li> Prendete un fiale o una bottiglia di Drosophila contenenti larve di terzo istante vagate che sono state coltivate a 25 ° C. </li><li> Selezionare dieci singoli 2 ° o 3 ° larve instar basate sull&#39;apparenza. Le larve di terze instari possono essere identificate dall&#39;aspetto di spirali anch&#39;esse ramificate, mentre le seconde larve di instar sono più piccole e presentano più spiracles anteriori. NOTA: le fasi Larval possono anche essere identificate mediante la temporizzazione. A 25 ° C, le larve secondarie appaiono approssimativamente 48 ore dopo la schiusa, e le larve di terzo istar molt circa 24 ore più tardi. Se interessati ad esaminare la neurodegenerazione presso la NMJ, le seconde larve instar devono essere ferite. </li></ol> 3. Preparazione delle larve Drosophila per lesioni meccaniche <ol><li> Prendete con attenzione le singole larve con le pinze o con un pennello, facendo attenzioneNon per comprimerlo comunque. </li><li> Posizionare direttamente 10 larve in un piatto di vetro contenente un freddo PBS o un tampone di dissezione per rimuovere eventuali detriti alimentari e decelerare la motilità del larvale. </li></ol> 4. lesioni meccaniche e trattamento di larve Drosophila <ol><li> Posizionare ogni singola larva su un apparecchio di anestesia di CO 2 . </li><li> Sotto un microscopio di dissezione, rotolare attentamente ogni larva sul loro lato dorsale per visualizzare i nervi segmentali attraverso la cuticola. </li><li> La dimensione di posizione 5 pende circa 1/2 a 2/3 lungo la lunghezza della larva partendo dai ganci della bocca. Una volta posizionato, pizzicare circa 1/3 della cuticola ventrale contenente i nervi segmentali con pinze di dimensioni 5. <ol><li> Per garantire che i nervi segmentali larvali siano feriti, applicare forza sufficiente a schiacciare i nervi segmentali ma lasciare intatta la cuticola. Per determinare la giusta quantità di forza, schiacciare 10 larve e assicurarsiIl tasso di mortalità dopo 5 h è inferiore al 50%. </li></ol></li><li> Dopo lesioni, trasferire con cura le larve in una piastra di agar di succo di frutta contenente circa 0,5 g di lievito. Posiziona ogni larva in modo che la sua estremità anteriore sia sulla pasta di lievito, per continuare a nutrirsi nonostante la motilità sconvolta. NOTA: per assicurarsi che i nervi segmentali larvali siano stati feriti, si può osservare la motilità del larvale interrotta dopo il trasferimento sulla piastra agar. Le larve danneggiate sono effettivamente paralizzate posteriormente al sito di lesioni, ma possono ancora muovere i loro ganci e l&#39;alimentazione. Un tasso di mortalità elevato di animali dopo il danno è comune quindi è meglio infettare 20-50% di animali in più di quanto sia necessario per un esperimento. </li><li> Posizionare le piastre di agar contenenti pasta di lievito e 10 larve ferite nel fondo di un piatto vuoto di 100 x 15 mm Petri. Coprire questa piastra di Petri, che ora contiene le larve ferite su una piastra agar con un tovagliolo di carta umido, assicurando che il tovagliolo non tocchi le larve o le piastre agar. Mettere questoPetri in un contenitore più grande dell&#39;aria, a RT. </li><li> Recuperare le larve per la dissezione dopo periodi specifici (6, 12 o 24 ore) dopo lesioni. NOTA: per esaminare gli effetti immediati di lesioni sul citochistone assonale, le larve possono essere disseccate direttamente dopo lesioni. Per esaminare i difetti di trasporto assonale, le larve possono essere disseccate circa 6 ore dopo il danno. Circa 12 h dopo l&#39;infortunio può essere osservato un accumulo di proteine ​​ubiquitinate, e 24 ore dopo l&#39;infortunio può essere osservata la degenerazione dei neuroni motori al NMJ. </li></ol> 5. Analisi della neurodegenerazione presso la NMJ <ol><li> Disseccare Drosophila larval NMJ come descritto in precedenza. 15 , 16 In breve, appoggiate le larve su un piatto di Sylgard, tagliate lungo la superficie dorsale e filettate con i perni in una goccia di tampone di dissezione per esporre la muscolatura della parete del corpo. Fissare le larve in 4% di paraformaldeide (PFA) o nella soluzione di Bouin in base all&#39;antiCorpi utilizzati per visualizzare i neuroni e muscoli. NOTA: la fissazione PFA deve essere utilizzata se i tag proteine ​​fluorescenti, come la Proteina Verde Fluorescente (GFP), devono essere visualizzati come il fissativo di Bouin può essere troppo duro. </li><li> Eseguire l&#39;immunofluorescenza, descritta in precedenza 11 , 13 , 16 , per segnare contemporaneamente i neuroni motori presinaptici e le pieghe muscolari postsinaptiche adiacenti (SSR). Visualizzare le membrane e gli assoni presinaptici con perossidasi di rafano coniugato fluorescently (HR: 1: 300) 17 e le zone attive possono essere macchiate utilizzando un anticorpo anti-Bruchpilot (Brp) (nc82; 1: 100; Developmental Studies Hybridoma Bank). Simultaneamente etichetta i muscoli post-sinaptici con un anticorpo anti-Dics Large (Dlg) (1: 10.000). 18 </li><li> Eseguire un dosaggio stabilito per quantificare la neurodegenerazione al NMJ come descritto in precedenza. 8 </suP&gt; , 9 , 10 , 11 , 12 , 13 , 14 In breve, visualizzare contemporaneamente singoli NMJ per entrambi i compartimenti pre e post-sinaptici. Tutti i marcatori etichettati con marcatori postsinaptici ma non marcatori presinaptici indicano siti di neurodegenerazione ( Figura 1 ). Il numero medio di bouton per NMJ e il numero medio di NMJ per animale possono essere quantificati. </li></ol>

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H., Frendo, N., Freund, R., Keller, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+neuronal+injury+follows+a+temporal+sequence+of+cellular+events+leading+to+degeneration+at+the+neuromuscular+junction.">Drosophila neuronal injury follows a temporal sequence of cellular events leading to degeneration at the neuromuscular junction.</a> J Exp Neurosci. 9, 1-9 (2015).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+apple+juice-agar+plates.">Drosophila apple juice-agar plates.</a> Cold Spring Harb Protoc. , (2011).</li><li>Brent, J. R., Werner, K. M., McCabe, B. 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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

La lesione meccanica neuronale descritta precedentemente e qui dimostrata può essere utilizzata per indurre lesioni / stress nei nervi segmentali delle larve Drosophila . 4 , 5 , 6 , 14 Questa tecnica sperimentale è stata impiegata in precedenza per disseccare la sequenza temporale degli eventi che conducono alla neurodegenerazione, nonché ad esaminare i cambiamenti trascrizionali nei corpi delle cellule dei neuroni motori dopo lesioni. 5 , 14 Inoltre, questa tecnica è stata descritta in combinazione con chip di microfluidici per osservare e studiare la degenerazione e la rigenerazione assonale nelle larve Drosophila . 7 Limitazioni di questa tecnica includono la morte delle larve dovute alla punzonatura della cuticola durante l&#39;introduzione del danno. Tuttavia, un gran numero di larve può essere schiacciato in un shOrt periodo per superare una percentuale di mortalità elevata. Una modifica che abbiamo incluso è la lesione di 2 ° instar o primi 3 ° larve instar, che è fondamentale per visualizzare la degenerazione neuronale del motore alla NMJ, che si verifica 24 h dopo lesioni. Qui dimostriamo che la lesione meccanica neuronale può essere utilizzata per studiare la degenerazione dei neuroni motori presso la NMJ. Utilizziamo un metodo consolidato per quantificare la neurodegenerazione che sfrutta il fatto che i neuroni e le loro proteine ​​associate degenerano più rapidamente del muscolo adiacente. 8 , 9 , 10 , 11 , 12 , 13 , 14 Per osservare e quantificare la neurodegenerazione, è fondamentale che la NMJ venga macchiata contemporaneamente per marcatori pre- e post-sinaptici. Qui, noi dEmonstrare l&#39;uso del marker di zona attiva Brp e del marker postinaptico Dlg, tuttavia, esistono una pletora di altri marcatori pre- e postsynaptici disponibili che possono essere utilizzati per studiare la neurodegenerazione presso la NMJ. Inoltre, molecole tagliate a fluorescenza di una scelta possono essere impiegate per studiare i loro effetti durante il processo neurodegenerativo. Ci sono metodi più complicati per studiare la degenerazione dopo lesioni accidentali, come la microfluidica 7 , tuttavia il nostro metodo ha diversi vantaggi: 1) è molto economico; 2) la maggior parte dei laboratori Drosophila dispongono già delle attrezzature necessarie; 3) il tessuto è fisso La microscopia convenzionale di fluorescenza può essere utilizzata per quantificare gli eventi neurodegenerativi post lesioni. Pensiamo che questo protocollo possa essere adattato per esaminare una vasta gamma di meccanismi cellulari e molecolari relativi alla neurodegenerazione dopo lesioni. In particolare, questi metodi potrebbero essere utilizzati per esaminare il behAviore di qualsiasi proteina contrassegnata fluorescente prima e dopo lesioni neuronali e degenerazione e rigenerazione dei motori neuroni.

La degenerazione neuronale si verifica durante il normale sviluppo e può essere causata dal processo naturale di invecchiamento, lesioni, stress, o stati di malattia. Drosophila melanogaster , la mosca comune di frutta, fornisce un organismo modello semplice e potente per studiare la neurodegenerazione a causa delle notevoli somiglianze nei meccanismi molecolari che guidano la degenerazione dei neuroni. Queste somiglianze sono evidenziate dal fatto che circa il 70% dei geni umani associati alla malattia presenta un omologo Drosophila . 1 Inoltre, numerosi saggi e strumenti tecnologici per lo studio delle malattie neurodegenerative umane sono stati sviluppati e utilizzati in Drosophila. 2 , 3 All&#39;interno di Drosophila , la giunzione neuromuscolare (NMJ) permette di analizzare sia le proprietà cellulari che elettrofisiologiche e si è dimostrato un importante sistema per studiare la malattia neuromuscolare a causa del n visibileConnessioni euron-muscolari. 2 In questo studio, descriviamo un dosaggio in vivo di lesioni neuronali nelle larve Drosophila che consente la lesione riproducibile dei nervi segmentali. Questo infortunio motoneuron provoca una sequenza temporale di eventi cellulari che hanno determinato la neurodegenerazione al NMJ 24 h dopo lesioni. La capacità di lesioni riproducibili che provocano neurodegenerazione ha diverse applicazioni quali identificazione di geni specifici necessari per il processo degenerativo, dissezione delle risposte trascrizionali alla lesione neuronale e analisi delle cascate di segnalazione protettive. 4 , 5 , 6 Questo metodo è stato utilizzato anche in combinazione con microfluidici per studiare la degenerazione e la rigenerazione neuronali in animali vivi. 7 Utilizziamo un dosaggio quantitativo stabilito per esaminare il degenerato dei neuroni motoriIon a Drosophila NMJ dopo lesioni meccaniche. Questo saggio è basato sul fatto che la perdita di membrana e proteine ​​presinaptiche precede lo smontaggio del reticolo subsintattico (SSR) caratterizzato dalle pieghe della membrana muscolare postsinaptica. 8 , 9 , 10 , 11 , 12 , 13 Questo test consente la quantificazione di &quot;orme sinaptiche&quot; in cui il neurone pre-sinaptico ha perso la connessione con il muscolo postinaptico adiacente. Il processo degenerativo è stato dimostrato progressivo durante lo sviluppo della larve 12 e non può essere considerato per lo sviluppo alterato della sinapsia o la germinazione. 8 , 9 , 10 , 11 , 12 L&#39;annuncioIl vantaggio di utilizzare lesioni meccaniche sulle mutazioni preesistenti è che permette la dissezione della sequenza temporale di eventi cellulari che conducono alla neurodegenerazione presso la NMJ. 13

<table><tbody><tr><td>Micro-dissecting scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-08</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #3 Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11231-30</td><td>Some people prefer size 3, while others prefer size 5</td></tr><tr><td>Dumont #5 Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-30</td><td>Some people prefer size 3, while others prefer size 5</td></tr><tr><td>CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; Air Tank</td><td>Tech Air</td><td>UN 1013</td><td>Various tank sizes can be purchased</td></tr><tr><td>CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; Anesthetizing Apparatus</td><td>Genesee Scientific</td><td>59-114</td><td></td></tr><tr><td>Stainless-steel pins, size 0.1</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-10</td><td></td></tr><tr><td>SylGard 184 Silicone Elastomer, Base and Curing Agent</td><td>Dow Corning</td><td>3097358-1004</td><td>To pour dissecting plates</td></tr><tr><td>Bouin&#039;s Solution</td><td>Sigma</td><td>HT 10132-1L</td><td>Antibodies should be tested for their efficiency in Bouin&#039;s and PFA</td></tr><tr><td>4% Paraformaldehyde (PFA) in Phosphate-Buffered Saline (PBS)</td><td>Affymetrix</td><td>FLY-8030-20</td><td>Antibodies should be tested for their efficiency in Bouin&#039;s and PFA</td></tr><tr><td>Dissecting Stereo MIcroscope</td><td>AmScope</td><td>SM-1BZ</td><td></td></tr><tr><td>Light Source</td><td>AmScope</td><td>HL150-AY-220V</td><td></td></tr><tr><td>anti- nc82 antibody</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td><td>nc82-s</td><td></td></tr><tr><td>anti-discs large antibody</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td><td>AF3</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor anti-horseradish peroxidase</td><td>Jackson Immunoresearch</td><td>123-545-021; 123-585-021; 123-605-021</td><td>One can you Alexa Fluor&amp;reg; 488, 594 or 647</td></tr><tr><td>Flystuff Grape Juice Agar Premix</td><td>Genesee Scientific</td><td>47-102</td><td></td></tr><tr><td>Microscope slides</td><td>Genesee Scientific</td><td>29-101</td><td></td></tr><tr><td>Glass Coverslips</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-545-87</td><td></td></tr><tr><td>Thermo Scientific Nalgene Utility Box</td><td>Fisher Scientific</td><td>03-484C</td><td>Used to create humid chamber for larval recovery</td></tr></tbody></table>

a simple neuronal mechanical injury methodology to study drosophila motor neuron degeneration

La degenerazione dei neuroni avviene durante il normale sviluppo e in risposta a lesioni, stress e malattie. I segni cellulari della degenerazione neuronale sono notevolmente simili negli esseri umani e negli invertebrati, così come i meccanismi molecolari che guidano questi processi. La mosca di frutta, Drosophila melanogaster , fornisce un organismo di modello genetico potente ma semplice per studiare le complessità cellulari delle malattie neurodegenerative. Infatti, circa il 70% dei geni umani associati alla malattia ha un omologo Drosophila e una pletora di strumenti e dosaggi sono stati descritti usando le mosche per studiare le malattie neurodegenerative umane. Più in particolare la giunzione neuromuscolare (NMJ) di Drosophila si è rivelata un efficace sistema per studiare le malattie neuromuscolari a causa della capacità di analizzare le connessioni strutturali tra il neurone e il muscolo. Qui, riportiamo un test in vivo di lesioni neuronali del motore in Drosophila , cheRiproducibilmente induce la neurodegenerazione a NMJ per 24 h. Utilizzando questa metodologia, abbiamo descritto una sequenza temporale di eventi cellulari che determinano la degenerazione dei motori neuronali. Il metodo del pregiudizio ha diverse applicazioni ed è stato utilizzato anche per identificare geni specifici necessari per la neurodegenerazione e per disseccare le risposte transcrizionali alla lesione neuronale.

Utilizzando la procedura qui presentata, abbiamo dimostrato che lesioni neuronali meccaniche consentono la dissezione temporale di eventi neurodegenerativi. 14 , 18 La sequenza degli eventi è stata precedentemente caratterizzata e inizia con un&#39;interruzione immediata del citoscheletro, seguita da difetti di traffico dell&#39;assone, un accumulo di proteine ​​ubiquitinate e una successiva neurodegenerazione 24 h post-lesione. Prima del pregiudizio, i NMJ di WT mostrano il marcatore di zona attivo presinaptico Brp in apposizione al marker postinaptico Dlg in tutta l&#39;NMJ ( Figura 1A ). La lesione meccanica dei nervi segmentali può indurre una neurodegenerazione da moderata a grave, in cui i bouton macchiati con Dlg ora non dispongono della proteina di zona attiva presinaptica Brp ( Figura 1B ). Qualunque bouton che è macchiato con Dlg ma manca la colorazione Brp è considerata una &quot;sinimpronta aptico&quot; e può essere contato e quantificato come evento neurodegenerativa. Sia la frequenza e la gravità del fenotipo neurodegenerativo possono essere quantificati come descritto in precedenza. 11 <img alt="Figura 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56128/56128fig1.jpg" /> Figura 1: La lesione meccanica neuronale induce la neurodegenerazione al NMJ del muscolo 6/7. ( A ) I NMJ non zigrinati mostrano l&#39;indicatore di zona attivo pre-sinaptico, Brp (verde) in apposizione con l&#39;indicatore postinaptico, Dlg (rosso) nell&#39;intero NMJ. ( B ) La lesione meccanica neuronale induce la neurodegenerazione indicata dai bouton colorati Dlg (rosso) con la perdita di Brp. Le frecce indicano singoli siti di neurodegenerazione. Barra di scala = 10 μm. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56128/56128fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di</a>questa figura.

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A Simple Neuronal Mechanical Injury Methodology to Study Drosophila Motor Neuron Degeneration

Qui descriviamo un metodo semplice e ampiamente accessibile per danneggiare i nervi segmentali nelle larve Drosophila per visualizzare e quantificare la neurodegenerazione dei neuroni motori alla giunzione neuromuscolare (NMJ) delle larve di terzo istar.

Una semplice metodologia di lesioni meccaniche neuronali da studiare<em&gt; Drosophila</em&gt; Degenerazione dei motori neuronali

The degeneration of neurons occurs during normal development and in response to injury, stress, and disease. The cellular hallmarks of neuronal ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Simple Neuronal Mechanical Injury Methodology to Study Drosophila Motor Neuron Degeneration

5.5K Views.  Quinnipiac University.  Qui descriviamo un metodo semplice e ampiamente accessibile per danneggiare i nervi segmentali nelle larve Drosophila per visualizzare e quantificare la neurodegenerazione dei neuroni motori alla giunzione neuromuscolare (NMJ) delle larve di terzo istar. 

Video: A Simple Neuronal Mechanical Injury Methodology to Study Drosophila Motor Neuron Degeneration

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of the Drosophila larva makes it an attractive model organism for live imaging studies. However, an important challenge for live imaging techniques is to noninvasively immobilize and position an animal on the microscope. This protocol presents a simple and easy to use method for immobilizing and imaging Drosophila larvae on a polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic device, which we call the 'larva chip'. The larva chip is comprised of a snug-fitting PDMS microchamber that is attached to a thin glass coverslip, which, upon application of a vacuum via a syringe, immobilizes the animal and brings ventral structures such as the nerve cord, segmental nerves, and body wall muscles, within close proximity to the coverslip. This allows for high-resolution imaging, and importantly, avoids the use of anesthetics and chemicals, which facilitates the study of a broad range of physiological processes. Since larvae recover easily from the immobilization, they can be readily subjected to multiple imaging sessions. This allows for longitudinal studies over time courses ranging from hours to days. This protocol describes step-by-step how to prepare the chip and how to utilize the chip for live imaging of neuronal events in 3rd instar larvae. These events include the rapid transport of organelles in axons, calcium responses to injury, and time-lapse studies of the trafficking of photo-convertible proteins over long distances and time scales. Another application of the chip is to study regenerative and degenerative responses to axonal injury, so the second part of this protocol describes a new and simple procedure for injuring axons within peripheral nerves by a segmental nerve crush.

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are an attractive model system for live imaging due to their translucent cuticle and powerful genetics. This protocol describes how to utilize a single-layer PDMS device, called the &#39;larva chip&#39; for live imaging of cellular processes within neurons of 3rd instar Drosophila larvae.

Utilizzando Chips microfluidica per l&#39;imaging dal vivo e studio delle risposte lesioni in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larve

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

Ricerca

Bioingegneria

An Injury Paradigm to Investigate Central Nervous System Repair in Drosophila

An experimental method has been developed to investigate the cellular responses to central nervous system (CNS) injury using the fruit-fly Drosophila. Understanding repair and regeneration in animals is a key question in biology. The damaged human CNS does not regenerate, and understanding how to promote the regeneration is one of main goals of medical neuroscience. The powerful genetic toolkit of Drosophila can be used to tackle the problem of CNS regeneration.
A lesion to the CNS ventral nerve cord (VNC, equivalent to the vertebrate spinal cord) is applied manually with a tungsten needle. The VNC can subsequently be filmed in time-lapse using laser scanning confocal microscopy for up to 24 hr to follow the development of the lesion over time. Alternatively, it can be cultured, then fixed and stained using immunofluorescence to visualize neuron and glial cells with confocal microscopy. Using appropriate markers, changes in cell morphology and cell state as a result of injury can be visualized. With ImageJ and purposely developed plug-ins, quantitative and statistical analyses can be carried out to measure changes in wound size over time and the effects of injury in cell proliferation and cell death. These methods allow the analysis of large sample sizes. They can be combined with the powerful genetics of Drosophila to investigate the molecular mechanisms underlying CNS regeneration and repair.

An Injury Paradigm to Investigate Central Nervous System Repair in Drosophila

An injury paradigm using the Drosophila larval ventral nerve cord to investigate central nervous system regeneration and repair is described. Stabbing followed by laser scanning confocal microscopy in time-lapse and fixed specimens, combined with quantitative analysis with purposefully developed software and genetics, are used to investigate the molecular mechanisms of CNS regeneration and repair.

Un paradigma Infortunio per Indagare riparazione del sistema nervoso centrale in<em&gt; Drosophila</em

An experimental method has been developed to investigate the cellular responses to central nervous system (CNS) injury using the fruit-fly Drosophila. ...

Neuroscienze

Retrograde Tracing of Drosophila Embryonic Motor Neurons Using Lipophilic Fluorescent Dyes

We describe a technique for retrograde labeling of motor neurons in Drosophila. We use an oil-dissolved lipophilic dye and deliver a small droplet to an embryonic fillet preparation by a microinjector. Each motor neuron whose membrane is contacted by the droplet can then be rapidly labeled. Individual motor neurons are continuously labeled, enabling fine structural details to be clearly visualized. Given that lipophilic dyes come in various colors, the technique also provides a means to get adjacent neurons labeled in multicolor. This tracing technique is therefore useful for studying neuronal morphogenesis and synaptic connectivity in the motor neuron system of Drosophila.

Retrograde Tracing of Drosophila Embryonic Motor Neurons Using Lipophilic Fluorescent Dyes

We describe a method for retrograde tracing of the Drosophila embryonic motor neurons using lipophilic fluorescent dyes.

Tracciamento retrogrado dei neuroni motori embrionali della Drosophila utilizzando coloranti fluorescenti lipofilici

We describe a technique for retrograde labeling of motor neurons in Drosophila. We use an oil-dissolved lipophilic dye and deliver a small droplet to an ...

Biologia dello sviluppo

Mass Histology to Quantify Neurodegeneration in Drosophila

Progressive neurodegenerative diseases like Alzheimer&#39;s disease (AD) or Parkinson&#39;s disease (PD) are an increasing threat to human health worldwide. Although mammalian models have provided important insights into the underlying mechanisms of pathogenicity, the complexity of mammalian systems together with their high costs are limiting their use. Therefore, the simple but well-established Drosophila model-system&#160;provides an alternative for investigating the molecular pathways that are affected in these diseases. Besides behavioral deficits, neurodegenerative diseases are characterized by histological phenotypes such as neuronal death and axonopathy. To quantify neuronal degeneration and to determine how it is affected by genetic and environmental factors, we use a histological approach that is based on measuring the vacuoles in adult fly brains. To minimize the effects of systematic error and to directly compare sections from control and experimental flies in one preparation, we use the &#39;collar&#39; method for paraffin sections. Neurodegeneration is then assessed by measuring the size and/or number of vacuoles that have developed in the fly brain. This can either be done by focusing on a specific region of interest or by analyzing the entire brain by obtaining serial sections that span the complete head. Therefore, this method allows one to measure not only severe degeneration but also relatively mild phenotypes that are only detectable in a few sections, as occurs during normal aging.

Mass Histology to Quantify Neurodegeneration in Drosophila

Drosophila is widely used as a model system to study neurodegeneration. This protocol describes a method by which degeneration, as determined by vacuole formation in the brain, can be quantified. It also minimizes effects due to the experimental procedure by processing and sectioning control and experimental flies as one sample.

Messa Istologia per quantificare neurodegenerazione in<em&gt; Drosophila</em

Progressive neurodegenerative diseases like Alzheimer&#39;s disease (AD) or Parkinson&#39;s disease (PD) are an increasing threat to human health ...

A Drosophila In Vivo Injury Model for Studying Neuroregeneration in the Peripheral and Central Nervous System

The regrowth capacity of damaged neurons governs neuroregeneration and functional recovery after nervous system trauma. Over the past few decades, various intrinsic and extrinsic inhibitory factors involved in the restriction of axon regeneration have been identified. However, simply removing these inhibitory cues is insufficient for successful regeneration, indicating the existence of additional regulatory machinery. Drosophila melanogaster, the fruit fly, shares evolutionarily conserved genes and signaling pathways with vertebrates, including humans. Combining the powerful genetic toolbox of flies with two-photon laser axotomy/dendriotomy, we describe here the Drosophila sensory neuron &#8211; dendritic arborization (da) neuron injury model as a platform for systematically screening for novel regeneration regulators. Briefly, this paradigm includes a) the preparation of larvae, b) lesion induction to dendrite(s) or axon(s) using a two-photon laser, c) live confocal imaging post-injury and d) data analysis. Our model enables highly reproducible injury of single labeled neurons, axons, and dendrites of well-defined neuronal subtypes, in both the peripheral and central nervous system.

A Drosophila In Vivo Injury Model for Studying Neuroregeneration in the Peripheral and Central Nervous System

Here, we present a protocol using the Drosophila sensory neuron - dendritic arborization (da) neuron injury model, which combines in vivo live imaging, two-photon laser axotomy/dendriotomy, and the powerful fly genetic toolbox, as a platform for screening potential promoters and inhibitors of neuroregeneration.

Un modello di ferita Drosophila In Vivo per lo studio della neurorigenerazione la periferica e del sistema nervoso centrale

The regrowth capacity of damaged neurons governs neuroregeneration and functional recovery after nervous system trauma. Over the past few decades, various ...

Medicina

Morphological and Functional Evaluation of Axons and their Synapses during Axon Death in Drosophila melanogaster

Axon degeneration is a shared feature in neurodegenerative disease and when nervous systems are challenged by mechanical or chemical forces. However, our understanding of the molecular mechanisms underlying axon degeneration remains limited. Injury-induced axon degeneration serves as a simple model to study how severed axons execute their own disassembly (axon death). Over recent years, an evolutionarily conserved axon death signaling cascade has been identified from flies to mammals, which is required for the separated axon to degenerate after injury. Conversely, attenuated axon death signaling results in morphological and functional preservation of severed axons and their synapses. Here, we present three simple and recently developed protocols that allow for the observation of axonal morphology, or axonal and synaptic function of severed axons that have been cut-off from the neuronal cell body, in the fruit fly Drosophila. Morphology can be observed in the wing, where a partial injury results in axon death side-by-side of uninjured control axons within the same nerve bundle. Alternatively, axonal morphology can also be observed in the brain, where the whole nerve bundle undergoes axon death triggered by antennal ablation. Functional preservation of severed axons and their synapses can be assessed by a simple optogenetic approach coupled with a post-synaptic grooming behavior. We present examples using a highwire loss-of-function mutation and by over-expressing dnmnat, both capable of delaying axon death for weeks to months. Importantly, these protocols can be used beyond injury; they facilitate the characterization of neuronal maintenance factors, axonal transport, and axonal mitochondria.

Morphological and Functional Evaluation of Axons and their Synapses during Axon Death in Drosophila melanogaster

Here, we provide protocols to perform three simple injury-induced axon degeneration (axon death) assays in Drosophila melanogaster to evaluate the morphological and functional preservation of severed axons and their synapses.

Valutazione morfologica e funzionale degli assoni e delle loro sinapsi durante la morte di Axon in Drosophila melanogaster

Axon degeneration is a shared feature in neurodegenerative disease and when nervous systems are challenged by mechanical or chemical forces. However, our ...

Visualizing Synaptic Degeneration in Adult Drosophila in Association with Neurodegeneration

Drosophila serves as a useful model for assessing synaptic structure and function associated with neurodegenerative diseases. While much work has focused on neuromuscular junctions (NMJs) in Drosophila larvae, assessing synaptic integrity in adult Drosophila has received much less attention. Here we provide a straightforward method for dissection of the dorsal longitudinal muscles (DLMs), which are required for flight ability. In addition to flight as a behavioral readout, this dissection allows for the both DLM synapses and muscle tissue to be amenable to structural analysis using fluorescently labeled antibodies for synaptic markers or proteins of interest. This protocol allows for the evaluation of the structural integrity of synapses in adult Drosophila during aging to model the progressive, age-dependent nature of most neurodegenerative diseases.

Visualizing Synaptic Degeneration in Adult Drosophila in Association with Neurodegeneration

The goal of this procedure is to dissect the dorsal longitudinal muscle (DLM) tissue to assess the structural integrity of DLM neuromuscular junctions (NMJs) in neurodegenerative disease models using Drosophila melanogaster.

Visualizzazione della degenerazione sinaptica nella Drosophila adulta in associazione con la neurodegenerazione

Drosophila serves as a useful model for assessing synaptic structure and function associated with neurodegenerative diseases. While much work has focused ...

Assessing the Structural Integrity of the Dorsal Longitudinal Muscle Neuromuscular Junctions in Drosophila

Source: Sidisky, J. M., et al. <a href="https://app.jove.com/v/61363">Visualizing Synaptic Degeneration in Adult Drosophila in Association with Neurodegeneration.</a> J. Vis. Exp. (2020).
This video demonstrates a protocol for assessing the structural integrity of neuromuscular junctions in the dorsal longitudinal muscles of Drosophila. The procedure involves staining neurons and muscles with two distinct antibodies and comparing fluorescence patterns between mutant and wild-type flies. A reduction in neuronal staining in mutant flies indicates neurodegeneration, while the muscle structure remains intact.

Valutazione dell'integrità strutturale delle giunzioni neuromuscolari muscolari longitudinali dorsali in Drosophila

1. Flash freezing and thorax bisection

	Before beginning the bisections, fill a Dewar flask with liquid nitrogen wearing proper cryo-protective gloves ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neuropathology

Neuromuscular Disorders

Two-Photon Laser-Induced Neural Injury: A Method to Observe Axon Degeneration and Regeneration in Drosophila Larvae

Source: Li, D., et al. <a href="https://www.jove.com/video/57557/" target="_blank">A Drosophila In Vivo Injury Model for Studying Neuroregeneration in the Peripheral and Central Nervous System</a>. J. Vis. Exp. (2018).
This video describes two-photon laser ablation of axons in a Drosophila melanogaster larva and an example protocol to induce injury and image the injury site.

Lesione neurale indotta da laser a due fotoni: un metodo per osservare la degenerazione e la rigenerazione degli assoni nelle larve di Drosophila

Source: Li, D., et al. A Drosophila In Vivo Injury Model for Studying Neuroregeneration in the Peripheral and Central Nervous System. J. Vis. Exp. 
...

Biologia

Drosophila melanogaster (fruit fly)

Larva

Mechanically Injuring Drosophila Larvae Segmental Nerves to Induce Neurodegeneration

Source: Danella, E. B., et al. <a href="https://app.jove.com/v/56128">A Simple Neuronal Mechanical Injury Methodology to Study Drosophila Motor Neuron Degeneration.</a> J. Vis. Exp. (2017).
The video demonstrates inducing neurodegeneration in Drosophila larva segmental nerves via mechanical injury. The ventral cuticle of anesthetized larvae is pinched using forceps to cause injury to the segmental nerves. The injured larvae are maintained with food, allowing the injury to cause degeneration of the motor neurons in the nerves, causing disruption of their neuromuscular junctions (NMJs).

Danneggiare meccanicamente i nervi segmentali delle larve di Drosophila per indurre la neurodegenerazione

1. Preparation of Reagents and Equipment 

	Prepare 1x Dissection Buffer (70 mM NaCl, 5 mM KCl, 0.02 mM CaCl2, 20 mM MgCl2, 10 mM NaHCO3, 115 mM sucrose, ...

Una semplice metodologia di lesioni meccaniche neuronali da studiare

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Utilizzando Chips microfluidica per l'imaging dal vivo e studio delle risposte lesioni in

Un paradigma Infortunio per Indagare riparazione del sistema nervoso centrale in