Tutti i protocolli sono stati approvati dal istituzionale Animal Care e uso Committee (IACUC) di Buffalo State University of New York. Un'illustrazione della metodologia raffigurante invasiva e il monitoraggio non invasivo è illustrata nella Figura 1.
1. gli animali
<ol><li>Uso tempo-datato, le pecore di sieronegativi, incinte di Q-febbre (razza mixed-Allevi, Suffolk-Dorset-Katahdin) con agnelli fetali alla gestazione di 127 – 143 giorni. Nota: Pecore termine gestazione è 145 giorni e 127 gestazione agnelli si comportano come bambini prematuri estremi.</li>
</ol>2. preparazione pre-chirurgica
<ol><li>Trattenere il cibo da ewe 12 h prima della chirurgia.</li>
	<li>Sedare la pecora con diazepam per via endovenosa (IV) (0,25-1,5 mg/kg) e ketamina (4 mg/kg).</li>
	<li>Guida la pecora in decubito laterale su un carrello elevatore.</li>
	<li>Spostare la pecora in decubito dorsale su un tavolo chirurgico V-top.</li>
</ol>3. anestesia
Nota: Prima della sezione caesarean, la pecora è sedata con diazepam e ketamina e intubata seguita da inalazione continua di isoflurane (1 – 4%). Adeguatezza dell'anestesia è monitorato da valutazione dei riflessi tono e occhio muscolo insieme al monitoraggio continuo del livello di ossigeno del sangue con un ossimetro di impulso e la frequenza cardiaca. Durante la strumentazione, agnelli saranno sotto l'influenza dell'anestesia materno e riceveranno anche un anestetico locale a siti di strumentazione.
<ol><li>
Intubare la pecora con un tubo endotracheale di 10,0 mm cuffed (ETT). Anticipo la ETT attraverso la voce cavi di 1 – 2 cm oltre il bracciale. Gonfiare il bracciale ETT e cravatta ETT intorno mascella di pecora per fissarlo in posizione.
	<ol>
<li>Quando la risposta palpebrale è assente, regolare l'isoflurano (2 – 3% è in genere sufficiente).</li>
		<li>Fornire respiri artificiali di ventilazione meccanica convenzionale (CMV) con una frazione di ossigeno inspirato (FIO2) di 0,21. Impostare il ventilatore per fornire volumi correnti di 10 – 15 mL/kg.</li>
		<li>Monitorare la saturazione ossiemoglobinica continuamente un pulsossimetro collocato sulla linguetta di pecora.</li>
		<li>Misurare l'anidride carbonica fine-di marea (EtCO2) con un capnograph.</li>
		<li>Regolare il FIO2 e CMV per mantenere la saturazione ossiemoglobinica tra 90-97% e nell'aria espirata CO2 tra 35 – 45 mm Hg, rispettivamente.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Fissare gli arti di pecora per il tavolo operatorio con chirurgica tie-downs.
	<ol>
<li>Regolare il tavolo operatorio per invertire la posizione di Trendelenburg per alleviare la pressione sul feto.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Posizionare un tubo orogastrico per decomprimere e drenare il contenuto gastrico.</li>
	<li>Supplemento IV liquido (soluzione salina o soluzione di lattato Ringers) a 10 mL/kg/h.</li>
	<li>Inserire una sonda rettale temperatura per ottenere la temperatura interna costante.</li>
</ol>4. chirurgia
Nota: La sezione cesarean e procedure fetale sono considerate interventi chirurgici acuti in cui gli animali sono euthanized attraverso la somministrazione di sodio pentobarbital 100 mg/kg IV. Le pecore sono euthanized successivi alla consegna degli agnelli e gli agnelli sono euthanized dopo il completamento degli esperimenti. L'eutanasia è confermata da asistolia. È anche impiegato un metodo secondario di toracotomia bilaterale o dissanguamento. In questo caso, la tecnica asettica non è praticata durante l'intervento chirurgico. Personale comunque necessario indossare indumenti protettivi durante il contatto animale.
<ol><li>Radere la lana dall'addome ventrale.</li>
	<li>
Utilizzare il cauterio per fare un'incisione superficiale addominale di 15 – 18 cm sopra la linea alba per esporre la fascia.
	<ol>
<li>Creare una piccola apertura nell'addome usando pressione con una pinza emostatica punta smussata.</li>
		<li>Mantenere questa apertura mentre si fa scorrere una forbice punta smussata nella parete addominale.</li>
		<li>Utilizzare le forbici per completare l'incisione della linea alba.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Individuare ed esternare la testa del feto all'interno dell'utero dall'addome.
	<ol>
<li>Tenere la testa del feto con una mano e utilizzare il cauterio per praticare un'incisione di 10cm tramite la parete uterina (sopra la fronte dell'agnello). Garantire per evitare qualsiasi cotiledoni.</li>
		<li>Utilizzare forcipi Babcock per serrare gli strati dell'utero e placenta insieme ai quattro angoli opposti.</li>
		<li>Esporre la testa dell'agnello attraverso l'utero e di fuori dell'addome di pecora.</li>
		<li>Lasciare il forcipe Babcock posa di fuori dell'addome durante l'ambulatorio fetale.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. fetale delle vie respiratorie
<ol><li>
Intubare parzialmente esposto agnello fetale con un 3,5 – 4,5 mm ammanettato ETT. Avanzare la ETT attraverso le corde vocali 1 cm oltre il bracciale.
	<ol>
<li>Gonfiare il bracciale e fissare i ETT legando un nastro ombelicale attorno al tubo e poi intorno alla testa.</li>
		<li>Permettono di liquido in eccesso del polmone fetale in ETT per drenare passivamente inclinando la testa di lato. Questo simula l'uscita di liquido polmonare durante il travaglio.</li>
		<li>Occludere l'ETT per impedire lo scambio di gas durante ansimante nel periodo asphyxial.</li>
	</ol>
</li>
</ol>6. collo vaso strumentazione
<ol><li>
Radere la lana e infiltrarsi 1 – 2 mL di bupivacaina sottocutaneo cloridrato (0,25%) in tutti i siti di incisione.
	<ol>
<li>Fare due incisioni cutanee di 3 cm su ogni lato del collo (circa 6 cm distalmente alla testa) adiacente alla trachea. Le incisioni dovrebbero trasversale del collo.</li>
		<li>Eseguire l'incisione utilizzando il cauterio mentre tenting la pelle, per evitare di lacerare il tessuto profondo.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Separare la fascia usando la pinzetta Kelly o zanzara.</li>
	<li>
Isolare la vena giugulare interna destra e l'arteria carotica comune di destra.
	<ol>
<li>Posto due 20 cm, 0 suture seta sotto entrambe le navi.</li>
		<li>Lasciare uno spazio (prossimale a distale) di 1 cm tra i punti di sutura seta.</li>
		<li>Sollevare delicatamente ogni sutura che è intorno al vaso, superficialmente, per limitare il flusso di sangue e fare un taglio trasversale di 1 – 2 mm nel recipiente utilizzando forbici chirurgiche Iris.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Per l'arteria carotica, inserire un catetere pre-arrossato (15 – 17 G) nell'arteria carotica di destra caudalmente verso l'arco aortico per monitoraggio della pressione arteriosa e il prelievo di sangue.
	<ol>
<li>Usare la fascetta prossimale per legare l'arteria completamente.</li>
		<li>Ripetere i passaggi 6.3.2 - 6.3.3.</li>
		<li>Inserire il catetere arterioso carotideo pre-arrossato e utilizzare la sutura Seta distale per legare attorno l'arteria e il catetere con 3 nodi.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Utilizzare una tecnica simile, per inserire un catetere pre-arrossato (14 – 16 G) nella vena giugulare, ripetere i passaggi 6.3.2–6.3.3, anticipo 7 – 10 cm caudalmente per riposare all'interno l'ingresso toracico (verso l'atrio di destra). Questo è utilizzato per la somministrazione di fluidi e farmaci, nonché la misurazione della pressione venosa.<ol>
<li>Controllare il catetere per l'evidenza con soluzione fisiologica eparinizzata e quindi completare la cravatta di sutura attorno alla nave e catetere (con la sutura prossimale solo) usando 2-3 nodi.</li>
		<li>Inserire il catetere secondo (14 – 16 G) circa 5cm rostralmente per raccogliere il sangue dalla circolazione cerebrale. Utilizzare lo stesso taglio per il posizionamento di entrambi i cateteri.</li>
		<li>Ripetere il passaggio 6.5.1 per quanto concerne la sutura distale e il catetere e poi legare le suture seta intorno le linee avversarie di catetere per fissarli in atto per prevenire la torsione.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Estendere l'incisione precedentemente fatta in una forma a T (1-2 cm) sul lato sinistro.
	<ol>
<li>Elevare l'arteria carotide sinistra utilizzando aperti curvi emostatiche.</li>
		<li>Inserire una sonda di flusso 2mm perivascolare intorno alla nave per misurare il flusso di sangue.</li>
		<li>Coprire la sonda di flusso con un manicotto di polimero flessibile di 1 cm per stabilizzare la sonda in posizione.</li>
		<li>Posizionare la linea di cavo sonda di flusso nell'incisione a forma di T, permettendo il cavo eseguire in parallelo con la nave.</li>
		<li>Chiudere l'incisione cutanea. Legare intorno al cavo e intorno un anello del cavo, per evitare di limitare il flusso, se tirato.</li>
	</ol>
</li>
</ol>7. grande vascello strumentazione
<ol><li>Estrarre l'agnello fetale per esporre il petto e coprire la pelle esposta con pellicola di polietilene per evitare perdite di calore.</li>
	<li>Mettere l'agnello in decubito laterale di destra.</li>
	<li>Posizionare l'arto anteriore sinistro intorno al collo per esporre il sito chirurgico.</li>
	<li>
Infiltrarsi in 3 mL di bupivacaina cloridrato (0,25%) lungo i 4th v spazio intercostale e fare un'incisione della pelle di 6 cm utilizzando il cauterio.
	<ol>
<li>Attentamente trafiggere il muscolo intercostale con pinzetta smussata, cerchio sotto la costola 3rd e nascono tra il successivo spazio intercostale. Assicurarsi di non ferire il polmone o il cuore.</li>
		<li>Aprire il morsetto per un pezzo di seta 0 pre-tagliato e portarlo per circondare la nervatura.</li>
		<li>Ripetere i passaggi 7.4.1–7.4.2 per proteggere la sutura sotto il 4th costola.</li>
		<li>Fissare i lacci intorno ogni nervatura. Delicatamente tirare verso l'alto e inserire un applicatore con punta di cotone petto sotto il 4 spazio intercostale dith .</li>
		<li>Utilizzare il bastoncino per proteggere il contenuto di petto mentre usando il cauterio per aprire lo spazio intercostale in 1 cm per un'apertura finale di 6-8 cm. Accertarsi che il polmone non è catturato nei legami della nervatura.</li>
		<li>Posizionare un divaricatore nel petto-apertura. Il petto di apertura rivelerà i lobi superiori sinistro del polmone, l'arteria polmonare principale (PA) e il arteriosus di ductus.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Utilizzare 2 x 2 pollici garze per avvolgere il polmone e spingere delicatamente qualsiasi tessuto esposto dalla zona chirurgica.
	<ol>
<li>Utilizzare un piccolo divaricatore manuale per migliorare il campo visivo (se necessario).</li>
		<li>Posto un nastro ombelicale (1/4 pollici di larghezza, lunghezza 6 pollici) pre-impregnati in amnios intorno ai grandi vasi. Ammollo il nastro ombelicale diminuisce l'attrito (e pregiudizio) sulle pareti del vaso.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Usando il forcipe, sollevare il pericardio e tagliare lungo l'arteria polmonare principale, facendo attenzione a non per tagliare il nervo vagale. Utilizzare un bastoncino per mantenere l'atrio di destra di interferire con un taglio laterale del pericardio lungo il nervo vagale.</li>
	<li>
Usando il forcipe di Gemini, spostare il forcipe lentamente dalla tacca ductal/PA intorno e dietro il PA sinistro per "circondare" ed emergere sul lato opposto dell'AP sinistro. Molti tessuti delicati eseguito in quest'area e procedere solo se non c'è alcuna resistenza.
	<ol>
<li>Quando la punta della pinza è osservata, aprire quanto basta per afferrare un'estremità del nastro ombelicale pre-umidificata. Morsetto con solo 1 posizione cliccato in luogo. È possibile che tessuto circostante potrebbe essere intercettato nel forcipe troppo, e se strettamente bloccato quel tessuto potrebbe essere catturato con il nastro ombelicale con conseguente lesione del vaso.</li>
		<li>Delicatamente indietro il forcipe per tirare il nastro nella posizione. Questo serve ad aprire uno spazio per la sonda di flusso e aiuta a dirigere l'inserimento delle sonde di flusso (Figura 2). Cura di proteggere la tacca porzione di ogni nave è di importanza fondamentale come questa è la parte più fragile del tessuto.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Inserire una sonda di flusso 4 – 6 mm perivascolare delicatamente sollevando il nastro ombelicale e guidare la parte metallica (staffa a L) della sonda intorno al vaso lungo l'apertura stabilito.
	<ol>
<li>Diretto il nastro verso il retro della sonda per aiutare la nave nel luogo di seduta e di visualizzare alla fine della L-staffa permettendo la chiusura scorrevole deve essere assicurato.</li>
		<li>Assicurarsi che il vaso è > 75% delle dimensioni sonda per assicurare un flusso stretto fit e preciso misurazioni.</li>
		<li>Accuratamente tagliare l'estremità del nastro ombelicale vicino la sonda e tirare delicatamente l'altra estremità per rimuovere il nastro dalla nave. Il nastro interferirà con misure se non vengono rimossi.</li>
		<li>Applicare il gel per ultrasuoni e regolare la posizione di sonda e cavo per migliorare la qualità e l'intensità del segnale.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ripetere i passaggi da 7,6 – 7.7.4 per quanto concerne il posizionamento di un 6-8 mm perivascolare-sonda di flusso intorno il arteriosus di ductus.</li>
	<li>Rimuovere qualsiasi garza 2 x 2 protettivo dal petto e consentire il polmone riposizionare.</li>
	<li>Posto una nuova 2x2 garza intorno ogni staffa metallica della sonda flusso per proteggere il polmone.</li>
	<li>Vicino al petto in strati usando un ago conico e 2.0 sutura monofilamento sintetico. Fissare i cavi delle sonde-flusso per la pelle esterna con un ciclo utilizzando un ago di taglio e sutura seta 2.0.</li>
</ol>8. misura non-invasiva
<ol><li>Collegare cavi di EKG presso il axilla di destra, axilla di sinistra e zona inguinale destra (tre derivazioni ECG). Saturazione ossiemoglobinica arteriosa pre- e post-duttale (SpO2) viene monitorata con un ossimetro di impulso messo sulla zampa anteriore destra ed entrambi hindlimb, rispettivamente. Fissare un monitor spettroscopio vicino infrarosso (NIRS) sopra la fronte con suture e una medicazione opaca.</li>
</ol>9. raccolta dei dati
<ol><li>Raccogliere e registrare i dati utilizzando un software di acquisizione dati. La figura 1 illustra invasivi e non invasiva parametri tra cui: sangue venoso arterioso e centrale di pressione, sinistra comune flusso di sangue arterioso carotideo, sinistra polmonare e duttali, ECG, SpO2, NIRS, ETCO2. Nota: Il set-up software e attrezzature per la raccolta dei dati può variare ed è oltre la portata di questo articolo.</li>
</ol>10. sperimentale protocollo
<ol><li>Occludere e tagliare il cordone ombelicale e spostare l'agnello dall'addome materno in un riscaldatore radiante.</li>
	<li>Durante il periodo di asphyxial, inserire un catetere venoso ombelicale per la somministrazione di epinefrina (0,01-0,03 mg/kg IV, al consigli NRP).</li>
	<li>Inserire un catetere arterioso ombelicale per raccogliere i gas del sangue arterioso post-duttale.</li>
	<li>Monitorare l'agnello per asistolia imminente, che può essere definita come l'assenza di pressione e flusso rilevato carotica.</li>
	<li>Assicurarsi che adeguato personale è disponibile e dedicare ogni persona per le seguenti attività: (1) il gestore di ventilazione e le vie respiratorie, (2) eseguire le compressioni del torace, (3) somministrare i farmaci, (4) prelevare campioni di sangue, (5) portare il codice.</li>
	<li>Iniziare la rianimazione fornendo ventilazione di pressione positiva (PPV) con un raccordo a T pallone rianimatore a pressioni di 35/5 cm H2O. avviare il timer di 20 min per protocollo sperimentale di rianimazione.</li>
	<li>
Dopo 30 s di ventilazione, iniziare le compressioni toraciche mettendo il pollice e le dita di una mano sui lati opposti del torace.
	<ol>
<li>Fornire le compressioni toraciche comprimendo le dita e il pollice insieme ad una profondità di circa 1/3.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Somministrare adrenalina a intervalli di 3 minuti.</li>
	<li>Continuare gli sforzi di rianimazione fino al ritorno di circolazione spontanea o fino a 20 min.</li>
	<li>Al ritorno di circolazione spontanea, continui fluidi IV (5 cc/kg/hr) e fentanil (0,5-2,0 mcg/kg/hr; titolato a effetto), vengono rese attraverso il catetere venoso giugulare precedentemente stabilito. Successivamente al periodo di rianimazione di 20 min, l'animale è eutanasia. Se agnelli non realizzare ROSC con 20 min, procedere con l'eutanasia.</li>
</ol>

<ol>
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C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ligating+the+ductus+arteriosus+before+birth+causes+persistent+pulmonary+hypertension+in+the+newborn+lamb.">Ligating the ductus arteriosus before birth causes persistent pulmonary hypertension in the newborn lamb.</a> Pediatr Res. 25 (3), 245-250 (1989).</li><li>Morin, F. C., Egan, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+hemodynamics+in+fetal+lambs+during+development+at+normal+and+increased+oxygen+tension.">Pulmonary hemodynamics in fetal lambs during development at normal and increased oxygen tension.</a> J Appl Physiol (1985). 73 (1), 213-218 (1992).</li><li>Morin, F. C., Egan, E. A., Ferguson, W., Lundgren, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+pulmonary+vascular+response+to+oxygen.">Development of pulmonary vascular response to oxygen.</a> Am J Physiol. 254 (3 Pt 2), H542-H546 (1988).</li><li>Rawat, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neonatal+resuscitation+adhering+to+oxygen+saturation+guidelines+in+asphyxiated+lambs+with+meconium+aspiration.">Neonatal resuscitation adhering to oxygen saturation guidelines in asphyxiated lambs with meconium aspiration.</a> Pediatr Res. , (2015).</li><li>Chandrasekharan, P. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+End-Tidal+Carbon+Dioxide+Monitoring+during+Resuscitation+of+Asphyxiated+Term+Lambs.">Continuous End-Tidal Carbon Dioxide Monitoring during Resuscitation of Asphyxiated Term Lambs.</a> Neonatology. 109 (4), 265-273 (2016).</li><li>Lakshminrusimha, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracheal+suctioning+improves+gas+exchange+but+not+hemodynamics+in+asphyxiated+lambs+with+meconium+aspiration.">Tracheal suctioning improves gas exchange but not hemodynamics in asphyxiated lambs with meconium aspiration.</a> Pediatr Res. 77 (2), 347-355 (2015).</li><li>Meuli, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+utero+surgery+rescues+neurological+function+at+birth+in+sheep+with+spina+bifida.">In utero surgery rescues neurological function at birth in sheep with spina bifida.</a> Nat Med. 1 (4), 342-347 (1995).</li><li>Meuli, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Creation+of+myelomeningocele+in+utero:+a+model+of+functional+damage+from+spinal+cord+exposure+in+fetal+sheep.">Creation of myelomeningocele in utero: a model of functional damage from spinal cord exposure in fetal sheep.</a> J Pediatr Surg. 30 (7), 1028-1032 (1995).</li><li>Adzick, N. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correction+of+congenital+diaphragmatic+hernia+in+utero.+IV.+An+early+gestational+fetal+lamb+model+for+pulmonary+vascular+morphometric+analysis.">Correction of congenital diaphragmatic hernia in utero. IV. An early gestational fetal lamb model for pulmonary vascular morphometric analysis.</a> J Pediatr Surg. 20 (6), 673-680 (1985).</li><li>Harrison, M. R., Bressack, M. A., Churg, A. M., de Lorimier, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correction+of+congenital+diaphragmatic+hernia+in+utero.+II.+Simulated+correction+permits+fetal+lung+growth+with+survival+at+birth.">Correction of congenital diaphragmatic hernia in utero. II. Simulated correction permits fetal lung growth with survival at birth.</a> Surgery. 88 (2), 260-268 (1980).</li><li>Turley, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrauterine+cardiothoracic+surgery:+the+fetal+lamb+model.">Intrauterine cardiothoracic surgery: the fetal lamb model.</a> Ann Thorac Surg. 34 (4), 422-426 (1982).</li><li>Reddy, V. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+utero+placement+of+aortopulmonary+shunts.+A+model+of+postnatal+pulmonary+hypertension+with+increased+pulmonary+blood+flow+in+lambs.">In utero placement of aortopulmonary shunts. A model of postnatal pulmonary hypertension with increased pulmonary blood flow in lambs.</a> Circulation. 92 (3), 606-613 (1995).</li><li>Hemway, R. J., Christman, C., Perlman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+3:1+is+superior+to+a+15:2+ratio+in+a+newborn+manikin+model+in+terms+of+quality+of+chest+compressions+and+number+of+ventilations.">The 3:1 is superior to a 15:2 ratio in a newborn manikin model in terms of quality of chest compressions and number of ventilations.</a> Arch Dis Child Fetal Neonatal Ed. 98 (1), F42-F45 (2013).</li><li>Solev&#229;g, A. L., Schm&#246;lzer, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimal+Chest+Compression+Rate+and+Compression+to+Ventilation+Ratio+in+Delivery+Room+Resuscitation:+Evidence+from+Newborn+Piglets+and+Neonatal+Manikins.">Optimal Chest Compression Rate and Compression to Ventilation Ratio in Delivery Room Resuscitation: Evidence from Newborn Piglets and Neonatal Manikins.</a> Frontiers in Pediatrics. 5 (3), (2017).</li><li>Solev&#229;g, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chest+compressions+in+newborn+animal+models:+A+review.">Chest compressions in newborn animal models: A review.</a> Resuscitation. 96, 151-155 (2015).</li></ol>

Gli autori non hanno conflitti di interesse di dichiarare

Il modello di agnello è paragonabile per dimensioni ai neonati umani e permette facili strumenti misurare le variabili emodinamiche invasive. Il modello di feto/neonato agnello è stato uno strumento prezioso di ricerca che riccamente ha contribuito alla comprensione della circolazione di transizione, come pure la fisiologia cardiovascolare e polmonare del neonato. Diversi modelli sperimentali di agnello sono stati istituiti nel corso degli anni per studiare strategie di ventilazione ottimale nel pretermine agnelli<sup ...

Asfissia perinatale si verifica in circa 4 per 1000 nati vivi a termine negli Stati Uniti ed è responsabile di circa il 25% delle morti neonatali 4 milioni in tutto il mondo1,2. Durante lo sviluppo naturale del feto, diversi adattamenti devono avvenire durante il travaglio e alla nascita per consentire una transizione senza soluzione di continuità da intra - all'ambiente extrauterina quando prendere i polmoni sul ruolo della placenta come l'organo dello scambio di gas. Qualsiasi guasto del neonato adeguatamente transizione alla nascita di ulteriori compromessi degli sforzi rianimatori. Casi in cui la rimozione del polmone fetale è incompleta o ritardata3,4e le circostanze che provocano un impatto di5 la resistenza vascolare polmonare alta persistente (PVR) l'efficacia della ventilazione, che rimane il più importante intervento nella rianimazione del neonato asfissiato6. Inoltre, bloccaggio immediato del cordone ombelicale e la rimozione della placenta bassa resistenza può portare a cambiamenti improvvisi di gittata cardiaca che possono causare la disfunzione miocardica7,8.
Data l'esigenza infrequente di rianimazione aggressiva (necessità di compressioni toraciche e/o somministrazione di epinefrina)1,9, c'è una mancanza di forte evidenza da grandi studi clinici randomizzati per sostenere la corrente linee guida del programma (NRP) di rianimazione neonatale. Molti studi di ricerca traslazionale in rianimazione neonatale sono condotti utilizzando modelli animali postnatale (specialmente i suinetti) che non riescono a descrivere adeguatamente la transizione circolazione fetale e fluido-riempita polmoni inerenti al neonato la consegna camera. Date le sfide uniche legate alla transizione dalla circolazione fetale alla circolazione neonatale, il modello di agnello fetale perinatale asfittica arresto cardiaco è ideale per studiare la fisiologia resuscitative neonato.
Gli studi condotti da Joseph Barcroft su fetale Agnelli, fin dal 1930, le basi per fisiologia fetale e neonatale10. Nella seconda metà del 20° secolo, esperimenti di innovativi e meticolosi di Geoffrey Dawes su fetale modelli di agnello, e più tardi quelli di Abraham Rudolph hanno contribuito enormemente alla conoscenza della fisiologia cardiovascolare e polmonare nel feto 11 , 12. negli ultimi anni, gli studi sui modelli di agnello fetale/neonatale hanno fornito una migliore comprensione dell'impatto della ventilazione su emodinamica13,14, gli effetti dell'ossigenazione del PVR15,16, così come le modifiche circolatorie che si verificano durante cavo di bloccaggio7,17. Infine, l'anno scorso, l'agnello appena nato ha servito come un nuovo modello per studiare gli effetti emodinamici durante la rianimazione18,19,20. Una narrazione dettagliata di ciò che è coinvolto nella conduzione di un esperimento di agnello, nonché una descrizione dettagliata delle strumentazioni chirurgiche e sarà presentata la metodologia sperimentale.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="819">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Babcock forceps</td>
			<td>Miltex</td>
			<td>16-44</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Blood pressure transducer</td>
			<td style="width:192px;">Becton Dickinson</td>
			<td style="width:211px;">P23XL-1</td>
			<td style="width:200px;">Used with saline filled diaphragm domes</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Blunt tipped scissors</td>
			<td style="width:192px;">Miltex</td>
			<td style="width:211px;">98SCS50-56</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Capnograph</td>
			<td style="width:192px;">Philips</td>
			<td style="width:211px;">7900</td>
			<td style="width:200px;">Used with Neonatal Flow Sensors</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cautery pencil</td>
			<td style="width:192px;">Valley Lab</td>
			<td style="width:211px;">287879</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cautery unit</td>
			<td style="width:192px;">Valley Lab</td>
			<td style="width:211px;">SSE2K</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Curved Forceps</td>
			<td style="width:192px;">Everost</td>
			<td style="width:211px;">711714</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Data acquisition software</td>
			<td style="width:192px;">Biopac Systems Inc.</td>
			<td style="width:211px;">ACK100W</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">EKG</td>
			<td style="width:192px;">Biopac Systems Inc.</td>
			<td style="width:211px;">ECG100C</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Endotracheal tube -cuffed</td>
			<td style="width:192px;">Rusch</td>
			<td style="width:211px;">111780035</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Flow modulator</td>
			<td style="width:192px;">Transonic Systems Inc.&#160;</td>
			<td style="width:211px;">T403</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Flow-probe</td>
			<td style="width:192px;">Transonic Systems Inc.&#160;</td>
			<td style="width:211px;">MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Gastric tube</td>
			<td style="width:192px;">Jorgensen Labs Inc.</td>
			<td style="width:211px;">J0106LE</td>
			<td style="width:200px;">To decompress and drain ewe stomach</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Hair clipper</td>
			<td style="width:192px;">Andis Company</td>
			<td style="width:211px;">65340</td>
			<td style="width:200px;">&#160;# 40 Clipper Blade</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Infant radiant warmer</td>
			<td>GE healthcare</td>
			<td>7810</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Intravenous catheters</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>381234</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Iris surgical scissors</td>
			<td style="width:192px;">Patterson</td>
			<td style="width:211px;">510585</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Kelly Foreceps</td>
			<td style="width:192px;">Patterson</td>
			<td style="width:211px;">510535</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mosquito Forceps</td>
			<td style="width:192px;">RICA Surgical Products INC</td>
			<td style="width:211px;">1-74</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Near-infrared spectroscopy</td>
			<td style="width:192px;">Nonin Medical Inc.&#160;</td>
			<td style="width:211px;">X-100M</td>
			<td style="width:200px;">Sensmart Equanox &#38; PureSAT</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">RSO2 Sensor</td>
			<td style="width:192px;">Nonin Medical Inc.&#160;</td>
			<td style="width:211px;">8004CB-NA</td>
			<td style="width:200px;">Neonatal&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Scalpel handle and blade</td>
			<td style="width:192px;">Everost</td>
			<td>707203</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Sutures -silk 2-0</td>
			<td style="width:192px;">Covidien</td>
			<td style="width:211px;">SS-695</td>
			<td style="width:200px;">Used for tying catheters to vessels</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Sutures -vicryl&#160; 2-0</td>
			<td style="width:192px;">Ethicon</td>
			<td style="width:211px;">J269H</td>
			<td style="width:200px;">Used for closing thoracotomy&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">T-piece resuscitator</td>
			<td>Neo-Tee</td>
			<td>MCM1050812</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Umbilical ties</td>
			<td style="width:192px;">Jorgensen Labs Inc.</td>
			<td>J0025UA</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Weitlander Retractor</td>
			<td style="width:192px;">Miltex</td>
			<td style="width:211px;">11-625</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the perinatal asphyxiated lamb model: a model for newborn resuscitation

Asfissia di nascita rappresenta quasi 1 milione di morti in tutto il mondo ogni anno ed è uno delle cause principali di morbilità neonatale precoce e mortalità. Molti aspetti degli attuali orientamenti di rianimazione neonatale rimangono discutibili, tenuto conto delle difficoltà nella conduzione di studi clinici randomizzati a causa della rara e spesso imprevedibile bisogno per rianimazione estesa. Maggior parte degli studi sulla rianimazione neonatale derivano da modelli di manichino che non riescono a riflettere veramente cambiamenti fisiologici o maialino che hanno cancellato il loro liquido polmonare e che hanno completato la transizione da fetale alla circolazione neonatale. Il presente protocollo fornisce una dettagliata descrizione dettagliata su come creare un modello di agnello fetale asfittica perinatale. Il modello proposto ha una circolazione di transizione e fluido-riempita polmoni, che imita i neonati umani dopo il parto e dunque, è un eccellente modello animale per studiare la fisiologia del neonato. Una limitazione importante per esperimenti di agnello è il più alto costo associato.

A seguito di strumentazione degli agnelli fetali, variabili emodinamiche possono essere registrate (Figura 3 e Figura 4), poi analizzato e interpretato (Figura 5). Possono essere raccolti campioni di sangue frequenti, e la figura 6 Mostra il pH e PaCO2 dati da uno degli esperimenti. Occasionalmente, i cateteri o sonde di flusso potrebbero funzionare male o ott...

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The Perinatal Asphyxiated Lamb Model: A Model for Newborn Resuscitation

La strumentazione invasiva dell'agnello fetale fornisce accurate misure fisiologiche della circolazione transizione in un modello che imita molto attentamente l'infante appena nato.

Il perinatale asfissiati agnello modello: Un modello per la rianimazione del neonato

Birth asphyxia accounts for nearly one million deaths worldwide each year, and is one of the primary causes of early neonatal morbidity and mortality. ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

10.7K Views.  University of California Davis. La strumentazione invasiva dell'agnello fetale fornisce accurate misure fisiologiche della circolazione transizione in un modello che imita molto attentamente l'infante appena nato.

Video: The Perinatal Asphyxiated Lamb Model: A Model for Newborn Resuscitation

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normotermico arresto cardiaco e rianimazione cardiopolmonare: un modello murino di ischemia-riperfusione

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Ricerca

Medicina

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO2. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes &#8211; but is not limited to &#8211; hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

Un modello di ratto di fibrillazione ventricolare e Rianimazione dal convenzionale chiuso petto Tecnica

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

A Piglet Model of Neonatal Hypoxic-Ischemic Encephalopathy

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the world&#8217;s 2.9 million neonatal deaths. Animal models of HIE have contributed to the understanding of the pathophysiology in HIE, and have highlighted the dynamic process that occur in brain injury due to perinatal asphyxia. Thus, animal studies have suggested a time-window for post-insult treatment strategies. Hypothermia has been tested as a treatment for HIE in pdiglet models and subsequently proven effective in clinical trials. Variations of the model have been applied in the study of adjunctive neuroprotective methods and piglet studies of xenon and melatonin have led to clinical phase I and II trials1,2. The piglet HIE model is further used for neonatal resuscitation- and hemodynamic studies as well as in investigations of cerebral hypoxia on a cellular level. However, it is a technically challenging model and variations in the protocol may result in either too mild or too severe brain injury. In this article, we demonstrate the technical procedures necessary for establishing a stable piglet model of neonatal HIE. First, the newborn piglet (&#60; 24 hr old, median weight 1500 g) is anesthetized, intubated, and monitored in a setup comparable to that found in a neonatal intensive care unit. Global hypoxia-ischemia is induced by lowering the inspiratory oxygen fraction to achieve global hypoxia, ischemia through hypotension and a flat trace amplitude integrated EEG (aEEG) indicative of cerebral hypoxia. Survival is promoted by adjusting oxygenation according to the aEEG response and blood pressure. Brain injury is quantified by histopathology and magnetic resonance imaging after 72 hr.

Hypoxic-ischemic encephalopathy following perinatal asphyxia can be studied using animal models. We demonstrate the procedures necessary for establishing a piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy.

Un modello di Piglet neonatale Hypoxic-ischemica Encefalopatia

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the ...

Breast Milk Enhances Growth of Enteroids: An Ex Vivo Model of Cell Proliferation

Human small intestinal enteroids are derived from the crypts and when grown in a stem cell niche contain all of the epithelial cell types. The ability to establish human enteroid ex vivo culture systems are important to model intestinal pathophysiology and to study the particular cellular responses involved. In recent years, enteroids from mice and humans are being cultured, passaged, and banked away for future use in several laboratories across the world. This enteroid platform can be used to test the effects of various treatments and drugs and what effects are exerted on different cell types in the intestine. Here, a protocol for establishing primary stem cell-derived small intestinal enteroids derived from neonatal mice and premature human intestine is provided. Moreover, this enteroid culture system was utilized to test the effects of species-specific breast milk. Mouse breast milk can be obtained efficiently using a modified human breast pump and expressed mouse milk can then be used for further research experiments. We now demonstrate the effects of expressed mouse, human, and donor breast milk on the growth and proliferation of enteroids derived from neonatal mice or premature human small intestine.

Breast Milk Enhances Growth of Enteroids: An Ex Vivo Model of Cell Proliferation

This protocol describes how to establish an enteroid culture system from neonatal mouse or premature human intestine as well as an efficient method to collect milk from mice.

Latte materno aumenta la crescita di Enteroids: un modello Ex Vivo di proliferazione delle cellule

Human small intestinal enteroids are derived from the crypts and when grown in a stem cell niche contain all of the epithelial cell types. The ability to ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Misurazione di contrattilità isometrica dell'arteria mesenterica Mouse con filo Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

The Lower Body Positive Pressure Treadmill for Knee Osteoarthritis Rehabilitation

Here, based on a clinician&rsquo;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in addition to a clinical, functional assessment methodology, including details for further encouragement of the development of non-drug surgical intervention strategies in knee osteoarthritis patients. However, we only present the effect of LBPP training in improvement of pain and knee function in one patient through three-dimensional gait analysis. The exact, long-term effects of this approach should be explored in future studies.

Here, based on a clinician&#8217;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in addition to a clinical, functional assessment methodology, including details for further encouragement of the development of non-drug surgical intervention strategies in knee osteoarthritis patients. However, we only present the effect of LBPP training in improvement of pain and knee function in one patient through three-dimensional gait analysis. The exact, long-term effects of this approach should be explored in future studies.

Il tapis roulant a pressione positiva del corpo inferiore per la riabilitazione dell'osteoartrite del ginocchio

Here, based on a clinician&rsquo;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in ...

Noninvasive Electrocardiography in the Perinatal Mouse

Electrocardiography (ECG) has long been relied upon as an effective and reliable method of assessing cardiovascular (and cardiopulmonary) function in both human and animal models of disease. Individual heart rate, rhythm, and regularity, combined with quantitative parameters collected from ECG, serve to assess the integrity of the cardiac conduction system as well as the integrated physiology of the cardiac cycle. This article provides a comprehensive description of the methods and techniques used to perform a noninvasive ECG on perinatal and neonatal mouse pups as early as the first postnatal day, without requiring the use of anesthetics. This protocol was designed to directly address a need for a standardized and repeatable method for obtaining ECG in newborn mice. From a translational perspective, this protocol proves to be entirely effective for characterization of congenital cardiopulmonary defects generated using transgenic mouse lines, and particularly for analysis of defects causing lethality at or during the first postnatal days. This protocol also aims to directly address a gap in the scientific literature to characterize and provide normative data associated with maturation of the early postnatal cardiac conduction system. This method is not limited to a specific postnatal timepoint, but rather allows for ECG data collection in neonatal mouse pups from birth to postnatal day 10 (P10), a window that is of critical importance for modeling human diseases in vivo, with particular emphasis on congenital heart disease (CHD).

Here, we present a noninvasive electrocardiography (ECG) protocol, optimized for early postnatal mice, that does not require the use of anesthetics.

Elettrocardiografia non invasiva nel topo perinatale

Electrocardiography (ECG) has long been relied upon as an effective and reliable method of assessing cardiovascular (and cardiopulmonary) function in both ...

A Murine Model of Fetal Exposure to Maternal Inflammation to Study the Effects of Acute Chorioamnionitis on Newborn Intestinal Development

Chorioamnionitis is a common precipitant of preterm birth and is associated with many of the morbidities of prematurity, including necrotizing enterocolitis (NEC). However, a mechanistic link between these two conditions remains yet to be discovered. We have adopted a murine model of chorioamnionitis involving lipopolysaccharide (LPS)-induced fetal exposure to maternal inflammation (FEMI). This model of FEMI induces a sterile maternal, placental, and fetal inflammatory cascade, which is also present in many cases of clinical chorioamnionitis. Although models exist that utilize live bacteria and more accurately mimic the pathophysiology of an ascending infection resulting in chorioamnionitis, these methods may cause indirect effects on development of the immature intestinal tract and the associated developing microbiome. Using this protocol, we have demonstrated that LPS-induced FEMI results in a dose-dependent increase in pregnancy loss and preterm birth, as well as disruption of normal intestinal development in offspring. Further, we have demonstrated that FEMI significantly increases intestinal injury and serum cytokines in offspring, while simultaneously decreasing goblet and Paneth cells, both of which provide a first line of innate immunity against intestinal inflammation. Although a similar model of LPS-induced FEMI has been used to model the association between chorioamnionitis and subsequent abnormalities of the central nervous system, to our knowledge, this protocol is the first to attempt to elucidate a mechanistic link between chorioamnionitis and later perturbations in intestinal development as a potential link between chorioamnionitis and NEC.

We developed a model of chorioamnionitis to simulate fetal exposure to maternal inflammation (FEMI) without complications of live organisms to examine the effects of FEMI on development of the offspring&#8217;s intestinal tract. This allows for study of mechanistic causes for development of intestinal injury following chorioamnionitis.

Un modello murino di esposizione fetale all'infiammazione materna per studiare gli effetti della corioamionite acuta sullo sviluppo intestinale appena nato

Chorioamnionitis is a common precipitant of preterm birth and is associated with many of the morbidities of prematurity, including necrotizing ...

Sterile Pericarditis in Aachener Minipigs As a Model for Atrial Myopathy and Atrial Fibrillation

Atrial fibrillation (AF) is the most common arrhythmia caused by structural remodeling of the atria, also called atrial myopathy. Current therapies only target the electrical abnormalities and not the underlying atrial myopathy. For the development of novel therapies, a reproducible large animal model of atrial myopathy is necessary. This paper presents a model of sterile pericarditis-induced atrial myopathy in Aachener minipigs. Sterile pericarditis was induced by spraying sterile talcum and leaving a layer of sterile gauze over the atrial epicardial surface. This led to inflammation and fibrosis, two crucial components of the pathophysiology of atrial myopathy, making the atria susceptible to the induction of AF. Two pacemaker electrodes were positioned epicardially on each atrium and connected to two pacemakers from different manufacturers. This strategy allowed for repeated non-invasive atrial programmed stimulation to determine the inducibility of AF at specified time points after surgery. Different protocols to test AF inducibility were used. The advantages of this model are its clinical relevance, with AF inducibility and the rapid induction of inflammation and fibrosis-both present in atrial myopathy-and its reproducibility. The model will be useful in the development of novel therapies targeting atrial myopathy and AF.

We describe a sterile pericarditis model in minipigs to study atrial myopathy and atrial fibrillation (AF). We present surgical and anesthetic techniques, strategies for vascular access, and a protocol to study the inducibility of AF.

Pericardite sterile in Aachener Minipigs come modello per la miopatia atriale e la fibrillazione atriale

Atrial fibrillation (AF) is the most common arrhythmia caused by structural remodeling of the atria, also called atrial myopathy. Current therapies only ...

Effect of Hyaluronic Acid 35 kDa on an In Vitro Model of Preterm Small Intestinal Injury and Healing Using Enteroid-Derived Monolayers

In vitro scratch wound assays are commonly used to investigate the mechanisms and characteristics of epithelial healing in a variety of tissue types. Here, we describe a protocol to generate a two-dimensional (2D) monolayer from three-dimensional (3D) non-human primate enteroids derived from intestinal crypts of the terminal ileum. These enteroid-derived monolayers were then utilized in an in vitro scratch wound assay to test the ability of hyaluronan 35 kDa (HA35), a human milk HA mimic, to promote cell migration and proliferation along the epithelial wound edge. After the monolayers were grown to confluency, they were manually scratched and treated with HA35 (50 &#181;g/mL, 100 &#181;g/mL, 200 &#181;g/mL) or control (PBS). Cell migration and proliferation into the gap were imaged using a transmitted-light microscope equipped for live-cell imaging. Wound closure was quantified as percent wound healing using the Wound Healing Size Plugin in ImageJ.&#160;The scratch area and rate of cell migration and the percentage of wound closure were measured over 24 h. HA35 in vitro accelerates wound healing in small intestinal enteroid monolayers, likely through a combination of cell proliferation at the wound edge and migration to the wound area. These methods can potentially be used as a model to explore intestinal regeneration in the preterm human small intestine.

Effect of Hyaluronic Acid 35 kDa on an In Vitro Model of Preterm Small Intestinal Injury and Healing Using Enteroid-Derived Monolayers

This protocol describes a method to establish and perform a scratch wound assay on two-dimensional (2D) monolayers derived from three-dimensional (3D) enteroids isolated from non-human primate ileum.

Effetto dell'acido ialuronico 35 kDa su un modello in vitro di danno intestinale pretermine e guarigione mediante monostrati di derivazione enteroide

In vitro scratch wound assays are commonly used to investigate the mechanisms and characteristics of epithelial healing in a variety of tissue types. ...