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要約

このプロトコルは、皮質虚血性脳卒中後のNeurod1のウイルス媒介性異所性発現を説明しています。Neurod1は、(1)脳卒中後の亜急性期(7日間)に野生型マウスにCre-Flex AAVシステムを使用して、(2)脳卒中後の慢性期(21日間)に条件付きレポーターマウスに単一のAAVベクターを使用して送達されます。

要約

in vivoでの神経原性因子の異所性発現は、疾患モデルで失われたニューロンを置き換えるための有望なアプローチとして浮上しています。レトロウイルス、レンチウイルス、アデノ随伴ウイルス(AAV)などの非伝播性ウイルス様粒子系を介した神経塩基性ヘリックスループヘリックス(bHLH)転写因子の使用が広く報告されています。in vivo実験では、AAVは病原性が低く、翻訳可能性が高いため、ますます使用されるようになっています。このプロトコルは、虚血性脳卒中後の形質導入細胞における転写因子の異所性発現を調査するための 2 つの AAV システムについて説明しています。どちらのシステムでも、Neurod1の発現は短いGFAP(gfaABC(1)D)プロモーターによって制御されており、脳卒中後の反応性アストロサイトや、神経原性因子の発現と組み合わせた場合の内因性ニューロンでアップレギュレーションされます。記載されている虚血性脳卒中モデルでは、マウスの運動皮質にエンドセリン-1(ET-1)を注入することにより、局所虚血が誘発され、反応性GFAP発現アストロサイトと生存ニューロンに囲まれた病変が作成されます。脳卒中後の亜急性期(7日)および慢性期(21日)にNeurod1の発現を異所的に誘導するために、AAVの脳内注射が行われます。AAV注射後数週間以内に、異所性にNeurod1を発現するマウスでは、AAVコントロールウイルスを投与されたマウスと比較して、形質導入細胞中のニューロンの数が有意に多く同定されます。使用したAAVベースの戦略は、軽度から中等度の皮質脳卒中のモデルでレポーター遺伝子を発現するニューロンの数の増加の観察結果を再現しました。このプロトコルは、AAV ベースのシステムで送達される転写因子の異所性発現の影響を調査するための標準プラットフォームを確立し、脳卒中の文脈における神経原性因子発現の理解に貢献します。

概要

脳卒中は、世界中で障害の主な原因です1。脳卒中は、脳への血流が妨げられたときに発生します。これは、脳内の血管が破裂する出血性脳卒中(症例の~15%)、または脳への血流が遮断される虚血性脳卒中のいずれかで発生する可能性があります1。虚血性脳卒中は最も多く、脳卒中症例の~85%を占めています1。脳卒中は、脳へのグルコースと酸素の供給を減少させ、神経細胞の迅速な死と神経機能の障害につながります。

虚血性脳卒中は、興奮毒性、酸化的およびニトロソ化ストレス、カルシウム調節不全、皮質拡散脱分極、浮腫、血液脳関門(BBB)の破壊、および炎症のメカニズムを通じて、病変の中心部で数分以内に細胞が失われます2,3。梗塞周囲領域の細胞は、脳卒中後数時間以内に、数日間、アポトーシス細胞死を起こします4。梗塞周囲の環境は、損傷後に多様な役割を果たすミクログリアとアストロサイト(「反応性」アストロサイト)の活性化につながる炎症誘発性および抗炎症性のシグナルにさらされます5,6,7,8。反応性星状細胞は、グリア線維性酸性タンパク質(GFAP)のアップレギュレーション、および脳卒中後数日以内に病変の周囲に境界が形成されることを含む多くの表現型の変化を経ます。これは、病変の範囲を制限するのに役立つだけでなく、損傷した組織内の神経可塑性にも影響を与えます8,9,10。

直接的な細胞リプログラミングは、多能性状態を経ることなく、1つの成熟細胞タイプを別の成熟細胞タイプに変換することを可能にする11。常在する脳細胞を新しいニューロンに変えて、損傷で失われた細胞を置き換えることは、脳の回復のための魅力的な道筋を示しています。脳卒中は、失われたニューロンを置き換え、治療期間を広げ、最終的には機能回復を促進する治療法が必要であることを考えると、細胞ベースの治療の理想的な標的です。この目的のために、Ascl1、Neurog2、Neurod1、そして最近ではAscl1の変異型(Ascl1-SA6)を含むさまざまな基本-ヘリックス-ループ-ヘリックス(bHLH)神経原性転写因子を使用して、アストロサイトからニューロン(AtN)へのリプログラミングをin vitroおよびin vivoで実証する多くの論文があります11,12,13,14.考慮すべき重要なことは、結果、解釈、および研究間の比較に影響を与える可能性のある多くの実験計画因子です。Ghazaleらは、同じbHLH転写因子14を使用した場合、AtNのリプログラミング効率が異なるマウス株、AAV血清型、およびプロモーター間で異なることを実証しました。損傷モデル、脳領域、ウイルス投与、遺伝子送達のタイミング、リプログラミング因子、送達のモードなど、その他の考慮事項が結果に影響を与えます。最近の報告では、既存の形質導入されたニューロンが再プログラムされたニューロンと誤って解釈されていることが示されている15,16。これらの報告は必ずしもAtN変換が起こることを否定するものではありませんが、これらの研究は適切に制御された実験の重要性を強調しており、いくつかの論文は、この分野での次のステップについての推奨事項を示しています15,17,18,19。文献から明らかなことは、bHLH転写因子の異所性発現が、神経変性疾患/損傷の様々な動物モデルにおける機能的転帰を改善できることである13,20,21,22,23,24。

本明細書では、目的の転写因子であるこのプロトコルNeurod1は、形質導入細胞13,22において異所的に発現される。成体マウスの感覚運動皮質への虚血性脳卒中の確立されたエンドセリン-1(ET-1)モデルが使用されます。ET-1の注射は、機能障害22,23,25を含む虚血性脳卒中の病態生理学を模倣した局所血管収縮を引き起こします。一般的に使用されているshort-GFAPプロモーター(gfaABC(1)D)は、(1)野生型マウスにおけるAAV5-CAG-Flex::GFP+AAV5-GFAP-Neurod1-Cre送達と(2)tdTom-CreレポーターマウスにおけるAAV5-GFAP-Neurod1-Cre送達の2つのウイルス戦略を用いて、損傷部位および病変周囲領域におけるNeurod1の異所性発現を促進するために使用されます。脳卒中損傷を受けた脳におけるNeurod1の異所性発現の可能性をさらに理解するために、AAVは脳卒中後の亜急性期(7日間)または慢性期(21日間)に送達されました。どちらのパラダイムでも、異所性Neurod1発現後数週間以内に有意に多くの標識ニューロンが見つかりました。

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プロトコル

このプロトコルは、トロント大学のアニマルケア委員会によって承認され、 実験動物のケアと使用に関するガイド (第2版、 カナダ動物ケア評議会、2017年)に準拠しています。本研究では、野生型(C57BL/6J)およびトランスジェニックtdTom-Creレポーター(B6.Cg-Gt(ROSA)26Sortm14(CAG-tdTomato)Hze/J)22 マウス系統を用いた。マウスは7〜9週齢で、オスとメスの両方が含まれていました。使用した試薬や機器の詳細は 、資料表に記載されています。

1. エンドセリン-1脳卒中手術

注:すべての手術器具および材料は、手術前にオートクレーブで滅菌されます。定位固定装置フレームはPREemptで滅菌されます。シリンジは、手術前にPREempt、70%アルコールで滅菌され、滅菌PBSでプライミングされます。エンドセリン-1(ET-1)は、手術中ずっと氷上に保存されます。

  1. 手術を開始する前に、37°Cに設定された加熱パッドに清潔なケージを置いて、回復エリアを設定します。 または、ヒーティングランプを使用している場合は、ケージの半分だけを熱の下に置きます。
    1. イソフルランを使用してマウスに麻酔をかけるには、動物管理委員会によって承認されたプロトコルに従ってください。マウスを麻酔誘導チャンバーに置き、酸素を1〜1.5 L / minにオンにしてから、イソフルラン気化器を3%〜5%に調整して麻酔を開始します。
  2. 動物が横になって立ることができなくなったら、動物をチャンバーから取り出し、きれいな面に置きます。手術前および手術中につま先のつま先つまみ反射がないことを確認することにより、動物が適切に麻酔されていることを確認してください。
    1. 麻酔器から伸びたノーズコーンを動物に固定し、イソフルランを1%〜2%に調整してメンテナンスします。イソフルランへの曝露を最小限に抑えます(誘導の場合は3%-5%で5分間、残りの時間は1%-2%)、手順が完了するまでに最大40分かかる場合があるためです。
  3. 動物の毛のトリマーを使用して、首/耳の後ろから動物の鼻までの毛皮を取り除き、手術のために頭蓋骨の皮膚を露出させます。
  4. 動物の体重を量り、体重に基づいて適切な用量の術前鎮痛薬(メロキシカム(2.0 mg / kg))を皮下投与します。.
  5. マウスの各眼に眼用潤滑剤軟膏を塗布し、麻酔中の角膜の乾燥を防ぎます。
  6. 毛皮で切り取った皮膚領域(ステップ1.3)を70%エタノールで滅菌し、続いてクロルヘキシジンアルコールを2回滅菌して手術野を形成します。
  7. マウスをマウスの定位固定装置フレームに移すには、まずマウスの鼻を定位固定装置の鼻円錐に置き、次にイヤーバーで頭蓋骨を安定させます。マウスを37°Cに設定した加熱パッドの上に置いて、手術中ずっと熱サポートします。イソフルランを1%〜2%に維持して、マウスが1呼吸/秒の呼吸数を示すようにします。
  8. 必要に応じて、処置中の角膜の乾燥を防ぐために、目の潤滑剤を繰り返し塗布します。マウスの体、耳の下に滅菌外科用ドレープを塗布して、滅菌野のサイズを広げます。
  9. #10メスの刃を使用して、目の中点の後ろから後頭部(頭頂骨)まで、動物の矢状面に平行な垂直切開を行います。皮膚を側面に向かってゆっくりと引っ込めて、頭蓋骨を露出させます。
  10. Qチップを使用して頭蓋骨の筋膜を乱し、頭蓋骨を乾燥させてブレグマを露出させます。
  11. .018インチのドリルビットを備えた高速定位固定装置ドリルを運ぶドリルホルダーを備えたマニピュレーターアームをセットアップします。
  12. 右感覚運動皮質の座標、ブレグマの外側2.25mm、吻側+0.0mm、吻側+1.0mm、尾側からブレグマまでの座標に、高速定位固定装置ドリルで3つのバリ穴(直径.018インチ)をドリルします。
  13. ドリルを26インチの長い針が付いた0.375Gシリンジと交換します。
  14. 滅菌PBSに溶解した400μM ET-1 1.5 μLをシリンジにロードします。良好な流れを確保するために、針の先端に液滴が観察されるまで、少量のET-1を放出します。滅菌済みのQチップを使用して、注射を行う前に余分な部分を拭き取ります。
  15. 硬膜に穴を開けずに、針の先端を頭蓋骨を過ぎて中央のバリ穴(右感覚運動皮質の+ 0.0前方および2.25 mmのブレグマの外側)に下げます。位置合わせが完了したら、針を脳内に1mm下げます。
  16. ET-1 1 μL を 0.1 μL ずつ分注して 1 μL を注入します。ハミルトンシリンジのプランジャーを前方に押して0.1μLを分注し、次の0.1μLを注入する前に1分間待ってから、1μLが分注されるまで注入します。
    1. 最後の0.1 μLを分注した後(0.1 μL x 10回の注入= 合計1 μL)、逆流を防ぐために針を10分間所定の位置に保持し、その後ゆっくりと上向きに引き出してシリンジを取り外してください。
  17. 注射中に針が詰まらないように、針の先端に滴が観察されるまで、少量のET-1を放出します。滅菌済みのQチップを使用して、注射を行う前に余分な部分を拭き取ります。次の動物にPREemptを注入する前にシリンジを滅菌し、続いて70%アルコールを注入し、次にPBSを滅菌します。
  18. 傷を閉じるには、4-0ポリソルブポリエステル滅菌縫合糸を使用して、頭蓋骨の上にある皮膚を縫合します。
  19. 縫合した部分に綿棒を使用して抗生物質軟膏を投与し、術後の感染を防ぎます。
  20. マウスを脳定位固定装置フレームから取り外し、回復エリアの清潔で予熱された動物用ケージに移します。イソフルラン気化器と酸素の電源を切ります。
  21. 麻酔からの回復期間中、ケージを加熱パッドの上に置いておきます。または、加熱ランプを使用する場合は、マウスをランプの下のケージの側面に置き、マウスが麻酔から目覚めたときにマウスがケージの冷たい側に移動できるようにして、過熱を防ぎます。マウスが麻酔から出てくるのを次の5〜10分で監視します。
  22. 次の3日間マウスを監視し(体重モニタリング)、術後ケア(水分補給を確保するための湿ったマッシュチャウ)、および鎮痛薬(2 mg / kgメロキシカム、1日2回皮下、2〜3日間)を提供する地元の動物管理委員会が定めた規制に従って。

2. 脳卒中後アデノ随伴ウイルス(AAV)の送達(亜急性モデル7日または慢性モデル21日)

注意: AAVの使用については、施設のバイオセーフティガイドラインを参照してください。トロント大学のガイドラインによると、この手術は封じ込めレベル2バイオセーフティキャビネットで行われます。

注:すべての手術器具および材料は、手術前にオートクレーブで滅菌されます。定位固定装置フレームはPREemptで滅菌されます。シリンジは、70%アルコールのPREemptで滅菌され、滅菌PBSでプライミングされます。AAVは、手術中ずっと氷上に保管されます。

  1. 手術を開始する前に、37°Cに設定された加熱パッドに清潔なケージを置いて、回復エリアを設定します。 または、ヒーティングランプを使用している場合は、ケージの半分だけを熱の下に置きます。
    1. イソフルランを使用してマウスを麻酔するには、マウスを麻酔導入チャンバーに入れ、酸素を1〜1.5 L / minにオンにし、イソフルラン気化器を3%〜5%に調整して麻酔を開始します(Instutionly承認されたプロトコルに従います)。
  2. 動物が横になり、きれいな面に立つことができなくなったら、動物をチャンバーから取り出します。手術前および手術中につま先のつま先つまみ反射がないことを確認することにより、動物が適切に麻酔されていることを確認してください。
    1. 麻酔器から伸びたノーズコーンを動物に固定し、イソフルランを1%〜2%に調整してメンテナンスします。イソフルランへの曝露を最小限に抑えます(誘導の場合は3%-5%で5分間、残りの時間は1%-2%)、手順が完了するまでに最大40分かかる場合があるためです。
  3. 動物の体重を量り、体重に基づいて適切な用量の術前鎮痛薬(メロキシカム(2.0 mg / kg))を皮下投与します。.
  4. マウスの各眼に眼用潤滑剤軟膏を塗布し、麻酔下での角膜乾燥を防ぎます。
  5. 毛皮で刈り取られた皮膚領域を70%エタノールで滅菌し、続いてクロルヘキシジンアルコールを2回投与して手術野を形成します。
  6. マウスをマウスの定位固定装置フレームに移すには、まずマウスの鼻を定位固定装置の鼻円錐に置き、次にイヤーバーで頭蓋骨を安定させます。マウスを37°Cに設定した加熱パッドの上に置いて、手術中ずっと熱サポートします。イソフルランを1%〜2%に維持して、マウスが1呼吸/秒の呼吸数を示すようにします。
  7. 必要に応じて、処置中の角膜の乾燥を防ぐために、目の潤滑剤を繰り返し塗布します。マウスの体、耳の下に滅菌外科用ドレープを塗布して、滅菌野のサイズを拡張します。
  8. まだ存在する場合は、手術用ハサミで縫合糸を切断し、鉗子でかさぶたを取り除きます。皮膚を引っ込めて頭蓋骨を露出させます。
    注:慢性モデルの場合、#10メスブレードで皮膚を切除する必要がある場合があります。
  9. 滅菌済みのQチップを使用して頭蓋骨を乾燥させ、バリ穴を見つけます。
  10. 定位固定装置のマニピュレーターアームを、長さ0.375インチの針が付いた26Gシリンジを搭載したニードルホルダーでセットアップします。
  11. 3.4 μL の AAV (1 x 109 Genome Copies(GC)/μL、慢性研究の場合は 1 x 1010 GC/μL) をシリンジにロードします。流れが良好であることを確認するには、針の先端に液滴が観察されるまで、少量のAAVを放出します。滅菌済みのQチップを使用して、注射を行う前に余分な部分を拭き取ります。
  12. ET-1 に使用される最初のバリ穴 (右感覚運動皮質の + 0.0 前方、2.25 mm のブレグマ) で頭蓋骨を越えて針の先端を下げます。位置合わせが完了したら、針を脳内に1mm下げます。(0 AP、+2.25 ML、ブレグマから-1.0 DV)。
  13. AAV 1 μL (急性期試験の場合は 1 x 109 GC/μL、慢性試験の場合は 1 x 1010 GC/μL) を一度に 0.1 μL 分注して注入します。ハミルトンシリンジのプランジャーを前方に押して0.1μLを分注し、次の0.1μLを注入する前に1分間待ちます。1 μLが分注されるまで注入します。最後の0.1 μLを分注した後(0.1 μL x 10回の注入= 合計1 μL)、逆流を防ぐために針を10分間所定の位置に保持し、その後ゆっくりと上向きに引き出してシリンジを取り外してください。
  14. 注射中に針が詰まらないように、針の先端に滴が観察されるまで、少量のAAVを放出します。滅菌済みのQチップを使用して、注射を行う前に余分な部分を拭き取ります。
  15. 残りの 2 つのバリ穴 (右感覚運動皮質の +1 AP、+2.25 ML、-1.0 DV、および -1 AP、+2.25 ML、-1.0 DV mm) への AAV 注入について、手順 2.11 から 2.14 を繰り返します。次の動物にPREemptを注入する前に注射器を滅菌し、次に70%アルコールを注入し、最後に滅菌PBSを注入します。
  16. 傷を閉じるには、4-0ポリソルブポリエステル滅菌縫合糸を使用して、頭蓋骨の上にある皮膚を縫合します。
  17. 縫合した部分に綿棒を使用して抗生物質軟膏を投与し、術後の感染を防ぎます。
  18. マウスを脳定位固定装置フレームから取り外し、回復エリアの清潔で予熱された動物用ケージに移します。イソフルラン気化器と酸素の電源を切ります。
  19. マウスをケージ内に入れ、ケージの外側をPREemptと70%アルコールで滅菌してから、麻酔からの回復のために加熱パッドの上に置きます。
    1. または、加熱ランプを使用する場合は、マウスをランプの下のケージの側面に置き、マウスが麻酔から目覚めたときにマウスがケージの涼しい側に移動できるようにして、過熱を防ぎます。マウスが麻酔から出てくるのを次の5〜10分で監視します。
  20. 次の3日間マウスを監視し(体重モニタリング)、術後ケア(水分補給を確保するための湿ったマッシュチャウ)と鎮痛薬(2 mg / kgメロキシカム、1日2回皮下、2〜3日間)を提供する地元の動物管理委員会が定めた規制に従って。

3. 組織の準備と解剖

  1. マウスを安楽死させるには、マウスにトリブロモエタノール(アベルチン)(濃度12.5 mg / mL、250 mg / BW(kg))を腹腔内注射し、完全導入のために2〜3分間待ちます。ケージからマウスを取り出し、つま先のつま先つまみ反射がないことを確認して、動物が適切に麻酔されていることを確認してください。
  2. ヒュームフードで、生理食塩水と続いて4%パラホルムアルデヒドで経心電26 を実行します。安楽死させた動物の頭に70%エタノールを浸すまでスプレーします。
  3. 大きなハサミを使って頭蓋骨の付け根で頭を切り落とします。まっすぐな4-1 / 2インチの虹彩はさみを使用して、頭蓋骨全体の正中線に沿って皮膚を切り開きます。皮膚を引っ込めて頭蓋骨を露出させます。
  4. 首の脊髄腔の開口部から、虹彩はさみを挿入し、矢状および前頭間縫合糸に沿って頭蓋骨を切り込みます。
  5. 次に、2つの眼窩にハサミを挿入し、前頭鼻縫合糸を切断します。
  6. 特に脳を傷つけないように注意してください。頭蓋骨プレートを左右にこじ開けて、脳が露出するまで開きます。
  7. 脳を4%パラホルムアルデヒドを含むシンチレーションバイアルに移します。脳を4%パラホルムアルデヒドに4°Cで4時間保持します。
  8. 次に、4%のパラホルムアルデヒドを30%のスクロースに置き換えることにより、脳を凍結保護します。脳がバイアルの底に沈むまで(~12時間)、脳を30%スクロースに4°Cで保持します。

4.凍結した脳の切片化

  1. クライオスタットチャンバーの温度を-20°Cから-26°Cの間に設定します。
  2. 小脳を横切って冠状に切断し、脳の平らな尾側部分を最適な切断温度化合物(OCT)を備えたクライオスタットチャックに取り付けます。
  3. 脳のあるチャックをディスクホルダーに置き、嗅球をナイフの刃に合わせます。
  4. 脳を厚さ20μmの冠状スライスに切片化します。切片化された脳のスライスに縞や引っかき傷が入らないように、切片化プラットフォームにテープを貼って、アンチローリングプレートとプラットフォームの間に小さな隙間を作ります。ペイントブラシを使用して、正に帯電したスライドガラスにキャプチャする前に、セクションの向きを調整できます。
  5. 脳切片を含むスライドは-20°Cで保存してください。

5. 免疫組織化学および定量

  1. 汎ニューロンマーカーであるNeuNに対する一次抗体を使用して、免疫組織化学の切片を標準プロトコル22,26に従って処理します。
  2. 凍結保存した脳切片を室温で5分間解凍します。切片を1倍リン酸緩衝生理食塩水(PBS)でそれぞれ5分間3回洗浄します。
  3. 0.3% Triton X-100のPBS溶液で切片を室温で20分間インキュベートし、透過処理します。
  4. ブロッキング溶液(5%正常ヤギ血清および0.3%Triton X-100 in PBS)を調製し、ブロッキング溶液中の切片を室温で1時間インキュベートします。
  5. 一次抗体であるrabbit anti-NeuNをブロッキング溶液中で1:500の比率で希釈します。切片を一次抗体溶液と入れて4°Cで一晩インキュベートします。
  6. 切片を0.3% Triton X-100含有PBS溶液で3回、各洗浄で5分間洗浄します。
  7. 二次抗体であるヤギ抗ウサギ568または488をPBSで1:1000の比率で希釈します。切片を二次抗体溶液と室温で1時間インキュベートし、光から保護します。
  8. 0.3% Triton X-100をPBS溶液で3回、各5分間洗浄します。切片をDAPI(PBS中1:10,000)で室温で5分間インキュベートします。
  9. 切片をPBSでさらに3回、それぞれ5分間洗浄します。蛍光封入剤とガラスカバースリップを使用して、ステンドした部分をスライドガラスに取り付けます。取り付けられたスライドを一晩乾かします。
  10. 20倍対物レンズと共焦点顕微鏡を使用して、各動物の3つの異なる冠状切片(前方の脳梁の交差部と後方の交連部の交差の解剖学的領域の間)の脳卒中病変の周りのReporter+細胞のビューを取得するために、染色スライドを画像化します。
    注意: AAVスプレッドの距離は半球内で異なります。しかし、私たちの経験とReporter+細胞の組織後プロセシング分析に基づくと、AAVの広がりは一般にブレグマから約+3 mmから-3 mmに及びます。脳梁が正中線を横切る領域と前交連接続の間の領域にある脳卒中病変の周囲のレポーター+細胞(NeuNの不在/まばらな染色によって識別される)を定量化する必要があります。
  11. 形質導入ニューロンの定量化には、共局在解析を行います。脳切片中のダブルポジティブ細胞(Reporter+NeuN+)の数と形質導入細胞の総数(Reporter+)を手動でカウントします。本明細書の結果について、マウス当たりの3つの冠状切片から、病変(内側、外側、および下)を囲む>3の視野を数えた。

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結果

野生型(C57BL/6J)およびトランスジェニックtdTom-Creレポーター株(具体的にはB6.ET-1脳卒中傷マウスには、Cg-Gt(ROSA)26Sortm14(CAG-tdTomato)Hze/J)22 2つのAAV5ベースのシステムが使用されました(図1A-C)。脳卒中の亜急性モデルでは、Neurod1をCre-Flex AAVシステムにパッケージ化し、脳卒中後7日目に野?...

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ディスカッション

このプロトコルは、軽度から中等度のET-1皮質脳卒中モデルのコンテキストでNeurod1の異所性発現を調査するための2つのAAVシステムとマウスモデルについて詳しく説明します。ET-1 脳卒中に関連する多くの重要なステップは、損傷の再現性と一貫性のために考慮することが重要です。バリ穴は、意図しない外科的損傷を防ぐために、硬膜に穴を開けずに慎重に穴?...

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開示事項

著者は、競合する利益を宣言しません。

謝辞

この研究は、Heart and Stroke Foundation、Ontario Institute of Regenerative Medicine、Canada First Research Excellence Fund(Medicine by Design、MbD)、Connaught Innovation Award(トロント大学)の支援を受けました。

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資料

NameCompanyCatalog NumberComments
#77 Drill Bit (.018”)David Kopf Instruments8177
AAV5-GFAP(0.7)-mNeurod1-2A-iCreVector Biolabs
Absorbable Suture with Needle Polysorb™ Polyester CV-15 3/8 Circle Taper Point Needle Size 4 - 0 BraidedCovidienGL-881
Anti-NeuN Antibody (rabbit) Millipore SigmaABN78 
C57BL/6 MiceCharles River027
Chlorhexidine SolutionPartnarPCH-020
Contec™ PREempt™ RTU Disinfectant SolutionFisher Scientific29-636-6212
CryostatThermo Scientific HM525 NX 
Endothelin 1Millipore Sigma05-23-3800-0.5MG
Feather Safety Razor Microtome BladesFeather12-631P
Fisherbrand Cover Glasses: RectanglesFisher Scientific12-545M 
Fluorescence Mounting MediumAgilent TechnologiesS3023 
Hamilton SyringeHamilton Company7634-01
High Speed Stereotaxic DrillDavid Kopf Instruments1474
Metacam Solution (Meloxicam)Boehringer Ingelheim
O.C.T CompoundFisher Scientific23-730-571
pAAV2/5-GFAP-iCreVector BuilderP190924-1001suq
Polyderm Ointment USPTARO2181908
SOMNI Scientific™ The Animal Temperature Heating PadFisher Scientific04-777-177
Stereotaxic InstrumentsDavid Kopf InstrumentsModel 902
Superfrost Plus Microscope Slides, whiteFisherbrand12-550-15
tdTomato Reporter Mice The Jackson Laboratory007914
V-1 Tabletop Laboratory Animal Anesthesia SystemVetEquip901806

参考文献

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