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要約

このプロトコルは、PIとDAPIの染色体染色、18S-5.8-26S rRNA遺伝子領域(45S rDNA領域)と蛍光in situハイブリダイゼーション(FISH)、および5SリボソームDNAプローブを組み合わせて、 Lycoris aurea (L'Her)ハーブの8つの集団におけるヘテロクロマチン分布を調査します。

要約

8つの集団における核型の多様性を理解するために、染色体測定、蛍光バンド、およびrDNA FISHシグナルを用いて、詳細な核型を細心の注意を払って確立しました。45S rDNA部位の数は、集団ごとに1対から5対までさまざまで、核型ごとに最も一般的な数は4対です。45S rDNA遺伝子座は主に染色体の短腕および末端領域に位置し、5S rDNA遺伝子座は主に短腕および末端または近位領域に見られます。HBWF、HNXN、HBBD、およびHNZXの集団は、GXTL、HBFC、およびSCLSと同様に、45S rDNA部位の分布が類似していることを示しており、45S rDNA部位の分布が類似している集団間の密接な関係が示された。研究されたすべての集団の核型は対称的であり、安定および準安定セントロメア、またはもっぱら安定セントロメアを含む。MCAとCVCLの散布図は、それらの核型構造を効果的に区別します。分析には、6つの定量パラメータ(x、2n、TCL、MCA、CVCL、CVCI)が含まれます。さらに、これらの6つのパラメータに基づくPCoAは、8つの集団間の生物学的核型関係を決定するための堅牢な方法であることを示しています。 Lycoris 集団の染色体数はx = 6-8です。現在の研究と文献に基づいて、これらの集団のゲノム分化は、ゲノムサイズ、ヘテロクロマチン、45Sおよび5S rDNA部位、および核型の非対称性の観点から議論されています。

概要

Lycoris は、いくつかの重要な園芸植物を含む家族です1。 Lycoris aurea (L'Hér.)ハーブ。は、長い歴史を持つ伝統的な中国の薬用植物です。植物化学的分析により、 Lycoris aurea (L'Her。ハーブにはガランタミンなどのアルカロイドが含まれており、アセチルコリン感受性を高め、アルツハイマー病をコリンエステラーゼ阻害剤として治療できる可能性があります2。

高等植物では、核型解析は遺伝学的マップと物理マップを統合するために重要であり、植物生物学にとって大きな実用的な意味を持ちます。この解析により、染色体レベルのゲノム特性評価、集団間の細胞分類学的関係の解明、遺伝的異常の同定、染色体進化の傾向の理解が可能になります3,4,5。典型的には、核型の説明には、染色体数、染色体絶対長および相対染色体長、一次および二次狭窄位置、ヘテロクロマティック断片分布、rDNA部位数および位置、およびその他のDNA配列特性、ならびに核型の非対称性6,7,8が含まれる。核型パラメータの中で、非対称性は染色体長(染色体間非対称性)とセントロメア位置(染色体内非対称性)の変動によって決定されます。核型の非対称性は、染色体の形態を反映する重要な特徴であり、植物細胞の分類学9,10,11,12で広く使用されています。

多くの場合、染色体マーカーがないと、核型解析が制限され、個々の染色体の同定が妨げられます。近年、植物の染色体解析において、ギムザ染色、蛍光バンディング、蛍光in situハイブリダイゼーション(FISH)が盛んになってきています。CMA(chromomycin A3)/DAPI(4,6-diamino-2-phenylindole)染色やPI(ヨウ化プロピル)/DAPI染色(CPD染色として知られる)などの二重蛍光染色法により、染色体上のGCリッチおよびATリッチなヘテロクロマティック領域が明らかになります4,13。植物の有糸分裂の中期またはパキテンの間に、反復DNA配列または長いDNAセグメントは、FISHハイブリダイゼーション14,15,16を通じて植物集団に特異的シグナルを生成することができる。

蛍光バンドとFISHシグナルは、染色体同定に有用なマーカーを提供します。染色体長の測定、蛍光バンディング特性の解析、FISHシグナルの違いの比較により、異なる植物の生殖形質または集団の詳細な分子細胞遺伝学的核型を構築することができます。これらの核型は、さまざまな生殖細胞や集団の染色体形態を効果的に示し、ヘテロクロマチンの分布とDNA配列の局在性の比較を可能にし、さらなる研究を奨励する4,8,17。分子細胞遺伝学的核型の比較は、関連する集団の系統関係と染色体進化に関する貴重な洞察を提供することができる8,14,18,19。

アマリリス科の多様で興味深いグループである リコリス 属は、多年生の球根で知られています。約20種で構成され、そのうち15種は中国固有種であり、豊かな生物多様性を示しています。この属は、中国南西部、韓国南部、日本など、東アジアの温暖な温帯および亜熱帯地域でのみ見られ、少数の個体群はインド北部とネパール20に広がっています。初期の細胞遺伝学的研究は、主に属の基本的な染色体数を確立し、特定の集団における染色体の形態を説明するための染色体カウントを含み、主に Lycoris radiata21に焦点を当てていました。この属で観察される総染色体数は12から33または44の範囲であり、それぞれ二倍体、異常な二倍体、三倍体、四倍体、および異数体のレベルを表します。基本的な染色体番号 xは、6、7、8、および11です。

Lycoris aurea (L'Hér.) Lycoris 属の注目すべき種であるハーブは、中国全土に広く分布しています22。それはリラックスした湿った環境で繁栄し、小さな球根を通して繁殖します。これらの球根には、リコリンとガランタミンという2つの主要な薬用化合物が含まれており、何世紀にもわたって伝統的な中国医学で使用されてきました。 Lycoris aureaは また、秋には印象的な赤い花、冬には常緑樹の葉で園芸家を魅了します。しかし、研究されたすべての Lycoris aurea (L'Hér。ハーブ集団は、従来の細胞学的方法を用いた染色体同定に大きな課題を提起しています。

中期染色体または乳母性染色体上の反復DNA配列およびオリゴヌクレオチドプローブを用いたFISH、フォスミド、またはBAC(細菌人工染色体)のクローニングは、核型解析23,24,25、比較細胞遺伝学的解析26,27、細胞遺伝学的マップ構築28,29、および染色体特異的アッセイ30に使用されています.最近、FISH技術はLycoris集団の染色体解析に適用されている31。染色体数と核型はLycoris集団で異なりますが、総染色体数は一定であり、中央セントロメア染色体(M-)、遠位セントロメア染色体(T-)、および近位セントロメア染色体(A-)の3つの基本的なタイプが観察されます。さらに、多様な染色体の形状とサイズが自然集団で観察されます32。

RNA蛍光in situハイブリダイゼーション(FISH)は、セントロメア融合、反転、遺伝子増幅、フラグメント欠失などの染色体変化の検出に有用です。蛍光In Situハイブリダイゼーション(RNA-FISH)技術により、染色体の高分解能視覚解析が可能になり、染色体中央領域の融合、新しい染色体構造の形成、染色体領域の逆転、遺伝子または遺伝子断片の増幅、特定の染色体領域での遺伝子配列の喪失など、複数の複雑な変化を検出および同定できます33。.500クローンのうち5クローンは、中央セントロメア染色体(M-)のセントロメア領域で強いFISHシグナルを示したが、遠位セントロメア染色体(T-)では示さなかった34。各染色体上のユニークなFISHシグナル分布パターンは、従来の染色法を使用して Lycoris 集団で以前に困難であった個々の染色体の同定を可能にした31。現在、 Lycoris aurea (L'Hér.) の分子細胞遺伝学に関する研究はほとんどありません。ハーブ、この分野でのさらなる研究の緊急の必要性を強調しています。

この研究では、 Lycoris aurea (L'Hér.) の 8 つの高分化中期染色体ハーブ集団は、酵素浸漬および火炎乾燥(EMF)法を使用して調製しました。CPD染色と45Sおよび5S rDNAプローブをFISHの同定に使用しました。これらの集団の詳細な分子細胞遺伝学的核型は、染色体測定、蛍光バンド、および45Sおよび5S rDNA FISHシグナルからの結合データを使用して構築されました。6つの異なる核型の非対称性指標を各集団について計算し、それらの間の核型関係を特定しました。分子細胞遺伝学的核型データの評価は、8つの集団のゲノム分化と進化的関係に関する重要な洞察を提供し、 Lycoris 染色体の理解を再形成する可能性があります。

プロトコル

この研究で使用した試薬と機器は 資料表に詳しく説明されており、使用したプローブは 補足ファイル1に記載されています。

1. 頂端染色体の調製

  1. 水耕栽培で根を下ろします。球根の地上部分を取り外した後、Songら35で説明されている方法に従って、水で満たされた先細りのボトルに入れ、3日ごとに水を交換します。
  2. 活発に成長している根の先端の長さが約1.0〜2.0 cmに達したら切除し、飽和α-ブロモナフタレンで28°Cで1.0時間処理します。
  3. 根の先端を約1cmに切り、メタノールと氷酢酸の新しく調製した混合物に、室温(約20〜25°C)で3:1の体積比で2〜3時間置きます。その後、She et al.36に記載されているように、4°Cの冷蔵庫で保存します。
  4. 固定根の先端(2〜3 mm)を二重蒸留水でよく洗います。
  5. pH 4.5の0.01 mMクエン酸-クエン酸ナトリウム緩衝液にセルラーゼとペクチン加水分解酵素の混合物を調製し、セルラーゼとペクチン加水分解酵素をそれぞれ1%で調製します。前処理した根の先端を混合物に入れ、28°Cで1.0〜1.5時間消化します。
  6. 消化した根の先端を二重蒸留水で洗い、スライドガラスに移し、先の細かい鉗子を使用して固定液で完全につぶします。
  7. ウォーターミストが消えるまで、アルコールランプの炎でスライドを乾かします。位相差顕微鏡下で、5つ以上の分割フェーズがあり、重なり合う染色体がないスライドを選択します。スライドは、将来の使用のために-20°Cで保管してください。

2. CPD染色

  1. PIの濃度が0.6 μg·mL-1 、DAPIの濃度が3 μg·mL-1の30%(v / v)抗蛍光減衰器にPIとDAPIを添加してCPD溶液を調製します。
  2. 染色体スライドを65°Cで30分間乾燥させます。
  3. 100 μLのRNase A希釈液(RNase A保存溶液を2x SSC(生理食塩水クエン酸ナトリウム)で100倍に希釈し、染色体スライドあたり最終濃度を100 μg/mLにしてください。スライドを覆い、37°Cの湿ったチャンバーで30〜60分間温めます。
  4. 染色体スライドを2x SSCで室温で5分ずつ3回間隔で洗浄します。
  5. 染色体スライドを室温で1〜2分間洗浄します。
  6. 染色体スライド1枚につき200μLのペプシン希釈液(ペプシン保存液を0.01 N HClで100倍に希釈して最終濃度5 μg/mL)を添加します。スライドを覆い、37°Cの湿ったチャンバーで5〜20分間インキュベートします。
  7. 染色体切片を超純水で室温で2分間洗浄し、続いて室温で2xSSCで5分間ずつ2回洗浄します。
  8. スライドをメタノール:氷酢酸(3:1)溶液で10分間固定します。
  9. 2x SSCで室温で5分ずつ3回間隔で洗浄します。
  10. 70%、95%、100%のエタノールを-20°Cでそれぞれ5分間処理し、室温で乾燥させます。
  11. 処理および乾燥した染色体スライドを取り、各スライドに30 μLのCPD染色溶液を加え、24 mm x 50 mmのカバーガラスで覆い、暗所で30分以上染色します。広範な染色体材料は一晩染色する必要があります。
  12. PI染色には緑色励起フィルター(WG)、DAPI染色には紫外線フィルター(UV)を使用して、蛍光顕微鏡で染色体スライドを観察します。互換性のあるソフトウェアで画像をキャプチャします。
    1. 2つのフィルターで露光時間を調整して、画像キャプチャ中に同様の赤と青の蛍光強度を達成します。CPD画像は、PIおよびDAPIで染色されたグレースケール画像から取得されます。染色体測定と画像処理は、Adobe Photoshopソフトウェアを使用して行いました。

3. 蛍光in situハイブリダイゼーション

  1. ハイブリッド溶液を調製します:FAD(10 μL)、ssDNA(2 μL)、20× SSC(2 μL)、5S rDNA(1 μL)、45S rDNA(1 μL)、および50%グルカン硫酸塩(4 μL)。調製後、ハイブリッド溶液(2500 x g、室温で5〜10分)を遠心分離し、氷上に置きます。
  2. スキャンしたスライドを65°Cのオーブンに30〜60分間入れます。
  3. 焼きたてのスライドを取り出し、70%FAD変性溶液100μLを加え、カバーガラスで覆い、85°Cの分子ハイブリダイゼーション炉で2.5分間変性させます。
  4. カバーガラスを取り外し、すぐにスライドを70%、90%、100%の冷たいエタノールに浸し、それぞれ5分間連続して脱水します。
  5. スライドを取り外し、室温で30分以上乾燥させます。
  6. スライドに20μLのハイブリッド溶液を加え、液体が完全に拡散するまでカバーガラスを上にそっと置き、室温で10分間放置してスライドのカバー部分を湿らせます。
  7. スライドを2×SSCに浸したハイブリッドディッシュに入れ(ハイブリッドディッシュは、光を避けて操作できるように蓋をスズホイルで包んだ大きなシャーレにする必要があります)、37°Cで一晩(少なくとも6時間)インキュベートします。
  8. 染色体を30%(v/v)Vectashield H-100の溶液に3μg·mL-1 DAPIでマウントすることにより、染色体を対比染色します。互換性のあるソフトウェアを使用して画像をキャプチャし、フィルターの紫色の光によって励起されたDAPIの青色蛍光と、緑色の光によって励起されたPIの赤色蛍光をそれぞれ使用します。
    注:FISHハイブリダイゼーションは、Sheら36によって記載された方法に従って、以前にCPD染色されたスライド上の45Sおよび5S rDNAプローブを使用して行った。

4. 核型解析

  1. She et al.4 によって記述された方法論に従って、染色体が十分に分散し (重なり合っていない)、適度に凝縮している (染色体が最大限に凝集してはならないが、末端が凝集してはならない) 各集団について、5 つの中期有糸分裂細胞を選択します。
  2. 細胞分裂中に最も濃度の高い5つの染色体を選択することにより、各染色体の絶対長を決定します。
  3. 各染色体の長腕(L)と短腕(S)の長さ、および染色体上の各蛍光色素バンドのサイズを細心の注意を払って正確に測定します。
  4. 次のパラメータを計算します:(1)相対的な染色体長(RL、一倍体の割合)。(2)アーム比(AR = L / S、ロングアーム/ショートアーム)。(3)一倍体染色体総長(TCL;核型長);(4)平均染色体長(C);(5)蛍光バンドのサイズ(染色体の長さに対する蛍光バンドの割合)。(6)セントロメアからrDNA部位までの距離;(7)平均セントロメア指数(CI、各染色体の短い腕の長さをその染色体の全長で割った値として計算され、次にこれらの値を平均化します)。(8)セントロメア指数(CVCI)、変動係数(CV)、染色体長変動係数(CVCL)、平均セントロメア非対称係数(MCA)、およびステビンズ非対称性カテゴリを含む、核型非対称性の4つの異なる指標。
    注:非対称指数を計算するには、Paszko10 およびPeruzzi et al.11 の方法を参照してください。レヴァンの5つの分類方法に従って、異なるアーム比の染色体を分類します。 Lycoris aurea (L'Hér.) の染色体を配列します。Hanらのプロトコル37に記載されている長さの降順のハーブ。
  5. 染色体測定データと蛍光バンド情報、およびrDNA-FISHの位置とサイズを組み合わせて、染色体核型パターンを描画することにより、方法論の精度と精度を確保します。
  6. 8つの集団の核型の非対称関係を視覚化することは、明確な洞察を提供する重要なステップです。これは、MCAとCVCLを取得するために使用される2次元散布図によって実現されます。
  7. 重要なコンポーネントであるガワー類似係数を使用して、She et al.38の方法に従って主座標解析(PCoA)を実行します。
  8. 6つの定量的パラメータ(x、2n、TCL、MCA、CVCL、CVCI)を計算して、8つの集団の細胞遺伝学的核型を決定します。
  9. データ分析および視覚化プログラムを使用して統計分析を行い、UPGMAベースの樹形図とPCoA散布図を生成します。

結果

細心の注意を払った酵素浸漬および火炎乾燥(EMF)法を採用することにより、 Lycoris aurea (L'Hér)の散在および高分化中期染色体。ハーブが得られ、 Lycoris aurea の細胞遺伝学的染色体核型が構築されました(図1)。凝縮度が最も高い中期染色体は、形態学的差が減少するため、核型解析には適していません。しかし、半数体染色体(TCL)の全...

ディスカッション

Lycoris aurea(L'Hér.)の調製ハーブの根の染色体は、(1)水耕栽培による根の栽培、(2)根の先端を飽和α-ブロモナフタレンで処理する、(3)アルコール酢酸溶液で根を固定する、(4)酵素溶液で根の先端を酵素的に加水分解する、(5)消化した根を徹底的に押しつぶし、アルコールランプの炎でスライドを乾燥させる、といういくつかの重要なステップがあります。

開示事項

著者らは、競合する利益は存在しないと宣言しています。

謝辞

この研究は、中国自然科学基金会(32070367)の支援を受けました。

資料

NameCompanyCatalog NumberComments
AlcoholSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A500737-0005(70%, 90%, 100%)
1× TNTSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.B5481081×, 10×
2× SSCSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.B5481092×, 20×
45S rDNASangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.TAMRA is added to both ends (5 'and 3' ends)
4'6-diamidino-2-phenylindole(DAPI)Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.E60730320ml
5S rDNASangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.5 'end plus 6-FAM(FITC)
Adobe Photoshop softwareAdobe Systems IncorporatedCS6
Alpha bromo-naphthaleneSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A602718Saturation
Anti-burnout agentSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.Vectashield H-100010 mL
Biochemical incubatorShanghai Yiheng Scientific Instrument Co., LTDLRH-70
CellulaseSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A42606810 g
Citric acidSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A50170210 g
Deionized formamide (FAD)Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A600211-05000.7
Dextran sulfateSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A42822910 mL
Fluorescence in situ hybridization instrumentUSA/Abbott ThermoBriteS500-24
Fluorescence microscopeOlympus China Co.ltdBX60
Glacial acetic acidSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A501931500 mL
HClAladdin Reagent Co. Ltd. (Shanghai)H399657500 mL
Ice machineDan Ding Shanghai International Trade Co., Ltd.ST-70
Leica biological microscopeGermany Leica Instrument Co., LTDDM6000B
Methyl alcoholSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A601617500 mL
MetMorph softwareMolecular DevicesVersion 7.35
OvenThermo Scientific™ Heratherm™THM#51028152
PectinaseSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A00429710 g
PepsinSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.1.07185100 g
Propidium iodide(PI)Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A4252591 g
RNaseASangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.R464210 mg
Salmon sperm DNA(ssDNA)Aladdin Reagent Co. Ltd. (Shanghai)D1198711 g
Sodium citrateAladdin Reagent Co. Ltd. (Shanghai)S18918310 g
Statistica for Windows 10.0 for statistical analysis

参考文献

  1. Heywood, V., Casas, A., Ford-Lloyd, B., Kell, S., Maxted, N. Conservation and sustainable use of crop wild relatives. Agric Ecosyst Environ. 121 (3), 245-255 (2007).
  2. Rong, W., Sun, J., Zhang, H., Wang, H., Liu, H. Cloning and characterization of a tyrosine decarboxylase involved in the biosynthesis of galanthamine in Lycoris aurea. PeerJ. 7, e6729 (2019).
  3. Guerra, M. Cytotaxonomy: The end of childhood. Plant Biosyst. 146 (3), 703-710 (2012).
  4. She, C. W., Qin, X., Lu, Y., Wang, H., Li, Y. Karyotype analysis of Lablab purpureus (L.) Sweet using fluorochrome banding and fluorescence in situ hybridization with rDNA probes. Czech J Genet Plant Breed. 51 (3), 110-116 (2015).
  5. Kadluczka, D., Grzebelus, E. Using carrot centromeric repeats to study karyotype relationships in the genus Daucus (Apiaceae). BMC Genomics. 22 (1), 508 (2021).
  6. Levin, D. A. . The role of chromosomal change in plant evolution. , 49-52 (2002).
  7. She, C. W., Qin, X., Lu, Y., Wang, H., Li, Y. Molecular cytogenetic characterization and comparison of the two cultivated Canavalia varieties (Fabaceae). Comp Cytogenet. 11 (4), 579-600 (2017).
  8. She, C. W., Qin, X., Lu, Y., Wang, H., Li, Y. Comparative molecular cytogenetic characterization of five wild Vigna varieties (Fabaceae). Comp Cytogenet. 14 (2), 243-264 (2020).
  9. Stebbins, G. L. . Chromosomal evolution in higher plants. , (1971).
  10. Paszko, B. A critical review and a new proposal of karyotype asymmetry indices. Plant Syst Evol. 258 (1-2), 39-48 (2006).
  11. Peruzzi, L., Eroglu, H. Karyotype asymmetry: Again, how to measure and what to measure. Comp Cytogenet. 7 (1), 1-9 (2013).
  12. Dehery, S. K., Tavakkoli, A., Jafari, M. Karyotype and chromosome pairing analysis in some Iranian upland cotton (Gossypium hirsutum). Nucleus. 64 (2), 167-179 (2021).
  13. Schweizer, D. Reverse fluorescent chromosome banding with chromomycin and DAPI. Chromosoma. 58 (4), 307-324 (1976).
  14. Moscone, E. A., Debat, H. J., Salguero, N. Quantitative karyotyping and dual color FISH mapping of 5S and 18S-25S rDNA probes in the cultivated Phaseolus varieties (Leguminosae). Genome. 42 (6), 1224-1233 (1999).
  15. Hasterok, R., Sliwinska, E., Kwasniewski, M. Ribosomal DNA is an effective marker of Brassica chromosomes. Theor Appl Genet. 103 (4), 486-490 (2001).
  16. Koo, D. H., Han, Y., Lee, H. Molecular cytogenetic mapping of GXTL and C. melo using highly repetitive DNA sequences. Chromosome Res. 18 (3), 325-336 (2010).
  17. De Moraes, A. P., Ferreira, J. P., Marques, R. Karyotype diversity and the origin of grapefruit. Chromosome Res. 15 (1), 115-121 (2007).
  18. Weiss-Schneeweiss, H., Kiefer, C., Schneider, H. Karyotype diversification and evolution in diploid and polyploid South American Hypochaeris (Asteraceae) inferred from rDNA localization and genetic fingerprint data. Ann Bot. 101 (7), 909-918 (2008).
  19. Siljak-Yakovlev, S., Peruzzi, L. Cytogenetic characterization of endemics: Past and future. Plant Biosyst. 146 (3), 694-702 (2012).
  20. Miaohua, Q., Wang, Y., Zheng, Y. Reciprocal natural hybridization between Lycoris aurea and Lycoris radiata (Amaryllidaceae) identified by morphological, karyotypic, and chloroplast genomic data. BMC Plant Biol. 24 (1), 14-27 (2024).
  21. Shi, S., Wang, Y., Yu, J. Phylogenetic relationships and possible hybrid origin of Lycoris varieties (Amaryllidaceae) revealed by its sequences. Biochem Genet. 44, 198-208 (2006).
  22. Yumai, J., Wang, Y., Zheng, H. Characterization, validation, and cross-species transferability of EST-SSR markers developed from Lycoris aurea and their application in genetic evaluation of Lycoris species. BMC Plant Biol. 20 (1), 522-528 (2020).
  23. Koo, D. H., Shin, D., Lee, J. Karyotype analysis of a Korean cucumber cultivar (Cucumis sativus L. cv. Winter Long) using C-banding and bicolor fluorescence in situ hybridization. Molecules Cells. 13 (3), 413-418 (2002).
  24. Waminal, N. E., Kim, H. H. Dual-color FISH karyotype and rDNA distribution analyses on four Cucurbitaceae species. Hortic Environ Biotechnol. 53 (1), 49-56 (2012).
  25. Xie, W. J., Yang, X., Wang, F. Localization of 45S and 5S rDNA sequences on chromosomes of 20 varieties of Cucurbitaceous plants. J South China Agric Univ. 40 (6), 74-81 (2019).
  26. Han, Y., Zhang, H., Zhu, C. Centromere repositioning in cucurbit varieties: Implication of the genomic impact from centromere activation and inactivation. Proc Natl Acad Sci USA. 106 (35), 14938-14941 (2009).
  27. Li, K. P., Yao, S., Li, Y. Cytogenetic relationships among Citrullus varieties in comparison with some genera of the tribe Benincaseae (Lycoris aurea (L' Hér.) Herb) as inferred from rDNA distribution patterns. BMC Evol Biol. 16, 85 (2016).
  28. Ren, Y., Huang, H., Zhang, Z. An integrated genetic and cytogenetic map of the cucumber genome. PLoS One. 4 (6), e5795 (2009).
  29. Han, Y., Wang, H., Liu, B. An integrated molecular cytogenetic map of Cucumis sativus L. chromosome. BMC Genet. 12, 18 (2011).
  30. Han, Y., Zhang, H., Yu, C. Chromosome-specific painting in Cucumis varieties using bulked oligonucleotides. Genetics. 200 (3), 771-779 (2015).
  31. Liu, M. S., Zhang, S., Liu, Q. Chromosomal variations of Lycoris varieties revealed by FISH with rDNAs and centromeric histone H3 variant associated DNAs. PLoS One. 16 (9), e0258028 (2021).
  32. Hayashi, A., Murota, K., Murata, J. Genetic variations in Lycoris radiate var. radiate in Japan. Genes Genet Syst. 80, 199-221 (2005).
  33. Nima, R. Fluorescence in situ hybridization: Methods and application in cancer diagnosis. Cancer Immunol. 2, 711-728 (2020).
  34. Liu, K., Yang, X., Wang, J. Cytogeography and chromosomal variation of the endemic East Asian herb Lycoris radiate. Ecol Evol. 9, 6849-6859 (2019).
  35. Song, Y. C., Zhang, L., Yan, B. Comparisons of G-banding patterns in six species of the Poaceae. Hereditas. 121, 31-38 (1994).
  36. She, C. W., Zhou, M., Zhang, L. CPD staining: An effective technique for detection of NORs and other GC-rich chromosomal regions in plants. Biotechnic Histochem. 81 (1), 13-21 (2006).
  37. Han, Y. H., Kim, J., Yoon, M. Distribution of the tandem repeat sequences and karyotyping in cucumber (Cucumis sativus L.) by fluorescence in situ hybridization. Cytogenet Genome Res. 122 (1), 90-98 (2008).
  38. Chao-Wen, S., Chen, Z., Wang, S. Comparative karyotype analysis of eight Cucurbitaceae crops using fluorochrome banding and 45S rDNA-FISH. Comp Cytogenet. 17, 31-58 (2023).

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Lycoris aurea RDNA FISH 45S RDNA

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