JoVE Logo
Auteurs
Contactez-nous

S'identifier

Un abonnement à JoVE est nécessaire pour voir ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre essai gratuit.

Dans cet article

  • Résumé
  • Résumé
  • Introduction
  • Protocole
  • Résultats
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Ce protocole étudie la distribution de l’hétérochromatine dans huit populations de Lycoris aurea (L′Her), en utilisant la coloration combinée des chromosomes PI et DAPI, l’hybridation in situ en fluorescence (FISH) avec les régions du gène de l’ARNr 18S-5.8-26S (régions d’ADNr 45S) et les sondes d’ADN ribosomique 5S.

Résumé

Pour comprendre la variation du caryotype dans huit populations, des caryotypes détaillés ont été méticuleusement établis à l’aide de mesures chromosomiques, de bandes de fluorescence et de signaux FISH d’ADNr. Le nombre de sites d’ADNr 45S varie de une à cinq paires par population, le nombre le plus courant par caryotype étant de quatre paires. Le locus de l’ADNr 45S est principalement situé dans les bras courts et les régions terminales des chromosomes, tandis que le locus de l’ADNr 5S se trouve principalement dans le bras court et les régions terminales ou proximales. Les populations HBWF, HNXN, HBBD et HNZX ont montré une distribution similaire des sites d’ADNr 45S, tout comme GXTL, HBFC et SCLS, indiquant une relation étroite entre les populations ayant des distributions similaires des sites d’ADNr 45S. Les caryotypes de toutes les populations étudiées sont symétriques, comprenant des centromères stables et métastables ou des centromères exclusivement stables. Les diagrammes de dispersion de MCA et CVCL distinguent efficacement leurs structures caryotypiques. L’analyse comprend six paramètres quantitatifs (x, 2n, TCL, MCA, CVCL, CVCI). De plus, les résultats indiquent que la PCoA basée sur ces six paramètres est une méthode robuste pour déterminer les relations de caryotype biologique entre les huit populations. Le nombre de chromosomes dans les populations de Lycoris est x = 6-8. Sur la base de l’étude et de la littérature actuelles, la différenciation génomique de ces populations est discutée en termes de taille du génome, d’hétérochromatine, de sites d’ADNr 45S et 5S et d’asymétrie du caryotype.

Introduction

Lycoris est une famille qui comprend plusieurs plantes horticoles importantes1. Lycoris aurea (L’Hér.) Herbe. est une plante médicinale traditionnelle chinoise avec une longue histoire. L’analyse phytochimique a montré que Lycoris aurea (L′Her.) L’herbe contient de la galantamine et d’autres alcaloïdes, qui peuvent améliorer la sensibilité à l’acétylcholine et ont le potentiel de traiter la maladie d’Alzheimer en tant qu’inhibiteurs de la cholinestérase2.

Chez les plantes supérieures, l’analyse du caryotype est cruciale pour l’intégration des cartes génétiques et physiques, avec des implications pratiques importantes pour la biologie végétale. Cette analyse permet de caractériser le génome au niveau chromosomique, de clarifier les relations taxonomiques cellulaires entre les populations, d’identifier les aberrations génétiques et de comprendre les tendances de l’évolution chromosomique 3,4,5. En règle générale, la description d’un caryotype comprend le nombre de chromosomes, les longueurs absolues et relatives des chromosomes, les emplacements de constriction primaire et secondaire, la distribution des fragments hétérochromatiques, le nombre et l’emplacement des sites d’ADNr et d’autres caractéristiques de séquence d’ADN, ainsi que l’asymétrie du caryotype 6,7,8. Parmi les paramètres du caryotype, l’asymétrie est déterminée par des variations de la longueur des chromosomes (asymétrie interchromosomique) et de la position du centromère (asymétrie intrachromosomique). L’asymétrie du caryotype est une caractéristique significative reflétant la morphologie des chromosomes et est largement utilisée dans la taxonomiedes cellules végétales 9,10,11,12.

Souvent, l’absence de marqueurs chromosomiques limite l’analyse du caryotype et entrave l’identification des chromosomes individuels. Ces dernières années, la coloration Giemsa, le rubanage de fluorescence et l’hybridation in situ en fluorescence (FISH) sont devenus populaires dans l’analyse des chromosomes végétaux. Les méthodes de coloration par fluorescence double, telles que la coloration CMA (chromomycine A3) / DAPI (4, 6-diamino-2-phénylindole) et la coloration PI (iodure de propyle) / DAPI (connue sous le nom de coloration CPD), révèlent des régions hétérochromatiques riches en GC et en AT sur les chromosomes 4,13. Au cours de la métaphase ou du pachytène de la mitose végétale, des séquences d’ADN répétées ou de longs segments d’ADN peuvent générer des signaux spécifiques dans les populations végétales par hybridation FISH 14,15,16.

Les bandes fluorescentes et les signaux FISH fournissent des marqueurs utiles pour l’identification des chromosomes. En mesurant la longueur des chromosomes, en analysant les caractéristiques des bandes de fluorescence et en comparant les différences de signal FISH, il est possible de construire des caryotypes cytogénétiques moléculaires détaillés de différents germoplasmes ou populations de plantes. Ces caryotypes présentent efficacement la morphologie des chromosomes dans divers germoplasmes ou populations, ce qui permet de comparer la distribution de l’hétérochromatine et la localisation des séquences d’ADN et d’encourager d’autres recherches 4,8,17. Les comparaisons de caryotypes cytogénétiques moléculaires peuvent offrir des informations précieuses sur les relations phylogénétiques et l’évolution chromosomique de populations apparentées 8,14,18,19.

Le genre Lycoris , un groupe diversifié et intrigant au sein de la famille des Amaryllis, est connu pour ses bulbes vivaces. Composé d’environ 20 espèces, dont 15 sont endémiques de Chine, il présente une riche biodiversité. Ce genre se trouve exclusivement dans les régions tempérées chaudes et subtropicales de l’Asie de l’Est, y compris le sud-ouest de la Chine, le sud de la Corée et le Japon, avec quelques populations s’étendant au nord de l’Inde et au Népal20. Les premières études cytogénétiques impliquaient principalement le comptage des chromosomes pour établir le nombre de chromosomes de base du genre et pour décrire la morphologie des chromosomes dans des populations spécifiques, en se concentrant principalement sur Lycoris radiata21. Le nombre total de chromosomes observé dans ce genre varie de 12 à 33 ou 44, représentant respectivement les niveaux diploïde, diploïde anormal, triploïde, tétraploïde et aneuploïde. Les numéros de chromosome de base, x, sont 6, 7, 8 et 11.

Lycoris aurea (L’Hér.) Herb, une espèce notable du genre Lycoris , est largement répandu dans toute la Chine22. Il prospère dans des environnements détendus et humides et se reproduit à travers de petits bulbes. Ces bulbes, contenant de la lycorine et de la galantamine, deux composés médicinaux clés, sont utilisés dans la médecine traditionnelle chinoise depuis des siècles. Lycoris aurea captive également les horticulteurs avec ses fleurs rouges frappantes à l’automne et ses feuilles persistantes en hiver. Cependant, la similitude morphologique entre tous les Lycoris aurea étudiés (L’Hér.) Les populations de plantes présentent un défi important pour l’identification chromosomique à l’aide de méthodes cytologiques conventionnelles.

Le clonage de FISH, de fosmides ou de BAC (chromosomes artificiels bactériens) avec des séquences d’ADN répétitives et des sondes oligonucléotidiques sur des chromosomes métaphasiques ou pachydermiques a été utilisé pour l’analyse du caryotype 23,24,25, l’analyse cytogénétique comparative26,27, la construction de cartes cytogénétiques 28,29 et les tests spécifiques aux chromosomes30. Récemment, la technique FISH a été appliquée à l’analyse chromosomique des populations de Lycoris 31. Bien que le nombre de chromosomes et le caryotype varient dans les populations de Lycoris, le nombre total de chromosomes reste constant, avec trois types de base observés : le chromosome centromère central (M-), le chromosome centromère distal (T-) et le chromosome centromère proximal (A-). De plus, diverses formes et tailles de chromosomes sont observées dans les populations naturelles32.

L’hybridation in situ par fluorescence d’ARN (FISH) est utile pour détecter les modifications chromosomiques, telles que la fusion des centromères, l’inversion, l’amplification de gènes et la délétion de fragments. La technologie d’hybridation in situ en fluorescence (RNA-FISH) permet une analyse visuelle à haute résolution des chromosomes afin de détecter et d’identifier de multiples changements complexes, notamment la fusion de régions centrales chromosomiques, la formation de nouvelles structures chromosomiques, l’inversion de régions chromosomiques, l’amplification de gènes ou de fragments de gènes et la perte de séquences génétiques sur des régions chromosomiques spécifiques33. Cinq des 500 clones ont montré de forts signaux FISH sur la région du centromère du chromosome central (M-), mais pas sur le chromosome distal du centromère (T-)34. Le modèle unique de distribution du signal FISH sur chaque chromosome a permis d’identifier des chromosomes individuels, ce qui était auparavant difficile dans les populations de Lycoris à l’aide de méthodes de coloration traditionnelles31. À l’heure actuelle, il existe peu d’études sur la cytogénétique moléculaire de Lycoris aurea (L’Hér.) Herb, soulignant le besoin urgent de poursuivre les recherches dans ce domaine.

Dans cette étude, huit chromosomes de métaphase bien différenciés de Lycoris aurea (L’Hér.) Les populations d’herbes ont été préparées à l’aide de méthodes d’immersion enzymatique et de séchage à la flamme (CEM). La coloration CPD et les sondes d’ADNr 45S et 5S ont été utilisées pour l’identification des FISH. Des caryotypes cytogénétiques moléculaires détaillés de ces populations ont été construits à l’aide de données combinées provenant de mesures chromosomiques, de bandes fluorescentes et de signaux FISH d’ADNr 45S et 5S. Six indices d’asymétrie caryotypique différents ont été calculés pour chaque population afin d’identifier les relations caryotypiques entre elles. L’évaluation des données du caryotype cytogénétique moléculaire a fourni des informations significatives sur la différenciation génomique et les relations évolutives des huit populations, ce qui pourrait remodeler la compréhension des chromosomes de Lycoris .

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocole

Les réactifs et l’équipement utilisés dans cette étude sont détaillés dans la table des matériaux, tandis que les sondes utilisées sont fournies dans le dossier supplémentaire 1.

1. Préparation des chromosomes apicaux

  1. Prenez racine grâce à la culture hydroponique. Après avoir retiré la partie aérienne de l’ampoule, placez-la dans une bouteille effilée remplie d’eau, en remplaçant l’eau tous les 3 jours, en suivant la méthode décrite par Song et al.35.
  2. Appliquer l’accise sur les extrémités des racines en croissance active lorsqu’elles atteignent environ 1,0 à 2,0 cm de longueur et les traiter avec du α-bromonaphtalène saturé à 28 °C pendant 1,0 h.
  3. Coupez les extrémités des racines à environ 1 cm et placez-les dans un mélange fraîchement préparé de méthanol et d’acide acétique glacial dans un rapport de volume de 3:1 à température ambiante (environ 20-25 °C) pendant 2-3 h. Ensuite, conservez-les au réfrigérateur à 4 °C, comme décrit par She et al.36.
  4. Lavez soigneusement les extrémités fixes des racines (2-3 mm) dans de l’eau bi-distillée.
  5. Préparez un mélange de cellulase et de pectine hydrolase dans un tampon d’acide citrique-citrate de sodium de 0,01 mM à pH 4,5, avec de la cellulase et de la pectine hydrolase à 1 % chacun. Placez les pointes de racines prétraitées dans le mélange et digérez à 28 °C pendant 1,0 à 1,5 h.
  6. Lavez les pointes des racines digérées avec de l’eau doublement distillée, transférez-les sur une lame de verre et écrasez-les soigneusement avec le fixateur à l’aide d’une pince à pointes fines.
  7. Faites sécher les lames sur la flamme d’une lampe à alcool jusqu’à ce que le brouillard d’eau disparaisse. À l’aide d’un microscope à contraste de phase, sélectionnez des lames avec plus de cinq phases divisées et sans chromosomes qui se chevauchent. Stockez les lames à -20 °C pour une utilisation future.

2. Coloration CPD

  1. Préparez une solution de CPD en ajoutant du PI et du DAPI à un atténuateur anti-fluorescence à 30 % (v/v), où la concentration de PI est de 0,6 μg·mL-1 et la concentration de DAPI est de 3 μg·mL-1.
  2. Sécher la lame chromosomique à 65 °C pendant 30 min.
  3. Ajouter 100 μL de diluant de la RNase A (la solution de stockage de la RNase A diluée 100 fois avec 2x SSC (citrate de sodium salin), ce qui donne une concentration finale de 100 μg/mL) par lame de chromosome. Couvrez la lame et réchauffez-la dans une chambre humide à 37 °C pendant 30 à 60 min.
  4. Lavez la lame chromosomique avec 2x SSC à température ambiante pendant trois intervalles de 5 minutes chacun.
  5. Lavez la lame chromosomique à température ambiante pendant 1 à 2 min.
  6. Ajouter 200 μL de diluant de pepsine (la solution de stockage de pepsine diluée 100 fois avec 0,01 N HCl pour obtenir une concentration finale de 5 μg/mL) par lame de chromosome. Couvrez la lame et incubez-la dans une chambre humide à 37 °C pendant 5 à 20 min.
  7. Lavez les sections chromosomiques avec de l’eau ultra-pure à température ambiante pendant 2 min, puis lavez-les avec 2 xSSC à température ambiante pendant deux intervalles de 5 minutes chacun.
  8. Fixez les lames avec une solution de méthanol : acide acétique glacial (3:1) pendant 10 min.
  9. Laver avec 2x SSC à température ambiante pendant trois intervalles de 5 minutes chacun.
  10. Traiter avec de l’éthanol à 70 %, 95 % et 100 % à -20 °C pendant 5 min chacun, puis sécher à température ambiante.
  11. Prenez les lames chromosomiques traitées et séchées, ajoutez 30 μL de solution de coloration CPD à chaque lame, recouvrez d’une lamelle de 24 mm x 50 mm et colorez dans l’obscurité pendant plus de 30 minutes. Une grande quantité de chromosomes doit être colorée pendant la nuit.
  12. Observez les lames de chromosomes au microscope à fluorescence, à l’aide d’un filtre d’excitation vert (WG) pour la coloration PI et d’un filtre ultraviolet (UV) pour la coloration DAPI. Capturez des images avec le logiciel compatible.
    1. Ajustez le temps d’exposition à travers les deux filtres pour obtenir des intensités de fluorescence rouge et bleue similaires lors de la capture d’image. L’image CPD est obtenue à partir des images en niveaux de gris colorées avec PI et DAPI. Les mesures chromosomiques et le traitement des images ont été effectués à l’aide du logiciel Adobe Photoshop.

3. Hybridation in situ en fluorescence

  1. Préparez la solution hybride : DAP (10 μL), ADNss (2 μL), 20× SSC (2 μL), ADNr 5S (1 μL), ADNr 45S (1 μL) et sulfate de glucane à 50 % (4 μL). Après préparation, centrifugez la solution hybride (2500 x g, 5-10 min, à température ambiante) et placez-la sur de la glace.
  2. Placez les lames numérisées dans le four à 65 °C pendant 30 à 60 min.
  3. Retirer les lames cuites, ajouter 100 μL de solution de dénaturation de la DCP à 70 %, couvrir avec un verre de protection et dénaturer dans un four d’hybridation moléculaire à 85 °C pendant 2,5 min.
  4. Retirez le verre de protection et plongez immédiatement les lames dans de l’éthanol froid à 70 %, 90 % et 100 %, en déshydratant successivement pendant 5 min chacune.
  5. Retirez les lames et laissez-les sécher à température ambiante pendant plus de 30 min.
  6. Ajoutez 20 μL de solution hybride à la lame, placez délicatement le verre de couverture sur le dessus jusqu’à ce que le liquide soit complètement diffusé, et laissez-le à température ambiante pendant 10 min pour humidifier la zone couverte de la lame.
  7. Placez les lames dans une parabole hybride imbibée de 2× de SSC (la parabole hybride doit être une grande boîte de Pétri avec un couvercle enveloppé dans du papier d’aluminium pour faciliter l’utilisation à l’abri de la lumière) et incubez à 37 °C pendant la nuit (pendant au moins 6 h).
  8. Contre-coloration des chromosomes en les enrobant de 3 μg·mL-1 DAPI dans une solution à 30 % (v/v) de Vectashield H-100. Capturez l’image à l’aide d’un logiciel compatible, avec la fluorescence bleue du DAPI excitée par la lumière violette du filtre et la fluorescence rouge de l’IP excitée par la lumière verte, respectivement.
    REMARQUE : L’hybridation FISH a été réalisée à l’aide de sondes d’ADNr 45S et 5S sur des lames préalablement colorées par CPD, selon la méthode décrite par She et al.36.

4. Analyse du caryotype

  1. Sélectionner cinq cellules mitotiques en métaphase pour chaque population dans laquelle les chromosomes sont bien dispersés (sans chevauchement) et modérément condensés (les chromosomes ne doivent pas être agrégés au maximum, mais les extrémités ne doivent pas être agglomérées), en suivant la méthodologie décrite par She et al.4.
  2. Déterminez la longueur absolue de chaque chromosome en sélectionnant cinq chromosomes ayant la plus forte concentration lors de la division cellulaire.
  3. Mesurez méticuleusement et précisément la longueur du bras long (L) et du bras court (S) de chaque chromosome, ainsi que la taille de chaque bande de pigment fluorescent sur le chromosome.
  4. Calculer les paramètres suivants : (1) longueur relative des chromosomes (RL, pourcentage haploïde) ; (2) rapport de bras (AR = L/S, bras long/bras court) ; (3) longueur totale du chromosome haploïde (TCL ; longueur du caryotype) ; (4) longueur moyenne des chromosomes (C) ; (5) la taille de la bande de fluorescence (le pourcentage de la bande de fluorescence par rapport à la longueur du chromosome) ; (6) la distance entre le centromère et le site de l’ADNr ; (7) l’indice centromérique moyen (IC, calculé comme la longueur du bras court de chaque chromosome divisée par la longueur totale de ce chromosome, puis en faisant la moyenne de ces valeurs) ; (8) quatre indicateurs différents de l’asymétrie du caryotype, y compris l’indice de centromère (CVCI), le coefficient de variation (CV), le coefficient de variation de la longueur des chromosomes (CVCL), le coefficient d’asymétrie moyen du centromère (MCA) et la catégorie d’asymétrie de Stebbins.
    REMARQUE : Se référer aux méthodes de Paszko10 et Peruzzi et al.11 pour calculer l’indice d’asymétrie. Classez les chromosomes avec différents rapports de bras selon les cinq méthodes de classification de Levan. Disposer les chromosomes de Lycoris aurea (L’Hér.) Herbe par ordre décroissant de longueur, comme décrit dans le protocole37 de Han et al.
  5. Assurer la précision et l’exactitude de la méthodologie en dessinant des modèles de caryotype chromosomique basés sur les données de mesure des chromosomes combinées aux informations de bande de fluorescence et à la position et à la taille de l’ADNr-FISH.
  6. La visualisation des relations asymétriques du caryotype des huit populations est une étape clé qui fournit des informations claires. Ceci est réalisé grâce à des diagrammes de dispersion bidimensionnels, qui sont utilisés pour obtenir leur MCA et CVCL.
  7. Effectuer une analyse des coordonnées principales (PCoA) à l’aide du coefficient de similarité de Gower, une composante cruciale, selon les méthodes de She et al.38.
  8. Calculer six paramètres quantitatifs (x, 2n, TCL, MCA, CVCL, CVCI) pour déterminer les caryotypes cytogénétiques des huit populations.
  9. Effectuez des analyses statistiques à l’aide d’un programme d’analyse et de visualisation des données pour générer le dendrogramme basé sur UPGMA et le nuage de points PCoA.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Résultats

En utilisant la méthode méticuleuse d’immersion enzymatique et de séchage à la flamme (EMF), les chromosomes métaphasiques dispersés et bien différenciés de Lycoris aurea (L’Hér.) Des herbes ont été obtenues, et le caryotype chromosomique cytogénétique de Lycoris aurea a été construit (Figure 1). Les chromosomes métaphasiques présentant le degré de condensation le plus élevé ne conviennent pas à l’analyse du caryo...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

La préparation de Lycoris aurea (L’Hér.) Les chromosomes racinaires des herbes impliquent plusieurs étapes critiques : (1) cultiver les racines par hydroponie, (2) traiter les extrémités des racines avec du α-bromonaphtalène saturé, (3) fixer les racines à l’aide d’une solution d’acide alcool-acétique, (4) effectuer une hydrolyse enzymatique sur les extrémités des racines avec une solution enzymatique, et (5) écraser soigneusement les racines digérées et s...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Déclarations de divulgation

Les auteurs ont déclaré qu’il n’existe pas d’intérêts concurrents.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par la Fondation des sciences naturelles de Chine (32070367).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
AlcoholSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A500737-0005(70%, 90%, 100%)
1× TNTSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.B5481081×, 10×
2× SSCSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.B5481092×, 20×
45S rDNASangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.TAMRA is added to both ends (5 'and 3' ends)
4'6-diamidino-2-phenylindole(DAPI)Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.E60730320ml
5S rDNASangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.5 'end plus 6-FAM(FITC)
Adobe Photoshop softwareAdobe Systems IncorporatedCS6
Alpha bromo-naphthaleneSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A602718Saturation
Anti-burnout agentSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.Vectashield H-100010 mL
Biochemical incubatorShanghai Yiheng Scientific Instrument Co., LTDLRH-70
CellulaseSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A42606810 g
Citric acidSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A50170210 g
Deionized formamide (FAD)Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A600211-05000.7
Dextran sulfateSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A42822910 mL
Fluorescence in situ hybridization instrumentUSA/Abbott ThermoBriteS500-24
Fluorescence microscopeOlympus China Co.ltdBX60
Glacial acetic acidSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A501931500 mL
HClAladdin Reagent Co. Ltd. (Shanghai)H399657500 mL
Ice machineDan Ding Shanghai International Trade Co., Ltd.ST-70
Leica biological microscopeGermany Leica Instrument Co., LTDDM6000B
Methyl alcoholSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A601617500 mL
MetMorph softwareMolecular DevicesVersion 7.35
OvenThermo Scientific™ Heratherm™THM#51028152
PectinaseSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A00429710 g
PepsinSangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.1.07185100 g
Propidium iodide(PI)Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.A4252591 g
RNaseASangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.R464210 mg
Salmon sperm DNA(ssDNA)Aladdin Reagent Co. Ltd. (Shanghai)D1198711 g
Sodium citrateAladdin Reagent Co. Ltd. (Shanghai)S18918310 g
Statistica for Windows 10.0 for statistical analysis

Références

  1. Heywood, V., Casas, A., Ford-Lloyd, B., Kell, S., Maxted, N. Conservation and sustainable use of crop wild relatives. Agric Ecosyst Environ. 121 (3), 245-255 (2007).
  2. Rong, W., Sun, J., Zhang, H., Wang, H., Liu, H. Cloning and characterization of a tyrosine decarboxylase involved in the biosynthesis of galanthamine in Lycoris aurea. PeerJ. 7, e6729(2019).
  3. Guerra, M. Cytotaxonomy: The end of childhood. Plant Biosyst. 146 (3), 703-710 (2012).
  4. She, C. W., Qin, X., Lu, Y., Wang, H., Li, Y. Karyotype analysis of Lablab purpureus (L.) Sweet using fluorochrome banding and fluorescence in situ hybridization with rDNA probes. Czech J Genet Plant Breed. 51 (3), 110-116 (2015).
  5. Kadluczka, D., Grzebelus, E. Using carrot centromeric repeats to study karyotype relationships in the genus Daucus (Apiaceae). BMC Genomics. 22 (1), 508(2021).
  6. Levin, D. A. The role of chromosomal change in plant evolution. , Oxford Univ Press. 49-52 (2002).
  7. She, C. W., Qin, X., Lu, Y., Wang, H., Li, Y. Molecular cytogenetic characterization and comparison of the two cultivated Canavalia varieties (Fabaceae). Comp Cytogenet. 11 (4), 579-600 (2017).
  8. She, C. W., Qin, X., Lu, Y., Wang, H., Li, Y. Comparative molecular cytogenetic characterization of five wild Vigna varieties (Fabaceae). Comp Cytogenet. 14 (2), 243-264 (2020).
  9. Stebbins, G. L. Chromosomal evolution in higher plants. , Addison-Wesley. London. (1971).
  10. Paszko, B. A critical review and a new proposal of karyotype asymmetry indices. Plant Syst Evol. 258 (1-2), 39-48 (2006).
  11. Peruzzi, L., Eroglu, H. Karyotype asymmetry: Again, how to measure and what to measure. Comp Cytogenet. 7 (1), 1-9 (2013).
  12. Dehery, S. K., Tavakkoli, A., Jafari, M. Karyotype and chromosome pairing analysis in some Iranian upland cotton (Gossypium hirsutum). Nucleus. 64 (2), 167-179 (2021).
  13. Schweizer, D. Reverse fluorescent chromosome banding with chromomycin and DAPI. Chromosoma. 58 (4), 307-324 (1976).
  14. Moscone, E. A., Debat, H. J., Salguero, N. Quantitative karyotyping and dual color FISH mapping of 5S and 18S-25S rDNA probes in the cultivated Phaseolus varieties (Leguminosae). Genome. 42 (6), 1224-1233 (1999).
  15. Hasterok, R., Sliwinska, E., Kwasniewski, M. Ribosomal DNA is an effective marker of Brassica chromosomes. Theor Appl Genet. 103 (4), 486-490 (2001).
  16. Koo, D. H., Han, Y., Lee, H. Molecular cytogenetic mapping of GXTL and C. melo using highly repetitive DNA sequences. Chromosome Res. 18 (3), 325-336 (2010).
  17. De Moraes, A. P., Ferreira, J. P., Marques, R. Karyotype diversity and the origin of grapefruit. Chromosome Res. 15 (1), 115-121 (2007).
  18. Weiss-Schneeweiss, H., Kiefer, C., Schneider, H. Karyotype diversification and evolution in diploid and polyploid South American Hypochaeris (Asteraceae) inferred from rDNA localization and genetic fingerprint data. Ann Bot. 101 (7), 909-918 (2008).
  19. Siljak-Yakovlev, S., Peruzzi, L. Cytogenetic characterization of endemics: Past and future. Plant Biosyst. 146 (3), 694-702 (2012).
  20. Miaohua, Q., Wang, Y., Zheng, Y. Reciprocal natural hybridization between Lycoris aurea and Lycoris radiata (Amaryllidaceae) identified by morphological, karyotypic, and chloroplast genomic data. BMC Plant Biol. 24 (1), 14-27 (2024).
  21. Shi, S., Wang, Y., Yu, J. Phylogenetic relationships and possible hybrid origin of Lycoris varieties (Amaryllidaceae) revealed by its sequences. Biochem Genet. 44, 198-208 (2006).
  22. Yumai, J., Wang, Y., Zheng, H. Characterization, validation, and cross-species transferability of EST-SSR markers developed from Lycoris aurea and their application in genetic evaluation of Lycoris species. BMC Plant Biol. 20 (1), 522-528 (2020).
  23. Koo, D. H., Shin, D., Lee, J. Karyotype analysis of a Korean cucumber cultivar (Cucumis sativus L. cv. Winter Long) using C-banding and bicolor fluorescence in situ hybridization. Molecules Cells. 13 (3), 413-418 (2002).
  24. Waminal, N. E., Kim, H. H. Dual-color FISH karyotype and rDNA distribution analyses on four Cucurbitaceae species. Hortic Environ Biotechnol. 53 (1), 49-56 (2012).
  25. Xie, W. J., Yang, X., Wang, F. Localization of 45S and 5S rDNA sequences on chromosomes of 20 varieties of Cucurbitaceous plants. J South China Agric Univ. 40 (6), 74-81 (2019).
  26. Han, Y., Zhang, H., Zhu, C. Centromere repositioning in cucurbit varieties: Implication of the genomic impact from centromere activation and inactivation. Proc Natl Acad Sci USA. 106 (35), 14938-14941 (2009).
  27. Li, K. P., Yao, S., Li, Y. Cytogenetic relationships among Citrullus varieties in comparison with some genera of the tribe Benincaseae (Lycoris aurea (L' Hér.) Herb) as inferred from rDNA distribution patterns. BMC Evol Biol. 16, 85(2016).
  28. Ren, Y., Huang, H., Zhang, Z. An integrated genetic and cytogenetic map of the cucumber genome. PLoS One. 4 (6), e5795(2009).
  29. Han, Y., Wang, H., Liu, B. An integrated molecular cytogenetic map of Cucumis sativus L. chromosome. BMC Genet. 12, 18(2011).
  30. Han, Y., Zhang, H., Yu, C. Chromosome-specific painting in Cucumis varieties using bulked oligonucleotides. Genetics. 200 (3), 771-779 (2015).
  31. Liu, M. S., Zhang, S., Liu, Q. Chromosomal variations of Lycoris varieties revealed by FISH with rDNAs and centromeric histone H3 variant associated DNAs. PLoS One. 16 (9), e0258028(2021).
  32. Hayashi, A., Murota, K., Murata, J. Genetic variations in Lycoris radiate var. radiate in Japan. Genes Genet Syst. 80, 199-221 (2005).
  33. Nima, R. Fluorescence in situ hybridization: Methods and application in cancer diagnosis. Cancer Immunol. 2, 711-728 (2020).
  34. Liu, K., Yang, X., Wang, J. Cytogeography and chromosomal variation of the endemic East Asian herb Lycoris radiate. Ecol Evol. 9, 6849-6859 (2019).
  35. Song, Y. C., Zhang, L., Yan, B. Comparisons of G-banding patterns in six species of the Poaceae. Hereditas. 121, 31-38 (1994).
  36. She, C. W., Zhou, M., Zhang, L. CPD staining: An effective technique for detection of NORs and other GC-rich chromosomal regions in plants. Biotechnic Histochem. 81 (1), 13-21 (2006).
  37. Han, Y. H., Kim, J., Yoon, M. Distribution of the tandem repeat sequences and karyotyping in cucumber (Cucumis sativus L.) by fluorescence in situ hybridization. Cytogenet Genome Res. 122 (1), 90-98 (2008).
  38. Chao-Wen, S., Chen, Z., Wang, S. Comparative karyotype analysis of eight Cucurbitaceae crops using fluorochrome banding and 45S rDNA-FISH. Comp Cytogenet. 17, 31-58 (2023).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Réimpressions et Autorisations

Demande d’autorisation pour utiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demande d’autorisation

Explorer plus d’articles

Analyse comparative du caryotypeLycoris aureamesures chromosomiquesbandes de fluorescencesignaux RDNA FISHsites 45S RDNAvariation du caryotyperelations biologiquesparam tres quantitatifsdiff renciation g nomiquenombre de chromosomesasym trie du caryotype

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Confidentialité

Conditions d'utilisation

Politiques

Contactez-nous

RECOMMANDER À LA BIBLIOTHÈQUE

NEWSLETTERS JoVE

Recherche

Enseignement

Auteurs

Bibliothécaires

À PROPOS DE JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.