作者は有用な議論とキュリー研究所の動物施設のためのフィブロネクチン、エリックTheveneau上の外植片の映像のためアデリーヌドリーに感謝します。 CMは、地方イル=ド=フランス（ドメーヌD&#39;Interet Majeurポール幹細胞）、大学パリシュッド（アタッシェTemporaire D&#39;Enseignementら·デ·ルシェルシュ）、および通信社国立·デ·ラ·ルシェルシュのポスドクである。この作品は、大学のパリシュッド（Attractivite 2011）、センター国立·デ·ラ·ルシェルシュ科学研究（アクションThematiqueらIncitativeシュールプログラム）によって資金を供給された、協会はラ·ルシェルシュコントルルがんグラントSFI20101201882、リーグコントルルがん、およびアジャン国立デラを注ぐRECHERCHE（アジャン国立·デ·ラ·ルシェルシュ·プログラム·ブラン）。

実験は、科学的目的のために使用される動物の保護に関する国家および欧州の規制で、交換、削減、洗練された、国際的に確立された原則に準拠しています。 1。フィブロネクチンコートディッシュ14の調製<ol><li>ピペット標準的なプラスチックシャーレ（φ40×11 mm）の中に1×リン酸緩衝生理食塩水（PBS）で希釈した10 mg / mlの培養グレードのフィブロネクチンを500ml。 1時間37℃でインキュベートする。注意：以降のイメージング用ガラス食器やガラス製カバースリップを使用している場合は、100 mg / mlのフィブロネクチン溶液を使用してください。 </li><li> 1X PBSで3回洗浄します。 </li><li> 1XのPBS/0.1％ウシ血清アルブミン（BSA）の500ミリリットルを含むPBSを交換してください。 30分間37℃でインキュベートする。 </li><li> 1X PBSで3回洗浄します。 </li><li> 1X PBSでいっぱいにして（通常は24〜48時間の場合）使用するまで4℃で保管してください。 </li></ol> 2。 NC植片の解剖 &lt;OL&gt; <li>調製3/4ノーマル両生類培地（NAM）（110ミリモルのNaCl、2mMのKClを、1のCa（NO 3）2、1のMgSO 4、0.1mMのEDTA、1mMのNaHCO 3を、0.2×PBS、50 mg / mlのゲンタマイシン10,15）。 4℃で保存、解剖のために1週間以上保管しないでください年配NAM（下記）は、アガロースでコーティングされた解剖皿を調製するために使用することができる。 </li><li> 3月4日、NAMで2％アガロース10mlでコーティングされた解剖用の60ミリメートルペトリ皿を準備します。 </li><li>解剖ツールを収集します。プラスチック製パスツールピペットを、最高級の虫ピンがピンホルダー（参考資料の表を参照）、（ガラスパスツールピペット16の先端にパラフィンに埋め込 ​​まれた眉の毛で作られた）「眉ナイフ」、2罰金に搭載された解剖鉗子、P1000ピペットやヒント、50倍率8-40Xと両眼立体鏡、光ファイバガイドに明るい光源。すべて解剖のツールはきれいに保つ必要があり、各実験の後、蒸留水で二回一回のWiそれらをすすぐ100％エタノールをTH及び乾燥させてください。ほこりから保管してください。 </li><li>ほぼトップに新鮮NAMと解剖皿に記入してください。 </li><li> Xを得る標準的な手順10と、彼らは（Nieuwkoopとフェーバー発達表17による）神経胚ステージ16に到達するまで、それらを年齢に応じて胚ツメガエル 。 </li><li> 16胚プラスチックパスツールピペットを用いて解剖皿にステージを配置します。 </li><li>双眼スコープの下にあるすべての後続のステップを実行します。鉗子の2ペアが卵黄膜を除去します。胚の背側の部分に損傷を与えないように注意してください。 </li><li>胚は解剖を開始するために、ステージ17に到達するまで待ちます。神経堤が明確に早い段階とは対照的に、神経管から離れて設定されているので、ステージ17が適当である。ステージ17の後、NCは移行して、周囲の間充織と混ざり始まる。 </li><li>維持するために、胚のためのニッチを作るためにピンセットでアガロースに小さな穴を掘る解剖の間にそれら。 1胚背側を上にして置きます。注：粘土の代わりにアガロース中に穴を掘った胚を維持するために使用することができる。 </li><li>眉ナイフや虫ピンと前方神経倍の側部に切開する。胚にあまりにも深く行かないように注意してください：2〜3細胞層を切断することを目指し（原腸と同じくらい深く到達することはありません！）。全体の解剖プロセスの間に、 解剖した組織は、X のため、 気液界面に接触して入力できるようにすることはありません ツメガエル胚組織は、表面張力によって溶解される。 </li><li>神経のより背部分の第2の平行の切開が同じ機器を使用して倍にする。 </li><li>必要に応じて、90°付近の皿を回す。最初の2切開の後側で、眉ナイフや虫ピンと第三の垂直切開する。 NCは横方向、外胚葉の着色された外側の層の下の細胞の厚い塊である神経管へ。 </li><li>第三の切開端から始めて、根底にあるノースカロライナ州からの着色された外胚葉層を分離するために眉ナイフの先端を使用してください。 </li><li>第三の切開から始まるのNC組織を分離するために眉ナイフの側面を使用してください。基礎となる頭部の中胚葉が白色ながらNC組織は、むしろ灰色である。慎重に中胚葉からNCを分離する。 </li><li>眼胞から前方のNC組織を切り離し、外植片を解放するために、このレベルで切断。最初の実験のための対照として、in situハイブリダイゼーションによって、いくつかの外植片にsnail2式 （正規のNCマーカー）をチェックすることをお勧めします。 </li></ol> 3。フィブロネクチン上にプレート外植片<ol><li>フィルインフィブロネクチンコートディッシュ修正Danilchickミディアム（MDM、NaClの53 mMの、のNa 2 CO 3 5mmのKグルコン酸4.5 mMの、ナトリウムグルコン酸32 mMの硫酸マグネシウム1 mMの、 塩化カルシウム1 mMの、BSA 0.1％、pHを調整1男ビシンと8.3に<sup&gt; 18）。 </li><li> P1000ピペットを用いてフィブロネクチン被覆皿に外植片を移す。外植片を気液界​​面を接触させないでください。まず、一部の液体もう一度、外植して、先端にいくつかの液体をピペット。フィブロネクチン被覆皿に外植片を転送しながら、先端に空気を許可しないでください。先端がフィブロネクチンコートディッシュの液体の中にあると、外植片をゆっくりと重力で下に行かせ、または非常にゆっくりと押します。 速すぎて外植片を排出することは避けてください 。 </li><li>眉毛のナイフを使用して皿に10から30の外植片を配置します。皿の側面を避けるため、その後の画像化のために十分なされていない。 </li><li> （それは約15〜30分かかります）外植片はフィブロネクチンに付着するまで、お皿を移動しないようにしてください。必要であれば、 非常に慎重に料理を移動します。 </li><li>冷蔵インキュベータ（温度グラフ15〜20℃の間で、17を参照）の皿を置きます。 15℃で置かれたとき、細胞は、arはE通常は効率的に移行し、インキュベーションの6時間後に散乱（このタイミングは実験間で異なる場合があります）。 </li></ol> 4。ホスト胚に外植片を移植<ol><li>粗鉗子を使用して非常に小さい部分に微細ガラスカバースリップをカット。作品の大きさは約1.5ミリメートル2でなければなりません。ピンセットを用いて3月4日、NAMまたはPBSを含むペトリ皿にピースを浸します。 </li><li>宿主胚の調製：卵黄膜を除去して、NCを解剖しながら、宿主胚を傷つけないよう、特に注意して）3で説明したように3月4日、NAMでホストのNCを解剖する。ドナー胚を解剖しながら、宿主胚が部分的に治癒させて：組織の緊張は、焼灼の大きさを増大させる傾向がある。 </li><li>プロトコル3で説明したように、他のアガロースでコーティングされた皿の中で、同じ皿の別の部分では、ドナー胚からのNC植片を解剖する。で説明したように、注意してホストを含​​む皿にNC移植を転送プロトコル3。 </li><li>すぐに鉗子を使用してホストアブレーション領域に、NCの外植片を置く。外植片を部分的に固定してください。所定の位置に移植片を維持するために移植された胚にカバーガラス片を入れてください。それの損傷を防ぐために、胚よりも大きなガラス片を選択します。胚は平らに少しになります。 </li><li>少なくとも15〜20分間待ってから、静かにカバーガラスを取り外します。胚はさらに10分間回復してみようと注意深くプラスチック製パスツールピペットを用いて、3/4 NAMが充填された清浄な皿にそれをピペット。 </li></ol>

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著者らは、開示することは何もありません。

このプロトコルは、 アフリカツメガエル胚においてpremigratory頭蓋NCを植するための簡単な技術が記載されている。このような実験に使用した胚は、堅牢で、よく治癒する必要があります。不健康な胚のいずれかのバッチを廃棄します。また、後段ではなく、17で神経堤を切除するために、（12〜18〜20℃に）様々な温度で胚を成長する。ステージ17の後に、神経堤は頭部中胚葉と混合して...

神経冠（NC）は、脊椎動物胚における神経胚形成の終了時に神経管から出てくる一過性胚細胞集団である。 NCの仕様を制御するシグナル伝達および遺伝的事象は、早ければ原腸形成として開始します。ノースカロライナ州は、周囲の背側の組織からの信号によって、神経および非神経外胚葉の境界に指定されています。神経胚形成の終了時に、NC細胞が上皮から間葉転換（EMT）を受けると案内手がかりを囲むに応答することによってステレオタイプのルート以下の胚で広く移動する。彼らは彼らの最終的な宛先に到達した後、彼らは誘導体、 例えばニューロン 、グリア、骨、軟骨、および色素性細胞1-5の広大な配列に分化する。多くの細胞種および胚組織への貢献のために、NC細胞開発のどの段階での欠陥は、誘導から最終分化、neurocristopathies 6という先天性の症候群を引き起こす可能性があります。 E様々な段階での開発のNCの新実験操作 - 仕様、EMT、移行、および分化は - neurocristopathiesの我々の理解を向上させ、潜在的な治療戦略の設計ができるようになります。 アフリカツメガエル胚は、NC開発を研究するための最適なモデルです。胚の多数を得るのは容易であり、体外受精は、開発の非常に最初のステップへのアクセスを提供します。多くのツールは、実験的にXを操作するために利用可能である胚発生ツメガエル 。機能獲得型と遺伝子ノックダウンは、初期の胞胚の個々のセルをマイクロインジェクションにより実行するのは簡単です。胚組織は、in vitro再アソシエーション7-11またはバックグラフト12,13のアッセイのために切断することができる。 このプロトコルでは、Xにpremigratory頭蓋NCを分析する方法を説明します移行前に、後半neurulas ツメガエル 。これらの外植片はフィブロネクチンジンジャーブレッドで培養することができるに移行し、分化を研究するDプレートは、in vitroの実験条件で制御。 NC外植片もまた、インビボでそれらの移動および分化を研究するために、通常の操作または宿主胚に移植することができる。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="601">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:244px;">Fibronectin from bovine plasma</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">F4759-1MG</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:244px;">Bovine Serum Albumine. Fraction V</td>
			<td style="width:71px;">Euromedex</td>
			<td style="width:119px;">04-100-811-C</td>
			<td>Lower quality grade may&#160; be suitable for this application</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Stainless Steel Insect Pins. Size 000</td>
			<td style="width:71px;">FST</td>
			<td align="right" style="width:119px;">26001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:244px;">Dumont #5 forceps 0.05 mm x 0.02 mm</td>
			<td style="width:71px;">FST</td>
			<td style="width:119px;">11252-20</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

dissection of xenopus laevis neural crest for in vitro explant culture or in vivo transplantation

神経堤（NC）は、神経胚形成の最後に上皮への間充織転換（EMT）を受けて、過渡背側神経管の細胞集団である様々な臓器に向けて広範囲に移動し、誘導体（ニューロン、グリア、多くのタイプに分化する軟骨や骨、色素性および内分泌細胞）。このプロトコルでは、in vivoおよびin vitroでのNC開発を研究するために、 アフリカツメガエル胚からpremigratory頭蓋NCを分析する方法について説明します。カエルモデルは、初期の開発を研究する多くの利点を提供しています。豊富なバッチは、胚がin vivoでのゲインと機能戦略の損失は前供与体および/ ​​またはホスト胚におけるNC郭清に遺伝子発現の操作を可能にする、迅速な開発、提供しています。 NC植片は、フィブロネクチン上に播種し、インビトロ研究のために使用することができる。これらは、無血清培地中で定義された数日間培養することができる。また、背面のNC植片を移植する方法を説明します生体内でのNCの移行および分化を研究するためのホスト胚へ。

フィブロネクチン上にプレーすると、神経堤の外植片が急速に（15〜30分）を取り付けて、外植片は2時間（ 図1A）内でフラットに広がる。 3-6時間の細胞が飛散し始めた後。 15℃で24時間で、多くの細胞が離れて外植片（ 図1Bおよび1C）からの移行を開始しました。卵黄は、位相コントラスト（ 図1B）の下で、細胞が非常に明るくなる。細胞の?...

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Dissection of Xenopus laevis Neural Crest for in vitro Explant Culture or in vivo Transplantation

このプロトコルは、 アフリカツメガエルの neurulasからpremigratory頭蓋神経堤（NC）を分析する方法について説明します。これらの外植片をin vitroで培養フィブロネクチン上に播種、または宿主胚に戻って移植することができる。この技術は、NC上皮から間葉移行、遊走、および分化の機序を研究することができる。

の解剖<em&gt;アフリカツメガエル</em&gt;神経堤のため<em&gt; in vitroで</em&gt;外植片培養又は<em&gt; in vivoで</em&gt;移植

The neural crest (NC) is a transient dorsal neural tube cell population that undergoes an epithelium-to-mesenchyme transition (EMT) at the end of ...

dissection-xenopus-laevis-neural-crest-for-vitro-explant-culture-or

Research

JoVE Journal

Biology

Dissection of Xenopus laevis Neural Crest for in vitro Explant Culture or in vivo Transplantation

13.1K ビュー.  Centre Universitaire. このプロトコルは、 アフリカツメガエルの neurulasからpremigratory頭蓋神経堤（NC）を分析する方法について説明します。これらの外植片をin vitroで培養フィブロネクチン上に播種、または宿主胚に戻って移植することができる。この技術は、NC上皮から間葉移行、遊走、および分化の機序を研究することができる。 

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Dissection of Organizer and Animal Pole Explants from Xenopus laevis Embryos and Assembly of a Cell Adhesion Assay

This video demonstrates the technique used for preparation of organizer and animal pole explants from Xenopus laevis embryos, including the use of the eyebrow knife - a specialized dissection tool made of one's eyebrow. The protocol for assembling an adhesion assay is also given, which probes for the presence of key adhesion molecules present on the surface organizer or animal pole cells that are critical for proper development.

アフリカツメガエルの胚および細胞接着アッセイのアセンブリから主催し、動物極の外植片の解剖

生物学

Plastic Embedding and Sectioning of Xenopus laevis Embryos

Plastic sections maintain true tissue morphology in thin sections of tissue that can be immunostained with fluorescent secondary antibodies, making this method more useful than paraffin-embedded or frozen sections for many types of tissue. The method for staining, plastic embedding, and sectioning is demonstrated in this video.

プラスチック製の埋め込みとアフリカツメガエル胚のセクショニング

Obtaining Eggs from Xenopus laevis Females

The eggs of Xenopus laevis intact, lysed, and/or fractionated are useful for a wide variety of experiments. This protocol shows how to induce egg laying, collect and dejelly the eggs, and sort the eggs to remove any damaged eggs.

The eggs of Xenopus laevis intact, lysed, and/or fractionated are useful for a wide variety of experiments. This protocol shows how to induce egg laying, collect and dejelly the eggs, and sort the eggs to remove any damaged eggs.

アフリカツメガエル女性から卵子を入手

The eggs of Xenopus laevis intact, lysed, and/or fractionated are useful for a wide variety of experiments. This protocol shows how to induce egg laying, ...

Preparation and Fractionation of Xenopus laevis Egg Extracts

Crude and fractionated Xenopus egg extracts can be used to provide ingredients for reconstituting cellular processes for morphological and biochemical analysis. Egg lysis and differential centrifugation are used to prepare the crude extract which in turn in used to prepare fractionated extracts and light membrane preparations.

Crude and fractionated Xenopus egg extracts can be used to provide ingredients for reconstituting cellular processes for morphological and biochemical analysis. Egg lysis and differential centrifugation are used to prepare the crude extract which in turn in used to prepare fractionated extracts and light membrane preparations.

アフリカツメガエル卵抽出物の調製と分画

Crude and fractionated Xenopus egg extracts can be used to provide ingredients for reconstituting cellular processes for morphological and biochemical ...

Microinjection of Xenopus Laevis Oocytes

Microinjection of Xenopus laevis oocytes followed by thin-sectioning electron microscopy (EM) is an excellent system for studying nucleocytoplasmic transport. Because of its large nucleus and high density of nuclear pore complexes (NPCs), nuclear transport can be easily visualized in the Xenopus oocyte. Much insight into the mechanisms of nuclear import and export has been gained through use of this system (reviewed by Pant&eacute;, 2006). In addition, we have used microinjection of Xenopus oocytes to dissect the nuclear import pathways of several viruses that replicate in the host nucleus. 
Here we demonstrate the cytoplasmic microinjection of Xenopus oocytes with a nuclear import substrate. We also show preparation of the injected oocytes for visualization by thin-sectioning EM, including dissection, dehydration, and embedding of the oocytes into an epoxy embedding resin. Finally, we provide representative results for oocytes that have been microinjected with the capsid of the baculovirus Autographa californica nucleopolyhedrovirus (AcMNPV) or the parvovirus Minute Virus of Mice (MVM), and discuss potential applications of the technique.

Here we demonstrate cytoplasmic microinjection of Xenopus laevis oocytes with a nuclear import substrate, as well as preparation of the injected oocytes for visualization by thin-sectioning electron microscopy.

アフリカツメガエル卵母細胞のマイクロインジェクション

Microinjection of Xenopus laevis oocytes followed by thin-sectioning electron microscopy (EM) is an excellent system for studying nucleocytoplasmic ...

Tissue Determination Using the Animal Cap Transplant (ACT) Assay in Xenopus laevis

Many proteins play a dual role in embryonic development. Those that regulate cell fate determination in a specific tissue can also affect the development of a larger region of the embryo. This makes defining its role in a particular tissue difficult to analyze. For example, noggin overexpression in Xenopus laevis embryos causes the expansion of the entire anterior region, including the eye1,2. From this result, it is not known if Noggin plays a direct role in eye determination or that by causing an expansion of neural tissue, Noggin indirectly affects eye formation. Having this complex phenotype makes studying its eye-specific role in cell fate determination difficult to analyze. We have developed an assay that overcomes this problem. Taking advantage of the pluripotent nature of the Xenopus laevis animal cap 3, we have developed an assay to test the ability of gene product(s), like noggin or the eye field transcription factors (EFTFs), to transform caps into particular tissue or cell types by transplanting this tissue onto the side of the embryo 4. While we have found either Noggin protein treatment or a collection of transcription factors can determine retinal cell fate in animal caps, this procedure could be used to identify gene product(s) involved in specifying other tissues as well.

Tissue Determination Using the Animal Cap Transplant ACT Assay in Xenopus laevis

Animal caps overexpressing gene product(s) are transplanted to the flank of developing Xenopus laevis embryos in order to establish whether tissue is determined.

でアニマルキャップの移植（ACT）アッセイを用いて組織の決定アフリカツメガエル</em

Many proteins play a dual role in embryonic development. Those that regulate cell fate determination in a specific tissue can also affect the development ...

Production of Transgenic Xenopus laevis by Restriction Enzyme Mediated Integration and Nuclear Transplantation

Stable integration of cloned gene products into the Xenopus genome is necessary to control the time and place of expression, to express genes at later stages of embryonic development, and to define how enhancers and promoters regulate gene expression within the embryo. The protocol demonstrated here can be used to efficiently produce transgenic Xenopus laevis embryos. This transgenesis approach involves three parts: 1. Sperm nuclei are isolated from adult X. laevis testis by treatment with lysolecithin, which permeabilizes the sperm plasma membrane. 2. Egg extract is prepared by low speed centrifugation, addition of calcium to cause the extract to progress to interphase of the cell cycle, and a high-speed centrifugation to isolate interphase cytosol. 3. Nuclear transplantation: the nuclei and extract are combined with the linearized plasmid DNA to be introduced as the transgene and a small amount of restriction enzyme. During a short reaction, egg extract partially decondenses the sperm chromatin and the restriction enzyme generates chromosomal breaks that promote recombination of the transgene into the genome. The treated sperm nuclei are then transplanted into unfertilized eggs. Integration of the transgene usually occurs prior to the first embryonic cleavage such that the resulting embryos are not chimeric. These embryos can be analyzed without any need to breed to the next generation, allowing for efficient and rapid generation of transgenic embryos for analyses of promoter and gene function. Adult X. laevis resulting from this procedure also propagate the transgene through the germline and can be used to generate lines of transgenic animals for multiple purposes.

Production of Transgenic Xenopus laevis by Restriction Enzyme Mediated Integration and Nuclear Transplantation

This video protocol demonstrates a method for generating transgenic Xenopus laevis by introduction of transgenes into sperm nuclei followed by nuclear transplantation into unfertilized eggs.

トランスジェニックの生産アフリカツメガエル制限酵素を介した統合と核移植によって

Stable integration of cloned gene products into the Xenopus genome is necessary to control the time and place of expression, to express genes at later ...

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may also be used to study the structure-function relationship for other ion channels and neurotransmitter receptors1. BK channels are widely expressed in different tissues and have been implicated in many physiological functions, including regulation of smooth muscle contraction, frequency tuning of inner hair cells and regulation of neurotransmitter release2-6. BK channels are activated by membrane depolarization and by intracellular Ca2+ and Mg2+ 6-9. Therefore, the protocol is designed to control both the membrane voltage and the intracellular solution. In this protocol, messenger RNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes (stage V-VI) followed by 2-5 days of incubation at 18&deg;C10-13. Membrane patches that contain single or multiple BK channels are excised with the inside-out configuration using patch clamp techniques10-13. The intracellular side of the patch is perfused with desired solutions during recording so that the channel activation under different conditions can be examined. To summarize, the mRNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes to express channel proteins on the oocyte membrane; patch clamp techniques are used to record currents flowing through the channels under controlled voltage and intracellular solutions.

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

Ionic current of BK channels is recorded using patch clamp techniques. BK channels are expressed in Xenopus oocytes by injecting messenger RNA. The intracellular solution during patch clamp recordings is controlled by a perfusion system.

イオンチャネル研究のためのパッチクランプおよび灌流のテクニックで表さアフリカツメガエル卵母細胞

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may ...

Facial Transplants in Xenopus laevis Embryos

Craniofacial birth defects occur in 1 out of every 700 live births, but etiology is rarely known due to limited understanding of craniofacial development. To identify where signaling pathways and tissues act during patterning of the developing face, a 'face transplant' technique has been developed in embryos of the frog Xenopus laevis. A region of presumptive facial tissue (the "Extreme Anterior Domain" (EAD)) is removed from a donor embryo at tailbud stage, and transplanted to a host embryo of the same stage, from which the equivalent region has been removed. This can be used to generate a chimeric face where the host or donor tissue has a loss or gain of function in a gene, and/or includes a lineage label. After healing, the outcome of development is monitored, and indicates roles of the signaling pathway within the donor or surrounding host tissues. Xenopus is a valuable model for face development, as the facial region is large and readily accessible for micromanipulation. Many embryos can be assayed, over a short time period since development occurs rapidly. Findings in the frog are relevant to human development, since craniofacial processes appear conserved between Xenopus and mammals.

Facial Transplants in Xenopus laevis Embryos

A technique for transplanting "Extreme Anterior Domain" facial tissue between Xenopus laevis embryos has been developed. Tissue can be moved from one gene expression background into another, allowing the study of local requirements for craniofacial development and for signaling interactions between facial regions.

顔面移植<em&gt;アフリカツメガエル</em&gt;胚

Craniofacial birth defects occur in 1 out of every 700 live births, but etiology is rarely known due to limited understanding of craniofacial development. ...

The Slice Culture Method for Following Development of Tooth Germs In Explant Culture

Explant culture allows manipulation of developing organs at specific time points&#160;and is therefore an important method for the developmental biologist. For many organs it is difficult to access developing tissue to allow monitoring during ex vivo culture. The slice culture method allows access to tissue so that morphogenetic movements can be followed and specific cell populations can be targeted for manipulation or lineage tracing.
In this paper we describe a method of slice culture that has been very successful for culture of tooth germs in a range of species. The method provides excellent access to the tooth germs, which develop at a similar rate to that observed in vivo, surrounded by the other jaw tissues. This allows tissue interactions between the tooth and surrounding tissue to be monitored. Although this paper concentrates on tooth germs, the same protocol can be applied to follow development of a number of other organs, such as salivary glands, Meckel&#39;s cartilage, nasal glands, tongue, and ear.

Here we detail a method to culture tooth germs in mandible slices using a tissue chopper. This method allows unique access to the tooth during development, providing excellent opportunity for manipulation and lineage tracing, not available using more traditional culture methods.