Name: flat mount preparation for observation and analysis of zebrafish embryo specimens stained by whole mount in situ hybridization
Uploaded: 2014-07-17T16:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 36 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Flat Mount Preparation for Observation and Analysis of Zebrafish Embryo Specimens Stained by Whole Mount In situ Hybridization at JoVE.com

この研究の一部は、以下のそれぞれからRAWに資金によってサポートされていました：NIHの助成金K01 DK083512、DP2 OD008470、およびR01 DK100237;ダイムバジルオコナースターターScholarの助成賞＃5-FY12-75年の3月。科学と生物科学専攻のノートルダム大学の大学から資金を起動してください。我々は特に、幹細胞研究促進するノートルダム大学に寛大な贈り物を与えられた全ギャラガー家族と一緒に、エリザベスとマイケル·ギャラガーに感謝したいと思います。資金提供者は、研究デザイン、データ収集と分析、公開することを決定、または原稿の準備に何の役割がありませんでした。私たちは、ゼブラフィッシュのコロニー·福祉での顕著な献身のために彼らのサポートのために生物科学の部門のスタッフに感謝し、ノートルダム寺院でのゼブラフィッシュ研究センター。最後に、私たちは、彼らのコメント、議論や、この作品についての洞察のために私たちの研究室のメンバーに感謝だけでなく、マリーゴールド（Maripooka）およびジニアWingert研究のための最も優れたラッシュのツールを作るためにネコウィスカーを流し、自然に提供するため。

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著者らは、開示することは何もありません。

ゼブラフィッシュは、ここ数年の間に、研究コミュニティ全体に非常に貴重なモデル生物であることが証明された。ゼブラフィッシュは、高等脊椎動物のそれと遺伝的保全の実質的な程度を示し、彼らの解剖学、繁殖、およびライフサイクルに関連する利点は、実験解析へのこの種は非常に従順にする。さらに、ゼブラフィッシュに適用できる分子技術の進歩は、さらに科学的研究で、このモデル生物の使用を推進してきました。例えば、トランスジェニックゼブラフィッシュ系統の多種多様な疾患の進行を研究すると、器官形成などの開発の重要なメカニズムの基礎となる多くの基本的な質問に答えるために生成されています。 したがって、病気や発達研究の両面でのゼブラフィッシュの動的な使用に基づいて、細胞標識の方法論と信号定量化は、データ分析の重要な側面である。しばらく蛍光ANを利用する方法tibodiesトランスジェニックゼブラフィッシュにおけるタンパク質発現を検出するために使用することができ、研究者は、典型的には固定され、非トランスジェニックゼブラフィッシュ試料中の遺伝子転写の時空間的局在を調べるためにWISH 12-16のような標準的な手順に依存している。実際には、WISH 16は、生物学において最も広く使用される技術の一つであり、遺伝子変異、遺伝的および化学的摂動の表現型を特徴付けるために使用される重要なツールである。それにもかかわらず、願いが潜在的な落とし穴や課題の数に関連している。アンチセンスribroprobeの特異性を確認するために、センスリボプローブは、アンチセンスリボプローブ染色パターンの特異性を評価するための対照として使用することができる。セクション4及び5は、標識およびフルオレセイン標識プローブ、続いてジゴキシゲニン標識プローブの検出の順序で提示されているが、この順序を逆にすることもできる。典型的には、弱い信号（低い発現レベルを有する遺伝子）が最高のジゴキシゲニン標識プローブと、この染色で検出される検出と赤の基板を用いた強い信号（より豊富に発現された遺伝子）の染色に続いて紫色の基板で最初に開発しました。二色反応が行われようとしている場合は、その標識および基質の様々な組合せは、データ収集および分析のために最も適している手順を見つけるためにテストされることをお勧めします。また、セクション4-5に提供される抗体のインキュベーションおよび洗浄をブロックするために提供時間は、24時間後に受精より若い胚に合わせて調整されます。古い胚と同じ手順に長い間隔は、試料上の塩類集積につながることができます。標準ゼブラフィッシュ胚の願いをトラブルシューティングするための大規模なヒントは既に文献12から16に記載されています。おそらく最も一般的なジレンマが高い背景である。私たちは、必要に応じて、4.7、15〜20回の洗浄工程でMABT洗浄の数を増やすことをお勧めします、しかし、我々の経験を一晩MABT「スーパーウォッシュ」の他に、4.8の手順に進む前に、10以上の短MABT洗浄と併用すると優れた結果が得られます。別の例のジレンマは、長いリボで発生する可能性が貧弱なプローブ浸潤である。アルカリ加水分解によってリボプローブ次のステップ3.6をせん断して、これを相殺することができます。若いサンプルとの我々の経験では、プローブの毛刈りは通常、必要ありません。しかし、1本が望む実験の結果に寄与因子が可能のようなパラメータということを覚えておいてください、そしてあなた自身の中でWISHの実験パラメータを調整するために、必要に応じて、我々はコミュニティに既に公的に利用可能なこれらの有用なトラブルシューティングの指示の検討を示唆研究12。 伝統WISH技術12月16日に加えて、ウィッシュの方法論と策定されている別のプロトコルの進歩の継続的な出現があった。これらは、fluoresの使用などの信号検出のための新しい方法を含み、cence 17〜19、マイクロRNA 20の局在を可能にする方法に関するものである。染色（s）は、容易に所望の時点で関心対象の試料内で視覚化することができない場合にそうであっても、現在のセルの標識方法に加えられた多くの改良にもかかわらず、これらの手順の有効性は否定される。この制限は、それが潜在的にこれらの時間に発生する様々な発生過程の理解のギャップにつながる可能性がゼブラフィッシュ個体発生の初期胚の段階に関係する場合は特に、研究者のための問題である。正常なゼブラフィッシュの開発中に、卵黄嚢は、徐々に胚の年齢11としてサイズが減少します。胚がその隣接する卵黄嚢に比べて大きいため、したがって、これらの後の発達段階（&gt; 24時間後に受精）で、ウィッシュ染色は分析する非常に簡単です。しかし、これは（初期の体節形成に尾芽段階からそうではないときに、胚質量は、不透明な卵黄嚢が時々汚れの視覚化を不明瞭にすることができる卵黄）の周りに配置されている。従って、フラットマウントの方法は（ 図1および図2に図式化）初期のゼブラフィッシュ胚サンプルの特徴付けに関連付けられた画像化およびデータ分析の問題を軽減するために考案された、単離され、広く遺伝的変異の系統的な表現型から使用されている最初の大規模な遺伝子スクリーニング21から。 フラットマウント技術の登場以来、初期の発達段階の分析が大幅に強化されました。卵黄は、胚から除去されると、撮像のための所望の向きにスライドガラス上に平らに胚を置くことができる。この二次元位置は、試料を回転させる必要がなくなり、これ全体を一度胚の観察を可能にする。多くの組織は、次のような胚の幅広いドメインに位置しています血液や腎臓を形成する前駆体。さらに、1は1度に複数の異なる開発組織を比較する必要があります。フラットマウントは、同時にこのような細胞群のドメイン全体を表示するには、研究者を可能にし、大幅な組織や細胞数のエリア測定などの定量化を支援することができます。この手法は、最終的には造血、神経発生、および器官形成の基礎となる重要な発達のさまざまなメカニズムについて多くの発見につながる支援してきました。このように、一度マスターして、研究者のためのこの簡単な技術のためのアプリケーションは、非常に充実しています。 例えば、造血時の系統の選択を検討する研究において、14及び18体節段階（■）でのゼブラフィッシュ胚のマウント平坦な製剤は、間にPU.1ジンクフィンガー転写因子の発現パターンで発生した変更を説明するために使用された野生型およびGATA1モルホリノ胚22を注射した。この方法は、GATA1はおそらくこの時点周り中間細胞塊（ICM）にPU.1の発現を調節していることを示す、18カテゴリーに展開PU.1ドメインの検出を可能にした。 - / - gtpbp1とエプシンを含むさまざまな赤血球系の遺伝子のために染色し、追加のフラットマウント胚はGATA1たVLT変異体におけるこれらの遺伝子の発現の低下を示した。さらなる分析は、 潟活性とは無関係であることが知られていたbiklfとtesthymin等erythoid遺伝子の発現の変化を示さなかった。したがって、それらの他の実験結果と併せて、それはGATA1は骨髄赤血球系統内の細胞の分化の調節に必須であることが判明した。神経堤開発の研究では、フラットマウントは、研究中の（ 暴徒M610）変異モンブランにcrestinの発現を試験するために使用されたモンブランとtfap2a遺伝子機能23の役割を調べる。 10と20のSSで、crestin式は完全に頭の中で抑制された、最終的にはモンブランとtfap2a規制の重要性について結論を下すには、このグループを支援する、正常な野生型の式と比較して暴徒M610変異体のトランク領域で減少した神経堤形成中。さらに、器官形成の観点から、フラットマウントは前腎として知られている、ゼブラフィッシュ胚腎臓の開発中に、早期の腎前駆分野で異なるドメインの存在の発見を可能にした。ゼブラフィッシュ胚は、腎臓前駆細胞が前腎を構成するネフロン機能ユニットを生じさせるか研究する保存されており、まだ、解剖学的に単純なシステム、腎形成6,7として知られているプロセス（ 図4）を提供します。フラットマウント分析では、Reのドキュメントドメインに有用であったNAL前駆細胞および未知だった（ 図5）、6,7 をパターニングする前腎の間に、RAのシグナル伝達の変化の結果を分析する。まとめると、これらの実施例では、この平坦な正常な発生および疾患状態の間に発生する多様なプロセスの研究にプロトコルを実装するための多くの広範なアプリケーションが実際に存在することを示唆している。 概念的には、このフラットマウント手順は、全体的に非常に簡単です。しかし、この方法を習得するために必要な操作とフィネスの程度は、視覚的なデモが存在しない場合に、マスターに非常に困難な場合があります。したがって、このプロトコルは、より良い、この手法を実行し、組織の処理を最適化できる試薬に関するアドバイスを共有する方法を理解する機会を、研究者は、ゼブラフィッシュモデルに新しい特にを有効にするためにコンパイルされています。我々は、このプロトコルは、最終的には、コミュニティ内の他の人がUであることが最も理想的なサンプルの条件を絞り込むことができますことを願っていますSEDプレミアムイメージング、データ解析、および刊行物に、それらの結果を通信するため。最終的に、これは、実験結果のプレゼンテーションを不明瞭にし、この単純だが重要な技術を利用して、これらを解決することができ、初期胚発生時のゼブラフィッシュの解剖学的支障を克服するために研究者を有効にする必要があります。

ゼブラフィッシュ、 ゼブラフィッシュは 、発生生物学の研究に広く用いられている有機体になっています。ゼブラフィッシュは、家族コイ科に属する熱帯淡水脊椎動物種である。彼らは簡単に、得られる安価で、かつ1を維持することが容易であったとしてゼブラフィッシュは元々 、潜在的な水質汚濁物質の危険性についての情報を得るために環境調査のために使用された。最後の30年間で、ゼブラフィッシュは、理由のホストの遺伝学的に扱いやすい脊椎動物のモデルシステムとして認識されるようになった。ゼブラフィッシュは、哺乳類2,3を含む高等脊椎動物で解剖学や生理学的な保全の高いレベルを示している。近年のゲノム配列のアノテーションは、ヒト遺伝子の約70％が少なくとも一つのゼブラフィッシュ相手4を有することを明らかにした。例えば、腎臓発生の間に重要な役割を果たす多くのオーソログ遺伝子はこれらの種5-7との間に同定されている。このDRA細胞および分子生物学に関しての保全のマチック程度はゼブラフィッシュ8でのヒトの疾患の広い範囲のためのモデルを作成するために研究者を可能にしましたし、ゼブラフィッシュは、化学遺伝子スクリーニング9を使用して、潜在的な薬物療法を識別するための貴重なツールとなっている。 さらに、ゼブラフィッシュのモデルだけでなく、人間に見られる複雑な発生過程および種々の疾患状態を再現することができるが、いくつかの追加の属性も発生学的研究のためのモデル生物としての魅力を高める。ゼブラフィッシュは卵生であり、受精10の開始から胚への容易なアクセスを研究者に提供し、放送産卵を通じて再現。他の利点は、胚の大きさ、透明性、迅速な、外部開発10を含む。さらに、ゼブラフィッシュ大人高い繁殖力を有し、一般的に200〜500の範囲であり得る比較的大きなクラッチサイズを生成週、最終的に9とを容易に、そのような表現型基づく化学画面等のハイスループット実験を行う研究者を可能にする。 そうであっても、ゼブラフィッシュモデルによって展示されている利点の茄多にもかかわらず、初期の発達段階から得られた実験結果の分析やコミュニケーションに関連する課題がある。いくつかの場合において、ゼブラフィッシュ胚の固有の解剖学的構造は、一のデータの視覚化を不明瞭ことができる。開発が進むにつれて11は受精後、最初の細胞は、複数の切断事象を受ける。原腸形成後、胚軸が、それが卵黄11の周りに巻かれるように、尾芽段（10ゼブラ）に現れる。その後の開発は、セグメンテーション期間を経て進行すると、トランクが大量に成長し、また、卵黄の部分と一緒にテールが中央卵黄塊から自分自身を拡張する嚢ように、軸方向の伸びにより長くなります11。尾芽胚と20体節期（19 HPF）の間には、望むように種々の染色プロトコルの利用後に特定の発達の特徴を観察しようと、両方が原因の胚と不透明の形状に可視化し、写真に挑戦することができます卵黄嚢。これらの課題を解消する一つの方法は、卵黄を除去し、次いで、より直接的な方法で解析することができる二次元の検体中に胚を平坦化することである。 次のプロトコルおよびビデオリソースが正常deyolkとフラット1または2色のWISH染色の例を使用して、固定および染色後、胚をマウントする方法のためのガイドを提供する。 WISHは保存試料における特定の核酸の検出を可能にし、従って、組織内で検出される遺伝子発現の部位（単数または複数）を可能に広く使用される技術である。 WISH技術が広範に記載されており、並びにインフルエンザのような様々な色基質を用いて行うことができるorescent検知システム12月20日 。ここでは、開発の尾芽とセグメンテーションステージ間のゼブラフィッシュ胚に使用私たちの修正されたWISHプロトコルを提供。下のプロトコルの冒頭で述べたように、代替WISHプロトコルは、しかし、ここで説明するフラットマウント手順に対応しています。また、平坦な取り付けは、例えば、このプロトコルに記載されていない全載免疫組織化学、または細胞系統追跡ラベルのような既存の可視化技術の任意の数と組み合わせて利用することができる。全体的にフラットな実装技術は、より良いゼブラフィッシュ胚発生の初期段階での実験から得られたデータの優れた分析とプレゼンテーションを可能にすることができます。

<table><tbody><tr><td>50 X E3</td><td></td><td></td><td>250 mM NaCl, 8.5 mM KCl, 16.5 mM CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 16.5 mM MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; in distilled water. Supplement with methylene blue (1 x 10&lt;sup&gt;-5&lt;/sup&gt; M) (Sigma M9140) to inhibit contamination.</td></tr><tr><td>1 X E3</td><td></td><td></td><td>Dilute 50 X E3 in distilled water.</td></tr><tr><td>Mesh tea strainer</td><td>English Tea Store</td><td>SKU #ASTR_KEN, MPN#1705</td><td></td></tr><tr><td>Embryo incubation dish</td><td>Falcon</td><td>35-1005</td><td></td></tr><tr><td>Transfer pipette</td><td>Samco</td><td>202, 204</td><td></td></tr><tr><td>Flat bottom microcentrifuge tube</td><td>VWR</td><td>87003-300; 87003-298</td><td></td></tr><tr><td>Glass vial</td><td>Wheaton</td><td>225012</td><td></td></tr><tr><td>1x PBST</td><td></td><td></td><td>0.1% Tween-20 detergent in 1x PBS, made by diluting 10x PBS in distilled water.</td></tr><tr><td>Tween-20 stock</td><td>American Bioanalytical</td><td>AB02038</td><td></td></tr><tr><td>10x PBS</td><td>American Bioanalytical</td><td>AB11072</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Electron Microscopy Services</td><td>19210</td><td></td></tr><tr><td>4% PFA/1X PBS</td><td></td><td></td><td>Dissolve 4% PFA (w/v) in 1x PBS, bring to boil on a hot plate in a fume hood. Cool and freeze aliquots for storage at -20 &amp;deg;C. Thaw just before use and do not refreeze stocks.</td></tr><tr><td>Filter sterilization unit</td><td>Corning</td><td>430516</td><td>1 L filter system, 0.45 &amp;mu;m CA</td></tr><tr><td>MeOH</td><td>Sigma</td><td>34860-4L</td><td></td></tr><tr><td>Proteinase K</td><td>Roche</td><td>03-115-879-001</td><td>Dissolve in distilled water to make proteinase K stock (10 mg/ml) and store aliquots at -20 &amp;deg;C.</td></tr><tr><td>HYB+</td><td></td><td></td><td>50% formamide, 5x SSC, 0.1% Tween-20, 5 mg/ml yeast torula RNA, 50 &amp;mu;g/&amp;mu;l heparin</td></tr><tr><td>DIG/FLU labeled riboprobe &lt;em&gt;in vitro&lt;/em&gt; transcription reaction reagents</td><td>Roche</td><td>11175025910; 11685619910</td><td>Refer to manufacturer instructions.</td></tr><tr><td>SP6 RNA polymerase</td><td>Roche</td><td>11487671001</td><td></td></tr><tr><td>T7 RNA polymerase</td><td>Roche</td><td>10881775001</td><td></td></tr><tr><td>T3 RNA polymerase</td><td>Roche</td><td>11031171001</td><td></td></tr><tr><td>RNase 1 inhibitor</td><td>Roche</td><td>3335399001</td><td></td></tr><tr><td>DNase 1 inhibitor, 10x DNase 1 buffer</td><td>Roche</td><td>4716728001</td><td></td></tr><tr><td>Glycogen</td><td>Roche</td><td>10901393001</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol (EtOH)</td><td>Sigma</td><td>E7023</td><td>Aliquot 50 ml aliquots of 100% EtOH and 70% EtOH (diluted with molecular grade water) and store at -20 &amp;deg;C.</td></tr><tr><td>Molecular grade distilled water</td><td>Mediatech</td><td>25-055-CM</td><td></td></tr><tr><td>Waterbath</td><td>Thermo</td><td>51221073</td><td>Model 2831</td></tr><tr><td>Nanodrop</td><td>Thermo</td><td>ND-2000c</td><td></td></tr><tr><td>Formamide</td><td>American Bioanalytical</td><td>AB00600</td><td>Store at -20 &amp;deg;C.</td></tr><tr><td>20x SSC</td><td>American Bioanalytical</td><td>AB13156</td><td></td></tr><tr><td>MAB</td><td></td><td></td><td>2 L formula: Into 1.5 L of distilled water, mix 23.2 g maleic acid, 17.5 g NaCl, 55.0 g Trisma base, then add 8 ml of 1M Tris-HCl pH 9.5, and then fill to 2 L. Autoclave.</td></tr><tr><td>MABT</td><td></td><td></td><td>MAB + 0.1% (v/v) Tween-20</td></tr><tr><td>Block solution</td><td></td><td></td><td>We make in 50 ml fresh aliquots: 10 ml of BSA (from 10% lab stock), 5 ml of FCS (from stock), and 35 ml of MABT. Save unused block at 4 &amp;deg;C to use for antibody solution. Note: Thaw the BSA and FCS stocks at 37 &amp;deg;C&amp;ndash;if you thaw at a higher temperature they become a thick gel (do not use).</td></tr><tr><td>FCS (fetal calf serum) stock</td><td>Invitrogen</td><td>16140089</td><td>Aliquot in 5 or 10 ml portions and store at -20 &amp;deg;C.</td></tr><tr><td>BSA (bovine serum albumin) stock</td><td>American Bioanalytical</td><td>AB00448</td><td>Make a 10% stock diluted in MAB by dissolving the BSA flakes at room temperature with rapid stirring, then store 10 ml aliquots at -20 &amp;deg;C. Store undissolved BSA flakes at 4 &amp;deg;C.</td></tr><tr><td>Anti-digoxigenin antibody</td><td>Roche</td><td>11-093-274-910</td><td>Store at 4 &amp;deg;C.</td></tr><tr><td>Anti-fluorescein antibody</td><td>Roche</td><td>11-426-338-910</td><td>Store at 4 &amp;deg;C.</td></tr><tr><td>12-well staining dish</td><td>BD-Falcon</td><td>35-3225</td><td></td></tr><tr><td>Pre-staining buffer</td><td></td><td></td><td>100 mM Tris pH 9.5, 50 mM MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 100 mM NaCl, 0.1% (v/v) Tween-20. Always make fresh: it will precipitate in the course of a few days.</td></tr><tr><td>Staining solution-purple</td><td></td><td></td><td>For every 10 ml needed: add 45 &amp;#956;l of NBT and 35 &amp;#956;l of BCIP to fresh pre-staining buffer (not used on embryo samples).</td></tr><tr><td>Staining solution-red</td><td></td><td></td><td>For every 10 ml needed: add 31.5 &amp;#956;l of INT and 35 &amp;#956;l of BCIP to fresh pre-staining buffer (not used on embryo samples).</td></tr><tr><td>NBT stock</td><td>Sigma</td><td>N6876</td><td>Stored at -20 &amp;deg;C; powder diluted 50 mg/ml in 70% DMF, 30% water.</td></tr><tr><td>INT stock</td><td>Sigma</td><td>I8377</td><td>Stored at -20 &amp;deg;C; powder diluted 55 mg/ml in 70% DMF, 35% water.</td></tr><tr><td>BCIP stock</td><td>Sigma</td><td>B8503</td><td>Stored at -20 &amp;deg;C; powder diluted 50 mg/ml in 100% DMF.</td></tr><tr><td>DMF (dimethylformaldehyde)</td><td>American Bioanalytical</td><td>AB00450</td><td></td></tr><tr><td>Glycine</td><td>Sigma</td><td>G8898</td><td>0.1 M glycine, pH 2.2</td></tr><tr><td>Small plastic Petri dish</td><td>Corning</td><td>430589, 430588</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Sigma</td><td>G7893</td><td></td></tr><tr><td>Fine forceps</td><td>Roboz</td><td>RS-1050</td><td>Dumont Tweezers Pattern #55</td></tr><tr><td>Lash tool</td><td></td><td></td><td>Constructed by affixing a suitable lash to a pipette tip (sizes ranging from P10-P1000 can be used) using superglue. We use a naturally shed human eyelash, a naturally shed animal whisker or wiry fur coat hair, or a natural or synthetic lash purchased from the beauty department at a pharmaceutical or retail store (extra long lashes are most amenable to stable mounting on the pipette tip). The pipette tip is affixed onto a straight rod (8-10 cm in length) such as a needle holder (&lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, Fisher 08-965-A) for easy handling. See &lt;strong&gt;Figure 3&lt;/strong&gt; for images of these homemade tools.</td></tr><tr><td>Glass slide</td><td>Thermo-Fisher</td><td>4445</td><td>White Frost</td></tr><tr><td>Glass coverslip</td><td>Thermo-Fisher</td><td>12-540A</td><td>18 x 18 mm</td></tr><tr><td>Modeling clay</td><td>Hasbro</td><td>Playdoh</td><td>Other craft modeling clay products can be substituted.</td></tr><tr><td>Slide holder</td><td>Thermo-Fisher</td><td>12-587-10</td><td>Cardboard tray to store slides flat.</td></tr><tr><td>Stereomicroscope</td><td>Nikon</td><td>SMZ645, SMZ1000</td><td></td></tr><tr><td>Compound microscope</td><td>Nikon</td><td>80i, 90i</td><td></td></tr></tbody></table>

flat mount preparation for observation and analysis of zebrafish embryo specimens stained by whole mount in situ hybridization

ゼブラフィッシュ胚は、現在一般的に発生過程の遺伝子制御を調査すると、先天性異常をモデル化するための基本的および生物医学研究のために使用されます。人生の最初の日の間に、ゼブラフィッシュ胚は受精、胸の谷間、原腸形成、セグメンテーション、および腎臓などの構造物の器官、心臓、中枢神経系を含む多くの発達段階を経て進行する。胚は丸い卵黄塊に関連して開発しているため、若いゼブラフィッシュ胚の解剖学は、これらのイベントの多くに関与した組織の可視化と分析のためのいくつかの課題を提示。したがって、このような全体のin situハイブリダイゼーション （WISH） でマウントを使用して染色ものと尾芽（それぞれ10および19時間後に受精（HPF）、）20体節期の間に一定の胚標本、実験の表現型の正確な分析とイメージングのためには、多くの場合、卵黄bから胚を除去することが望ましいすべてのスライドガラス上に平らに配置するために。しかし、フラットマウント手順を実行すると、面倒な場合があります。そのため、フラットな準備をマウントに成功し、効率的な大幅解剖技術の視覚的なデモンストレーションを通じて促進し、また、最適な組織の取り扱いを支援する試薬を使用することによって助けられる。ここで、我々は、ゼブラフィッシュ胚における遺伝子発現の1つまたは2つの色検出のための私達のWISHプロトコルを提供し、平坦な取付手順は固定染色された標本の本実施例を行うことができる方法を実証する。この平坦な取付プロトコルは、初期のゼブラフィッシュの開発中に出現する多数の胚の構造の研究に広く適用可能であり、固定された胚のサンプルに対して実行される他の染色法と組み合わせて実施することができる。

平坦な取付プロトコル手順は、体軸が二次元の調製（ 図1A）内に、中央に位置する卵黄球に巻き付けされたその正常な解剖学的構造から、ゼブラフィッシュ胚の形質転換を含む。若いゼブラフィッシュ胚のホールマウントイメージングは​​、胚軸が卵黄の周りに巻かれている方法の性質によって制限されます。その結果、全体の横方向または背側のビューはステンド胚標本をマウントのみの軸の部分をキャプチャしたり、特定の組織（ 図1B）を不明瞭にすることができます。比較すると、胚のdeyolkingと平坦化は1時間（ 図1B）で視覚化されるために全体の胚軸を可能にします。これらの制限は、13を通って体節7に隣接して位置し、腎前駆細胞のサブセットをマークirx3b（紫）を検出するために、アンチセンスリボプローブで標識したWISH染色胚を、調べることによって証明され、ラベルMYOD1（赤）している体節（ 図1B）。 irx3b転写物は、中枢神経系に豊富に存在するので、irx3b +腎前駆細胞のフィールドは横方向のカメラアングルで可視化する腎フィールドが事実上不可能に、側面図をマウント全体に隠されている。フィールドは卵黄（ 図1B）の周りに巻き付けられるので、胚の背側のカメラビューに回転させると、さらに、irx3b +腎前駆細胞の分野は部分的にしか表示されます。しかし、フラットマウント以下同じ胚の背側のビューはirx3b +トランクや他の胚の構造（ 図1B）に沿って体節に関連して簡単な方法で分析しようとする腎前駆細胞のフィールド全体を可能にします。このように、精巧な空間領域は、理想的には、この方法で文書化することができます。 いくつかの主要なステップがフラットマウント手順の実行が成功に関与している。このtechniquを実行するにはE、卵黄球は、最初の胚を実体顕微鏡を用いて可視化している間このような微細なピンセットなど細かい楽器で行うことができ、適切な胚（ 図2A）から切り離されなければならない。卵黄球の粗除去した後、微細なラッシュツールは胚（ 図2B）に取り付けられたままである卵黄顆粒を削り取るために利用される。残りの卵黄顆粒の除去は、胚組織の視覚化を容易にするために役立つ。最後に、deyolked胚イメージングソフトウェア、顕微鏡に取り付けられたカメラを用いて試料の観察を助けるドキュメントを可能にガラススライド（ 図2C）上に安定的に位置決めするように操作される。ラッシュツールは、所望であれば、ハンドル（ 図3A、材料テーブル）の上に取り付けることができる瞬間接着剤を使用して、ピペットチップに好適なラッシュを取り付けることによって構成することができる自家製の装置である。異なるラッシュサンプルが生成するように調達することができます長さと、各ユーザーは、彼らがフラットなマウント手順を試して始めるとは異なるpredilectionsを持っていることがテーパー（ 図3B）、という点でわずかに異なる特性を持つツールをラッシュ。ラッシュサンプルの例は、当然、人間のまつげを当てる自然動物針金髪の毛やウィスカーを流し、最終的には市販のまつ毛の合成品種は小売化粧品部門で見つかったが含まれています。 周囲のガラススライド（ 図4A）上に位置するサンプルを含有する局所領域を高分解能分析のために画像化することができる。プローブの組み合わせは、サンプル（ 図4B、4Cを表示するために行われた2色の願いを込めて早期の発達段階での野生型胚における腎臓を引き起こす発展途上腎臓前駆細胞を標識した後、平らな準備をマウントするために使用された）。初期の体節段階では、腎前駆細胞は、目でU字型のパターンで区画されている付随してデルタC（DLC）（赤）（左の列、 図4B）6,7 を表現近中胚葉を囲む（紫）pax2a転写物の EIR式。 DLC転写物が紫色の基質を用いて検出し、後脳マーカーkrox20（赤）との組み合わせで標識した場合に比較して、腎前駆細胞の吻側サブドメインは、先に述べたように、DLC（右欄、 図4B）を発現することを可視化した6,7。フラットマウント調製物は、後に体節形成段階を研究するために同様に使用することができる。 14体節の段階では、体節（ 図4C）をマークし、腎マーカーpax2a、slc4a4、およびsmyhc1（赤）と一緒に（紫）slc12a3の発現を解析した。吻側サブドメインexprの中の細胞のサブセットを明らかにしながら、これらの組み合わせは、pax2a全体腎前駆細胞ドメインのマッピングを可能にslc4a4aを essedとslc12a3を表明し、腎前駆細胞の非オーバーラップ尾のサブドメインによって区別された。 二色WISHとフラットマウント調製物はまた、小分子への環境暴露6,7（ 図5）からの遺伝変異または他の摂動とゼブラフィッシュにおける器官形成中の細胞外ドメインの研究に貴重なものです。ゼブラフィッシュNLSとlibの変異体は、レチノイン酸（RA）の生合成に必要な酵素をコードするアルデヒドデヒドロゲナーゼ1A2（旧RALDH2として知らaldh1a2、）に突然変異を保有する。 RAは、糸球体6,7として知られている胚腎臓の血液フィルターを作ることに寄与有足細胞の形成を含む多くの腎細胞型の適切な発達に必須である。願いがTの境界と同時にwt1aで足細胞前駆細胞を標識するために実施した彼は野生型胚におけるkrox20とsmyhc1と後脳と体節を開発し、変異胚、LIB変異胚、およびALDH酵素化学的阻害剤、DEAB（ 図5）で処理された胚をNLS。 DEABで処理した胚はwt1a転写物の抑止（ 図5、右欄 ） を示しながら、欠損aldh1a2発現を有する胚は、野生型の胚と比較して減少wt1a発現を示した。まとめると、これらの代表的な結果は、平らなマウント技術が初期胚での精度の解剖学的な違いを分析し、文書化するために使用することができ、貴重な発達の研究のために実施される方法を示しています。 <img alt="図1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51604/51604fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51604/51604fig1.jpg" /> 図1。フラットマウントPREPAの概要ゼブラフィッシュ胚のための配給。中央卵黄塊を除去し、胚が安定的に平らな表面上に配置されているため、A）フラット取り付ける手順は、胚軸に沿った組織の同時表示を可能にします。B）全体の画像が、横方向と背側のビューでWISH染色胚をマウントし、した後、フラットマウントの準備を行った後に。胚はirx3b（紫色）およびMYOD1（赤色）をコードする遺伝子の転写産物を検出するためのアンチセンスプローブで染色した。 <img alt="図2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51604/51604fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51604/51604fig2.jpg" /> 図2。ゼブラフィッシュ胚フラットマウント手順の概略。 A）胚が第著しく（B）は、卵黄の質量の大部分を除去するdeyolkedれる腹側表面を微細残りの卵黄顆粒を除去するためにdeyolkedされ、そして胚を洗浄した後、（C）は、視覚分析および/ ​​または写真画像形成用のガラススライド上に背側を上に取り付けられている。 <img alt="図3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51604/51604fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51604/51604fig3.jpg" /> 図3。例ラッシュツールの写真は細かい鉗子と比較。 A）自家製ラッシュツールは、ビューの上部に沿って設けられたミリ参照し、参照。B）細かい鉗子の隣にラッシュのツールの拡大図を提供するためのメトリック定規に隣接して配置され、細かい鉗子の標準組と一緒に画像化した。二つの異なるラッシュツールは、アスタリスク（*）で示されている自然ネコウィスカーを当てるから得られ、にトリミングしたラッシュをマークするために使用される、自然に流され、人間のまつげ、および二重アスタリスク（**）から入手したラッシュをマークするために使用やや平滑末端を作る。各カリフォルニア州SE、ラッシュはピペットチップに通すと、徐々にハンドリング装置に付着したピペットにラッシュを固定/安定化するための強力なシールを作成するために瞬間接着剤のいくつかのコートで貼り付けた。 <img alt="図4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51604/51604fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51604/51604fig4.jpg" /> 図4。野生型ゼブラフィッシュ胚における腎前駆細胞分野における発達的変化の解析。 A）（B、C）に分析のために像形成されるエリアを示す概略をスライドさせて図1におけるB）野生型の胚、3、および5体節期を与える腎前駆フィールドの組成を評価するために二色WISHによって染色し胎児腎臓、または前腎に上昇。 （紫に染色された）転写因子pax2aをコードする（左の列）転写物は腎臓のPを含む胚のいくつかの集団をマーク中間中胚葉から出rogenitorフィールド。ノッチリガンドDLCをコードする転写は（赤く染色された）近軸中胚葉から形成体節をマーク。 （紫色に染色された）DLC転写物の発現および後脳rhombomereマーカーkrox20（赤色染色）が同じ胚で検査された場合（右カラム）、DLC発現は、体節に隣接して配置腎前駆細胞の吻側サブドメインで観察することができる）14体節段階で野生型胚は、体節マーカーsmyhc1（赤）腎マーカー（紫）の組み合わせで、二重または三重染色したpax2aとDLCの共染色中に隠された、C 1-5、 、および後脳rhombomereマーカーkrox20（赤色）。 （トップパネル）、この段階では、pax2a転写物は腎臓前駆細胞の境界を定めるために続けています。 （ミドル、下のパネル）の腎臓前駆細胞の領土内では、吻側サブドメインがマークされているslc4a4とslc12a3をエンコード転写産物で尾サブドメインをマーク。 <img alt="図5" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51604/51604fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51604/51604fig5.jpg" /> （紫）wt1aの15体節段階で図5。遺伝的変異またはレチノイン酸の生合成を調節し、化学遺伝的摂動によって引き起こされる表現型を特徴付けるためのフラットマウント調製物の使用。WISH発現パターンとsmyhc1/krox20（赤）を比較したレチノイン酸（RA）生産における欠損を有する野生タイプと胚の間に起因するアルデヒドデヒドロゲナーゼ1A2（NLSおよびLIBの変異）またはジエチルアミノ（DEAB）とレチナール脱水素酵素活性の化学阻害の欠陥に。 lib内のRA産生の減少は、このような、NLSよりも若干厳しいですLIB胚は野生型のDEAB処理をwt1a発現の完全な廃止に関連している同様に、NLSの変異胚を上演したよりもwt1a転写物のわずかに減少し染色を発現していること。

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Flat Mount Preparation for Observation and Analysis of Zebrafish Embryo Specimens Stained by Whole Mount In situ Hybridization

ゼブラフィッシュ胚は、発生生物学の研究のための優れたモデルである。胚発生の間に、ゼブラフィッシュは、試料観察および分析のための3次元の課題が卵黄塊で開発しています。このプロトコルは、その場でホールマウントの準備を取り付ける2次元の平面を作成する方法について説明します（WISH）は、ゼブラフィッシュ胚の標本を染色した。

ホールマウントによるゼブラフィッシュ胚標本ステンドの観察および分析のためのフラットマウントの準備<em&gt;その場で</em&gt;ハイブリダイゼーション

The zebrafish embryo is now commonly used for basic and biomedical research to investigate the genetic control of developmental processes and to model ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Flat Mount Preparation for Observation and Analysis of Zebrafish Embryo Specimens Stained by Whole Mount In situ Hybridization

24.3K ビュー.  University of Notre Dame. ゼブラフィッシュ胚は、発生生物学の研究のための優れたモデルである。胚発生の間に、ゼブラフィッシュは、試料観察および分析のための3次元の課題が卵黄塊で開発しています。このプロトコルは、その場でホールマウントの準備を取り付ける2次元の平面を作成する方法について説明します（WISH）は、ゼブラフィッシュ胚の標本を染色した。 

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Visualizing Multiciliated Cells in the Zebrafish Through a Combined Protocol of Whole Mount Fluorescent In Situ Hybridization and Immunofluorescence

In recent years, the zebrafish embryo has emerged as a popular model to study developmental biology due to traits such as ex utero embryo development and optical transparency. In particular, the zebrafish embryo has become an important organism to study vertebrate kidney organogenesis as well as multiciliated cell (MCC) development. To visualize MCCs in the embryonic zebrafish kidney, we have developed a combined protocol of whole-mount fluorescent in situ hybridization (FISH) and whole mount immunofluorescence (IF) that enables high resolution imaging. This manuscript describes our technique for co-localizing RNA transcripts and protein as a tool to better understand the regulation of developmental programs through the expression of various lineage factors.

Visualizing Multiciliated Cells in the Zebrafish Through a Combined Protocol of Whole Mount Fluorescent In Situ Hybridization and Immunofluorescence

Cilia development is vital to proper organogenesis. This protocol describes an optimized method to label and visualize ciliated cells of the zebrafish.

全体のマウント蛍光In Situハイブリダイゼーション、免疫組織の結合されたプロトコルを介してゼブラフィッシュにおける Multiciliated の細胞を可視化します。

In recent years, the zebrafish embryo has emerged as a popular model to study developmental biology due to traits such as ex utero embryo development and ...

発生生物学

Zebrafish Whole Mount High-Resolution Double Fluorescent In Situ Hybridization

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology. Here, we present a high-resolution double fluorescent in situ hybridization protocol for analyzing the precise expression pattern of a single gene and for determining the overlap of the expression domains of two genes. The protocol is a modified version of the standard in situ hybridization using alkaline phosphatase and substrates such as NBT/BCIP and Fast Red 1,2. This protocol utilizes standard digoxygenin and fluorescein labeled probes along with tyramide signal amplification (TSA) 3. The commercially available TSA kits allow flexible experimental design as fluorescence emission from green to far-red can be used in combination with various nuclear stains, such as propidium iodide, or fluorescence immunohistochemistry for proteins. TSA produces a reactive fluorescent substrate that quickly covalently binds to moieties, typically tyrosine residues, in the immediate vicinity of the labeled antisense riboprobe. The resulting staining patterns are high resolution in that subcellular localization of the mRNA can be observed using laser scanning confocal microscopy 3,4. One can observe nascent transcripts at the chromosomal loci, distinguish nuclear and cytoplasmic staining and visualize other patterns such as cortical localization of mRNA. Studies in Drosophila indicate that roughly 70% of mRNAs exhibit specific patterns of subcellular localization that frequently correlate with the function of the encoded protein 5. When combined with computer-aided reconstruction of 3D confocal datasets, our protocol allows the detailed analysis of mRNA distribution with sub-cellular resolution in whole vertebrate embryos.

Zebrafish Whole Mount High-Resolution Double Fluorescent In Situ Hybridization

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology. Here, we present a high-resolution double fluorescent in situ hybridization protocol for analyzing the precise expression pattern of a single gene and for determining the overlap of the expression domains of two genes. We include a propidium iodide nuclear counter-stain to highlight tissue organization.

ゼブラフィッシュの全マウント高分解能二重蛍光上皮内ハイブリダイゼーション

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology.  Here, we present a high-resolution double ...

生物学

Dissection and Lateral Mounting of Zebrafish Embryos: Analysis of Spinal Cord Development

The zebrafish spinal cord is an effective investigative model for nervous system research for several reasons. First, genetic, transgenic and gene knockdown approaches can be utilized to examine the molecular mechanisms underlying nervous system development. Second, large clutches of developmentally synchronized embryos provide large experimental sample sizes. Third, the optical clarity of the zebrafish embryo permits researchers to visualize progenitor, glial, and neuronal populations. Although zebrafish embryos are transparent, specimen thickness can impede effective microscopic visualization. One reason for this is the tandem development of the spinal cord and overlying somite tissue. Another reason is the large yolk ball, which is still present during periods of early neurogenesis. In this article, we demonstrate microdissection and removal of the yolk in fixed embryos, which allows microscopic visualization while preserving surrounding somite tissue. We also demonstrate semipermanent mounting of zebrafish embryos. This permits observation of neurodevelopment in the dorso-ventral and anterior-posterior axes, as it preserves the three-dimensionality of the tissue.

Developmental processes such as proliferation, patterning, differentiation, and axon guidance can be readily modeled in the zebrafish spinal cord. In this article, we describe a mounting procedure for zebrafish embryos, which optimizes visualization of these events.

解剖やゼブラフィッシュ胚の横方向の取付：脊髄発達の解析

The zebrafish spinal cord is an effective investigative model for nervous system research for several reasons. First, genetic, transgenic and gene ...

神経科学

A Layered Mounting Method for Extended Time-Lapse Confocal Microscopy of Whole Zebrafish Embryos

Dynamics of development can be followed by confocal time-lapse microscopy of live transgenic zebrafish embryos expressing fluorescence in specific tissues or cells. A difficulty with imaging whole embryo development is that zebrafish embryos grow substantially in length. When mounted as regularly done in 0.3-1% low melt agarose, the agarose imposes growth restriction, leading to distortions in the soft embryo body. Yet, to perform confocal time-lapse microscopy, the embryo must be immobilized. This article describes a layered mounting method for zebrafish embryos that restrict the motility of the embryos while allowing for the unrestricted growth. The mounting is performed in layers of agarose at different concentrations. To demonstrate the usability of this method, whole embryo vascular, neuronal and muscle development was imaged in transgenic fish for 55 consecutive hours. This mounting method can be used for easy, low-cost imaging of whole zebrafish embryos using inverted microscopes without requirements of molds or special equipment.

This article describes a method to mount fragile zebrafish embryos for extended time-lapse confocal microscopy. This low-cost method is easy to perform using regular glass-bottom microscopy dishes for imaging on any inverted microscope. The mounting is performed in layers of agarose at different concentrations.

ゼブラフィッシュ胚全体の延長タイムラプス共焦点顕微鏡法の層状取り付け法

Dynamics of development can be followed by confocal time-lapse microscopy of live transgenic zebrafish embryos expressing fluorescence in specific tissues ...

Whole Mount Immunohistochemistry in Zebrafish Embryos and Larvae

Immunohistochemistry is a widely used technique to explore protein expression and localization during both normal developmental and disease states. Although many immunohistochemistry protocols have been optimized for mammalian tissue and tissue sections, these protocols often require modification and optimization for non-mammalian model organisms. Zebrafish are increasingly used as a model system in basic, biomedical, and translational research to investigate the molecular, genetic, and cell biological mechanisms of developmental processes. Zebrafish offer many advantages as a model system but also require modified techniques for optimal protein detection. Here, we provide our protocol for whole-mount fluorescence immunohistochemistry in zebrafish embryos and larvae. This protocol additionally describes several different mounting strategies that can be employed and an overview of the advantages and disadvantages each strategy provides. We also describe modifications to this protocol to allow detection of chromogenic substrates in whole mount tissue and fluorescence detection in sectioned larval tissue. This protocol is broadly applicable to the study of many developmental stages and embryonic structures.

Here, we present a protocol for fluorescent antibody-mediated detection of proteins in whole preparations of zebrafish embryos and larvae.

ゼブラフィッシュ胚と幼虫の全山免疫賦形化学

Immunohistochemistry is a widely used technique to explore protein expression and localization during both normal developmental and disease states. ...

Using Whole Mount in situ Hybridization to Link Molecular and Organismal Biology

Whole mount in situ hybridization (WISH) is a common technique in molecular biology laboratories used to study gene expression through the localization of specific mRNA transcripts within whole mount specimen. This technique (adapted from Albertson and Yelick, 2005) was used in an upper level undergraduate Comparative Vertebrate Biology laboratory classroom at Syracuse University. The first two thirds of the Comparative Vertebrate Biology lab course gave students the opportunity to study the embryology and gross anatomy of several organisms representing various chordate taxa primarily via traditional dissections and the use of models. The final portion of the course involved an innovative approach to teaching anatomy through observation of vertebrate development employing molecular techniques in which WISH was performed on zebrafish embryos. A heterozygous fibroblast growth factor 8 a (fgf8a) mutant line, ace, was used. Due to Mendelian inheritance, ace intercrosses produced wild type, heterozygous, and homozygous ace/fgf8a mutants in a 1:2:1 ratio. RNA probes with known expression patterns in the midline and in developing anatomical structures such as the heart, somites, tailbud, myotome, and brain were used. WISH was performed using zebrafish at the 13 somite and prim-6 stages, with students performing the staining reaction in class. The study of zebrafish embryos at different stages of development gave students the ability to observe how these anatomical structures changed over ontogeny. In addition, some ace/fgf8a mutants displayed improper heart looping, and defects in somite and brain development. The students in this lab observed the normal development of various organ systems using both external anatomy as well as gene expression patterns. They also identified and described embryos displaying improper anatomical development and gene expression (i.e., putative mutants).
For instructors at institutions that do not already own the necessary equipment or where funds for lab and curricular innovation are limited, the financial cost of the reagents and apparatus may be a factor to consider, as will the time and effort required on the part of the instructor regardless of the setting. Nevertheless, we contend that the use of WISH in this type of classroom laboratory setting can provide an important link between developmental genetics and anatomy. As technology advances and the ability to study organismal development at the molecular level becomes easier, cheaper, and increasingly popular, many evolutionary biologists, ecologists, and physiologists are turning to research strategies in the field of molecular biology. Using WISH in a Comparative Vertebrate Biology laboratory classroom is one example of how molecules and anatomy can converge within a single course. This gives upper level college students the opportunity to practice modern biological research techniques, leading to a more diversified education and the promotion of future interdisciplinary scientific research.

Using Whole Mount in situ Hybridization to Link Molecular and Organismal Biology

Whole mount in situ hybridization (WISH) was used in an upper level undergraduate Comparative Vertebrate Biology course in addition to vertebrate dissections. This gave students the opportunity to study gene expression patterns as well as gross anatomy, linking the study of molecular and organismal biology within one course.

全マウントを使用するその場で</em分子とOrganismal生物学をリンクする>ハイブリダイゼーション

Whole mount in situ hybridization (WISH) is a common technique in molecular biology laboratories used to study gene expression through the localization of ...

High Resolution Whole Mount In Situ Hybridization within Zebrafish Embryos to Study Gene Expression and Function

This article focuses on whole-mount in situ hybridization (WISH) of zebrafish embryos. The WISH technology facilitates the assessment of gene expression both in terms of tissue distribution and developmental stage. Protocols are described for the use of WISH of zebrafish embryos using antisense RNA probes labeled with digoxigenin. Probes are generated by incorporating digoxigenin-linked nucleotides through in vitro transcription of gene templates that have been cloned and linearized. The chorions of embryos harvested at defined developmental stages are removed before incubation with specific probes. Following a washing procedure to remove excess probe, embryos are incubated with anti-digoxigenin antibody conjugated with alkaline phosphatase. By employing a chromogenic substrate for alkaline phosphatase, specific gene expression can be assessed. Depending on the level of gene expression the entire procedure can be completed within 2-3 days.

High Resolution Whole Mount In Situ Hybridization within Zebrafish Embryos to Study Gene Expression and Function

The zebrafish, a small tropical fish, has become a popular model for studying gene function during vertebrate development and disease. The temporal and spatial expression of target genes can be determined by in situ hybridization. Our improved protocol allows for the detection of low abundant transcripts with low non-specific background signal.

高解像度全マウント<em&gt;その場で</em遺伝子発現と機能を研究するためにゼブラフィッシュ胚内&gt;ハイブリダイゼーション

This article focuses on whole-mount in situ hybridization (WISH) of zebrafish embryos. The WISH technology facilitates the assessment of gene expression ...

Multilayer Mounting for Long-term Light Sheet Microscopy of Zebrafish

Light sheet microscopy is the ideal imaging technique to study zebrafish embryonic development. Due to minimal photo-toxicity and bleaching, it is particularly suited for long-term time-lapse imaging over many hours up to several days. However, an appropriate sample mounting strategy is needed that offers both confinement and normal development of the sample. Multilayer mounting, a new embedding technique using low-concentration agarose in optically clear tubes, now overcomes this limitation and unleashes the full potential of light sheet microscopy for real-time developmental biology.

The development of zebrafish can be followed over days with light sheet microscopy when embryos are embedded in optically clear polymer tubes with low-concentration agarose.

多層はゼブラフィッシュの長期シート光顕微鏡用に取り付け

Light sheet microscopy is the ideal imaging technique to study zebrafish embryonic development. Due to minimal photo-toxicity and bleaching, it is ...

In Situ Hybridization Combined with Immunohistochemistry in Cryosectioned Zebrafish Embryos

As a vertebrate, the zebrafish has been widely used in biological studies. Zebrafish and humans share high genetic homology, which allows its use as a model for human diseases. Gene function study is based on the detection of gene expression patterns. Although immunohistochemistry offers a powerful way to assay protein expression, the limited number of commercially available antibodies in zebrafish restricts the application of costaining. In situ hybridization is widely used in zebrafish embryos to detect mRNA expression. This protocol describes how to obtain images by combining in situ hybridization and immunohistochemistry for zebrafish embryo sections. In situ hybridization was performed prior to cryosectioning, followed by antibody staining. Immunohistochemistry and the imaging of a single cryosection were performed after in situ hybridization. The protocol is helpful to unravel the expression pattern of two genes, first by in situ transcript detection and then by immunohistochemistry against a protein in the same section.

In Situ Hybridization Combined with Immunohistochemistry in Cryosectioned Zebrafish Embryos

This protocol describes how to obtain images by combining in situ hybridization and immunohistochemistry of zebrafish embryonic sections. In situ hybridization was performed prior to cryosectioning, followed by antibody staining. It is useful to detect the expression patterns of two genes in zebrafish if there is a paucity of antibodies.

その場で 凍結切片ゼブラフィッシュ胚における免疫組織化学と組み合わせたハイブリダイゼーション

As a vertebrate, the zebrafish has been widely used in biological studies. Zebrafish and humans share high genetic homology, which allows its use as a ...

Layered Agar Mounting: Preparing Live Zebrafish Embryos for Long-Term Imaging with an Inverted Microscope

Source: Upadhyay S., et.al. <a href="https://www.jove.com/v/60321/" target="_blank">A Layered Mounting Method for Extended Time-Lapse Confocal Microscopy of Whole Zebrafish Embryos</a>. J. Vis. Exp. (2020).
This article describes a method to mount live zebrafish embryos for long term imaging. This method is cost effective and easy to perform using regular glass-bottom microscopy dishes for imaging on Inverted Microscope. The mounting is performed in layers of agarose at different concentrations.

層状寒天マウント:倒立顕微鏡による長期イメージングのための生きたゼブラフィッシュ胚の調製

Source: Upadhyay S., et.al. A Layered Mounting Method for Extended Time-Lapse Confocal Microscopy of Whole Zebrafish Embryos. J. Vis. Exp. (2020).
This ...

ホールマウントによるゼブラフィッシュ胚標本ステンドの観察および分析のためのフラットマウントの準備

要約

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この動画の章

全体のマウント蛍光In Situハイブリダイゼーション、免疫組織の結合されたプロトコルを介してゼブラフィッシュにおける Multiciliated の細胞を可視化します。

ゼブラフィッシュの全マウント高分解能二重蛍光上皮内ハイブリダイゼーション

解剖やゼブラフィッシュ胚の横方向の取付：脊髄発達の解析

ゼブラフィッシュ胚全体の延長タイムラプス共焦点顕微鏡法の層状取り付け法

ゼブラフィッシュ胚と幼虫の全山免疫賦形化学

全マウントを使用するその場でハイブリダイゼーション

高解像度全マウント

多層はゼブラフィッシュの長期シート光顕微鏡用に取り付け

その場で凍結切片ゼブラフィッシュ胚における免疫組織化学と組み合わせたハイブリダイゼーション

層状寒天マウント:倒立顕微鏡による長期イメージングのための生きたゼブラフィッシュ胚の調製

ホールマウントによるゼブラフィッシュ胚標本ステンドの観察および分析のためのフラットマウントの準備

要約

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全体のマウント蛍光In Situハイブリダイゼーション、免疫組織の結合されたプロトコルを介してゼブラフィッシュにおける Multiciliated の細胞を可視化します。

ゼブラフィッシュの全マウント高分解能二重蛍光上皮内ハイブリダイゼーション

解剖やゼブラフィッシュ胚の横方向の取付：脊髄発達の解析

ゼブラフィッシュ胚全体の延長タイムラプス共焦点顕微鏡法の層状取り付け法

ゼブラフィッシュ胚と幼虫の全山免疫賦形化学

全マウントを使用するその場でハイブリダイゼーション

高解像度全マウント

多層はゼブラフィッシュの長期シート光顕微鏡用に取り付け

その場で 凍結切片ゼブラフィッシュ胚における免疫組織化学と組み合わせたハイブリダイゼーション

層状寒天マウント:倒立顕微鏡による長期イメージングのための生きたゼブラフィッシュ胚の調製

その場で凍結切片ゼブラフィッシュ胚における免疫組織化学と組み合わせたハイブリダイゼーション