Name: establishment and characterization of uti and cauti in a mouse model
Uploaded: 2015-06-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 40 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model at JoVE.com

この作業のための資金はORWH SCORのP50のDK064540、RO1 DK 051406、RO1 AI 108749から01、F32 DK 101171、およびF32 DK 104516から01によって提供されました。

倫理文：ワシントン大学動物実験委員会は、2013年1月11日に承認され、2016年1月11日に満了したプロトコル番号20120216の一部としてすべてのマウスの感染と手順を承認しました。動物の全体的なケアが国家研究評議会と米国農務省動物ケアリソースガイドから実験動物の管理と使用に関するガイドと一致しました。安楽死手順はと一致している「安楽死動物の2013年版のAVMAガイドライン」。 1. UPEC UTIプロトコル、接種針の製造（図S1） <ol><li> 30 G針のキャップを外します。針のシャフトにPE10チューブの約1インチを通します。 UV一晩針アセンブリを滅菌します。カテーテル針は滅菌ペトリ皿に無期限に保存することができます。 </li></ol> 2. UPEC細菌接種の準備<ol><li> UTI89接種を準備する（接種材料の前に72時間を開始ション日） <ol><li>凍結ストックからLB（ルリア - ベルターニ）寒天プレート上にストリークUTI89。 37℃で一晩インキュベートします。コロニーを採取し、125ミリリットルのフラスコにLB 10mlの中にそれを接種。静的に、24時間、37℃でインキュベートします。 </li><li>静的に、37℃でさらに24時間、新しい125ミリリットルのフラスコ中のLB 10mlの中に一晩培養物10μlを接種。 </li><li>転送3ミリリットル（株及び所望の接種サイズによって異なります）3分間7,000×gで1.5ミリリットルチューブと遠心分離機を無菌で、1×PBSと遠心機で二回目のペレットを再懸濁します。 PBS 1×1ミリリットル中に細菌ペレットを再懸濁します。 </li></ol></li><li>細菌の光学密度を測定し、所望の接種濃度に濃度を調整します。使用接種材料の標準的な濃度は、10 7個の細菌です。しかしながら、この研究の設計に起因して変化し得ます。 </li></ol> 3.細菌接種<ol><li> 70％エタノール、およびcを持つワークステーションを清掃してください吸収紙の領域の上（または滅菌流フードを使用します）。 </li><li> 1ミリリットル（TB）を注射器に準備された細菌接種0.9 mlまでの描画（気泡を除去）。その後、無菌ポリエチレンチューブをトリム、接種材料を含むシリンジに、PE10チューブを用いて調製し、滅菌接種針を取り付けます。 注：膀胱穿刺を避けるために、針の先端の上にチューブの1ミリメートルを残します。 </li><li>パラフィルムの1平方インチの部分をカットし、上に手術用潤滑剤のDAB（ダイムの約サイズ）を置きます。 </li><li>まで（プロトコル製造以下）イソフルランまたは気化室の3ミリリットルを浸したコットンボールとティー注入器ボールを含む32オンスのガラスジャーにそれらを置くことによってメスのC3H / HeNマウスを麻酔無意識が、まだ正常に呼吸（1呼吸/秒） 。 注：一部のIACUC委員会は、瓶や気化器の使用を承認しません。ご自身の機関のIACUC委員会の指示に従ってください。 注：もしガラスジャーイソフルランsoakdコットンボールを使用すると、茶のボールおよび/またはノーズコーンと、動物は、慎重に麻酔薬の過剰投与と死亡の危険を避けるために、観察されなければなりません。気化器及び麻酔チャンバーを使用することの利点は、偶発的な過剰投与を回避する制御イソフルランの投与を提供することです。注意：イソフルランは吸入麻酔薬です。換気の良い場所で使用し、吸入を最小限に抑えます。 </li><li>ジャー/気化器からマウスを取り外し、ペーパータオルに背の上に置き、足を広げ。 </li><li>少量（約1〜2 mlを含む綿ボールでノーズコーン（一部の気化ユニットに装備されています制御イソフルランの用量を提供する気化器に接続されたチューブ）を有するマウスの鼻または50mlコニカルチューブをカバー）イソフルランの。 </li><li>静かに排尿を誘導し、ボイド膀胱を確保するために膀胱をドキドキ。 100％エタノールで尿道周囲領域を拭き拭き。に、最初の接種針/注射器、ポイントをDAB外科用潤滑剤。 </li><li>経尿道的に接種針を挿入することにより、菌液を50μl、約12ミリメートル、及び（10μL/秒）優しく膀胱に接種材料を分配するために静かにシリンジプランジャーを押し下げると、各マウスに接種。マウスからの接種針を外します。 注：接種し始めて尿道口での接種物の即時復帰は、針の不適切または不完全な挿入を示しています。 </li><li>ノーズコーンからマウスを削除し、そのケージに戻します。繰り返しは、各マウスについて3.3から3.8を繰り返します。とき/スイッチング接種条件/株場合、承認されたシャープコンテナに注射し、接種針の処分および3.2のステップを再び開始します。 注：尿路病原性生物の接種は、一般的に激しい痛みの症状を引き起こすことはありません。ただし、まれに、病原体の大用量の投与は、発熱、食物および水摂取の減少や異常な動作を引き起こす可能性があります。 Animalの健康は、実験を通して監視する必要があります。明白な痛みの症状は、予告、そのようなブプレノルフィン（0.05〜0.1ミリグラム/ kgを皮下投与）などの鎮痛薬、であれば、適用することができます。手順は、各機関のIACUCに従うべきです。 </li></ol>細菌負担の4決意<ol><li>収穫される各膀胱と腎臓のペアのための独立した5ミリリットルのチューブを準備します。収穫する1×PBS /チューブ/マウス膀胱の1ミリリットルを追加します。収穫する、マウスの腎臓の1×PBS /チューブ/ペアの0.8ミリリットルを追加します。指定されたマウスに対応して各チューブにラベルを付けます。午前1時10分の段階希釈のために、各ウェルに1×PBSの180μLを含む96ウェルプレートを準備します。 </li><li> 70％エタノールで作業領域をきれいにし、吸収性のカバーやペーパータオルでエリアをカバーしています。 </li><li>マウスが約1分間呼吸を停止するまで（ステップ3.4参照）イソフルランでマウスを麻酔し、吸収性のカバーや紙タオルの上に置きます。 euthanaする他の方法SIAはまた二酸化炭素などのIACUC委員会によって受け入れられ、そしてイソフルラン過剰投与の代わりに用いることができます。 </li><li>ヘッドの基部に首を拘束し、水平方向に離れて身体から転位が発生するまで尾を引いてから成り急速頸椎脱臼によりマウスを生け贄に捧げます。 注：ほとんどのIACUC委員会は、安楽死の二次手段を必要とし、頚椎脱臼は一般的な方法です。 IACUC委員会によって承認された場合は、他の方法を用いることができます。 </li><li>その背中に死んだマウスを置き、腹部に70％エタノールを噴霧。マウスを解剖、腎切開後の血液からの潜在的な汚染を最小限にすることために、膀胱および腎臓を採取。 1×PBSを含む調製した5 mlチューブに独立した器官を配置する（ステップ4.1を参照してください）​​。 注：外部の解剖用と臓器収穫汚染を最小限にするために使用するさまざまなハサミ。 </li><li>臓器がTであることを確認するために、チューブをタップします彼はPBSを1倍。各マウスを繰り返しステップ4.3から4.5まで。各マウスの後、70％エタノールで清潔なハサミやピンセット。 </li></ol> 5.細菌の回復<ol><li>組織ホモジナイザーで5 mlチューブ、腎臓あたり15秒、膀胱あたり30秒で収穫された膀胱や腎臓をホモジナイズします。サンプル間で1×PBS、70％エタノールおよび1×PBS中でホモジナイザーを順次洗浄します。 </li><li> 10 -8のうち連続1時10分希釈液を作成し、LB寒天プレート上のCFUのための各希釈（コロニー形成単位）をプレート。 37℃で一晩プレートをインキュベートし、翌日コロニーをカウントします。 </li></ol> 6. IBC列挙<ol><li>無菌的に膀胱を除去し、シリコーン底部を有する6ウェルプレートに1×PBSに入れてください。プレートは、命令を生産参照シリコーンエラストマーキットを用いて調製し、各ウェル中のシリコーンの約1cmを注入することができます。はさみを使用して半分に膀胱をカット。 </li><li>小さな金属製のピンを使用すると、静かに宣伝ちらしをスプレイデルは、そのように、膀胱内腔は上を向いています。尿路上皮の最大量が露出されていることを確認するために膀胱部の最も外側の縁部にピンを配置してください。 </li><li>扇形に開く後、静かに1×PBSで一度膀胱を洗浄します。ピペットで1×PBSを削除します。全体スプレイ膀胱をカバーするのに十分な3％のパラホルムアルデヒドを添加することにより、膀胱を修正しました。注意：パラホルムアルデヒドは発がん性です。手袋などの適切な保護具は、常に着用します。処分は、機関のガイドラインに従ってください。 </li><li> 1時間室温でインキュベートします。パラホルムアルデヒド溶液を除去します。 1×PBSで1回洗浄。 </li><li> （PBS 1×2のMgCl 2、0.01％デオキシコール酸ナトリウムおよび0.02％のNonidet-p40in）のLacZ洗浄溶液の洗浄あたり5分間、3回洗浄します。 </li><li>洗浄溶液を除去し、十分にLacZ染色を追加（9.5ミリリットルのLacZの洗浄溶液、0.4ミリリットル25 mg / mlのX-galおよび100mMのK-フェロシアン化物/ K-フェリシアンの0.1ミリリットル）の膀胱をカバーします。 30℃overniでインキュベート光から保護GHT。 </li><li>インキュベーターからスプレイブラダーを削除し、IBCSを観察、解剖範囲で可視化した青色斑点として表示され、40-60X倍率。 注：時々、マウスは尿道下管を配置する前に排尿することがあります。この場合、再び尿を採取する前に、15〜20分待ちます。 </li></ol> 7.尿細菌CFU計数のためのコレクション（CAUTIには適用されません） <ol><li>尿前を収集したり、感染を投稿することは静かに尾を保持し、（マウスケージの上部）平らな上昇面にそれを置くことによって、マウスを抑えます。 </li><li>マウスの尿道で無菌1.5mlチューブを保持します。静かに膀胱に圧力を適用するために尾の近くにマウスの背中を下に押してください。 1.5mlチューブに尿をキャッチ。 </li><li> 10 -7〜うちのシリアル1:10希釈液を作成し、適切なLBの上の各希釈液をめっき37℃で一晩プレートをインキュベートし、翌日コロニーをカウントします。 </li></ol> 8. CAUTIモデルプロトコル、CAUTIモデルのカテーテルニードル準備（図S2） <ol><li> 30 G針のキャップを外します。 PE10チューブなどRenaSILなどのシリコーンチューブの5ミリメートル片の7ミリメートルの部分をカットします。チューブは、針の基部に接触するまでPE10チューブを針に糸を通します。 </li><li>そして、PE10含有針に5ミリメートルピースを養います。 UV一晩針アセンブリを滅菌します。 注：シリコンチューブをロードする際、針の先端を越えて延びているチューブの1mm程度にしておきます。 </li></ol> 9. E.フェカリス OG1RF細菌接種の準備<ol><li>接種前の日に48時間を開始OG1RF接種を準備します。凍結ストックからのBHI（ブレインハートインフュージョン）プレート上にストリークOG1RF。 </li><li>コロニーを採取し、BHIの10ミリリットルにそれを接種し、37℃で18時間静的に成長します。文化を遠心し、滅菌1×PBS 1 mlの容量でペレット（3回）洗浄します。 </li><li> 1×PBS中に細菌ペレットを再懸濁します。細菌の光学密度を測定し、所望の接種サイズに濃度を調整します。使用接種物の標準濃度は10 7です。しかしながら、これは、試験の設計に変えることができます</li></ol> 10.カテーテル移植<ol><li> 70％エタノールでワークステーションを清掃し、吸収性のカバーでエリアをカバー（または滅菌流フードを使用します）。 </li><li>空の1ミリリットル（TB）シリンジにカテーテル針を取り付けます。パラフィルムの1平方インチの部分をカットし、上に手術用潤滑剤のDAB（ダイムの約サイズ）を置きます。 注：二つの異なる針は、カテーテルの堆積のためにカテーテル注入のために必要な機械的操作による最小化偶発接種に対する接種材料に使用されます。これはまた、より少ない接種針を製造する便宜を可能にします。 </li><li>お茶を含む32オンスのガラスジャーにそれらを置くことによって、C57BL / 6マウスを麻酔イソフルランまたは気化室3mlに浸した綿ボールで-infuserボール無意識が、まだ正常に呼吸（1呼吸/秒）まで（以下、プロトコルを製造して）。 </li><li>その後、ペーパータオルの上に仰向けにマウスを入れて、足を広げ。イソフルランの少量（約1〜2 ml）を含有する綿のボールとノーズコーンまたは50mlコニカルチューブをマウスの鼻を覆います。 注意：イソフルランは吸入麻酔薬です。換気の良い場所で使用して、研究者による吸入を最小限に抑えます。 </li><li>静かに排尿を誘導し、ボイド膀胱を確保するために膀胱をドキドキ。 100％エタノールで尿道周囲領域を拭き拭き。 </li><li>綿チップアプリケーターを用いて、10％ポビドンヨード溶液で尿道周囲領域を消毒。接種針/注射器をDAB、手術用の潤滑剤に、最初のポイント。 注：Povidine - ヨウ素は、アルコールよりも強い無菌性溶液であるカテーテルの移植に使用されます。カテーテル注入が必要ですカテーテルしたがって、汚染の大きな可能性を挿入するために、より機械的操作。 </li><li>尿道口にカテーテルを挿入します。一度で、ピンセットを使用し、その結果（5ミリメートルシリコーン）小さなカテーテルを押すと膀胱にそれを堆積させる、膀胱に向けて（7ミリメートルのPE10）の長い部分をプッシュします。すぐに、まだ取り付け7ミリメートルチューブを、針を外します。 </li></ol> 11.細菌接種<ol><li>ノーズコーンからマウスを削除し、そのケージに戻す部9から調製した接種材料を使用して、セクション3で細菌接種プロトコルに従ってください</li></ol>犠牲の各時間点で12 <ol><li>カテーテルのために膀胱と腎臓5 mlチューブ（臓器はステップ4.1に従うため）および1.5mlのエッペンドルフチュー​​ブを準備します。カテーテルサンプルの1.5mlのエッペンドルフチュー​​ブに1×PBS 1 mlを加え</li><li>フォローは4.5に4.3を繰り返します。膀胱、腎臓、カテーテルを回収、マウスを解剖、ナンプラー独立して1.5mlのエッペンドルフ（ステップ12.1を参照）に1×PBSおよびカテーテルを含む5 mlチューブに組織をcing。 注：外部の解剖用と臓器収穫と汚染を最小限に抑えるために、カテーテルの検索のために使用するさまざまなハサミ</li><li>次に、ステップ4.6に従ってください。 </li></ol> 13.細菌の回復<ol><li>臓器については、ステップ5.1および5.2に従ってください。カテーテルからの細菌の回復のために、30秒間最大速度でボルテックス、浴超音波処理器を用いて5分間のカテーテルサンプルを超音波処理し、その後さらに30秒間最大速度でボルテックス。 </li><li> 10 -8のうち連続1時10分希釈液を作成し、BHIプレート上のCFU計数のための各希釈をプレート。一晩、37ºCでプレートをインキュベートし、翌日コロニーをカウントします。 </li></ol>

著者は、彼らが競合する金融利害関係がないことを宣言します。

合併症のない社会は、UTIは毎年46万人のいくつかのプライマリケアの訪問を占める一般的であり、コストのかかる感染症で取得しました。また、CAUTIsはもはやCAUTI 45院内に起因する治療の追加費用のためのプロバイダを払い戻すメディケアおよびメディケイド·サービスのセンターとしての医療サービス提供者に非常に高価ななっていない一般的なヘルスケア取得感染していま...

An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/video/52892/establishment-and-characterization-of-uti-and-cauti-in-a-mouse-model">Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model</a>. The Protocol section has been updated.
The ethics statement has been updated from:
Ethics statement: The Washington University Animal Studies Committee approved all mouse infections and procedures as part of protocol number 20120216, which was approved 01/11/2013 and expires 01/11/2016. Overall care of the animals was consistent with The guide for the Care and Use of Laboratory Animals from the National Research Council and the USDA Animal Care Resource Guide. Euthanasia procedures are consistent with the &#8220;AVMA guidelines for the Euthanasia of Animals 2013 edition.&#8221;
to:
Ethics statement: The Washington University Animal Studies Committee approved all mouse infections and procedures as part of protocol number 20150226, which expires 12/10/2018. Overall care of the animals was consistent with The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals from the National Research Council and the USDA Animal Care Resource Guide. Euthanasia procedures are consistent with the &#8220;AVMA guidelines for the Euthanasia of Animals 2013 edition.&#8221;
Step 3 has been updated from:
3. Bacterial Inoculation
<ol>
	<li>Clean the workstation with 70% ethanol and cover area with absorbent paper (or use sterile flow hood).</li>
	<li>Draw up to 0.9 ml of the prepared bacterial inoculum into a 1 ml (TB) syringe (remove air bubbles). Attach a prepared sterile inoculation needle with PE10 tubing, onto the syringe containing the inoculum, then sterilely trim the polyethylene tubing. 
	NOTE: Leave 1 mm of tubing above the tip of the needle to avoid puncturing the bladder.</li>
	<li>Cut a 1 inch square piece of parafilm and put a dab of surgical lubricant (approximately the size of a dime) on top.</li>
	<li>Anesthetize female C3H/HeN mice by putting them in a 32 ounce glass jar containing a tea-infuser ball with cotton balls soaked with 3 ml of isoflurane or vaporizer chamber (following manufactures protocol) until unconscious but still breathing normally (1 breath/sec). 
	NOTE: Some IACUC committees do not approve the use of a jar or vaporizer. Please follow the indication of the IACUC committee of your institution. 
	NOTE: If glass jar with tea-ball and/or nose cone with isoflurane-soakd cotton balls are used, the animal must be carefully observed to avoid anesthetic overdose and death. The advantage of using a vaporizer and anesthesia chamber is that it provides controlled isoflurane administration that avoids accidental overdoses. CAUTION: Isoflurane is an inhalation anesthetic. Use in a well-ventilated area and minimize inhalation.</li>
	<li>Remove the mouse from the jar/vaporizer and place it on its back on a paper towel and spread the legs.</li>
	<li>Cover the nose of the mouse with a nose cone (a tube connected to the vaporizer that provides a controlled isoflurance dose that comes equipped on some vaporizer units) or 50 ml conical tube with a cotton ball containing a small amount (approximately 1-2 ml) of isoflurane.</li>
	<li>Gently palpitate the bladder to induce urination and ensure a voided bladder. Wipe the periurethral area with 100% ethanol wipe. Dab the inoculation needle/syringe, point first, into the surgical lubricant.</li>
	<li>Inoculate each mouse with 50 &#181;l of the bacteria solution by inserting the inoculation needle transurethrally, approximately 12 mm, and pressing down on the syringe plunger gently to dispense the inoculum into the bladder gently (10 &#181;l/sec). Remove the inoculation needle from the mouse. 
	NOTE: Immediate return of inoculum at the urethral opening when beginning to inoculate indicates improper or incomplete insertion of the needle.</li>
	<li>Remove the mouse from nose cone and return it to its cage. Repeat steps 3.3-3.8 for each mouse. When/if switching inoculum conditions/strains, dispose of the syringe and inoculation needle in an approved sharps container and start again step 3.2.&#160;&#160; 
	NOTE: Inoculation with uropathogenic organisms generally does not cause severe pain symptoms. However, in rare instances, administering large doses of pathogens may cause fever, reduction in food and water intake and abnormal behavior. Animal health should be monitored throughout the experiment. If overt pain symptoms are notice, an analgesic, such as Buprenorphine (0.05&#8722;0.1 mg/kg given subcutaneously), can be applied. Procedures should be in accordance with each institution&#8217;s IACUC.</li>
</ol>
to:
3. Bacterial Inoculation
<ol>
	<li>Clean the workstation with 70% ethanol and cover area with absorbent paper (or use sterile flow hood).</li>
	<li>Draw up to 0.9 ml of the prepared bacterial inoculum into a 1 ml (TB) syringe (remove air bubbles). Attach a prepared sterile inoculation needle with PE10 tubing, onto the syringe containing the inoculum, then sterilely trim the polyethylene tubing. 
	NOTE: Leave 1 mm of tubing above the tip of the needle to avoid puncturing the bladder.</li>
	<li>Cut a 1 inch square piece of parafilm and put a dab of surgical lubricant (approximately the size of a dime) on top.</li>
	<li>Anesthetize female C3H/HeN mice by putting them in a vaporizer chamber (following manufactures protocol) until unconscious but still breathing normally (1 breath/sec). 
	NOTE: Some IACUC committees do not approve the use of a vaporizer. Please follow the indication of the IACUC committee of your institution. 
	CAUTION: Isoflurane is an inhalation anesthetic. Use in a well-ventilated area and minimize inhalation.</li>
	<li>Remove the mouse from the vaporizer and place it on its back on a paper towel and spread the legs.</li>
	<li>Cover the nose of the mouse with a nose cone (a tube connected to the vaporizer that provides a controlled isoflurance dose that comes equipped on some vaporizer units) to maintain anesthetization.</li>
	<li>Gently palpitate the bladder to induce urination and ensure a voided bladder. Wipe the periurethral area with 100% ethanol wipe. Dab the inoculation needle/syringe, point first, into the surgical lubricant.</li>
	<li>Inoculate each mouse with 50 &#181;l of the bacteria solution by inserting the inoculation needle transurethrally, approximately 12 mm, and pressing down on the syringe plunger gently to dispense the inoculum into the bladder gently (10 &#181;l/sec). Remove the inoculation needle from the mouse. 
	NOTE: Immediate return of inoculum at the urethral opening when beginning to inoculate indicates improper or incomplete insertion of the needle.</li>
	<li>Remove the mouse from nose cone and return it to its cage. Repeat steps 3.3-3.8 for each mouse. When/if switching inoculum conditions/strains, dispose of the syringe and inoculation needle in an approved sharps container and start again step 3.2.&#160;&#160; 
	NOTE: Inoculation with uropathogenic organisms generally does not cause severe pain symptoms. However, in rare instances, administering large doses of pathogens may cause fever, reduction in food and water intake and abnormal behavior. Animal health should be monitored throughout the experiment. If overt pain symptoms are notice, an analgesic, such as Buprenorphine (0.05&#8722;0.1 mg/kg given subcutaneously), can be applied. Procedures should be in accordance with each institution&#8217;s IACUC.</li>
</ol>

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Erratum: Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model

尿路感染症（UTI）の最も一般的な細菌感染症の一つであり、UTI取得し、取得、コミュニティと院内のメカニズムに基づいて、2つのカテゴリーに分けることができます。市中のUTIは、多くの場合、女性の約50％が一生の1に少なくとも一つのUTIを有することを示しているそうでなければ健康な女性との研究で発生します。さらに、再発の主要な問題です。初期の急性感染症を持っている女性は、適切な抗生物質治療にもかかわらず、6カ月以内に第二の感染症を有する25〜40％の確率を持っており、多くの女性が頻繁に再発2を持ち続けます。これらの感染症の原因菌も3-6ますます抗生物質耐性をさらに交絡治療プロトコルになっています。 UTIは、疾患の影響と有病率を強調し、米国のヘルスケア関連費用が約25億ドルで数百万人を毎年影響を及ぼし1,7 .Nosocomialは主に、留置カテーテルなどの異物の存在に関連しているのUTIを取得しました。カテーテル関連尿路感染症（CAUTI）は、このような感染症の8〜70〜80％を占め、UTI取得し、最も一般的な院内のまま。また、CAUTIを増加罹患率と死亡率に関連付けられている、それが二次血流感染9の最も一般的な原因です。 UPEC関連するコミュニティは尿路感染を取得し、性交中に機械的操作を介して消化管における貯留層から膀胱への細菌の導入によって引き起こされることが異なるホスト·ニッチ10との間に不衛生または他の微生物個体群動態を考えられています。一旦膀胱内部、UPECは、カプセル、鉄獲得システム、毒素、病原性プラスミドのtRNA、病原性島および病因に役割を果たすことが示されているコロニー形成因子を含む多数の病原性因子を使用します&lt;SUP&gt; 11-14。 UPECの定着の確立に重要な、UPECは、接着剤シャペロンアッシャー経路の複数のタイプの立体特異性15と受容体を認識する（CUP）線毛をコードします。 FimHアドヘシンでチップソー1型線毛は、UPECで表現され、マンノシルウロプラキン16とα-1、ヒトおよびマウスの膀胱18の内腔表面上に発現されたβ-3インテグリン17を結合しています。これらのFimH媒介性の相互作用は、細菌のコロニー形成および表在上皮細胞19,20の侵入を容易にします。一旦細胞の内部に、UPECは、単一の細菌が急速に成熟すると、〜10 4の細菌21を含めることができ、細胞内細菌群集（IBC）を形成するために分割することができる細胞質に脱出することができます。 IBCの形成は、少なくとも6つの異なるマウス系統において実証されている、C3H / HEN、C3H / HEJ、C57BL / 6、CBA、FVB / NJおよびBALB / c、および異なるUPEの多種多様なC株および他の腸内細菌科22-24。しかし、IBC形成の時間的、空間的な違いは、マウスの背景と感染UPEC株に応じて変えることができます。原型UPECはUTI89またはCFT073の株に感染したC3H / HeNマウスでは、IBCの形成は、早ければ3 HPI（時間後の感染症）のような細菌の小さなバイオマスとして可視化することができます。このコミュニティは拡大し続けており、棒状の細菌が、最終分化表面的な傘の細胞の細胞質領域の大きな割合を占めているときに、開発の約6 HPIの「中間点」に達する同様の寸法を表示過半数と比較的同期した方法でこれらの初期のIBCSフォームおよび形態。 〜8 HPI桿菌からのIBCの変更中の細菌は形態を球菌します。 IBCSは、本質的に一時的です。したがって、細菌集団の継続的な拡大で12〜18 HPI結果からIBC成熟、細胞のWiのうち、それらのフィラメント化と分散が続きます隣接セル23に目以降の広がり。このように、IBCのニッチは、宿主免疫応答および抗生物質25から保護された環境の急速な細菌の増殖を可能にします。マウスで見られるUPEC感染の異なる段階は、ヒト22,26-28にUTIをモデル化するために使用することができる有益なツールとしてUTIのマウスモデルをサポートする、例えば、IBCSおよびフィラメンテーションのように、ヒトにおいて観察されます。 大多数の女性が一生の間にUTIを経験しているが、これらの感染症の結果は、無再発急性自己限定感染から、頻繁な再発性膀胱炎の範囲とすることができます。また、研究では、遺伝的要素がUTI感受性29に貢献を示唆し、UTIの強い家族発生を示しています。私たちは、診療所で見られる異なるUTIの成果は、近交系マウス系統30のうち、実験UPEC感染の異なる成果によりミラーリングすることができることを見出しました。例えば、C3H / HEN、CBA、DBA、およびC3H / HeOuJマウスは感染用量依存的に、永続的な、高力価の細菌（&gt; 10 4コロニー形成単位（CFU）/ ml）を、高力価の細菌によって特徴付けられる長期的な、慢性膀胱炎に、影響を受けやすいです犠牲に膀胱負担&gt; 4週間後に感染（WPI）、慢性炎症、および尿路上皮壊死。これらのマウスは、慢性膀胱炎の開発のためのバイオマーカーとして働く第24 HPI内のIL-6、G-CSF、KC、およびIL-5の上昇した血清レベルを示します。プラセボ研究は抗生物質治療31が与えられていない場合はUTIを経験した女性の大部分は、膀胱炎の最初の症状の後に数週間のために彼らの尿中の細菌の高いレベルを保持することが示されているように、これは正確に、何人かの女性にUTIの自然経過を表すことができます、32。また、C3H / HeNマウスを使用して、我々は慢性膀胱炎の歴史はその後の深刻な再発感染の重要な危険因子であることがわかりました。再発UTIは、最もSiでありますgnificant臨床UTIの症状およびC3H / HENマウスは現在、以前の曝露後に増加した素因を再現するだけで勉強したモデルです。第UTIの結果は、急性UPEC感染はほぼ週間以内に膀胱炎と細菌の解像度で、自己制限であるC57BL / 6マウスに再現されています。興味深いことに、このモデルでは、UPECは、容易に潜在的に人間33、34で同系統の再発UTIのための1つのメカニズムを説明する、アクティブUTIを再開するために休止状態から出現することが可能であるUPECから膀胱組織内の静止状態の細胞内貯蔵部を形成します。 UTIの感受性に遺伝的影響に加えて、膀胱へのカテーテルの導入は、非常に感染を有するだけでなく、感染症を引き起こすことができる細菌の範囲を増加させる可能性を増大させます。これは、人間の尿カテーテルは、組織学的を引き起こすことが実証されていると堅牢な炎症反応、剥離、粘膜固有層とsubmucusaの浮腫、尿路上皮間伐、および尿路上皮および腎臓35,36の粘膜病変をもたらす機械的ストレスに起因する膀胱内の免疫学的変化。さらに、カテーテルによりCAUTIを引き起こすために、いくつかの種によって利用環境を作り出す細菌の付着のための表面を提供します。 UPECは依然として主要な原因であるが、 エンテロコッカスフェカリスは、これらのCAUTI 37の15％を占めています。E.フェカリスは、深刻な健康問題38を装った、バンコマイシン耐性出現と抗生物質に対してますます耐性になってきている。E.フェカリスは、毒素やカテーテルおよび上皮38の両方に取り付けるために必要なアドヘシンを含む多数の病原性因子を有しています。尿カテーテルの間に、ホストは、尿路39,40における微生物付着性、乗算と普及に対して脆弱である。E. faecaLISは、膀胱に持続し、マウスCAUTIモデル41で再現された腎臓、に普及するための機構の一部として、カテーテル上のバイオフィルムを形成しています。最近、それは尿カテーテル挿入中に示されており、フィブリノーゲン（FG）は、炎症応答の一部として膀胱内に放出されます。 FGがコートカテーテル、膀胱内に蓄積し、 大腸菌のために不可欠ですフェカリスバイオフィルム形成、取付足場として機能します。 CAUTIのC57BL / 6マウスモデルでは、E.ことを発見しましたフェカリスバイオフィルムカテーテルに形成し、したがって膀胱内の持続性は、EBPの線毛、特にその先端付着EBPAに依存していました。我々はEBPAのN末端ドメインは、特にカテーテルを被覆FGに結合することがわかりました。さらに、それがすることが見出されたE.フェカリスは、このようにバイオフィルムの形成42を高め、感染の間に代謝物源としてのFgを利用しています。 マウスモデルは、アンダーに重要であることが証明されていますtandingならびにUTIとCAUTI 41の臨床症状を予測します。この記事では、膀胱炎UPECの接種材料の準備を実証UTI89およびC3H / HeNマウスの経尿道的接種を分離します。さらに、当社は、C57BL / 6マウスおよびEの接種にカテーテル挿入のためのプロトコルを示していますフェカリス OG1RF株。これらの技術の両方が、マウスにおいて一貫性と信頼性UTIやCAUTIにつながります。我々はまた、慢性または再発性膀胱炎の分析のための急性膀胱炎や尿収集中IBCの形成を観察するために使用される技術を表示します。 C3H / HeNマウスは、最初の細菌の侵入、IBCの形成、フィラメンテーションおよび慢性膀胱炎23,33,43の開発などUPECの病因の側面を研究するために使用されてきました。これらの病原性パラメータは、他のマウスの背景22,33の様々な研究されています。 CAUTIのために、C57BL / 6モデルは、その後の細菌共同で膀胱内に異物の注入を可能にします7日間維持することができlonizationは、感染41を投稿してください。これらのモデルは、UTIとメカニズムに対する宿主応答は、宿主応答を破壊するために、細菌の病原性メカニズムを評価するために有用で、その多くは、その後に再現し、または臨床的ヒト集団において観察されたています。

<table><tbody><tr><td>Material for catheter and needle preparation:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>30 G needles</td><td>BD Precision Glide</td><td>305106</td><td>30 G x &amp;frac12; (0.3 mm x 13 mm)</td></tr><tr><td>PE10 polyethylene tubing</td><td>BD</td><td>427400</td><td>Inside diameter -0.011 in (0.28 mm); outside diameter &amp;ndash; 0.024 in (0.61 mm)</td></tr><tr><td>RenaSIL 025 platinum cured silicon tubing</td><td>Braintree Scientific, Inc</td><td>SIL 025</td><td>inside diameter-0.012 x outside diameter 0.025, 25 ft coil</td></tr><tr><td colspan="4">Material for infections:</td></tr><tr><td>Isoflourane &amp;ndash; Isothesia</td><td>Butler Schein</td><td>29405</td><td>250 ml</td></tr><tr><td>Clear Glass Straight-Sided Jar</td><td>Kimble Chase</td><td>5413289V 21</td><td></td></tr><tr><td>Stainless Steel Tea Infuser</td><td>Schefs-Amazon</td><td></td><td>Premium Loose Leaf Tea Infuser By Schefs - Stainless Steel - Large Capacity -</td></tr><tr><td>Non-sterile cotton balls</td><td>Fisherbrand</td><td>22-456-880</td><td></td></tr><tr><td>50 ml Falcon tubes</td><td>VWR</td><td>89039-660</td><td></td></tr><tr><td>Isotec 3 -vaporizer</td><td>Ohmeda</td><td>1224478</td><td></td></tr><tr><td>Ear punch</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-812-201</td><td>(when necessary)</td></tr><tr><td>Betadine solution</td><td>Betadine solution</td><td></td><td>10% Povidie-iodine topical solution</td></tr><tr><td>Q-tips</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-037-924</td><td>6 inches</td></tr><tr><td>Diapers for bench</td><td>Fisherbrand</td><td>14206 63</td><td>Absorbent Underpads (20&amp;rdquo;X36&amp;rdquo;mats)</td></tr><tr><td>Surgical lubricant</td><td>Surgilube</td><td>0281-0205-36</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting scissor</td><td>Fine Science tools, INC</td><td>14084-08</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Adson Forceps</td><td>Fine Science tools, INC</td><td>11018-12</td><td></td></tr><tr><td>1 ml syringe</td><td>BD</td><td>309659</td><td>Tuberculin slip tip</td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Bemis</td><td>PM996</td><td>4 inches x 125 FT</td></tr><tr><td>Eppendorf rack</td><td>Fisherbrand</td><td>05-541-1</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf tubes</td><td>MIDSCI</td><td>AVX-T-17-C</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Harvesting catheters, bladders and kidneys:</td></tr><tr><td>Homogenizer</td><td>PRO Scientific INC</td><td>Bio-Gen Pro 200</td><td></td></tr><tr><td>5 ml polypropylene round-bottom tube</td><td>BD</td><td>352063</td><td>for organ homogenization</td></tr><tr><td>Paper towel</td><td>Georgia-Pacific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Pharmco-AAPER</td><td>11100020S</td><td>200 proof</td></tr><tr><td>Costar&amp;trade; Clear Polystyrene 96-Well Plates</td><td>Corning</td><td>3788</td><td></td></tr><tr><td>1x Phosphate sodium saline</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3813</td><td></td></tr><tr><td>BRANSONIC Ultrasonic cleaner 1210</td><td>Branson Ultrasonics Corporation</td><td>1210</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">IBC materials:</td></tr><tr><td>6-well tissue culture test plate</td><td>Techno Plastic Products</td><td>92006</td><td></td></tr><tr><td>Pins</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-20</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184</td><td>Dow Corning</td><td>3097358-1004</td><td>Silicone Elastomer Kit</td></tr><tr><td>X-gal (5-bromo-4-chloro-3-indolyl-b-D-galactoside)</td><td>Invitrogen</td><td>15520-034</td><td>Ultrapure</td></tr><tr><td>N, N-Dimethylformamide</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D4551</td><td></td></tr><tr><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; (Magnesium chloride)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M8266</td><td></td></tr><tr><td>Sodium deoxycholate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D6750</td><td></td></tr><tr><td>Nonidet-P40</td><td>Roche</td><td>11754599001</td><td>Octylphenolpoly(ethyleneglycolether)n</td></tr><tr><td>Potassium hexacyanoferrate(II) trihydrate (K-ferrOcyanide)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3289</td><td></td></tr><tr><td>Potassium hexacyanoferrate(III) (K-ferrIcyanide)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>60299</td><td></td></tr></tbody></table>

establishment and characterization of uti and cauti in a mouse model

尿路感染症（UTI）、罹患率の重要な原因で非常に流行しており、抗生物質による治療に対してますます耐性があります。女性は不釣り合いUTIに罹患している：すべての女性の50％が彼らの一生の間にUTIを持っています。さらに、初期のUTIを持ってこれらの女性の20〜40％は生活、痛みや不快感の質の深刻な悪化といくつかの苦しみ頻繁に再発して再発を被るだろう、毎日の活動、増加医療費、およびその他のいくつかの治療法の選択肢の破壊長期的な抗生物質の予防より。尿路病原性大腸菌 （UPEC）は、UTI取得コミュニティの主な原因物質です。カテーテル関連UTI（CAUTI）は百万年間、米国での発生と劇的な医療費の会計処理の最も一般的な院内感染です。 UPECもCAUTIの主な原因であるが、他の原因物質は、 腸球菌などの増加に重要ですフェカリス。ここでは、これらのヒト疾患の臨床的特徴の多くを再現する2つのよく確立されたマウスモデルを利用しています。 UTIは、C3H / HENモデルは、宿主応答、IBCの形成及びフィラメンテーションを含む、ヒトで観察されたUPEC病原性の機能の多くを再現します。 CAUTI、カテーテル膀胱インプラントを保持C57BL / 6マウスを用いたモデルについて、E.に感受性であることが示されていますフェカリス膀胱感染。これらの代表的なモデルは、新規な治療薬および管理や予防戦略の開発につながっているUTI疾患の病因、に印象的な新しい洞察を得るために使用されています。

単純およびカテーテル関連UTIの膀胱内のモデルは、これらの共通および高価な感染症を管理するために、細菌の病原性、宿主組織上のこれらの疾患の影響、および開発および新規のアプローチのテストの分子機構を解明するための柔軟なプラットフォームを提供します。マウス系統および病原体に応じて、膀胱内接種（ 図1及び3）、慢性または再発性（ 図2）</...

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Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model

The ability to model urinary tract infections (UTI) is crucial in order to be able to understand bacterial pathogenesis and spawn the development of novel therapeutics. This work&#8217;s goal is to demonstrate mouse models of experimental UTI and catheter associated UTI that recapitulate and predict findings seen in humans.

マウスモデルにおけるUTIとCAUTIの樹立とその性状

Urinary tract infections (UTI) are highly prevalent, a significant cause of morbidity and are increasingly resistant to treatment with antibiotics. ...

establishment-and-characterization-of-uti-and-cauti-in-a-mouse-model

Research

JoVE Journal

Medicine

19.9K ビュー.  Washington University School of Medicine. The ability to model urinary tract infections (UTI) is crucial in order to be able to understand bacterial pathogenesis and spawn the development of novel therapeutics. This work’s goal is to demonstrate mouse models of experimental UTI and catheter associated UTI that recapitulate and predict findings seen in humans.

ビデオ: Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model

Transurethral Induction of Mouse Urinary Tract Infection

Uropathogenic bacterial strains of interest are grown on agar. Generally, uropathogenic E. coli (UPEC) and other strains can be grown overnight on Luria-Bertani (LB) agar at 37&deg;C in ambient air. UPEC strains grow as yellowish-white translucent colonies on LB agar. Following confirmation of appropriate colony morphology, single colonies are then picked to be cultured in broth. LB broth can be used for most uropathogenic bacterial strains. Two serial, overnight LB broth cultures can be employed to enhance expression of type I pili, a well-defined virulence factor for uropathogenic bacteria. Broth cultures are diluted to the desired concentration in phosphate buffered saline (PBS). Eight to 12 week old female mice are placed under isoflurane anesthesia and transurethrally inoculated with bacteria using polyethylene tubing-covered 30 gauge syringes. Typical inocula, which must be empirically determined for each bacterial/mouse strain combination, are 106 to 108 cfu per mouse in 10 to 50 microliters of PBS. After the desired infection period (one day to several weeks), urine samples and the bladder and both kidneys are harvested. Each organ is minced, placed in PBS, and homogenized in a Blue Bullet homogenizer. Urine and tissue homogenates are serially diluted in PBS and cultured on appropriate agar. The following day, colony forming units are counted.

This video will demonstrate methods to transurethrally induce mouse urinary tract infections and quantify the extent of resulting infections.

マウス尿路感染症の経尿道的誘導

Uropathogenic bacterial strains of interest are grown on agar. Generally, uropathogenic E. coli (UPEC) and other strains can be grown overnight on ...

免疫・感染学

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus. For example, in utero transplantation (IUT) of hematopoietic stem cells has been used to successfully treat patients with severe combined immunodeficiency.1,2 In several other conditions, however, IUT has been attempted without success.3 Given these mixed results, the availability of an efficient non-human model to study the biological sequelae of stem cell transplantation and gene therapy is critical to advance this field. We and others have used the mouse model of IUT to study factors affecting successful engraftment of in utero transplanted hematopoietic stem cells in both wild-type mice4-7 and those with genetic diseases.8,9 The fetal environment also offers considerable advantages for the success of in utero gene therapy. For example, the delivery of adenoviral10, adeno-associated viral10, retroviral11, and lentiviral vectors12,13 into the fetus has resulted in the transduction of multiple organs distant from the site of injection with long-term gene expression. in utero gene therapy may therefore be considered as a possible treatment strategy for single gene disorders such as muscular dystrophy or cystic fibrosis. Another potential advantage of IUT is the ability to induce immune tolerance to a specific antigen. As seen in mice with hemophilia, the introduction of Factor IX early in development results in tolerance to this protein.14 
In addition to its use in investigating potential human therapies, the mouse model of IUT can be a powerful tool to study basic questions in developmental and stem cell biology. For example, one can deliver various small molecules to induce or inhibit specific gene expression at defined gestational stages and manipulate developmental pathways. The impact of these alterations can be assessed at various timepoints after the initial transplantation. Furthermore, one can transplant pluripotent or lineage specific progenitor cells into the fetal environment to study stem cell differentiation in a non-irradiated and unperturbed host environment.
The mouse model of IUT has already provided numerous insights within the fields of immunology, and developmental and stem cell biology. In this video-based protocol, we describe a step-by-step approach to performing IUT in mouse fetuses and outline the critical steps and potential pitfalls of this technique.

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The mouse model of in utero transplantation is a versatile tool that can be used to study the potential clinical applications of stem cell transplantation and gene therapy in the fetus. In this protocol, we present a general approach to performing this technique

のマウスモデル子宮内で移植

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus.  For example, in ...

医学

Multi-photon Imaging of Tumor Cell Invasion in an Orthotopic Mouse Model of Oral Squamous Cell Carcinoma

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient management strategies. Orthotopic mouse models of oral cancer have been developed to facilitate the study of factors that impact invasion and serve as model system for evaluating anti-tumor therapeutics. In these systems, visualization of disseminated tumor cells within oral cavity tissues has typically been conducted by either conventional histology or with in vivo bioluminescent methods. A primary drawback of these techniques is the inherent inability to accurately visualize and quantify early tumor cell invasion arising from the primary site in three dimensions. Here we describe a protocol that combines an established model for squamous cell carcinoma of the tongue (SCOT) with two-photon imaging to allow multi-vectorial visualization of lingual tumor spread. The OSC-19 head and neck tumor cell line was stably engineered to express the F-actin binding peptide LifeAct fused to the mCherry fluorescent protein (LifeAct-mCherry). Fox1nu/nu mice injected with these cells reliably form tumors that allow the tongue to be visualized by ex-vivo application of two-photon microscopy. This technique allows for the orthotopic visualization of the tumor mass and locally invading cells in excised tongues without disruption of the regional tumor microenvironment. In addition, this system allows for the quantification of tumor cell invasion by calculating distances that invaded cells move from the primary tumor site. Overall this procedure provides an enhanced model system for analyzing factors that contribute to SCOT invasion and therapeutic treatments tailored to prevent local invasion and distant metastatic spread. This method also has the potential to be ultimately combined with other imaging modalities in an in vivo setting.

A comprehensive overview of the techniques involved in generating a mouse model of oral cancer and quantitative monitoring of tumor invasion within the tongue through multi-photon microscopy of labeled cells is presented. This system can serve as a useful platform for the molecular assessment and drug efficacy of anti-invasive compounds.

口腔扁平上皮癌の同所性マウスモデルにおける腫瘍細胞の浸潤の多光子イメージング

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient ...

Establishment of Human Epithelial Enteroids and Colonoids from Whole Tissue and Biopsy

The epithelium of the gastrointestinal tract is constantly renewed as it turns over. This process is triggered by the proliferation of intestinal stem cells (ISCs) and progeny that progressively migrate and differentiate toward the tip of the villi. These processes, essential for gastrointestinal homeostasis, have been extensively studied using multiple approaches. Ex vivo technologies, especially primary cell cultures have proven to be promising for understanding intestinal epithelial functions. A long-term primary culture system for mouse intestinal crypts has been established to generate 3-dimensional epithelial organoids. These epithelial structures contain crypt- and villus-like domains reminiscent of normal gut epithelium. Commonly, termed &#8220;enteroids&#8221; when derived from small intestine and &#8220;colonoids&#8221; when derived from colon, they are different from organoids that also contain mesenchyme tissue. Additionally, these enteroids/colonoids continuously produce all cell types found normally within the intestinal epithelium. This in vitro organ-like culture system is rapidly becoming the new gold standard for investigation of intestinal stem cell biology and epithelial cell physiology. This technology has been recently transferred to the study of human gut. The establishment of human derived epithelial enteroids and colonoids from small intestine and colon has been possible through the utilization of specific culture media that allow their growth and maintenance over time. Here, we describe a method to establish a small intestinal and colon crypt-derived system from human whole tissue or biopsies. We emphasize the culture modalities that are essential for the successful growth and maintenance of human enteroids and colonoids.

We describe a method to establish human enteroids from small intestinal crypts and colonoids from colon crypts collected from both surgical tissue and biopsies. In this methodological article, we present the culture modalities that are essential for the successful growth and maintenance of human enteroids and colonoids.

全組織生検からヒト上皮EnteroidsとColonoidsの確立

The epithelium of the gastrointestinal tract is constantly renewed as it turns over. This process is triggered by the proliferation of intestinal stem ...

Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice

Urinary tract infections (UTI) are extremely common worldwide, incurring significant morbidity and healthcare-associated expenses. Small animal models, which accurately reflect disease establishment and progression, permit dissection of host-pathogen interactions and generation of immunity to infection. In mice, intravesical instillation of uropathogenic E. coli, the causative agent in more than 85% of community acquired UTI, recapitulates many of the stages of infection observed in humans. Until recently, however, UTI could only be modeled in female animals. This limitation has hindered the study of sex-related differences in UTI, as well as other bladder pathologies, such as cancer. Here, we describe a method to instill male mice that allows direct comparison between female and male animals and provide a detailed protocol to assess bladder tissue by flow cytometry as a means to better understand host responses to infection. Together, these approaches will aid in the identification of host factors that contribute to sex biases observed in UTI and other bladder-associated diseases.

The established model of transurethral catheterization of mice allows the study of bladder pathologies, including urinary tract infection, but can only be performed in females. A new model of male transurethral instillation, presented here, will enable research in an area marked by strong clinical and epidemiological differences between the sexes.

小動物モデルにおける尿路感染症: 雌雄マウスの尿道カテーテル

Urinary tract infections (UTI) are extremely common worldwide, incurring significant morbidity and healthcare-associated expenses. Small animal models, ...

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of UTI in male and female mice have illustrated the procedures for bacterial inoculation and enumeration in urine and tissues. During an initial bladder infection in C57BL/6 mice, UPEC establish latent reservoirs inside bladder epithelial cells that persist following clearance of UPEC bacteriuria. This model builds on these studies to examine rUTI caused by the emergence of UPEC from within latent bladder reservoirs. The urogenital bacterium Gardnerella vaginalis is used as the trigger of rUTI in this model because it is frequently present in the urogenital tracts of women, especially in the context of vaginal dysbiosis that has been associated with UTI. In addition, a method for in situ bladder fixation followed by scanning electron microscopy (SEM) analysis of bladder tissue is also described, with potential application to other studies involving the bladder.

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

A mouse model of uropathogenic E. coli (UPEC) transurethral inoculation to establish latent intracellular bladder reservoirs and subsequent bladder exposure to G. vaginalis to induce recurrent UPEC UTI is demonstrated. Also demonstrated are the enumeration of bacteria, urine cytology, and in situ bladder fixation and processing for scanning electron microscopy.

マウスにおけるガードネレラ膣膀胱曝露によって引き起こされる再発性大腸菌尿路感染症

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of ...

Longitudinal Follow-Up of Urinary Tract Infections and Their Treatment in Mice using Bioluminescence Imaging

Urinary tract infections (UTI) rank among the most common bacterial infections in humans and are routinely treated with empirical antibiotics. However, due to increasing microbial resistance, the efficacy of the most used antibiotics has declined. To find alternative treatment options, there is a great need for a better understanding of the UTI pathogenesis and the mechanisms that determine UTI susceptibility. In order to investigate this in an animal model, a reproducible, non-invasive assay to study the course of UTI is indispensable.
For years, the gold standard for the enumeration of bacterial load has been the determination of Colony Forming Units (CFU) for a particular sample volume. This technique requires post-mortem organ homogenates and serial dilutions, limiting data output and reproducibility. As an alternative, bioluminescence imaging (BLI) is gaining popularity to determine the bacterial load. Labeling pathogens with a lux operon allow for the sensitive detection and quantification in a non-invasive manner, thereby enabling longitudinal follow-up. So far, the adoption of BLI in UTI research remains limited.
This manuscript describes the practical implementation of BLI in a mouse urinary tract infection model. Here, a step-by-step guide for culturing bacteria, intravesical instillation and imaging is provided. The in vivo correlation with CFU is examined and a proof-of-concept is provided by comparing the bacterial load of untreated infected animals with antibiotic-treated animals. Furthermore, the advantages, limitations, and considerations specific to the implementation of BLI in an in vivo UTI model are discussed. The implementation of BLI in the UTI research field will greatly facilitate research on the pathogenesis of UTI and the discovery of new ways to prevent and treat UTI.

This manuscript describes the intravesical administration of uropathogenic bacteria with a lux operon to induce a urinary tract infection in mice and subsequent longitudinal in vivo analysis of the bacterial load using bioluminescence imaging.

生物発光イメージングを用いたマウスにおける尿路感染症の縦方向のフォローアップとその治療

Urinary tract infections (UTI) rank among the most common bacterial infections in humans and are routinely treated with empirical antibiotics. However, ...

Transurethral Catheterization and Bacterial Inoculation to Generate a Urinary Tract Infection Model in Male Mice

Source: Zychlinsky Scharff, A., et al. <a href="https://app.jove.com/v/54432">Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video demonstrates the establishment of uropathogenic Escherichia coli infection in a female mouse bladder through transurethral catheter instillation. The injected bacteria successfully establish a urinary tract infection within the bladder, providing a valuable platform for studying healthcare-associated diseases related to the urinary tract.

雄マウスにおける尿路感染症モデルを生成するための経尿道的カテーテル法と細菌接種

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

免疫学

免疫病理学

宿主-病原体相互作用モデル

Establishment of a Urinary Tract Infection Model in Female Mice

Source: Zychlinsky Scharff, A. et al., <a href="https://app.jove.com/v/54432">Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice.</a>&#160;J. Vis. Exp. (2017)
This video demonstrates the establishment of uropathogenic Escherichia coli infection in a female mouse bladder through transurethral catheter instillation. The injected bacteria successfully establish a urinary tract infection within the bladder, providing a valuable platform for studying healthcare-associated diseases related to the urinary tract.

雌マウスにおける尿路感染症モデルの確立

Generating Urinary Tract Infection Model: A Technique to Administer Uropathogenic Bacteria in Mouse to Develop Urinary Tract Infection Model

Source: Luyts, N. et al., <a href="https://www.jove.com/v/62614">Longitudinal Follow-Up of Urinary Tract Infections and Their Treatment in Mice using Bioluminescence Imaging.</a> J. Vis. Exp. (2021).
In this video, we describe the technique for the intravesical administration of uropathogenic bacteria to generate a urinary tract infection model in mice. This model can be used to understand the spread of uropathogenic bacterial infection within the urinary system and the mechanisms that determine UTI susceptibility.

尿路感染症モデルの作成:尿路感染症モデルを開発するためのマウスに尿路病原菌を投与する技術

Source: Luyts, N. et al., Longitudinal Follow-Up of Urinary Tract Infections and Their Treatment in Mice using Bioluminescence Imaging. J. Vis. Exp. ...