La financiación de este trabajo fue proporcionado por ORWH SCOR P50 DK064540, SR1 DK 051 406, SR1 AI 108749-01, F32 DK 101 171, y F32 DK 104516-01.

Declaración de Ética: La Comisión de Estudios Animal de la Universidad de Washington aprobó todas las infecciones del ratón y procedimientos como parte del protocolo número 20120216, que fue aprobado y expira 11/01/2013 11/01/2016. El cuidado general de los animales fue consistente con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio del Consejo Superior de Investigaciones Científicas y la Guía de Recursos de Cuidado de Animales del USDA. Procedimientos de eutanasia son consistentes con las &quot;directrices AVMA para la eutanasia de animales 2013 edición.&quot; 1. UPEC Protocolo UTI, Inoculación Preparación de la aguja (Figura S1) <ol><li> Retire la tapa de la aguja de 30 G. Hilo de aproximadamente 1 pulgada de tubo de PE10 sobre el eje de la aguja. UV esterilizar los conjuntos de aguja durante la noche. Agujas sondaje se pueden almacenar indefinidamente en placas de Petri estériles. </li></ol> 2. Preparación del inóculo bacteriano UPEC <ol><li> Preparar UTI89 inóculo (inicio de 72 horas antes de la inoculacióndía ción) <ol><li> Streak UTI89 sobre una LB (Luria-Bertani) placa de agar de una madre congelada. Incubar durante la noche a 37 ° C. Escoja una colonia e inocular en 10 ml de LB en un matraz de 125 ml. Se incuba a 37 ° C durante 24 horas, de forma estática. </li><li> Inocular 10 l de cultivo durante la noche en 10 ml de LB en un nuevo frasco de 125 ml para una 24 horas adicionales a 37 ° C, de forma estática. </li><li> Transferencia de 3 ml (varían en función de la tensión y el tamaño del inóculo se desea) a estériles tubos de 1,5 ml y se centrifuga a 7000 g durante 3 min y resuspender el precipitado en 1x PBS y centrifugar por segunda vez. Resuspender el sedimento bacteriano en 1 ml de PBS 1x. </li></ol></li><li> Medir la densidad óptica bacteriana y ajustar la concentración de la densidad de inóculo deseado. La concentración estándar del inóculo utilizado es 10 7 bacterias; sin embargo, esto puede variar debido al diseño del estudio. </li></ol> 3. La inoculación bacteriana <ol><li> Limpiar la estación de trabajo con etanol al 70% y cen el borde con papel absorbente (o utilice campana de flujo estéril). </li><li> Dibuja hasta 0,9 ml del inóculo bacteriano preparado en un 1 ml (TB) de la jeringa (quitar las burbujas de aire). Coloque una aguja de inoculación estéril preparada con tubería PE10, en la jeringa que contiene el inóculo, a continuación estérilmente recortar el tubo de polietileno. NOTA: Dejar 1 mm de tubo por encima de la punta de la aguja para evitar la punción de la vejiga. </li><li> Corte un pedazo cuadrado de 1 pulgada de parafina y poner un poco de lubricante quirúrgico (aproximadamente del tamaño de una moneda de diez centavos) en la parte superior. </li><li> Anestesiar ratones C3H / HeN femeninos poniéndolos en un frasco de vidrio 32 oz que contiene una bola de té-infusor con bolas de algodón empapadas con 3 ml de isoflurano o cámara vaporizador (siguiendo fabrica protocolo) hasta inconsciente pero todavía respirando normalmente (1 respiración / seg) . NOTA: Algunos comités IACUC no aprueban el uso de un frasco o vaporizador. Por favor, siga la indicación del comité IACUC de su institución. NOTA: Si el tarro de cristalcon té-ball y / o cono de la nariz con se utilizan bolas de algodón-isoflurano soakd, el animal debe ser observado cuidadosamente para evitar una sobredosis de anestesia y la muerte. La ventaja de usar una cámara de vaporizador y la anestesia es que proporciona la administración de isoflurano controlada que evita sobredosis accidentales. PRECAUCIÓN: El isoflurano es un anestésico de inhalación. Use en un área bien ventilada y minimizar la inhalación. </li><li> Retire el ratón de la jarra / vaporizador y colocarlo en la espalda a una toalla de papel y extender las piernas. </li><li> Cubrir la nariz del ratón con un cono de la nariz (un tubo conectado al vaporizador que proporciona una dosis controlada isoflurance que viene equipado en algunas unidades de vaporizador) o 50 ml tubo cónico con una bola de algodón que contiene una pequeña cantidad (aproximadamente 1-2 ml ) de isoflurano. </li><li> Palpitar suavemente la vejiga para inducir la micción y garantizar una vejiga anulado. Limpie el área periuretral con etanol al 100% limpie. Frote la aguja de inoculación / jeringa, punto primero, en ellubricante quirúrgico. </li><li> Inocular cada ratón con 50 l de la solución de bacterias mediante la inserción de la aguja transuretral de la inoculación, aproximadamente 12 mm, y presionando hacia abajo el émbolo de la jeringa suavemente para dispensar el inóculo en la vejiga suavemente (10 l / seg). Retire la aguja de inoculación del ratón. NOTA: el retorno inmediato de inóculo en la abertura de la uretra al empezar a inocular indica la inserción incorrecta o incompleta de la aguja. </li><li> Retire el ratón de cono de la nariz y devolverlo a su jaula. Repita los pasos 3.3 a 3.8 para cada ratón. Cuando / si indicador del estado de inóculo / cepas, deseche la jeringa y la aguja de inoculación en un contenedor de objetos punzantes aprobado y empezar de nuevo el paso 3.2. NOTA: La inoculación con organismos uropatógenos generalmente no causa síntomas de dolor severo. Sin embargo, en raras ocasiones, la administración de grandes dosis de patógenos puede causar fiebre, disminución de la ingesta de alimentos y el agua y el comportamiento anormal. LANimal salud debe ser monitoreado durante todo el experimento. Si los síntomas de dolor son evidentes aviso, un analgésico, como la buprenorfina (0,05-,1 mg / kg por vía subcutánea), se puede aplicar. Los procedimientos deben estar de acuerdo con IACUC de cada institución. </li></ol> 4. Determinación de las cargas bacterianas <ol><li> Preparar separadas tubos de 5 ml por cada vejiga y los riñones par que se recogerá. Añadir 1 ml de PBS 1x / tubo / vejiga ratón para ser cosechado. Añadir 0,8 ml de PBS 1x / tubo / par de riñones de ratones que se recogerá. Etiqueta de cada tubo para corresponder a un ratón dado. Preparar una placa de 96 pocillos que contenía 180 l de 1x PBS en cada pocillo para 01:10 diluciones en serie. </li><li> Limpie el área de trabajo con etanol al 70% y cubrir la zona con una tapa o papel toalla absorbente. </li><li> Anestesiar el ratón con isoflurano (véase el paso 3.4) hasta que el ratón deja de respirar durante aproximadamente 1 min, luego se coloca en la tapa o papel toalla absorbente. Otros métodos de euthanasia también son aceptados por los comités IACUC, tales como dióxido de carbono, y puede ser sustituido por sobredosis de isoflurano. </li><li> Sacrificio el ratón por dislocación cervical rápido que consiste en restringir el cuello en la base de la cabeza y tirando de la cola horizontalmente lejos del cuerpo hasta que se produce la dislocación. NOTA: La mayoría de los comités IACUC requieren un medio secundario de la eutanasia y la dislocación cervical es un método común. Sin embargo, otros métodos pueden ser utilizados si son aprobados por el comité de IACUC. </li><li> Coloque el ratón muerto en su parte posterior y rociar etanol al 70% en el abdomen. Diseccionar el ratón, cosechar la vejiga y los riñones, en ese orden para minimizar la contaminación potencial de la sangre después de la disección del riñón. Coloca los órganos de forma independiente en los preparados tubos de 5 ml que contienen 1x PBS (consulte el paso 4.1). NOTA: Use tijeras diferentes para la disección externa y para la extracción de órganos para reducir al mínimo la contaminación. </li><li> Toque en el tubo para asegurar que los órganos están en tél 1x PBS. Repita el paso 4.3 a 4.5 para cada ratón. Tijeras y pinzas limpias en etanol al 70% después de cada ratón. </li></ol> 5. Recuperación bacteriana <ol><li> Homogeneizar la vejiga y los riñones cosechada en los tubos de 5 ml con un homogeneizador de tejidos, 15 seg por el riñón y 30 segundos por vejiga. Enjuague secuencialmente homogeneizador en 1x PBS, etanol al 70% y 1x PBS entre las muestras. </li><li> Hacer diluciones seriadas 1:10 a 10 -8 y la placa de dilución para cada CFU (unidades formadoras de colonias) en placas de agar LB. Incubar las placas a 37 ° C durante la noche y contar las colonias al día siguiente. </li></ol> 6. Enumeración IBC <ol><li> Eliminar asépticamente la vejiga y colocarlo en PBS 1x en una placa de 6 pocillos con fondo silicona. Las placas se pueden preparar usando un kit de elastómero de silicona y verter aproximadamente 1 cm de silicona en cada pocillo, ver instrucciones del fabricante. Cortar la vejiga por la mitad con unas tijeras. </li><li> El uso de pernos de metal pequeñas splay suavemente el bladder de manera que el lumen de la vejiga quede hacia arriba. Asegúrese de colocar los pasadores en los bordes exteriores de las secciones de la vejiga para asegurar la cantidad máxima de urotelio se expone. </li><li> Después de ensanchamiento, lavar suavemente la vejiga una vez con PBS 1x. Retire la PBS 1x por pipeta. Fijar la vejiga mediante la adición de suficiente 3% de paraformaldehído para cubrir toda la vejiga extendidas. PRECAUCIÓN: El paraformaldehído es cancerígeno. Equipo de protección adecuado, incluyendo guantes, se debe usar en todo momento. La eliminación debe seguir las directrices institucionales. </li><li> Incubar a temperatura ambiente durante 1 hr. Retire solución de paraformaldehído. Lavar una vez con PBS 1x. </li><li> Lavar con solución de lavado LacZ (2 mM MgCl2, 0,01% de desoxicolato de sodio y 0,02% Nonidet-p40in 1x PBS) tres veces durante 5 minutos por lavado. </li><li> Retire la solución de lavado y añadir suficiente mancha LacZ (9,5 ml de solución de lavado LacZ, 0,4 ml 25 mg / ml de X-gal y 0,1 ml de 100 mM de K-ferrocianuro / K-ferricianuro) para cubrir las vejigas. Se incuba a 30 ° C overniGHT protegido de la luz. </li><li> Retire vejigas extendidos de la incubadora y observar los RIG, que aparecen como puntos lagrimales azul como se visualiza con un microscopio de disección, ampliación 40-60X. NOTA: A veces un ratón puede orinar antes de la colocación del tubo debajo de la uretra. En este caso, espere 15 a 20 minutos antes de tratar de recoger la orina de nuevo. </li></ol> 7. La orina Colección de bacteriuria CFU Enumeración (No aplicable para ITUAC) <ol><li> Para recoger la orina antes o después de la infección frenar suavemente el ratón mediante la celebración de la cola y colocarlo sobre una superficie plana elevada (parte superior de la jaula del ratón). </li><li> Mantenga un tubo de 1,5 ml estéril debajo de la uretra ratón. Presione suavemente en la parte posterior del ratón cerca de la cola para aplicar presión en la vejiga. Atrapa la orina en el tubo de 1,5 ml. </li><li> Hacer diluciones seriadas 1:10 a 10 -7 y placa cada dilución en LB. apropiada Incubar las placas a 37 ° C durante la noche y contar las colonias al día siguiente. </li></ol> 8. ITUAC Protocolo Modelo, Catéter Preparación Agujas de ITUAC Modelo (Figura S2) <ol><li> Retire la tapa de la aguja de 30 G. Corte un pedazo de tubo de 7 mm PE10 y 5 mm trozo de tubo de silicona como RenaSIL. Enhebrar la aguja con un tubo PE10 hasta que el tubo toca la base de la aguja. </li><li> Luego de comer la pieza 5 mm en la aguja que contiene PE10. UV esterilizar las asambleas agujas durante la noche. NOTA: Al cargar el tubo de silicona, deje aproximadamente 1 mm de la tubería que se extiende más allá de la punta de la aguja. </li></ol> 9. E. faecalis OG1RF bacteriana Preparación del inóculo <ol><li> Preparar el inóculo de partida OG1RF 48 hr antes de la inoculación días. Streak OG1RF sobre una placa BHI (infusión de cerebro corazón) a partir de una acción congelada. </li><li> Escoja una colonia e inocular en 10 ml de BHI y crecer estáticamente durante 18 horas a 37 ° C. Centrifugar la cultura y lavar el pellet (3 veces) en volúmenes de 1 ml de PBS 1x estéril. </li><li> Resuspender el sedimento bacteriano en PBS 1x. Medir la densidad óptica bacteriana y ajustar la concentración a la tamaño del inóculo deseado. La concentración estándar del inóculo utilizado es 10 7; sin embargo, esto puede variar debido al diseño del estudio </li></ol> 10. Catéter de implantación <ol><li> Limpie la estación de trabajo con 70% de etanol y cubrir la zona con una cubierta absorbente (o usar campana de flujo estéril). </li><li> Conecte el catéter de aguja a un vacío de 1 ml (TB) de la jeringa. Corte un pedazo cuadrado de 1 pulgada de parafina y poner un poco de lubricante quirúrgico (aproximadamente del tamaño de una moneda de diez centavos) en la parte superior. NOTA: Dos agujas de diferentes se utilizan para la deposición del catéter y para el inóculo de la inoculación accidental minimizado debido a la manipulación mecánica necesaria para la implantación del catéter. Esto también permite la conveniencia de la preparación de un menor número de agujas de inoculación. </li><li> Anestesiar C57BL / 6 ratones poniéndolos en un frasco de vidrio 32 oz contiene un tébola -infuser con bolas de algodón empapadas en 3 ml de isoflurano o cámara vaporizador (siguiendo fabrica protocolo) hasta inconsciente pero todavía respirando normalmente (1 respiración / seg). </li><li> A continuación, poner el ratón sobre la espalda a una toalla de papel y extender las piernas. Cubrir la nariz del ratón con un cono de nariz o 50 ml tubo cónico con bolas de algodón que contienen una pequeña cantidad (aproximadamente 1-2 ml) de isoflurano. PRECAUCIÓN: El isoflurano es un anestésico de inhalación. Use en un área bien ventilada y minimizar la inhalación por el investigador. </li><li> Palpitar suavemente la vejiga para inducir la micción y garantizar una vejiga anulado. Limpie el área periuretral con un 100% de etanol limpie. </li><li> Desinfectar la zona periuretral con 10% de solución de povidona yodada utilizando un aplicador de algodón de punta. Frote la aguja de inoculación / jeringa, punto primero, en el lubricante quirúrgico. NOTA: povidona-yodo se utiliza para la implantación del catéter, que es una solución aséptica más fuerte que el alcohol. La implantación del catéter requieremanipulación más mecánico para insertar el catéter y por lo tanto un mayor potencial de contaminación. </li><li> Insertar el catéter en la abertura uretral. Una vez dentro, el uso de pinzas para empujar el (7 mm PE10) pieza larga hacia la vejiga, en consecuencia, empujando el (5 mm de silicona) pequeño catéter y depositarlo en la vejiga. Retire la aguja, con el tubo de 7 mm todavía unido, inmediatamente. </li></ol> 11. La inoculación bacteriana <ol><li> Siga el protocolo de la inoculación bacteriana en la sección 3, mediante el inóculo preparado de la sección 9. Retire el ratón desde el cono de la nariz y devolverlo a su jaula </li></ol> 12. En cada momento del Sacrificio <ol><li> Preparar tubos de 5 ml para la vejiga y el riñón (por órganos siguen el paso 4.1) y 1,5 ml tubo Eppendorf de catéteres. Añadir 1 ml de PBS 1x en 1,5 ml tubo Eppendorf para muestras de catéter </li><li> Siga los pasos 4.3 a 4.5. Diseccionar el ratón, cosechando la vejiga, los riñones y el catéter, placing los tejidos independientemente en 5 tubos ml que contenían PBS 1x y el catéter en el 1,5 ml Eppendorf (véase el paso 12.1). NOTA: Use tijeras diferentes para la disección externa y para la extracción de órganos y recuperación catéter para minimizar la contaminación </li><li> A continuación, siga el paso 4.6. </li></ol> 13. Recuperación bacteriana <ol><li> Por órganos, siga los pasos 5.1 y 5.2. Para la recuperación bacteriana de los catéteres, vórtice a velocidad máxima durante 30 seg, sonicar las muestras de catéter durante 5 min usando un sonicador de baño, y luego vórtice a la máxima velocidad por un 30 seg adicional. </li><li> Hacer diluciones seriadas 1:10 a 10 -8 y la placa de dilución para cada CFU enumeración en placas de BHI. Incubar las placas a 37 ºC durante la noche y contar las colonias al día siguiente. </li></ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Comunidad no complicada adquirió UTI es una infección común y costoso que representa varios millones de consultas de atención primaria cada año 46. Además, ITUAC son una infección adquirida sanitaria común que ha llegado a ser extremadamente costoso para los proveedores de salud como los Centros de Servicios de Medicare y Medicaid no reembolsa a los proveedores por el costo añadido de trato que resulta de un hospital adquirida ITUAC 45. Los modelos de ratón de infección urinaria, tanto l...

An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/video/52892/establishment-and-characterization-of-uti-and-cauti-in-a-mouse-model">Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model</a>. The Protocol section has been updated.
The ethics statement has been updated from:
Ethics statement: The Washington University Animal Studies Committee approved all mouse infections and procedures as part of protocol number 20120216, which was approved 01/11/2013 and expires 01/11/2016. Overall care of the animals was consistent with The guide for the Care and Use of Laboratory Animals from the National Research Council and the USDA Animal Care Resource Guide. Euthanasia procedures are consistent with the &#8220;AVMA guidelines for the Euthanasia of Animals 2013 edition.&#8221;
to:
Ethics statement: The Washington University Animal Studies Committee approved all mouse infections and procedures as part of protocol number 20150226, which expires 12/10/2018. Overall care of the animals was consistent with The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals from the National Research Council and the USDA Animal Care Resource Guide. Euthanasia procedures are consistent with the &#8220;AVMA guidelines for the Euthanasia of Animals 2013 edition.&#8221;
Step 3 has been updated from:
3. Bacterial Inoculation
<ol>
	<li>Clean the workstation with 70% ethanol and cover area with absorbent paper (or use sterile flow hood).</li>
	<li>Draw up to 0.9 ml of the prepared bacterial inoculum into a 1 ml (TB) syringe (remove air bubbles). Attach a prepared sterile inoculation needle with PE10 tubing, onto the syringe containing the inoculum, then sterilely trim the polyethylene tubing. 
	NOTE: Leave 1 mm of tubing above the tip of the needle to avoid puncturing the bladder.</li>
	<li>Cut a 1 inch square piece of parafilm and put a dab of surgical lubricant (approximately the size of a dime) on top.</li>
	<li>Anesthetize female C3H/HeN mice by putting them in a 32 ounce glass jar containing a tea-infuser ball with cotton balls soaked with 3 ml of isoflurane or vaporizer chamber (following manufactures protocol) until unconscious but still breathing normally (1 breath/sec). 
	NOTE: Some IACUC committees do not approve the use of a jar or vaporizer. Please follow the indication of the IACUC committee of your institution. 
	NOTE: If glass jar with tea-ball and/or nose cone with isoflurane-soakd cotton balls are used, the animal must be carefully observed to avoid anesthetic overdose and death. The advantage of using a vaporizer and anesthesia chamber is that it provides controlled isoflurane administration that avoids accidental overdoses. CAUTION: Isoflurane is an inhalation anesthetic. Use in a well-ventilated area and minimize inhalation.</li>
	<li>Remove the mouse from the jar/vaporizer and place it on its back on a paper towel and spread the legs.</li>
	<li>Cover the nose of the mouse with a nose cone (a tube connected to the vaporizer that provides a controlled isoflurance dose that comes equipped on some vaporizer units) or 50 ml conical tube with a cotton ball containing a small amount (approximately 1-2 ml) of isoflurane.</li>
	<li>Gently palpitate the bladder to induce urination and ensure a voided bladder. Wipe the periurethral area with 100% ethanol wipe. Dab the inoculation needle/syringe, point first, into the surgical lubricant.</li>
	<li>Inoculate each mouse with 50 &#181;l of the bacteria solution by inserting the inoculation needle transurethrally, approximately 12 mm, and pressing down on the syringe plunger gently to dispense the inoculum into the bladder gently (10 &#181;l/sec). Remove the inoculation needle from the mouse. 
	NOTE: Immediate return of inoculum at the urethral opening when beginning to inoculate indicates improper or incomplete insertion of the needle.</li>
	<li>Remove the mouse from nose cone and return it to its cage. Repeat steps 3.3-3.8 for each mouse. When/if switching inoculum conditions/strains, dispose of the syringe and inoculation needle in an approved sharps container and start again step 3.2.&#160;&#160; 
	NOTE: Inoculation with uropathogenic organisms generally does not cause severe pain symptoms. However, in rare instances, administering large doses of pathogens may cause fever, reduction in food and water intake and abnormal behavior. Animal health should be monitored throughout the experiment. If overt pain symptoms are notice, an analgesic, such as Buprenorphine (0.05&#8722;0.1 mg/kg given subcutaneously), can be applied. Procedures should be in accordance with each institution&#8217;s IACUC.</li>
</ol>
to:
3. Bacterial Inoculation
<ol>
	<li>Clean the workstation with 70% ethanol and cover area with absorbent paper (or use sterile flow hood).</li>
	<li>Draw up to 0.9 ml of the prepared bacterial inoculum into a 1 ml (TB) syringe (remove air bubbles). Attach a prepared sterile inoculation needle with PE10 tubing, onto the syringe containing the inoculum, then sterilely trim the polyethylene tubing. 
	NOTE: Leave 1 mm of tubing above the tip of the needle to avoid puncturing the bladder.</li>
	<li>Cut a 1 inch square piece of parafilm and put a dab of surgical lubricant (approximately the size of a dime) on top.</li>
	<li>Anesthetize female C3H/HeN mice by putting them in a vaporizer chamber (following manufactures protocol) until unconscious but still breathing normally (1 breath/sec). 
	NOTE: Some IACUC committees do not approve the use of a vaporizer. Please follow the indication of the IACUC committee of your institution. 
	CAUTION: Isoflurane is an inhalation anesthetic. Use in a well-ventilated area and minimize inhalation.</li>
	<li>Remove the mouse from the vaporizer and place it on its back on a paper towel and spread the legs.</li>
	<li>Cover the nose of the mouse with a nose cone (a tube connected to the vaporizer that provides a controlled isoflurance dose that comes equipped on some vaporizer units) to maintain anesthetization.</li>
	<li>Gently palpitate the bladder to induce urination and ensure a voided bladder. Wipe the periurethral area with 100% ethanol wipe. Dab the inoculation needle/syringe, point first, into the surgical lubricant.</li>
	<li>Inoculate each mouse with 50 &#181;l of the bacteria solution by inserting the inoculation needle transurethrally, approximately 12 mm, and pressing down on the syringe plunger gently to dispense the inoculum into the bladder gently (10 &#181;l/sec). Remove the inoculation needle from the mouse. 
	NOTE: Immediate return of inoculum at the urethral opening when beginning to inoculate indicates improper or incomplete insertion of the needle.</li>
	<li>Remove the mouse from nose cone and return it to its cage. Repeat steps 3.3-3.8 for each mouse. When/if switching inoculum conditions/strains, dispose of the syringe and inoculation needle in an approved sharps container and start again step 3.2.&#160;&#160; 
	NOTE: Inoculation with uropathogenic organisms generally does not cause severe pain symptoms. However, in rare instances, administering large doses of pathogens may cause fever, reduction in food and water intake and abnormal behavior. Animal health should be monitored throughout the experiment. If overt pain symptoms are notice, an analgesic, such as Buprenorphine (0.05&#8722;0.1 mg/kg given subcutaneously), can be applied. Procedures should be in accordance with each institution&#8217;s IACUC.</li>
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An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/video/52892/establishment-and-characterization-of-uti-and-cauti-in-a-mouse-model">Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model</a>. The Protocol section has been updated.

Erratum: Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model

Infecciones del tracto urinario (ITU) son una de las infecciones bacterianas más comunes y se pueden dividir en dos categorías basadas en el mecanismo de la adquisición, la comunidad y nosocomial adquirida UTI. Infecciones urinarias a menudo ocurren en mujeres y estudios por lo demás sanos adquirida en la comunidad han demostrado que aproximadamente el 50% de las mujeres tendrán al menos una infección urinaria en su vida 1. Además, la recurrencia es un problema importante. Una mujer que tiene una infección aguda inicial Ocasión 25-40% de tener una segunda infección dentro de los seis meses a pesar del tratamiento antibiótico adecuado y muchas mujeres siguen teniendo recurrencias frecuentes 2. Las bacterias que causan estas infecciones son cada vez más los protocolos de tratamiento cada vez más resistentes a los antibióticos de confusión 3-6. IU afecta a millones de personas cada año cuesta aproximadamente 2,5 millones de dólares en gastos relacionados con el cuidado de la salud en los EE.UU., lo que subraya el impacto y la prevalencia de la enfermedad1,7 .Nosocomial adquirió las ITU se asocian principalmente con la presencia de cuerpos extraños tales como catéteres permanentes. Infecciones urinarias asociadas a catéter (ITUAC) siguen siendo los nosocomial más común adquirida IU, lo que representa ~ 70-80% de estas infecciones 8. Además, ITUAC se asocia con aumento de la morbilidad y la mortalidad y es la causa más común de infecciones del torrente sanguíneo secundarias 9. UPEC comunidad asociada adquirida UTI se cree que es causada por la introducción de bacterias en la vejiga de los embalses en el tracto gastrointestinal a través de la manipulación mecánica durante la relación sexual, la falta de higiene u otras dinámicas de población microbiana entre los diferentes nichos de acogida 10. Una vez dentro de la vejiga, UPEC emplean numerosos factores de virulencia, incluyendo cápsula, sistemas de adquisición de hierro, toxinas, un plásmido de virulencia, tRNAs, islas de patogenicidad y factores de colonización que han demostrado desempeñar un papel en la patogénesis &lt;sup&gt; 11-14. Fundamental para el establecimiento de la UPEC la colonización, la UPEC también codifican múltiples tipos de chaperón adhesiva ujier vía (CUP) pili que reconocen los receptores con especificidad estereoquímica 15. Tipo 1 pili, punta con la adhesina FimH, se expresan por la UPEC y se unen uroplaquinas 16 y α-1, β-3 integrinas 17, que se expresan en la superficie luminal de las dos vejigas humanas y de ratón 18 manosilado. Estas interacciones FimH mediada facilitan la colonización bacteriana y la invasión de las células epiteliales superficiales 19,20. Una vez dentro de la célula, UPEC puede escapar al citoplasma, donde una sola bacteria puede dividirse rápidamente para formar una comunidad bacteriana intracelular (IBC), que, tras la maduración, puede contener ~ 10 4 bacterias 21. Formación de IBC se ha demostrado en al menos seis diferentes cepas de ratón, C3H / gallina, C3H / HeJ, C57Bl / 6, CBA, FVB / NJ y BALB / c, y con una amplia variedad de UPECepas C y otras enterobacterias 22-24. Sin embargo las diferencias temporales y espaciales de la formación de IBC pueden variar dependiendo de los antecedentes del ratón y la cepa UPEC infectar. En ratones C3H / HeN infectadas con el prototipo de la UPEC cepas UTI89 o la formación CFT073, IBC pueden ser visualizados como pequeños biomasas de bacterias ya en 3 hpi (infección post hr). Esta comunidad sigue creciendo y alcanza un &quot;punto medio&quot; de desarrollo aproximadamente 6 hpi cuando las bacterias en forma de barra ocupan un gran porcentaje del espacio citoplásmico de células paraguas superficiales diferenciadas terminalmente Estos forma temprana los GRG de una manera relativamente sincrónica con la mayoría presentan dimensiones similares y morfologías. ~ 8 hpi las bacterias en el cambio de un IBC bacilos a cocos morfología. RIG son de naturaleza transitoria. Por lo tanto, IBC maduración 12-18 resultados hpi en continua expansión de la población bacteriana, seguida de su filamentation y la dispersión de la conexión wi celularth propagación posterior a las células vecinas 23. Por lo tanto, el nicho IBC permite rápido crecimiento bacteriano en un entorno protegido de las respuestas y antibióticos 25 inmune del huésped. Las distintas etapas de la infección UPEC que se ven en ratones también se observan en los seres humanos, tales como los RIG y filamentación, apoyando el modelo de ratón de infección del tracto urinario como una herramienta beneficiosa que puede ser utilizado para modelar UTI en los seres humanos 22,26-28. Si bien la mayoría de las mujeres experimentan una infección urinaria en su vida, el resultado de estas infecciones puede variar desde una infección autolimitada aguda sin recurrencia, a la cistitis recurrente frecuente. Además, los estudios han mostrado una fuerte incidencia familiar de IU, lo que sugiere un componente genético contribuye a la susceptibilidad UTI 29. Hemos encontrado que los resultados UTI diferentes visto en las clínicas pueden ser reflejadas por los distintos resultados de la infección experimental UPEC entre puras cepas de ratón 30. Por ejemplo, C3H / gallina, CBA, Los ratones DBA, y C3H / HeOuJ son susceptibles, en una forma dependiente de la dosis infecciosa, a la larga duración cistitis, crónica que se caracteriza por, bacterias alto título de persistentes (&gt; 10 4 unidades formadoras de colonias (ufc) / ml), bacterianas alto título cargas de la vejiga en el sacrificio&gt; 4 semanas después de la infección (WPI), inflamación crónica y necrosis urotelial. Estos ratones también muestran niveles séricos elevados de IL-6, G-CSF, KC, y IL-5 dentro de la primera 24 hpi que sirven como biomarcadores para el desarrollo de la cistitis crónica. Esto puede representar con precisión el curso natural de la infección urinaria en algunas mujeres, ya que los estudios con placebo han demostrado que un gran porcentaje de las mujeres que experimentan ITU mantendrá altos niveles de bacterias en la orina durante varias semanas después de los primeros síntomas de la cistitis, si no se da tratamiento antibiótico 31 , 32. Además, el uso de ratones C3H / HeN, se encontró que una historia de la cistitis crónica es un factor de riesgo significativo para posteriores infecciones recurrentes graves. IU recurrente es el más simanifestación clínica gnificant de IU y el ratón C3H / gallina es actualmente el único modelo estudiado que recapitula una mayor predisposición después de la exposición anterior. Un segundo resultado UTI se recapitula en ratones C57BL / 6, donde la infección aguda UPEC es autolimitada, con la resolución de la inflamación de la vejiga y la bacteriuria plazo aproximado de una semana. Curiosamente, en este modelo, UPEC formar fácilmente reservorios intracelulares quiescentes dentro del tejido de la vejiga de la que UPEC son capaces de salir de un estado latente para reiniciar una UTI activo, potencialmente explicar un mecanismo para misma cepa IU recurrente en seres humanos 33, 34. Además de las influencias genéticas en UTI susceptibilidad, la introducción de un catéter en la vejiga aumenta en gran medida la probabilidad de tener una infección, así como el aumento de la gama de bacterias capaces de causar una infección. Se ha demostrado que el cateterismo urinario humano provoca histológico ycambios inmunológicos en la vejiga debido a la tensión mecánica que se traduce en una respuesta inflamatoria robusta, exfoliación, edema de la lámina propia y submucusa, adelgazamiento urotelial, y lesión de la mucosa del urotelio y riñón 35,36. Además, el catéter proporciona una superficie para la unión bacteriana a crear un entorno utilizado por varias especies de causar ITUAC. Mientras UPEC siguen siendo un importante contribuyente, Enterococcus faecalis representa el 15% de estos ITUAC 37. E. faecalis es cada vez más resistente a los antibióticos con vancomicina aparición de resistencia, lo que plantea un problema de salud grave 38. E. faecalis poseen numerosos factores de virulencia, incluyendo las toxinas y adhesinas necesarias para la unión a tanto el catéter y el epitelio 38. Durante el cateterismo urinario, el anfitrión es vulnerable a la adhesión microbiana, multiplicación y diseminación en el 39,40 de las vías urinarias. E. Faecalis forma una biopelícula en el catéter, como parte de un mecanismo de persistir en la vejiga y difundir a los riñones, que se reproduce en un modelo de ratón ITUAC 41. Recientemente, se ha demostrado durante la cateterización urinaria, fibrinógeno (Fg) se libera en la vejiga, como parte de la respuesta inflamatoria. Fg se acumula en la vejiga, recubre el catéter y es esencial para E. faecalis la formación de biopelículas, que funciona como un andamio archivo adjunto. En un modelo de ratón C57BL / 6 de ITUAC, descubrimos que E. la formación de biopelículas faecalis en el catéter, y por lo tanto la persistencia en la vejiga, era dependiente de la pilus Ebp, específicamente su EBPA adhesina tip. Se encontró que el dominio N-terminal de EBPA se une específicamente a FG revestir el catéter. Además, se encontró que E. faecalis utiliza Fg como fuente metabolito durante la infección, mejorando así la formación de biopelículas 42. Los modelos de ratón han demostrado ser fundamental para understanding, así como la predicción de las manifestaciones clínicas de la infección del tracto urinario y la infección urinaria 41. En este artículo se demuestra la preparación del inóculo de la cistitis UPEC aislamos UTI89 e inoculación transuretral de ratones C3H / HeN. Además, demostramos un protocolo para la inserción del catéter en ratones C57BL / 6 y la inoculación de la E. cepa faecalis OG1RF. Ambas técnicas conducen a UTI consistente y fiable o ITUAC en ratones. También mostramos técnicas utilizadas para observar la formación de IBC durante la cistitis aguda y de recogida de orina para el análisis de la cistitis crónica o recurrente. Ratones C3H / HeN se han utilizado para estudiar los aspectos de la UPEC patogénesis incluyendo invasión bacteriana inicial, la formación IBC, filamentación y el desarrollo de la cistitis crónica 23,33,43. Estos parámetros de virulencia también se han estudiado en una variedad de otros antecedentes de ratón 22,33. Para ITUAC, el / modelo C57BL 6 permite la implantación de un cuerpo extraño en la vejiga con la posterior co bacterianaionización, que se puede mantener durante 7 días después de la infección 41. Estos modelos han sido útiles para la evaluación de los mecanismos de virulencia bacteriana, las respuestas del huésped a IU y mecanismos para subvertir las respuestas de acogida, gran parte del cual ha sido posteriormente recapituladas u observadas en las poblaciones humanas clínicos.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Material for catheter and needle preparation:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30ga needles</td>
			<td>BD Precision Glide</td>
			<td>305106</td>
			<td>30Gx &#189; (0.3 mm x 13mm)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE10 polyethylene tubing</td>
			<td>BD</td>
			<td>427400</td>
			<td>Inside diameter -0.011 in (0.28 mm); outside diameter &#8211; 0.024 in (0.61 mm)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RenaSIL 025 platinum cured silicon tubing</td>
			<td>Braintree Scientific, Inc</td>
			<td>SIL 025</td>
			<td>inside diameter-0.012 x outside diameter 0.025, 25 ft coil</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Material for infections:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflourane &#8211; Isothesia</td>
			<td>Butler Schein</td>
			<td>29405</td>
			<td>250 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clear Glass Straight-Sided Jar</td>
			<td>Kimble Chase</td>
			<td>5413289V 21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Steel Tea Infuser</td>
			<td>Schefs-Amazon</td>
			<td></td>
			<td>Premium Loose Leaf Tea Infuser By Schefs - Stainless Steel - Large Capacity -</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-sterile cotton balls</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>22-456-880</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 ml Falcon tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89039-660</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isotec 3 -vaporizer</td>
			<td>Ohmeda</td>
			<td>1224478</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ear punch</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-812-201</td>
			<td>(when necessary)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine solution</td>
			<td>Betadine solution</td>
			<td></td>
			<td>10% Povidie-iodine topical solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Q-tips</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-037-924</td>
			<td>6 in</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diapers for bench</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>14206 63</td>
			<td>Absorbent Underpads (20&#8221;X36&#8221;mats)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical lubricant</td>
			<td>Surgilube</td>
			<td>0281-0205-36</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting scissor</td>
			<td>Fine Science tools, INC</td>
			<td>14084-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-Adson Forceps</td>
			<td>Fine Science tools, INC</td>
			<td>11018-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>309659</td>
			<td>Tuberculin slip tip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM996</td>
			<td>4 in x 125 FT</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf rack</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>05-541-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf tubes</td>
			<td>MIDSCI</td>
			<td>AVX-T-17-C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Harvesting catheters, bladders and kidneys:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Homogenizer</td>
			<td>PRO Scientific INC</td>
			<td>Bio-Gen Pro 200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 ml polypropylene round-bottom tube</td>
			<td>BD</td>
			<td>352063</td>
			<td>for organ homogenization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paper towel</td>
			<td>Georgia-Pacific</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Pharmco-AAPER</td>
			<td>11100020S</td>
			<td>200 proof</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Costar&#8482; Clear Polystyrene 96-Well Plates</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3788</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1X Phosphate sodium saline</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P3813</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BRANSONIC Ultrasonic cleaner 1210</td>
			<td>Branson Ultrasonics Corporation</td>
			<td>1210</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IBC materials:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-well tissue culture test plate</td>
			<td>Techno Plastic Products</td>
			<td>92006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pins</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>26002-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard 184</td>
			<td>Dow Corning</td>
			<td>3097358-1004</td>
			<td>Silicone Elastomer Kit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>X-gal (5-bromo-4-chloro-3-indolyl-b-D-galactoside)</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15520-034</td>
			<td>Ultrapure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N, N-Dimethylformamide</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>D4551</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2 (Magnesium chloride)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M8266</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium deoxycholate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>D6750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nonidet-P40</td>
			<td>Roche</td>
			<td>11754599001</td>
			<td>Octylphenolpoly(ethyleneglycolether)n</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium hexacyanoferrate(II) trihydrate (K-ferrOcyanide)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P3289</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium hexacyanoferrate(III) (K-ferrIcyanide)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>60299</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

establishment and characterization of uti and cauti in a mouse model

Infecciones del tracto urinario (ITU) son altamente prevalentes, una causa importante de morbilidad y son cada vez más resistentes al tratamiento con antibióticos. Las mujeres se ven desproporcionadamente afectados por la UTI: 50% de todas las mujeres tendrán una infección urinaria en su vida. Además, el 20-40% de estas mujeres que tienen una inicial UTI sufrirá una recurrencia con algunas recurrencias frecuentes que sufren con grave deterioro en la calidad de vida, el dolor y el malestar, la interrupción de las actividades diarias, el aumento de los costes sanitarios, y pocas opciones de tratamiento otra que la profilaxis antibiótica a largo plazo. Uropatógena Escherichia coli (UPEC) es el agente causal principal de la UTI adquirida en la comunidad. IU asociada al catéter (ITUAC) es el hospital infección adquirida más común que representa un millón de ocurrencias en los EE.UU. cada año y los costes sanitarios dramáticos. Mientras UPEC es también la principal causa de infección urinaria, otros agentes causantes son de una mayor importancia incluyendo Enterococcusfaecalis. Aquí utilizamos dos modelos bien establecidos de ratón que recapitular muchas de las características clínicas de estas enfermedades humanas. Para IU, un modelo C3H / HeN recapitula muchas de las características de la UPEC virulencia observadas en los seres humanos, incluyendo las respuestas de acogida, formación de IBC y filamentation. Para ITUAC, un modelo utilizando ratones C57BL / 6, que retienen los implantes de catéter de la vejiga, se ha demostrado ser susceptibles a E. faecalis infección de la vejiga. Estos modelos representativos se están utilizando para obtener nuevos conocimientos sorprendentes sobre la patogénesis de la enfermedad de IU, que está llevando al desarrollo de nuevas terapias y estrategias de gestión o de prevención.

Los modelos intravesical de IU asociada sin complicaciones y el catéter proporcionan plataformas flexibles para dilucidar los mecanismos moleculares de la patogénesis bacteriana, el impacto de estas enfermedades en el tejido de acogida, así como el desarrollo y ensayo de nuevos enfoques para gestionar estas infecciones comunes y costosos. Dependiendo de la cepa de ratón y el patógeno, la inoculación intravesical se puede utilizar para estudiar las interacciones huésped-patógeno para dilucidar los factores necesa...

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Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model

The ability to model urinary tract infections (UTI) is crucial in order to be able to understand bacterial pathogenesis and spawn the development of novel therapeutics. This work&#8217;s goal is to demonstrate mouse models of experimental UTI and catheter associated UTI that recapitulate and predict findings seen in humans.

Establecimiento y caracterización de IU y ITUAC en un modelo de ratón

Urinary tract infections (UTI) are highly prevalent, a significant cause of morbidity and are increasingly resistant to treatment with antibiotics. ...

establishment-and-characterization-of-uti-and-cauti-in-a-mouse-model

Research

JoVE Journal

Medicine

19.9K vistas.  Washington University School of Medicine. The ability to model urinary tract infections (UTI) is crucial in order to be able to understand bacterial pathogenesis and spawn the development of novel therapeutics. This work’s goal is to demonstrate mouse models of experimental UTI and catheter associated UTI that recapitulate and predict findings seen in humans.

Video: Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus. For example, in utero transplantation (IUT) of hematopoietic stem cells has been used to successfully treat patients with severe combined immunodeficiency.1,2 In several other conditions, however, IUT has been attempted without success.3 Given these mixed results, the availability of an efficient non-human model to study the biological sequelae of stem cell transplantation and gene therapy is critical to advance this field. We and others have used the mouse model of IUT to study factors affecting successful engraftment of in utero transplanted hematopoietic stem cells in both wild-type mice4-7 and those with genetic diseases.8,9 The fetal environment also offers considerable advantages for the success of in utero gene therapy. For example, the delivery of adenoviral10, adeno-associated viral10, retroviral11, and lentiviral vectors12,13 into the fetus has resulted in the transduction of multiple organs distant from the site of injection with long-term gene expression. in utero gene therapy may therefore be considered as a possible treatment strategy for single gene disorders such as muscular dystrophy or cystic fibrosis. Another potential advantage of IUT is the ability to induce immune tolerance to a specific antigen. As seen in mice with hemophilia, the introduction of Factor IX early in development results in tolerance to this protein.14 
In addition to its use in investigating potential human therapies, the mouse model of IUT can be a powerful tool to study basic questions in developmental and stem cell biology. For example, one can deliver various small molecules to induce or inhibit specific gene expression at defined gestational stages and manipulate developmental pathways. The impact of these alterations can be assessed at various timepoints after the initial transplantation. Furthermore, one can transplant pluripotent or lineage specific progenitor cells into the fetal environment to study stem cell differentiation in a non-irradiated and unperturbed host environment.
The mouse model of IUT has already provided numerous insights within the fields of immunology, and developmental and stem cell biology. In this video-based protocol, we describe a step-by-step approach to performing IUT in mouse fetuses and outline the critical steps and potential pitfalls of this technique.

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The mouse model of in utero transplantation is a versatile tool that can be used to study the potential clinical applications of stem cell transplantation and gene therapy in the fetus. In this protocol, we present a general approach to performing this technique

Un modelo de ratón En el útero Trasplante

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus.  For example, in ...

Investigación

Medicina

Multi-photon Imaging of Tumor Cell Invasion in an Orthotopic Mouse Model of Oral Squamous Cell Carcinoma

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient management strategies. Orthotopic mouse models of oral cancer have been developed to facilitate the study of factors that impact invasion and serve as model system for evaluating anti-tumor therapeutics. In these systems, visualization of disseminated tumor cells within oral cavity tissues has typically been conducted by either conventional histology or with in vivo bioluminescent methods. A primary drawback of these techniques is the inherent inability to accurately visualize and quantify early tumor cell invasion arising from the primary site in three dimensions. Here we describe a protocol that combines an established model for squamous cell carcinoma of the tongue (SCOT) with two-photon imaging to allow multi-vectorial visualization of lingual tumor spread. The OSC-19 head and neck tumor cell line was stably engineered to express the F-actin binding peptide LifeAct fused to the mCherry fluorescent protein (LifeAct-mCherry). Fox1nu/nu mice injected with these cells reliably form tumors that allow the tongue to be visualized by ex-vivo application of two-photon microscopy. This technique allows for the orthotopic visualization of the tumor mass and locally invading cells in excised tongues without disruption of the regional tumor microenvironment. In addition, this system allows for the quantification of tumor cell invasion by calculating distances that invaded cells move from the primary tumor site. Overall this procedure provides an enhanced model system for analyzing factors that contribute to SCOT invasion and therapeutic treatments tailored to prevent local invasion and distant metastatic spread. This method also has the potential to be ultimately combined with other imaging modalities in an in vivo setting.

A comprehensive overview of the techniques involved in generating a mouse model of oral cancer and quantitative monitoring of tumor invasion within the tongue through multi-photon microscopy of labeled cells is presented. This system can serve as a useful platform for the molecular assessment and drug efficacy of anti-invasive compounds.

Multi-fotón imágenes de invasión de células tumorales en un modelo de ratón ortotópico de carcinoma oral de células escamosas

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient ...

Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization and for minimizing organ damage resulting from prolonged extracorporal circulation. The goal of this paper was to demonstrate a fully functional and clinically relevant model of cardiopulmonary bypass in a mouse. We report on the device design, perfusion circuit optimization, and microsurgical techniques. This model is an acute model, which is not compatible with survival due to the need for multiple blood drawings. Because of the range of tools available for mice (e.g., markers, knockouts, etc.), this model will facilitate investigation into the molecular mechanisms of organ damage and the effect of cardiopulmonary bypass in relation to other comorbidities.

This paper describes how to perform cardiopulmonary bypass in mice. This novel model will facilitate the investigation of the molecular mechanisms involved in organ damage.

Puente cardiopulmonar en un modelo de ratón: un nuevo enfoque

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Medición de la contractilidad isométrica de la arteria mesentérica de ratón con cable miografía

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Establishment of a Severe Dry Eye Model Using Complete Dacryoadenectomy in Rabbits

Dry eye disease (DED) is a complex disease with multiple etiologies and variable symptoms, having ocular surface inflammation as its key pathophysiologic step. Despite advances in our understanding of DED, significant knowledge gaps remain. Advances are limited in part due to the lack of informative animal models. The authors recently reported on a method of DED induced by injecting all orbital lacrimal gland (LG) tissues with the lectin concanavalin A. Here, we report a novel model of aqueous-deficient DED based on the surgical resection of all orbital LG (dacryoadenectomy) tissues. Both methods use rabbits because of their similarity to human eyes in terms of the size and structure of the ocular surface. One week after removal of the nictitating membrane, the orbital superior LG was surgically removed under anesthesia, followed by removal of the palpebral superior LG, and finally removal of the inferior LG. Dacryoadenectomy induced severe DED, evidenced by a marked reduction in the tear break up time test and the Schirmer&#39;s tear test, and significantly increased tear osmolarity and rose bengal staining. Dacryoadenectomy-induced DED lasted at least eight weeks. There were no complications and animals tolerated the procedure well. The technique can be mastered relatively easily by those with adequate surgical experience and appreciation of the relevant rabbit anatomy. Since this model recapitulates the features of human aqueous-deficient DED, it is suitable for studies of ocular surface homeostasis, DED, and candidate therapeutics.

A novel approach is presented to induce chronic dry eye disease in rabbits by surgically removing all orbital lacrimal glands. This method, distinct from those previously reported, produces a stable, reproducible model of aqueous deficient dry eye well suited to study tear physiology and pathophysiology and ocular therapeutics.

Establecimiento de un modelo de ojos secos severos mediante dacrioadenectomía completa en conejos

Dry eye disease (DED) is a complex disease with multiple etiologies and variable symptoms, having ocular surface inflammation as its key pathophysiologic ...

Establishment of a Mouse Severe Acute Pancreatitis Model using Retrograde Injection of Sodium Taurocholate into the Biliopancreatic Duct

The prevalence of acute pancreatitis (AP), especially severe acute pancreatitis (SAP), is increasing in younger age groups annually. However, there is a lack of effective treatments in the current clinical practice. With the easy accessibility of transgenic and knockout strains and their small size, which allows minimal doses of drugs required for in vivo evaluation, a well-established experimental model in mice is preferred for AP research. Moreover, SAP induced through sodium taurocholate (TC) is currently one of the most widely used and best characterized models. This model has been investigated for novel therapies and possible molecular events during the process of AP. Here, we present the generation of an AP mouse model using sodium taurocholate and a simple homemade microsyringe. Moreover, we also provide the methodology for the subsequent histology and serological testing.

A mouse model of severe acute pancreatitis is described herein. The procedure presented here is very rapid, simple, and accessible, thereby potentially allowing the study of the molecular mechanisms and different therapeutic interventions in acute pancreatitis in a convenient way.

Establecimiento de un modelo de pancreatitis aguda grave en ratones mediante inyección retrógrada de taurocolato de sodio en el conducto biliopancreático

The prevalence of acute pancreatitis (AP), especially severe acute pancreatitis (SAP), is increasing in younger age groups annually. However, there is a ...

A Neonatal BALB/c Mouse Model of Necrotizing Enterocolitis

Necrotizing enterocolitis (NEC) is the most severe gastrointestinal (GI) disease that often occurs in premature infants, especially very low birth weight infants, with high mortality and unclear pathogenesis. The cause of NEC may be related to inflammatory immune regulatory system abnormalities. An NEC animal model is an indispensable tool for NEC disease immune research. NEC animal models usually use C57BL/6J neonatal mice; BALB/c neonatal mice are rarely used. Related studies have shown that when mice are infected, Th2 cell differentiation is predominant in BALB/c mice compared to C57BL/6J mice. Studies have suggested that the occurrence and development of NEC are associated with an increase in T helper type 2 (Th2) cells and are generally accompanied by infection. Therefore, this study used neonatal BALB/c mice to induce an NEC model with similar clinical characteristics and intestinal pathological changes as those observed in children with NEC. Further study is warranted to determine whether this animal model could be used to study Th2 cell responses in NEC.

Necrotizing enterocolitis (NEC) is the most severe gastrointestinal (GI) disease that often occurs in premature infants, especially very low birth weight infants, with high mortality and unclear pathogenesis. The cause of NEC may be related to inflammatory immune regulatory system abnormalities. An NEC animal model is an indispensable tool for NEC disease immune research. NEC animal models usually use C57BL/6J neonatal mice; BALB/c neonatal mice are rarely used. Related studies have shown that when mice are infected, Th2 cell differentiation is predominant in BALB/c mice compared to C57BL/6J mice. Studies have suggested that the occurrence and development of NEC are associated with an increase in T helper type 2 (Th2) cells and are generally accompanied by infection. Therefore, this study used neonatal BALB/c mice to induce an NEC model with similar clinical characteristics and intestinal pathological changes as those observed in children with NEC. Further study is warranted to determine whether this animal model could be used to study Th2 cell responses in NEC.

Un modelo de ratón BALB/c neonatal de enterocolitis necrosante

Necrotizing enterocolitis (NEC) is the most severe gastrointestinal (GI) disease that often occurs in premature infants, especially very low birth weight ...

Establishment and Evaluation of a Porcine Vein Graft Disease Model

Venous graft disease (VGD) is the leading cause of coronary artery bypass graft (CABG) failure. Large animal models of CABG-VGD are needed for the investigation of disease mechanisms and the development of therapeutic strategies. 
To perform the surgery, we enter the cardiac chamber through the third intercostal space and carefully dissect the internal mammary vein and immerse it in normal saline. The right main coronary artery is then treated for ischemia. The target vessel is incised, a shunt plug is placed, and the distal end of the graft vein is anastomosed. The ascending aorta is partially blocked, and the proximal end of the graft vein is anastomosed after perforation. The graft vein is checked for patency, and the proximal right coronary artery is ligated. 
CABG surgery is performed in minipigs to harvest the left internal mammary vein for its use as a vascular graft. Serum biochemical tests are used to evaluate the physiological status of the animals after surgery. Ultrasound examination shows that the proximal, middle, and distal end of the graft vessel are unobstructed. In the surgical model, turbulent blood flow in the graft is observed upon histological examination after the CABG surgery, and venous graft stenosis associated with intimal hyperplasia is observed in the graft. The study here provides detailed surgical procedures for the establishment of a repeatable CABG-induced VGD model.

In this protocol, novel pig vein bypass grafting was performed through a small incision in the left chest wall without cardiopulmonary bypass. A postoperative pathology study was done, which showed intimal thickening.

Establecimiento y evaluación de un modelo de enfermedad por injerto de vena porcina

Venous graft disease (VGD) is the leading cause of coronary artery bypass graft (CABG) failure. Large animal models of CABG-VGD are needed for the ...

Establishment of a Simple and Effective Rat Model for Intraoperative Parathyroid Gland Imaging

Parathyroid gland (PG) identification is a critical unmet need in thyroidectomy. The identification of the PG is challenging in thyroid surgery as it is similar in color to the thyroid gland. The lack of effective animal models in preclinical research is a severe limitation for the development of PG identification techniques. This protocol allows for the establishment of a simple and effective rat model for PG identification. In this model, black iron oxide nanoparticles (IONPs) are injected locally in the thyroid gland and rapidly diffuse within the thyroid gland but not the PG. A negatively stained PG and a positively stained thyroid gland can be easily identified by the naked eye without requiring external microscopes. The position of the PG can be identified by increasing the color contrast between the thyroid gland and the PG, based on the color of the black IONPs. This rat model is low-cost and convenient for PG identification, and the IONPs are a novel PG contrast agent.

To date, the development of parathyroid gland (PG) identification methods is limited by the lack of animal models in preclinical research. Here, we establish a simple and effective rat model for intraoperative PG imaging and evaluate its effectiveness by using iron oxide nanoparticles as a novel PG contrast agent.

Establecimiento de un modelo de rata simple y eficaz para la obtención de imágenes intraoperatorias de la glándula paratiroides

Parathyroid gland (PG) identification is a critical unmet need in thyroidectomy. The identification of the PG is challenging in thyroid surgery as it is ...

Cirugía de fístula arteriovenosa modificada para establecer el modelo de ratón de sobrecarga de volumen del VD

Establishment and Confirmation of a Postnatal Right Ventricular Volume Overload Mouse Model

Right ventricular (RV) volume overload (VO) is common in children with congenital heart disease. In view of distinct developmental stages,the RV myocardium may respond differently to VO in children compared to adults. The present study aims to establish a postnatal RV VO model in mice using a modified abdominal arteriovenous fistula. To confirm the creation of VO and the following morphological and hemodynamic changes of the RV, abdominal ultrasound, echocardiography, and histochemical staining were performed for 3 months. As a result, the procedure in postnatal mice showed an acceptable survival and fistula success rate. In VO mice, the RV cavity was enlarged with a thickened free wall, and the stroke volume was increased by about 30%-40% within 2 months after surgery. Thereafter, the RV systolic pressure increased, corresponding pulmonary valve regurgitation was observed, and small pulmonary artery remodeling appeared. In conclusion, modified arteriovenous fistula (AVF) surgery is feasible to establish the RV VO model in postnatal mice. Considering the probability of fistula closure and elevated pulmonary artery resistance, abdominal ultrasound and echocardiography must be performed to confirm the model status before application.

Autor destacado: Establecimiento y confirmación de un modelo de ratón con sobrecarga de volumen ventricular derecho postnatal  

This protocol presents the establishment and confirmation of a postnatal right ventricular volume overload (VO) model in mice with abdominal arteriovenous fistula (AVF), which can be applied to investigate how VO contributes to postnatal heart development.