이 작품에 대한 자금은, ORWH SCOR의 P50의 DK064540에 의해 RO1 DK 051406, RO1 AI 108749-01, F32 DK 101171, 및 F32 DK 104516-01을 제공되었다.

윤리 문 : 워싱턴 대학 동물 연구위원회는 2013년 1월 11일을 승인 2016년 1월 11일 만료 된 프로토콜 번호 20120216,의 일환으로 모든 마우스 감염과 절차를 승인했다. 동물의 전반적인 관리는 국가 연구위원회 및 미국 농무부 동물 관리 리소스 가이드에서 실험 동물의 관리에 대한 가이드 및 사용과 일치했다. 안락사 절차와 일치한다 &quot;동물 2013 판의 안락사에 대한 AVMA 지침.&quot; 1. UPEC 요로 감염 프로토콜, 접종 바늘 준비 (그림 S1) <ol><li> 30 G 바늘의 뚜껑을 제거합니다. 바늘의 샤프트에 PE10 튜브의 약 1 인치 스레드. 밤새 바늘 조립체 UV 살균. 카테터 바늘은 멸균 페트리 접시에 무기한 저장 될 수 있습니다. </li></ol> 2. UPEC 세균 접종 준비 <ol><li> UTI89 접종을 준비 (접종하기 전에 72 시간을 시작합니다기 일) <ol><li> 냉동 재고 LB (루리아 - 베르 타니) 한천 판에 킬 UTI89. 37 ° C에서 밤새 품어. 식민지를 선택하고 125 mL의 플라스크에 LB 10 ㎖로 접종. 정적으로, 24 시간 동안 37 ° C에서 품어. </li><li> 정적으로, 37 ° C에서 추가로 24 시간 동안 새로운 125 mL의 플라스크에 LB 10 ㎖로 하룻밤 문화의 10 μl를 접종한다. </li><li> 이전 3 ml의 3 분 7,000 XG에 멸균 1.5 ml의 튜브와 원심 분리기 (주 원하는 접종의 크기에 따라 달라집니다) 및 1X PBS의 펠렛 및 원심 분리기 두 번째로 재현 탁. 1X PBS 1 ㎖에 박테리아 펠렛을 재현 탁. </li></ol></li><li> 세균 광학 밀도를 측정하고 원하는 접종 밀도 농도를 조정합니다. 사용 접종원 표준 농도는 10 7 박테리아이고; 그러나,이 연구의 디자인으로 인해 변할 수있다. </li></ol> 3. 세균 접종 <ol><li> 70 % 에탄올과 C와 워크 스테이션을 청소(멸균 흐름 후드를 사용하거나) 흡수 용지 면적에. </li><li> 1 ㎖ (TB) 주사기에 준비된 박테리아 접종원 0.9 ㎖의 최대 그리기 (기포 제거). 다음 무균 폴리에틸렌 튜브를 트림, 접종을 포함하는 주사기에, PE10 튜브와 준비 멸균 접종 바늘을 연결합니다. 참고 : 방광 천공 방지하기 위해 바늘의 끝 위에 튜브의 1mm를 남겨주세요. </li><li> 파라 필름의 1 인치 정사각형 조각을 잘라 위에 수술 윤활유의 소량 (한푼의 약 크기)를 넣습니다. </li><li> 까지 (프로토콜 제조 다음) 이소 플루 란 또는 기화기 챔버의 3 ㎖로 적셔면 공 차 주입기의 공을 포함 32 온스 유리 항아리를 넣어 여성 C3H / 암탉 쥐를 마취 의식이 여전히 정상적으로 호흡 (1 숨 / 초) . 참고 : 일부 IACUC위원회는 항아리 또는 기화기의 사용을 승인하지 않습니다. 교육 기관의 IACUC위원회의 지시를 따르십시오. 참고 : 만약 유리 항아리이소 플루 란-soakd면 공을 사용하는 차 공 및 / 또는 코 콘, 동물 신중 마취제 과다 복용과 사망을 방지하기 위해 준수해야합니다. 기화기 마취 실 사용의 장점은 우발적 과량 이소 플루 란을 회피 제어 관리를 제공한다는 것이다. 주의 :이 아이소 플루 란 흡입 마취제이다. 통풍이 잘되는 장소에서 사용하고 흡입을 최소화 할 수 있습니다. </li><li> 항아리 / 기화기에서 마우스를 제거하고 종이 타월에의 뒷면에 배치하고, 다리를 확산. </li><li> 노우즈 콘 마우스 코 소량 함유 코튼 볼 (약 1-2 ㎖로 또는 50 ㎖ 원뿔형 튜브 (제어 isoflurance의 일부 증발기 유닛에 장착되어 용량을 제공 증발기 접속 관)을 커버 ) 이소 플루 란의. </li><li> 가볍게 배뇨를 유도하고 무효화 방광을 보장하기 위해 방광 두근 거리다. 100 % 에탄올을 닦아 요도 주위 부위를 닦아주십시오. 에 먼저 접종 바늘 / 주사기, 포인트를 DAB수술 윤활제. </li><li> , transurethrally 접종 바늘을 삽입하는 약 12​​mm, 방광 부드럽게 (10 μL / 초)에 접종을 분배 부드럽게 주사기 플런저를 아래로 눌러 박테리아 용액 50 ㎕를 각 마우스를 접종한다. 마우스에서 접종 바늘을 제거합니다. 참고 : 접종하기 시작 요도 구멍에서 접종의 즉시 반환 바늘의 부적절하거나 불완전한 삽입을 나타냅니다. </li><li> 코 콘에서 마우스를 제거하고 그 케이지로 돌아갑니다. 반복 각 마우스에 대한 3.3-3.8 단계를 반복합니다. 접종 조건 / 균주를 전환하는 경우시 / 승인 된 날카로운 물건 용기에 주사기와 접종 바늘 폐기하고 다시 3.2 단계를 시작합니다. 참고 : uropathogenic 생물 접종 일반적으로 심한 통증 증상을 유발하지 않습니다. 그러나, 드문 경우에, 병원체의 많은 양을 투여하면 발열, 음식과 물을 섭취하고 비정상적인 행동의 감소의 원인이 될 수 있습니다.nimal 건강은 실험을하는 동안 모니터링해야한다. 명백한 통증 증상이 통지, 같은 부 프레 놀핀 (0.05-0.1 ㎎ / ㎏ 주어진 피하)과 같은 진통제, 경우에 적용 할 수 있습니다. 절차는 각 기관의 IACUC에 따라야한다. </li></ol> 세균 부담 4. 결정 <ol><li> 각 방광과 신장 쌍의 수확을 위해 별도의 5 ml의 튜브를 준비합니다. 1X PBS / 튜브 / 마우스 방광의 1ml를 추가하는 수확한다. 1X PBS / 튜브의 0.8 ML을 추가 / 마우스 신장의 쌍은 수확한다. 주어진 마우스에 해당하는 각각의 튜브 레이블. 1시 10분 계열 희석 각 웰에 1X PBS 180 ㎕를 함유하는 96 웰 플레이트를 준비한다. </li><li> 70 % 에탄올로 작업 영역을 청소하고 흡수성 커버 또는 종이 타월로 영역을 커버한다. </li><li> 마우스가 약 1 분간 호흡을 멈출 때까지 이소 플루 란으로 마우스를 마취 한 후 흡수 커버 또는 종이 수건에 배치, (단계 3.4 참조). euthana의 다른 방법SIA는 이산화탄소와 같은 IACUC위원회에 의해 승인되고, 이소 플루 란과 과량으로 대체 될 수있다. </li><li> 머리의 기지에서 목을 억제하고 수평으로 떨어져 몸에서 탈구가 발생할 때까지 꼬리를 당겨으로 구성되어 빠른 자궁 전위에 의해 마우스를 희생. 주 : 대부분의 IACUC위원회는 안락사와 자궁 경부 전위의 보조 수단을 필요는 일반적인 방법입니다. IACUC위원회에 의해 승인 된 경우에는 다른 방법이 사용될 수있다. </li><li> 그 뒷면에있는 죽은 마우스를 놓고 복부에 70 % 에탄올을 스프레이. 마우스를 해부, 신장 해부 다음 혈액 잠재적 오염을 최소화하기 위해 순서대로, 방광과 신장을 수확. 1X PBS를 함유하는 준비된 5 ㎖ 튜브에 독립적 기관을 배치한다 (단계 4.1 참조). 참고 : 외부 해부과 장기 적출이 오염을 최소화하기 위해 다른 가위를 사용합니다. </li><li> 장기 T에 보장하기 위해 관을 누릅니다그는 PBS를 1 배. 각 마우스 단계를 반복 4.3-4.5. 청소 위 및 각 마우스 후 70 % 에탄올에 집게. </li></ol> 5. 세균 복구 <ol><li> , 조직 균질와 신장 당 15 초 방광 당 30 초를 5 ml의 튜브에 수확 방광과 신장을 균질화. 1X PBS, 70 % 에탄올과 샘플 사이의 1X PBS로 균질화 순차적 헹군다. </li><li> 10-8 밖으로 시리얼 1시 10분 희석을 확인하고 LB 아가 플레이트에 CFU 각 희석 (콜로니 형성 단위) 판. 37 ° C에서 접시를 밤새 품어과 식민지 다음날을 계산합니다. </li></ol> 6. IBC 열거 <ol><li> 무균 방광을 제거하고 실리콘 바닥 6 웰 플레이트에 1X PBS에 넣습니다. 플레이트를 실리콘 엘라스토머 키트를 사용하고 각 웰에서 약 1cm 실리콘 쏟아지는 제조 할 수 있고, 참조는 지시를 제조한다. 가위를 사용하여 반으로 방광을 잘라. </li><li> 작은 금속 핀을 사용하여 부드럽게 BLAD 스플레이데르되도록 블래 루멘은 위를 향하고있다. 요로 상피의 최대 양이 노출 보장하기 위해 방광 섹션의 가장 바깥 쪽 가장자리에 핀을 배치해야합니다. </li><li> 플레잉 후, 부드럽게 1X PBS로 한 번 방광을 세척한다. 피펫으로 1X PBS를 제거합니다. 전체 스플레이 방광을 커버하기에 충분한 3 % 파라 포름 알데히드를 첨가하여 방광을 수정. 주의 : 파라 포름 알데히드는 발암 물질입니다. 장갑을 포함하여 적절한 보호 장비는 항상 착용해야합니다. 폐기 기관 지침을 따라야합니다. </li><li> 실온에서 1 시간 동안 인큐베이션. 파라 포름 알데히드 용액을 제거합니다. 1X PBS로 한 번 씻는다. </li><li> (PBS 1X 2 mM의의 MgCl 2, 0.01 % 나트륨 데 옥시 콜레이트와 0.02 %의 nonidet-p40in) LacZ를 세척 용액 세척 당 5 분간 3 회 세척 할 것. </li><li> 충분히 LacZ를 얼룩을 세척 용액을 제거하고 추가 (9.5 ml의 LacZ를 세척 용액, 0.4 ㎖의 25 ㎎ / ㎖ X-여자 100 mM의 K-페로 / K-페리 시안화 0.1 ㎖)을 방광을 포함한다. 30 ° C의 overni에서 품어빛으로부터 보호 GHT. </li><li> 인큐베이터에서 벌어져 방광을 제거하고 해부 범위, 40-60X 확대와 시각뿐만 푸른 puncta에 나타납니다 ibcs를을 관찰합니다. 참고 : 때때로 마우스가 요도에서 튜브를 배치하기 전에 소변을 수 있습니다. 이 경우, 다시 소변을 수집하기 전에 15 ~ 20 분 정도 기다린. </li></ol> 7. 소변 세균 CFU 열거 컬렉션 (CAUTI 해당 사항이 없습니다) <ol><li> 소변 사전을 수집하거나 감염을 게시 부드럽게 (마우스 케이지의 위) 꼬리를 잡고 평평한 높은 표면에 배치하여 마우스를 억제. </li><li> 마우스 요도에서 멸균 1.5 ML 튜브를 잡고. 부드럽게 방광에 압력을 적용 꼬리 근처 마우스의 뒷면에 누르십시오. 1.5 ML 튜브에 소변을 잡아라. </li><li> 10 -7 밖으로 시리얼 1시 10분 희석을 확인하고 적절한 (LB)에 각 희석 판 37 ° C에서 접시를 밤새 품어과 식민지 다음날을 계산합니다. </li></ol> 8. CAUTI 모델 프로토콜, CAUTI 모델 카테터 바늘 준비 (그림 S2) <ol><li> 30 G 바늘의 뚜껑을 제거합니다. PE10 튜브 및 RenaSIL 같은 실리콘 튜브의 5mm 조각의 7mm 조각을 잘라. 튜브는 바늘의 기초에 닿을 때까지 PE10 튜브와 바늘을 스레드. </li><li> 그런 다음 PE10 함유 바늘에 5mm 조각을 공급. 하룻밤 바늘 어셈블리를 살균 UV. 참고 : 실리콘 튜브를로드 할 때 바늘 끝을지나 확장 튜브의 약 1mm를 둡니다. </li></ol> 9. E. 패 칼리스 OG1RF 세균 접종 준비 <ol><li> 접종 일 이전에 48 시간을 시작 OG1RF 접종을 준비합니다. 냉동 재고 비에이치 아이 (뇌 심장 주입) 판에 킬 OG1RF. </li><li> 식민지를 선택하고 BHI 10 ㎖로 접종하고 37 ℃에서 18 시간 동안 정적으로 성장합니다. 문화를 원심 분리기 및 멸균 1X PBS 1 ml의 볼륨에 펠렛 (3 회)을 씻는다. </li><li> 1X PBS에 박테리아 펠렛을 재현 탁. 세균의 광학 밀도를 측정하고, 원하는 크기로 접종 농도를 조정한다. 사용 접종원 표준 농도는 107이고; 그러나,이 연구의 설계에 따라 다를 수 </li></ol> (10) 카테터 주입 <ol><li> 70 % 에탄올로 워크 스테이션을 청소하고 흡수 커버 영역을 커버 (또는 멸균 흐름 후드를 사용). </li><li> 빈 1 ㎖ (TB) 주사기에 카테터 바늘을 연결합니다. 파라 필름의 1 인치 정사각형 조각을 잘라 위에 수술 윤활유의 소량 (한푼의 약 크기)를 넣습니다. 주 : 두 개의 다른 바늘 인해 카테터 주입에 필요한 기계적 조작에 카테터의 증착을 위해 최소화 우발적으로 접종 접종에 사용된다. 이것은 또한 더 적은 접종 바늘의 제조의 편의를 위해 허용한다. </li><li> 차를 포함 32 온스 유리 항아리를 넣어 C57BL / 6 마​​우스를 마취이소 플루 란 또는 기화기 챔버의 3 ㎖에 배어 목화 공 -infuser 볼 의식이 여전히 정상적으로 호흡 (1 숨 / 초)까지 (다음은 프로토콜을 제조). </li><li> 그런 다음 종이 타월에 그 뒷면에 마우스를 놓고 다리를 확산. 소량의 이소 플루 란의 (약 1 ~ 2 ml)에 포함 된 목화 공 코 콘 50 ML 원뿔 튜브와 마우스의 코를 커버. 주의 :이 아이소 플루 란 흡입 마취제이다. 통풍이 잘되는 장소에서 사용 및 연구자에 의해 흡입을 최소화 할 수 있습니다. </li><li> 가볍게 배뇨를 유도하고 무효화 방광을 보장하기 위해 방광 두근 거리다. 100 % 에탄올로 닦아 요도 주위 부위를 닦아주십시오. </li><li> 면 팁 어플리케이터를 사용하여 10 % 포비돈 요오드 용액으로 요도 주위 영역을 소독. 수술 윤활제로, 우선 접종 바늘 / 주사기, 포인트를 DAB. 참고 : Povidine 요오드 알코올보다 더 강한 무균 솔루션 카테터 주입에 사용됩니다. 카테터 주입이 필요더 기계 조작 카테터 및 오염 때문에 더 큰 잠재력을 삽입합니다. </li><li> 요도 개구부에 카테터를 삽입합니다. 한 번에 사용 핀셋 결과적으로 (5mm 실리콘) 작은 카테터를 밀어 방광으로 증착, 방광쪽으로 (7mm의 PE10) 긴 조각을 밀어. 바로, 여전히 부착 된 7mm 튜브와, 바늘을 제거합니다. </li></ol> 11. 세균 접종 <ol><li> 코 콘에서 마우스를 제거하고 그 케이지에게 반환 9.에서 준비 접종을 사용하여, 제 3의 세균 접종 프로토콜을 따라 </li></ol> 희생의 각 시간 시점에서 (12) <ol><li> 방광과 신장 5 ml의 튜브 (장기 단계 4.1에 따라 용) 및 카테터 1.5 ㎖의 에펜 도르프 튜브를 준비합니다. 카테터 시료 1.5 mL의 에펜 도르프 튜브로 1X PBS 1ml를 추가 </li><li> 단계 4.5에 4.3을 따릅니다. 방광, 신장과 카테터를 수확, 마우스를 해부, PLA1X PBS 및 1.5 mL의 에펜 도르프에 카테터 (단계 12.1 참조)를 함유하는 5 ㎖ 튜브에 독립적 조직을 향하도록. 참고 : 외부 해부과 오염을 최소화하기 위해 장기 적출 및 카테터 검색을 위해 다른 가위를 사용하여 </li><li> 단계 4.6를 따릅니다. </li></ol> 13. 세균 복구 <ol><li> 기관의 경우, 단계 5.1 및 5.2을 따릅니다. 30 초 동안 최대 속도로 세균 카테터 회복, 소용돌이를 들어, 5 분을 추가로 30 초 동안 최대 속도로 후 소용돌이 욕조 초음파 처리기를 사용하고 대한 카테터 샘플을 초음파 처리. </li><li> 10-8 밖으로 시리얼 1시 10분 희석을 확인하고 비에이치 아이의 접시에 CFU 열거 각 희석 접시. 하룻밤 37 ºC에서 접시를 품어과 식민지 다음날을 계산합니다. </li></ol>

저자는 그들이 더 경쟁 재정적 이익이 없다는 것을 선언합니다.

복잡하지 않은 사회는 요로 감염은 수백만 일차 진료 방문 매년 46를 차지 일반적이고 비용이 많이 드는 감염 인수했다. 또한, CAUTIs 더 이상 CAUTI 45 획득 한 병원에서 결과 처리의 추가 비용을 공급자를 상환 메디 케어와 메디 케이드 서비스 센터 등의 건강 관리 서비스 공급자에 매우 비용이 많이 드는 될 수 없다 일반적인 의료 획득 감염이다. 이러한 프로토콜에 설명 UTI 모두 단?...

An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/video/52892/establishment-and-characterization-of-uti-and-cauti-in-a-mouse-model">Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model</a>. The Protocol section has been updated.
The ethics statement has been updated from:
Ethics statement: The Washington University Animal Studies Committee approved all mouse infections and procedures as part of protocol number 20120216, which was approved 01/11/2013 and expires 01/11/2016. Overall care of the animals was consistent with The guide for the Care and Use of Laboratory Animals from the National Research Council and the USDA Animal Care Resource Guide. Euthanasia procedures are consistent with the &#8220;AVMA guidelines for the Euthanasia of Animals 2013 edition.&#8221;
to:
Ethics statement: The Washington University Animal Studies Committee approved all mouse infections and procedures as part of protocol number 20150226, which expires 12/10/2018. Overall care of the animals was consistent with The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals from the National Research Council and the USDA Animal Care Resource Guide. Euthanasia procedures are consistent with the &#8220;AVMA guidelines for the Euthanasia of Animals 2013 edition.&#8221;
Step 3 has been updated from:
3. Bacterial Inoculation
<ol>
	<li>Clean the workstation with 70% ethanol and cover area with absorbent paper (or use sterile flow hood).</li>
	<li>Draw up to 0.9 ml of the prepared bacterial inoculum into a 1 ml (TB) syringe (remove air bubbles). Attach a prepared sterile inoculation needle with PE10 tubing, onto the syringe containing the inoculum, then sterilely trim the polyethylene tubing. 
	NOTE: Leave 1 mm of tubing above the tip of the needle to avoid puncturing the bladder.</li>
	<li>Cut a 1 inch square piece of parafilm and put a dab of surgical lubricant (approximately the size of a dime) on top.</li>
	<li>Anesthetize female C3H/HeN mice by putting them in a 32 ounce glass jar containing a tea-infuser ball with cotton balls soaked with 3 ml of isoflurane or vaporizer chamber (following manufactures protocol) until unconscious but still breathing normally (1 breath/sec). 
	NOTE: Some IACUC committees do not approve the use of a jar or vaporizer. Please follow the indication of the IACUC committee of your institution. 
	NOTE: If glass jar with tea-ball and/or nose cone with isoflurane-soakd cotton balls are used, the animal must be carefully observed to avoid anesthetic overdose and death. The advantage of using a vaporizer and anesthesia chamber is that it provides controlled isoflurane administration that avoids accidental overdoses. CAUTION: Isoflurane is an inhalation anesthetic. Use in a well-ventilated area and minimize inhalation.</li>
	<li>Remove the mouse from the jar/vaporizer and place it on its back on a paper towel and spread the legs.</li>
	<li>Cover the nose of the mouse with a nose cone (a tube connected to the vaporizer that provides a controlled isoflurance dose that comes equipped on some vaporizer units) or 50 ml conical tube with a cotton ball containing a small amount (approximately 1-2 ml) of isoflurane.</li>
	<li>Gently palpitate the bladder to induce urination and ensure a voided bladder. Wipe the periurethral area with 100% ethanol wipe. Dab the inoculation needle/syringe, point first, into the surgical lubricant.</li>
	<li>Inoculate each mouse with 50 &#181;l of the bacteria solution by inserting the inoculation needle transurethrally, approximately 12 mm, and pressing down on the syringe plunger gently to dispense the inoculum into the bladder gently (10 &#181;l/sec). Remove the inoculation needle from the mouse. 
	NOTE: Immediate return of inoculum at the urethral opening when beginning to inoculate indicates improper or incomplete insertion of the needle.</li>
	<li>Remove the mouse from nose cone and return it to its cage. Repeat steps 3.3-3.8 for each mouse. When/if switching inoculum conditions/strains, dispose of the syringe and inoculation needle in an approved sharps container and start again step 3.2.&#160;&#160; 
	NOTE: Inoculation with uropathogenic organisms generally does not cause severe pain symptoms. However, in rare instances, administering large doses of pathogens may cause fever, reduction in food and water intake and abnormal behavior. Animal health should be monitored throughout the experiment. If overt pain symptoms are notice, an analgesic, such as Buprenorphine (0.05&#8722;0.1 mg/kg given subcutaneously), can be applied. Procedures should be in accordance with each institution&#8217;s IACUC.</li>
</ol>
to:
3. Bacterial Inoculation
<ol>
	<li>Clean the workstation with 70% ethanol and cover area with absorbent paper (or use sterile flow hood).</li>
	<li>Draw up to 0.9 ml of the prepared bacterial inoculum into a 1 ml (TB) syringe (remove air bubbles). Attach a prepared sterile inoculation needle with PE10 tubing, onto the syringe containing the inoculum, then sterilely trim the polyethylene tubing. 
	NOTE: Leave 1 mm of tubing above the tip of the needle to avoid puncturing the bladder.</li>
	<li>Cut a 1 inch square piece of parafilm and put a dab of surgical lubricant (approximately the size of a dime) on top.</li>
	<li>Anesthetize female C3H/HeN mice by putting them in a vaporizer chamber (following manufactures protocol) until unconscious but still breathing normally (1 breath/sec). 
	NOTE: Some IACUC committees do not approve the use of a vaporizer. Please follow the indication of the IACUC committee of your institution. 
	CAUTION: Isoflurane is an inhalation anesthetic. Use in a well-ventilated area and minimize inhalation.</li>
	<li>Remove the mouse from the vaporizer and place it on its back on a paper towel and spread the legs.</li>
	<li>Cover the nose of the mouse with a nose cone (a tube connected to the vaporizer that provides a controlled isoflurance dose that comes equipped on some vaporizer units) to maintain anesthetization.</li>
	<li>Gently palpitate the bladder to induce urination and ensure a voided bladder. Wipe the periurethral area with 100% ethanol wipe. Dab the inoculation needle/syringe, point first, into the surgical lubricant.</li>
	<li>Inoculate each mouse with 50 &#181;l of the bacteria solution by inserting the inoculation needle transurethrally, approximately 12 mm, and pressing down on the syringe plunger gently to dispense the inoculum into the bladder gently (10 &#181;l/sec). Remove the inoculation needle from the mouse. 
	NOTE: Immediate return of inoculum at the urethral opening when beginning to inoculate indicates improper or incomplete insertion of the needle.</li>
	<li>Remove the mouse from nose cone and return it to its cage. Repeat steps 3.3-3.8 for each mouse. When/if switching inoculum conditions/strains, dispose of the syringe and inoculation needle in an approved sharps container and start again step 3.2.&#160;&#160; 
	NOTE: Inoculation with uropathogenic organisms generally does not cause severe pain symptoms. However, in rare instances, administering large doses of pathogens may cause fever, reduction in food and water intake and abnormal behavior. Animal health should be monitored throughout the experiment. If overt pain symptoms are notice, an analgesic, such as Buprenorphine (0.05&#8722;0.1 mg/kg given subcutaneously), can be applied. Procedures should be in accordance with each institution&#8217;s IACUC.</li>
</ol>

An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/video/52892/establishment-and-characterization-of-uti-and-cauti-in-a-mouse-model">Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model</a>. The Protocol section has been updated.

Erratum: Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model

요로 감염 (요로 감염)은 가장 흔한 박테리아 감염 중 하나와 UTI 취득한 취득, 사회와 원내의 메커니즘을 기반으로 두 개의 카테고리로 나눌 수있다. 지역 사회 획득 요로 감염은 종종 건강한 여성과 연구에서 발생하는 여성의 약 50 %가 평생 한 적어도 하나의 요로 감염이있을 것이다 보여 주었다. 또한 재발 주요 문제이다. 초기 급성 감염이있는 여성은 항생제 치료와 많은 여성들이 자주 재발이가 계속 적절한에도 불구하고 6 개월 이내에 두 번째 감염을 갖는 25-40%의 기회가있다. 이러한 감염을 일으키는 박테리아는 항생제 내성이 점점 더 혼란 치료 프로토콜 3-6가되고있다. 요로 감염은 질병의 영향과 보급을 강조, 미국에서 의료 관련 비용 약 25 억 달러의 비용이 수백만의 개인 매년에 영향을 미칠1,7 .Nosocomial는 주로 내주 카테터 등의 이물질의 존재와 관련된 요로 감염을 인수했다. 카테터 관련 요로 감염 (CAUTI)은 이러한 감염 8 70 ~ 80 % -를 차지, 요로 감염 획득 한 가장 일반적인 원내 남아있다. 또한, CAUTI은 이환율 및 사망률 증가와 관련 지을 수있어 이차 혈류 감염 (9)의 가장 흔한 원인이다. 요로 감염 인수 UPEC 관련 커뮤니티 성교, 빈약 한 위생 또는 다른 호스트 사이에 다른 미생물 집단 역학 동안 기계적인 조작을 통해 위장관에서 저수지에서 방광에 세균의 도입에 의해 발생하는 열을 틈새 생각된다. 일단 방광 내부 UPEC 캡슐, 철 수집 시스템, 독소, 병원성 플라스미드의 tRNA, 병원성 아일랜드 및 발병 기전에 중요한 역할을하는 것으로 나타났다 집락 인자 등 다양한 독성 인자를 채용 &lt;SUP&gt; 11-14. UPEC 식민지의 설립에 중요한은 UPEC는 입체 특이성 (15)와 수용체를 인식 접착제 보호자 안내 통로 (CUP) 필리 여러 유형의 인코딩. FimH의 어드와 팁 타입 1 필리는 UPEC로 표현하고 모두 인간과 마우스 방광 (18)의 내강 표면에 발현되어 uroplakins 16, α-1, β-3 인테그린 (17), mannosylated 바인딩합니다. 이 FimH 매개 상호 작용은 세균 식민지와 표면 상피 세포 (19, 20)의 침략을 용이하게한다. 하나의 세균이 빠르게 성숙시 ~ 10 4 박테리아 (21)를 포함 할 수있는 세포 내 세균 커뮤니티 (IBC)를 형성하기 위해 나눌 수있는 일단 세포 내부, UPEC는 세포질에 탈출 할 수 있습니다. IBC 형성은 적어도 6 다른 마우스 변종에서 증명되었다, C3H / 암탉, C3H / HEJ, C57BL / 6, CBA, FVB / 뉴저지와 BALB / c 및 다른 UPE의 다양한으로C 균주와 다른 장내 세균 22-24. 그러나 IBC 형성의 공간적 차이 마우스 배경 및 감염 UPEC 균주에 따라 다양 할 수있다. C3H에서 / 프로토 타입 UPEC에 감염된 암탉 마우스는 UTI89 종자 또는 CFT073, IBC 형성은 빠르면 3 HPI (시간 게시물 감염) 박테리아의 작은 바이오 매스로 시각화 할 수 있습니다. 이 커뮤니티는 확장을 계속하고 막대 모양의 세균이 말기 차별화 된 피상적 인 우산 세포의 세포질 공간의 큰 비율을 차지할 때 개발 약 6 HPI의 &quot;중간 점&quot;에 도달 비슷한 크기를 표시하는 대부분 비교적 동기 방식으로 이러한 초기 ibcs를 양식 및 형태학. ~ 8 HPI 간균에서 IBC 변화의 박테리아는 형태를 구균합니다. ibcs를 자연에서 일시적이다. 따라서, 세균 집단의 지속적인 확장에 12-18 HPI 결과에서 IBC 성숙, 세포 WI 받음으로써 filamentation 및 분산 뒤에인접 셀 (23) 이후의 확산을 토륨. 따라서, IBC 틈새 호스트 면역 반응과 항생제 (25)으로부터 보호하는 환경에서 빠른 세균의 성장을 허용한다. 마우스에서 보이는 UPEC 감염 구별 단계는 또한 인간에서 22,26-28 UTI를 모델링하기 위해 사용될 수있는 도구로서 유용 UTI의 마우스 모델을 지원하고 이러한 ibcs를 filamentation로서 인간에서 관찰된다. 여성의 대부분은 자신의 일생에 요로 감염을 경험하지만, 이러한 감염의 결과는 자주 재발 성 방광염에, 아니 재발 급성 자기 제한 감염에 이르기까지 다양 할 수 있습니다. 또한, 연구는 유전 적 요소가 요로 감염의 감수성 (29)에 기여 제안, 요로 감염의 강한 가족 발생을 보여 주었다. 우리는 병원에서 볼 수있는 다른 요로 감염의 결과가 근친 마우스 변종 (30) 사이의 실험 UPEC 감염의 다른 결과가 반영 될 수 있음을 발견했다. 예를 들어, C3H / 암탉, CBA, DBA 및 C3H / HeOuJ 생쥐 감염성 투여 량 의존적으로 지속적인, 높은 역가 박테리아 (&gt; 104 콜로니 형성 단위 (CFU) / ㎖) 고역가 세균 특징으로 긴 지속, 만성 방광염에 취약 희생 방광 부담&gt; 사주 후 감염 (WPI), 만성 염증 및 괴사 urothelial. 이러한 마우스는 만성 방광염의 개발을위한 바이오 마커로서 기능 제 24 HPI 내의 IL-6, G-CSF, KC, 및 IL-5의 높은 혈중 농도를 표시. 위약 연구는 요로 감염은 방광염의 첫 증상 후 몇 주 동안 소변에서 박테리아의 높은 수준을 유지합니다 경험 여성의 큰 비율은 항생제 치료 (31)을 부여하지 않을 경우 것으로 나타났습니다 이것은 정확하게, 일부 여성의 요로 감염의 자연 경과를 나타낼 수있다 32. 또한, C3H / 암탉 마우스를 사용하여, 우리는 만성 방광염의 역사는 이후 심한 재발 성 감염의 중요한 위험 인자 인 것으로 나타났다. 재발 성 요로 감염은 대부분의시입니다요로 감염 및 C3H / 암탉 마우스의 gnificant 임상 양상은 현재 이전 노출 후 증가 된 경향을 되풀이되었습니다 만 연구 모델이다. 두 번째 요로 감염의 결과는 급성 UPEC 감염 약 일주일 내 방광 염증과 세균의 해상도로, 자기 제한입니다 C57BL / 6 마​​우스에 효과적으로 요약된다. 흥미롭게도,이 모델에서, UPEC 쉽게 UPEC 잠재적으로 인간 (33)에 같은 변형 재발 성 요로 감염에 대해 하나의 메커니즘 (34)을 설명, 활성 요로 감염을 재개하기 위해 휴면 상태에서 신흥 할 수있는있는 방광 조직 내에서 대기 세포 내 저수지를 형성한다. UTI에 감수성 유전자의 영향에 더하여, 방광 내로 카테터의 도입이 크게 감염을 갖는뿐만 아니라 감염을 일으킬 수있는 박테리아의 범위가 증가 할 가능성을 증가시킨다. 그것은 인간의 요도 카테터는 조직 학적 원인 것을 증명되었으며기계적인 강력한 염증 반응을 초래 스트레스, 각질 제거, 점막 고유 층과 submucusa, urothelial 얇아의 부종 및 요로 상피 및 신장 35, 36의 점막 병변에 방광의 면역 학적 변화. 또한, 카테터함으로써 CAUTI을 일으키는 여러 종에 의해 이용 환경을 만드는 세균 부착면을 제공한다. UPEC 여전히 주요 원인이지만, 엔테로 코커스 패 칼리스이 CAUTI (37)의 15 %를 차지한다. E.을 칼리스는 심각한 건강 문제 (38) 포즈, 저항의 출현을 반코마이신과 항생제에 점점 내성이되고있다. E.을 칼리스는 독소와 카테터 및 상피 (38) 모두에 부착에 필요한 adhesins 등 다양한 독성 요소를 가지고있다. 요도 카테터 동안 호스트는 요로 (39, 40)에 미생물 부착, 증식 및 보급에 취약합니다. E. faeca기구의 일부가 방광 및 지속 마우스 CAUTI 모델 (41)에 재생된다 신장에 보급하도록 LIS는 카테터에 생물막을 형성한다. 최근, 그것이 뇨 도관 중에 도시 한, 피브리노겐 (FG)는 염증 반응의 일부로서 방광 내로 방출된다. FG를 코팅 카테터, 방광에 축적와 E를 위해 필수적이다 칼리스 biofilm 형성, 첨부 파일의 발판 역할을. CAUTI의 C57BL / 6 마우스 모델에서는 발견 E. 칼리스의 생물막 카테터에 형성하고, 방광에 따라서 지속성, 특히 그 팁 어드의 EbpA EBP의 pilus에 의존했다. 우리는 EbpA의 N- 말단 도메인이 구체적으로 카테터를 코팅 FG에 결합 것을 발견했다. 또한,는 것을 알 수 있었다 E. 칼리스는 감염시 대사 소스, 따라서 biofilm 형성 (42)을 향상로 FG를 사 사용합니다. 마우스 모델은 언더에 중요한 입증tanding뿐만 아니라 요로 감염 및 CAUTI (41)의 임상 양상을 예측. 이 문서에서 우리는 방광염 UPEC의 접종 준비를 보여 UTI89와 C3H / 암탉 쥐의 요도 접종을 격리 할 것. 또한, 우리는 E.의 카테터 C57BL / 6 마우스에 삽입 및 접종을위한 프로토콜을 보여 칼리스 OG1RF 변형. 이러한 기술은 모두 마우스에서 일관성과 신뢰성을 요로 감염 또는 CAUTI로 이어집니다. 우리는 만성 또는 재발 성 방광염의 분석 급성 방광염과 소변 수집하는 동안 IBC 형성을 관찰하기 위해 사용되는 기술을 표시합니다. C3H / 암탉 마우스가 초기 세균 침입, IBC 형성, filamentation 및 만성 방광염 23,33,43의 개발 등 UPEC의 발병 기전의 양상을 연구하는 데 사용되었다. 이러한 독성은 다른 파라미터 마우스 배경 22,33 다양한 연구되어왔다. CAUTI 위해, C57BL / 6 모델 후속 세균 CO와 방광 내로 이물질 주입을 허용7 일간 유지 될 수 lonization는, 감염 (41)을 게시합니다. 이러한 모델은 이후에 효과적으로 요약 임상​​ 인구에서 관찰 된 많이있는 호스트 응답을 파괴하는 세균 독성 메커니즘, 요로 감염에 대한 숙주 반응과 메커니즘을 평가하는 데 유용합니다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Material for catheter and needle preparation:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30ga needles</td>
			<td>BD Precision Glide</td>
			<td>305106</td>
			<td>30Gx &#189; (0.3 mm x 13mm)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE10 polyethylene tubing</td>
			<td>BD</td>
			<td>427400</td>
			<td>Inside diameter -0.011 in (0.28 mm); outside diameter &#8211; 0.024 in (0.61 mm)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RenaSIL 025 platinum cured silicon tubing</td>
			<td>Braintree Scientific, Inc</td>
			<td>SIL 025</td>
			<td>inside diameter-0.012 x outside diameter 0.025, 25 ft coil</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Material for infections:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflourane &#8211; Isothesia</td>
			<td>Butler Schein</td>
			<td>29405</td>
			<td>250 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clear Glass Straight-Sided Jar</td>
			<td>Kimble Chase</td>
			<td>5413289V 21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Steel Tea Infuser</td>
			<td>Schefs-Amazon</td>
			<td></td>
			<td>Premium Loose Leaf Tea Infuser By Schefs - Stainless Steel - Large Capacity -</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-sterile cotton balls</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>22-456-880</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 ml Falcon tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89039-660</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isotec 3 -vaporizer</td>
			<td>Ohmeda</td>
			<td>1224478</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ear punch</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-812-201</td>
			<td>(when necessary)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine solution</td>
			<td>Betadine solution</td>
			<td></td>
			<td>10% Povidie-iodine topical solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Q-tips</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-037-924</td>
			<td>6 in</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diapers for bench</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>14206 63</td>
			<td>Absorbent Underpads (20&#8221;X36&#8221;mats)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical lubricant</td>
			<td>Surgilube</td>
			<td>0281-0205-36</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting scissor</td>
			<td>Fine Science tools, INC</td>
			<td>14084-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-Adson Forceps</td>
			<td>Fine Science tools, INC</td>
			<td>11018-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>309659</td>
			<td>Tuberculin slip tip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM996</td>
			<td>4 in x 125 FT</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf rack</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>05-541-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf tubes</td>
			<td>MIDSCI</td>
			<td>AVX-T-17-C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Harvesting catheters, bladders and kidneys:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Homogenizer</td>
			<td>PRO Scientific INC</td>
			<td>Bio-Gen Pro 200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 ml polypropylene round-bottom tube</td>
			<td>BD</td>
			<td>352063</td>
			<td>for organ homogenization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paper towel</td>
			<td>Georgia-Pacific</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Pharmco-AAPER</td>
			<td>11100020S</td>
			<td>200 proof</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Costar&#8482; Clear Polystyrene 96-Well Plates</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3788</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1X Phosphate sodium saline</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P3813</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BRANSONIC Ultrasonic cleaner 1210</td>
			<td>Branson Ultrasonics Corporation</td>
			<td>1210</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IBC materials:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-well tissue culture test plate</td>
			<td>Techno Plastic Products</td>
			<td>92006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pins</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>26002-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard 184</td>
			<td>Dow Corning</td>
			<td>3097358-1004</td>
			<td>Silicone Elastomer Kit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>X-gal (5-bromo-4-chloro-3-indolyl-b-D-galactoside)</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15520-034</td>
			<td>Ultrapure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N, N-Dimethylformamide</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>D4551</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2 (Magnesium chloride)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M8266</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium deoxycholate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>D6750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nonidet-P40</td>
			<td>Roche</td>
			<td>11754599001</td>
			<td>Octylphenolpoly(ethyleneglycolether)n</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium hexacyanoferrate(II) trihydrate (K-ferrOcyanide)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P3289</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium hexacyanoferrate(III) (K-ferrIcyanide)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>60299</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

establishment and characterization of uti and cauti in a mouse model

요로 감염 (UTI)는 매우 널리 사망률의 중요한 원인 및 항생제 치료에 점점 내성. 여성은 불​​균형 요로 감염에 의해 고통된다 : 모든 여성의 50 %가 일생에 요로 감염이있을 것이다. 또한, 초기 요로 감염 삶, 고통과 불편, 일상 활동의 중단의 질에 심각한 손상 몇 가지 고통 잦은 재발과 재발을 겪게 될 것이다이이 여자 20-40 %가 의료 비용이 증가하고, 몇 치료 옵션 다른 장기 예방 적 항생제보다. Uropathogenic 대장균 (UPEC)는 취득한 UTI 사회의 주요 원인균이다. 카테터 관련 요로 감염 (CAUTI)는 만 매년 미국에서 발생 극적인 의료 비용에 대한 회계 가장 일반적인 병원 획득 감염이다. UPEC도 CAUTI의 주요 원인이지만, 다른 원인이 에이전트는 엔테로 포함 증가 중요하다패 칼리스. 여기에서 우리는 이러한 인간의 질병의 임상 적 특성의 많은 요점을 되풀이이 잘 구축 된 마우스 모델을 사용한다. 요로 감염의 경우, C3H / 암탉 모델은 호스트 응답, IBC 형성과 filamentation을 포함하여 인간에서 관찰 UPEC의 독성의 많은 기능을 되풀이되었습니다. CAUTI, 방광 카테터 임플란트를 유지 C57BL / 6 마우스를 이용 모델의 경우, E.에 민감한 것으로 밝혀졌다 칼리스 방광 감염. 이러한 대표적인 모델은 신규 한 치료제 및 관리 또는 예방 전략의 개발을 주도하고 UTI 질환의 병인으로 현저한 새로운 통찰력을 얻기 위해 사용되고있다.

복잡하고 카테터 관련된 요로 방광 모델은 이러한 일반적인 비싼 감염을 관리하는 세균성 병인, 숙주 조직에이 질병의 영향 및 개발 및 신규 한 접근법의 테스트 분자 메커니즘을 밝히기위한 유연한 플랫폼을 제공한다. 마우스 변형 및 병원체에 따라, 방광 접종 급성 시작 또는 변조에 필요한 요소 (그림 1, 3), 만성 또는 재발 성 (그림 2) 방광염을 규명하기 위해 호스트 병...

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Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model

The ability to model urinary tract infections (UTI) is crucial in order to be able to understand bacterial pathogenesis and spawn the development of novel therapeutics. This work&#8217;s goal is to demonstrate mouse models of experimental UTI and catheter associated UTI that recapitulate and predict findings seen in humans.

마우스 모델의 설립 및 요로 감염 및 CAUTI의 특성

Urinary tract infections (UTI) are highly prevalent, a significant cause of morbidity and are increasingly resistant to treatment with antibiotics. ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

19.9K 조회수.  Washington University School of Medicine. The ability to model urinary tract infections (UTI) is crucial in order to be able to understand bacterial pathogenesis and spawn the development of novel therapeutics. This work’s goal is to demonstrate mouse models of experimental UTI and catheter associated UTI that recapitulate and predict findings seen in humans.

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A Mouse Model of in Utero Transplantation

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus. For example, in utero transplantation (IUT) of hematopoietic stem cells has been used to successfully treat patients with severe combined immunodeficiency.1,2 In several other conditions, however, IUT has been attempted without success.3 Given these mixed results, the availability of an efficient non-human model to study the biological sequelae of stem cell transplantation and gene therapy is critical to advance this field. We and others have used the mouse model of IUT to study factors affecting successful engraftment of in utero transplanted hematopoietic stem cells in both wild-type mice4-7 and those with genetic diseases.8,9 The fetal environment also offers considerable advantages for the success of in utero gene therapy. For example, the delivery of adenoviral10, adeno-associated viral10, retroviral11, and lentiviral vectors12,13 into the fetus has resulted in the transduction of multiple organs distant from the site of injection with long-term gene expression. in utero gene therapy may therefore be considered as a possible treatment strategy for single gene disorders such as muscular dystrophy or cystic fibrosis. Another potential advantage of IUT is the ability to induce immune tolerance to a specific antigen. As seen in mice with hemophilia, the introduction of Factor IX early in development results in tolerance to this protein.14 
In addition to its use in investigating potential human therapies, the mouse model of IUT can be a powerful tool to study basic questions in developmental and stem cell biology. For example, one can deliver various small molecules to induce or inhibit specific gene expression at defined gestational stages and manipulate developmental pathways. The impact of these alterations can be assessed at various timepoints after the initial transplantation. Furthermore, one can transplant pluripotent or lineage specific progenitor cells into the fetal environment to study stem cell differentiation in a non-irradiated and unperturbed host environment.
The mouse model of IUT has already provided numerous insights within the fields of immunology, and developmental and stem cell biology. In this video-based protocol, we describe a step-by-step approach to performing IUT in mouse fetuses and outline the critical steps and potential pitfalls of this technique.

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The mouse model of in utero transplantation is a versatile tool that can be used to study the potential clinical applications of stem cell transplantation and gene therapy in the fetus. In this protocol, we present a general approach to performing this technique

의 마우스 모델 Utero에 이식

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus.  For example, in ...

연구

의학

Multi-photon Imaging of Tumor Cell Invasion in an Orthotopic Mouse Model of Oral Squamous Cell Carcinoma

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient management strategies. Orthotopic mouse models of oral cancer have been developed to facilitate the study of factors that impact invasion and serve as model system for evaluating anti-tumor therapeutics. In these systems, visualization of disseminated tumor cells within oral cavity tissues has typically been conducted by either conventional histology or with in vivo bioluminescent methods. A primary drawback of these techniques is the inherent inability to accurately visualize and quantify early tumor cell invasion arising from the primary site in three dimensions. Here we describe a protocol that combines an established model for squamous cell carcinoma of the tongue (SCOT) with two-photon imaging to allow multi-vectorial visualization of lingual tumor spread. The OSC-19 head and neck tumor cell line was stably engineered to express the F-actin binding peptide LifeAct fused to the mCherry fluorescent protein (LifeAct-mCherry). Fox1nu/nu mice injected with these cells reliably form tumors that allow the tongue to be visualized by ex-vivo application of two-photon microscopy. This technique allows for the orthotopic visualization of the tumor mass and locally invading cells in excised tongues without disruption of the regional tumor microenvironment. In addition, this system allows for the quantification of tumor cell invasion by calculating distances that invaded cells move from the primary tumor site. Overall this procedure provides an enhanced model system for analyzing factors that contribute to SCOT invasion and therapeutic treatments tailored to prevent local invasion and distant metastatic spread. This method also has the potential to be ultimately combined with other imaging modalities in an in vivo setting.

A comprehensive overview of the techniques involved in generating a mouse model of oral cancer and quantitative monitoring of tumor invasion within the tongue through multi-photon microscopy of labeled cells is presented. This system can serve as a useful platform for the molecular assessment and drug efficacy of anti-invasive compounds.

구강 편평 세포 암종의 Orthotopic 마우스 모델에서 종양 세포 침략의 다중 광자 이미징

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient ...

Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization and for minimizing organ damage resulting from prolonged extracorporal circulation. The goal of this paper was to demonstrate a fully functional and clinically relevant model of cardiopulmonary bypass in a mouse. We report on the device design, perfusion circuit optimization, and microsurgical techniques. This model is an acute model, which is not compatible with survival due to the need for multiple blood drawings. Because of the range of tools available for mice (e.g., markers, knockouts, etc.), this model will facilitate investigation into the molecular mechanisms of organ damage and the effect of cardiopulmonary bypass in relation to other comorbidities.

This paper describes how to perform cardiopulmonary bypass in mice. This novel model will facilitate the investigation of the molecular mechanisms involved in organ damage.

마우스 모델에서 심폐 바이패스: 새로운 접근

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Myography 와이어를 사용 하 여 마우스 Mesenteric 동맥의 isometric 수축 측정

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Establishment of a Severe Dry Eye Model Using Complete Dacryoadenectomy in Rabbits

Dry eye disease (DED) is a complex disease with multiple etiologies and variable symptoms, having ocular surface inflammation as its key pathophysiologic step. Despite advances in our understanding of DED, significant knowledge gaps remain. Advances are limited in part due to the lack of informative animal models. The authors recently reported on a method of DED induced by injecting all orbital lacrimal gland (LG) tissues with the lectin concanavalin A. Here, we report a novel model of aqueous-deficient DED based on the surgical resection of all orbital LG (dacryoadenectomy) tissues. Both methods use rabbits because of their similarity to human eyes in terms of the size and structure of the ocular surface. One week after removal of the nictitating membrane, the orbital superior LG was surgically removed under anesthesia, followed by removal of the palpebral superior LG, and finally removal of the inferior LG. Dacryoadenectomy induced severe DED, evidenced by a marked reduction in the tear break up time test and the Schirmer&#39;s tear test, and significantly increased tear osmolarity and rose bengal staining. Dacryoadenectomy-induced DED lasted at least eight weeks. There were no complications and animals tolerated the procedure well. The technique can be mastered relatively easily by those with adequate surgical experience and appreciation of the relevant rabbit anatomy. Since this model recapitulates the features of human aqueous-deficient DED, it is suitable for studies of ocular surface homeostasis, DED, and candidate therapeutics.

A novel approach is presented to induce chronic dry eye disease in rabbits by surgically removing all orbital lacrimal glands. This method, distinct from those previously reported, produces a stable, reproducible model of aqueous deficient dry eye well suited to study tear physiology and pathophysiology and ocular therapeutics.

토끼의 완전한 다크레오아데네절제술을 이용한 중증 안구건조증 모델 구축

Dry eye disease (DED) is a complex disease with multiple etiologies and variable symptoms, having ocular surface inflammation as its key pathophysiologic ...

Establishment of a Mouse Severe Acute Pancreatitis Model using Retrograde Injection of Sodium Taurocholate into the Biliopancreatic Duct

The prevalence of acute pancreatitis (AP), especially severe acute pancreatitis (SAP), is increasing in younger age groups annually. However, there is a lack of effective treatments in the current clinical practice. With the easy accessibility of transgenic and knockout strains and their small size, which allows minimal doses of drugs required for in vivo evaluation, a well-established experimental model in mice is preferred for AP research. Moreover, SAP induced through sodium taurocholate (TC) is currently one of the most widely used and best characterized models. This model has been investigated for novel therapies and possible molecular events during the process of AP. Here, we present the generation of an AP mouse model using sodium taurocholate and a simple homemade microsyringe. Moreover, we also provide the methodology for the subsequent histology and serological testing.

A mouse model of severe acute pancreatitis is described herein. The procedure presented here is very rapid, simple, and accessible, thereby potentially allowing the study of the molecular mechanisms and different therapeutic interventions in acute pancreatitis in a convenient way.

비리오크크레아티드 덕트에 타우로콜레이트 나트륨의 역행 주입을 사용하여 마우스 심각한 급성 췌장염 모델의 설립

The prevalence of acute pancreatitis (AP), especially severe acute pancreatitis (SAP), is increasing in younger age groups annually. However, there is a ...

A Neonatal BALB/c Mouse Model of Necrotizing Enterocolitis

Necrotizing enterocolitis (NEC) is the most severe gastrointestinal (GI) disease that often occurs in premature infants, especially very low birth weight infants, with high mortality and unclear pathogenesis. The cause of NEC may be related to inflammatory immune regulatory system abnormalities. An NEC animal model is an indispensable tool for NEC disease immune research. NEC animal models usually use C57BL/6J neonatal mice; BALB/c neonatal mice are rarely used. Related studies have shown that when mice are infected, Th2 cell differentiation is predominant in BALB/c mice compared to C57BL/6J mice. Studies have suggested that the occurrence and development of NEC are associated with an increase in T helper type 2 (Th2) cells and are generally accompanied by infection. Therefore, this study used neonatal BALB/c mice to induce an NEC model with similar clinical characteristics and intestinal pathological changes as those observed in children with NEC. Further study is warranted to determine whether this animal model could be used to study Th2 cell responses in NEC.

Necrotizing enterocolitis (NEC) is the most severe gastrointestinal (GI) disease that often occurs in premature infants, especially very low birth weight infants, with high mortality and unclear pathogenesis. The cause of NEC may be related to inflammatory immune regulatory system abnormalities. An NEC animal model is an indispensable tool for NEC disease immune research. NEC animal models usually use C57BL/6J neonatal mice; BALB/c neonatal mice are rarely used. Related studies have shown that when mice are infected, Th2 cell differentiation is predominant in BALB/c mice compared to C57BL/6J mice. Studies have suggested that the occurrence and development of NEC are associated with an increase in T helper type 2 (Th2) cells and are generally accompanied by infection. Therefore, this study used neonatal BALB/c mice to induce an NEC model with similar clinical characteristics and intestinal pathological changes as those observed in children with NEC. Further study is warranted to determine whether this animal model could be used to study Th2 cell responses in NEC.

괴사 장염의 신생아 BALB/c 마우스 모델

Necrotizing enterocolitis (NEC) is the most severe gastrointestinal (GI) disease that often occurs in premature infants, especially very low birth weight ...

Establishment and Evaluation of a Porcine Vein Graft Disease Model

Venous graft disease (VGD) is the leading cause of coronary artery bypass graft (CABG) failure. Large animal models of CABG-VGD are needed for the investigation of disease mechanisms and the development of therapeutic strategies. 
To perform the surgery, we enter the cardiac chamber through the third intercostal space and carefully dissect the internal mammary vein and immerse it in normal saline. The right main coronary artery is then treated for ischemia. The target vessel is incised, a shunt plug is placed, and the distal end of the graft vein is anastomosed. The ascending aorta is partially blocked, and the proximal end of the graft vein is anastomosed after perforation. The graft vein is checked for patency, and the proximal right coronary artery is ligated. 
CABG surgery is performed in minipigs to harvest the left internal mammary vein for its use as a vascular graft. Serum biochemical tests are used to evaluate the physiological status of the animals after surgery. Ultrasound examination shows that the proximal, middle, and distal end of the graft vessel are unobstructed. In the surgical model, turbulent blood flow in the graft is observed upon histological examination after the CABG surgery, and venous graft stenosis associated with intimal hyperplasia is observed in the graft. The study here provides detailed surgical procedures for the establishment of a repeatable CABG-induced VGD model.

In this protocol, novel pig vein bypass grafting was performed through a small incision in the left chest wall without cardiopulmonary bypass. A postoperative pathology study was done, which showed intimal thickening.

돼지 정맥 이식 질환 모델의 수립 및 평가

Venous graft disease (VGD) is the leading cause of coronary artery bypass graft (CABG) failure. Large animal models of CABG-VGD are needed for the ...

Establishment of a Simple and Effective Rat Model for Intraoperative Parathyroid Gland Imaging

Parathyroid gland (PG) identification is a critical unmet need in thyroidectomy. The identification of the PG is challenging in thyroid surgery as it is similar in color to the thyroid gland. The lack of effective animal models in preclinical research is a severe limitation for the development of PG identification techniques. This protocol allows for the establishment of a simple and effective rat model for PG identification. In this model, black iron oxide nanoparticles (IONPs) are injected locally in the thyroid gland and rapidly diffuse within the thyroid gland but not the PG. A negatively stained PG and a positively stained thyroid gland can be easily identified by the naked eye without requiring external microscopes. The position of the PG can be identified by increasing the color contrast between the thyroid gland and the PG, based on the color of the black IONPs. This rat model is low-cost and convenient for PG identification, and the IONPs are a novel PG contrast agent.

To date, the development of parathyroid gland (PG) identification methods is limited by the lack of animal models in preclinical research. Here, we establish a simple and effective rat model for intraoperative PG imaging and evaluate its effectiveness by using iron oxide nanoparticles as a novel PG contrast agent.

수술 중 부갑상선 영상촬영을 위한 간단하고 효과적인 쥐 모델 구축

Parathyroid gland (PG) identification is a critical unmet need in thyroidectomy. The identification of the PG is challenging in thyroid surgery as it is ...

RV Volume Overload 마우스 모델을 확립하기 위해 수정된 동정맥루 수술

Establishment and Confirmation of a Postnatal Right Ventricular Volume Overload Mouse Model

Right ventricular (RV) volume overload (VO) is common in children with congenital heart disease. In view of distinct developmental stages,the RV myocardium may respond differently to VO in children compared to adults. The present study aims to establish a postnatal RV VO model in mice using a modified abdominal arteriovenous fistula. To confirm the creation of VO and the following morphological and hemodynamic changes of the RV, abdominal ultrasound, echocardiography, and histochemical staining were performed for 3 months. As a result, the procedure in postnatal mice showed an acceptable survival and fistula success rate. In VO mice, the RV cavity was enlarged with a thickened free wall, and the stroke volume was increased by about 30%-40% within 2 months after surgery. Thereafter, the RV systolic pressure increased, corresponding pulmonary valve regurgitation was observed, and small pulmonary artery remodeling appeared. In conclusion, modified arteriovenous fistula (AVF) surgery is feasible to establish the RV VO model in postnatal mice. Considering the probability of fistula closure and elevated pulmonary artery resistance, abdominal ultrasound and echocardiography must be performed to confirm the model status before application.

저자 스포트라이트: Establishment and Confirmation of a Postnatal Right Ventricular Volume Overload Mouse Model(출생 후 우심실 용적 과부하 마우스 모델의 확립 및 확인)  

This protocol presents the establishment and confirmation of a postnatal right ventricular volume overload (VO) model in mice with abdominal arteriovenous fistula (AVF), which can be applied to investigate how VO contributes to postnatal heart development.