この作品は、によって、国立医学研究所の一般的な受賞番号 R35GM124868 の下で健康の国民の協会のデューク大学にサポートされていました。

1 のレイアウトおよび配置をセットアップします。
<ol>
	<li>インストールおよび追跡励起のコリメーション レーザーします。<ol>
		<li>自作のマウントを使用して光学テーブルにレーザーを貼付します。マウントは、取り付けレーザー ヘッドおよび光学テーブルの穴が付いたシンプルなアルミ板です。レーザーは、安定性と放熱のため金属製のマウントにしっかりと固定する必要があります。この作品は、特定の蛍光体に合うか実験する波長を選択できますが照明 (図 1)、488 nm 固体レーザを使用してください。重要な要因は 2 つのデフレクタ間波長板によって主に決定される 2D EOD の作業範囲をレーザー波長に合わせて (図 1: W2)。488 nm レーザーは効果的に、緑または黄色蛍光蛋白質 (GFP/YFP)、生きているセル実験における一般的な蛍光タグであるを刺激できます。</li>
		<li>レーザー ビーム高さと誘電体ミラーのペアを使用して方向を調整 (図 1: M). レーザー光は光学テーブルに平行かどうかを確認し、適切な高さに調整します。 注: 高さは顕微鏡プラットフォームに基づいて選択する必要があります。それ明示的には述べていませんが、このプロトコルで使われるそれ以降のすべてのミラーのこの高さを維持しなければなりません。</li>
		<li>コリメート レンズのペアを持つビーム (図 1: L1 と L2)。レンズの焦点距離は、2 D EOD の絞りでクリップされるレーザ スポットを避けるために慎重に選択必要があります。クリッピングは 2D EOD を通過した後レーザー ビーム形状の変化によって明白であります。コリメーションここの品質との相違は 2D EOD たわみ性を悪化する収差のレンズによって増幅されるため非常に重要です。理想的には、少なくとも 20 m のポイントにビームの集束によってビームをコリメートします。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>ピンホールを配置 (図 1: PH) 最初のコリメーション レンズの焦点に適切なサイズの (図 1: L1)。<ol>
		<li>適切なサイズのピンホールを選択します。ピンホールの大きさは、以下の計算に基づいて選択できます。 
		<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/56711/56711eq1.jpg"> レーザーの波長λはfは最初のレンズの焦点距離、 Dは入射ビーム径。</li>
		<li>3D 変換ステージ上ピンホールをマウントし、最初のコリメーション レンズの焦点を正確に配置できるようにします。</li>
		<li>ピンホールの位置を調整します。ピンホール後レーザー パワー メーターを置き、電源メーター読み出しを最大化するために XYZ のピンホールの位置を調整します。回折リングを観察すると、手前に 2 D EOD アイリス ブロックします。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>グラントムソン偏光板のインストール<ol>
		<li>グラントムソン偏光板を置く (図 1: GP) 第二のコリメーション レンズ後 (図 1: L2) レーザー光の偏光をきれいにします。パワーメータを最大転送を見つけるに偏光板を回転させます。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>EODs のインストール<ol>
		<li>2 EODs を使用 (図 1: EOD1 &#38; EOD2) X および Y の方向のレーザーをそらすために。ヨー、ピッチ、および各 EOD の高さを調整することによってレーザ伝送を最大化します。</li>
		<li>互いに各デフ側に製造元から提供されるアライメント マーカーを使用して 2 つの EODs を合わせます。</li>
		<li>EOD の出力を検査する 2 D EOD のコント ローラーにテスト パターンを適用されます。下記 FPGA または関数発生器によって提供される簡単な正弦波でナイトツアー (図 2) を指定できます。ベスト パフォーマンスのため各偏向で偏向は圧電 nanopositioner の X または Y 方向に平行する必要があります。この方向は、トランス ミッション軸デフレクタの角度の方向によって決まります。たわみ方向を回転すると、2 D EOD を移動せず、ピエゾ nanopositioner 軸にたわみ軸を揃える 2 D EOD 後鳩プリズムを配置します。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>半波長板のインストール<ol>
		<li>半波長板を配置 (図 1: W1) グラントムソン偏光板の間 (図 1: GP) と着信のレーザーに合わせて 2 D EOD 2D EOD のたわみ軸と偏光のビームします。2 D EOD 後長焦点レンズ (300 mm) を配置し、レーザーの焦点に sCMOS カメラを配置します。次に、騎士のツアー (図 2) 以下を生成する 2次元 EOD を入れます。半波長板を回してカメラの均等に正方形レーザ分布が観察されます。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>レンズのペアと中継レンズ組み合わせを費やすはりのインストール<ol>
		<li>レンズのペアを配置 (図 1: L3 と L4) 対物レンズの背面の開口部に合わせてビームを展開する 2 D EOD 後 (図 1: OL) とレンズの別のペア (図 1: L5 と L6) に対物レンズに焦点面を中継します。必ずタグ レンズは、後の手順でそれらの間インストールされますとレンズのこれらの 2 つのペアの間の十分な余裕を確保してください。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>ダイクロイック フィルター、10/90 ビームスプリッター、フォーカシング レンズ、APD、対物レンズと蛍光発光フィルター検出経路を完了するインストールします。<ol>
		<li>ダイクロイック フィルターをインストール (図 1: DC) 対物レンズに向かってレーザーを反映します。長いレンズの筒の上下に 2 つの菖蒲を使用する対物レンズの中心をまっすぐ通過するレーザーを合わせます。</li>
		<li>10/90 ビームスプリッターをインストール (図 1: BS) によって光の 10% が、イメージング用 sCMOS カメラ (後述) と追跡のための APD を通過の 90% によって反映されます。</li>
		<li>APD を合わせます。対物レンズで観察にレーザーを集中します。Coverslip からリフレクションを使用して、目的の焦点で観察を置くと APD 読み出しの強度をチェックすべてダウン ストリーム要素を揃えます。ビームスプリッター後、レンズを中心に APD をインストール (図 1: L7) 3 D 変換段階で APD が続きます。目標からのレーザー反射レンズの中心を通るようなレンズを配置します。</li></ol></li></ol>APD の位置を上、レーザーの反射の強度を最大化する 3 D の位置を調整することによって最適化できます。APD の位置は、任意の方向に検出器位置の移動、強度が低下する最適な位置です。
		<li>Longpass 蛍光発光フィルターをインストール (図 1: F) ビームスプリッター反射・散乱光を削除する前に。</li>
	
	
	<li>タグ レンズのインストール<ol>
		<li>レンズの 2 つのペアのタグ レンズ (図 1間: L4 と L5) として前に言及し、図 1に示す。タグ センター レンズを垂直に通過するビームをヨー、ピッチ、高さおよび横の位置を調整します。</li>
	</ol>
	</li>

2. 試料調製。
<ol>
	<li>固定粒子の作製<ol>
		<li>190 nm の蛍光ビーズを希釈 〜 5 × 108ビーズ/mL の PBS の。圧電ステージのサンプル ホルダーに coverslip とマウントに 400 μ L ビーズ ソリューションを追加 (ビーズの量は、試料ホルダーに依存; ここで使用されるサンプル ホルダーの商工会議所の直径は 18 mm)。ここで使用されるビーズ、PBS によって発生する上、入金する粒子。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>無料の移動粒子の作製<ol>
		<li>希釈する 110 nm の蛍光ビーズ 〜 5 × 108ビーズ/mL の DI 水で。観察に 400 μ L ビーズ ソリューションを追加し、圧電ステージのサンプル ホルダーにマウントします。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. トラッキング パラメーターを最適化します。
<ol>
	<li>ラスター スキャン固定粒子<ol>
		<li>顕微鏡に固定粒子サンプルを置きます。</li>
		<li>レーザー、マイクロポジショナー コント ローラー、ピエゾ nanopositioner コント ローラー、タグ レンズ コント ローラーおよび EOD コント ローラーを入れます。順序が重要ではないことに注意してください。閉ループにおける圧電 nanopositioner を実行します。</li>
		<li>ラスター スキャン プログラムを使用してカスタム スキャン ソフトウェア (図 S3、著者からの要求時に利用可能なソフトウェア)、騎士のツアー (図 2) で 2 D EOD をドライブ、APD からカウントを収集し、ドライブの圧電 XYZ のサンプルnanopositioner、位置計算 (図 S2) を実行するとします。ステップ サイズは 40 nm、スキャン範囲は 2 μ m。<ol>
			<li>目的のフォーカス、coverslip に配置、蛍光発光フィルターを削除し、マイクロポジショナーの Z 位置の機能として信号強度を最大化する、coverslip からレーザーの反射を使用します。後焦点面にサンプルを置くこと、蛍光発光フィルターを配置戻る。</li>
			<li>スキャナー用のプログラムを開きます。'開始'、'終了'、および 'ステップ' で数値を入力して、スキャン範囲とステップ サイズを設定します。最初大規模なスキャン範囲と粒子 (例えば、200 nm ステップ サイズ 10 × 10 μ m 幅) を検索する手順のサイズを設定します。粒子を検出、スキャン範囲を縮小、ステップ サイズ (例えば、100 nm ステップ サイズの 2 x 2 μ m 範囲) を減らします。蛍光フォーカスを見つけるために 3D ラスター スキャンを実行するには、'scan' をクリックします。</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>タグ レンズの設定 (図 3を参照してください)<ol>
		<li>タグ レンズ制御ソフトウェアをクリックします。順番を '接続'、'電源を入れます'] をクリックします。</li>
		<li>トリガー信号の出力の位相を変更するには、出力トリガー モードを変更する必要は。まずモードを 'RGB' から 'Multiplane' を変更し、それを戻します。今フェーズがすることができます (図 3 b) を変更します。</li>
		<li>0 °、90 °、270 ° に出力の位相を設定します。経験的に動作するようにこれらの 3 つが見つかった位相空間をカバーする 3 つのフェーズを使用できますが (図 3 c)。</li>
		<li>68,500 Hz の周波数設定を選択します。</li>
		<li>最適な周波数を見つけることそれは周波数の検索範囲を変更する必要があります。'詳細'、'設定' をクリックします。変更、' Max。Freq(Hz)' 列の 0 には 70,000 Hz から 71,500 Hz の。これは、どのような周波数範囲が適切に調整できます。クリックして '校正を保存'、'Exit 校正' (図 3)。</li>
		<li>新しいキャリブレーションを有効にするために、別の周波数 (たとえば、189,150 Hz) に共鳴を切り替え、68,500 Hz 周波数設定 (図 3e) に切り替えた。</li>
		<li>35% に徐々 に振幅を変更します。「共鳴をロック」をクリックします。周波数がロックされている 'のロックを解除共鳴' (図 3 e) をクリックします。タグ レンズは今を使用する準備ができてです。</li>
		<li>F. 入力 x、y のスキャン範囲の調整、図 4 eで示すように、実際の位置に等しい位置推定に推定で使用されるパラメーターを変更して移動に XYZ のサンプルをスキャンする z 'scan' をクリック ボタン、粒子移動のレーザー スポット。粒子の位置レーザー フォーカスを介してスキャン位置推定ループ (図 S1) によって決定される推定のパーティクルの位置と一致します。推定位置と実際の位置 (図 4 d) との関係は、推定位置の画像 (図 4 階) から抽出できます。位置が同意しない場合は、位置推定ループ (図 S1) で使用されているレーザーの位置 (kc) の値を調整します。</li>
		<li>タグ レンズを揃える<ol>
			<li>タグ レンズ コント ローラーがオフの場合、ラスター スキャン タグ レンズをインストールする前に、インストールのタグ レンズは同じに見える必要があります後を撮影した (後述) 粒子画像です。次に、位置やタグ レンズ (図 4) の角度を調整する z nanopositioner の目的を移動することによって走査蛍光粒子 Z スタックを実行します。Z 方向、Z 位置 (図 4 d) の関数として粒子の XY 位置に変更がないとき達成される XY 平面に粒子画像のドリフトがないタグ レンズの位置を調整します。追跡システムはタグ レンズの配置後に使用する準備ができています。</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>SCMOS 粒子監視用カメラの設置<ol>
		<li>彼らは追跡されている間に粒子を可視化する sCMOS カメラを取り付けます。追跡システムのすべてのコンポーネントのインストールおよび最適化完了後にのみ、sCMOS をインストールします。</li></ol></li></ol>顕微鏡に固定の蛍光粒子のサンプルを読み込むし、客観的焦点ボリュームの 1 つの粒子をロックする追跡プログラムを実行します。その後、100 ミリメートル焦点距離のレンズをインストール (図 1: L8) と sCMOS。粒子の画像は最小かつ最も明るいスポットに焦点を当てているので、sCMOS の位置を調整します。
	
	

4 自由にナノ粒子を拡散リアルタイム 3 D トラッキング
<ol>
	<li>無料入れて、110 nm は、顕微鏡の粒子サンプルを移動します。</li>
	<li>レーザー、マイクロ位置決めコント ローラー、ピエゾ nanopositioner コント ローラー、タグ レンズ コント ローラーおよび EOD コント ローラーを入れます。オープン ループで圧電 nanopositioner を実行します。3.2 の手順に従ってタグ レンズ ソフトウェアを設定します。</li>
	<li>開き、追跡ソフトウェア (著者からの要求時に使用可能) を実行します。セクション 3 で発見された最適化された値に位置推定パラメーターを設定します。</li>
	<li>目的のフォーカス、coverslip に配置、蛍光発光フィルターを削除し、マイクロポジショナーの Z 位置の機能として信号強度を最大化する、coverslip からレーザーの反射を使用します。Coverslip を見つけた後、coverslip からソリューションにレーザーを集中する焦点位置 15 μ m を増加します。場所は、蛍光発光フィルターをバックアップします。</li>
	<li>積分制御定数を設定します。低値から開始して、パーティクルの位置読み出しの振動を見ることができるまで、ゆっくりと増やして、積分制御定数を設定できます。振動が観測されて、一度振動を引き起こす値の 80% に不可欠なコントロールの定数を設定します。典型的な値は、'積分ゲイン' XY の 0.012 と z '積分ゲイン' 0.004 前後になる予定します。</li>
	<li>'トラックしきい値' と 'トラック最小' 追跡しきい値を設定し、'検索'、' 自動トラック ' をクリックして追跡実験を開始します。終端トラッキングのしきい値がバック グラウンド レベルよりわずかに高い設定し、トラッキングをトリガーのしきい値は背景に比べて約 2 倍。ここでは、追跡のトリガーのしきい値は 3 kHz で、軌道を終了するためのしきい値は、1.5 kHz。</li>
</ol>

<ol>
	<li>Rust, M. J., Bates, M., Zhuang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sub-diffraction-limit+imaging+by+stochastic+optical+reconstruction+microscopy+(STORM).">Sub-diffraction-limit imaging by stochastic optical reconstruction microscopy (STORM).</a> Nat. Methods. 3 (10), 793-796 (2006).</li><li>Huang, B., Wang, W., Bates, M., Zhuang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-Dimensional+Super-Resolution+Imaging+by+Stochastic+Optical+Reconstruction+Microscopy.">Three-Dimensional Super-Resolution Imaging by Stochastic Optical Reconstruction Microscopy.</a> Science. 319 (5864), 810-813 (2008).</li><li>Jones, S. A., Shim, S. H., He, J., Fast Zhuang, X. 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L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surpassing+the+lateral+resolution+limit+by+a+factor+of+two+using+structured+illumination+microscopy.">Surpassing the lateral resolution limit by a factor of two using structured illumination microscopy.</a> J. Microsc. 198, 82-87 (2000).</li><li>Persson, F., Bingen, P., Staudt, T., Engelhardt, J., Tegenfeldt, J. O., Hell, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescence+Nanoscopy+of+Single+DNA+Molecules+by+Using+Stimulated+Emission+Depletion+(STED).">Fluorescence Nanoscopy of Single DNA Molecules by Using Stimulated Emission Depletion (STED).</a> Angew. Chem. 50 (24), 5581-5583 (2011).</li><li>Hein, B., Willig, K. I., Hell, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stimulated+emission+depletion+(STED)+nanoscopy+of+a+fluorescent+protein-labeled+organelle+inside+a+living+cell.">Stimulated emission depletion (STED) nanoscopy of a fluorescent protein-labeled organelle inside a living cell.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105 (38), 14271-14276 (2008).</li><li>Klar, T. A., Jakobs, S., Dyba, M., Egner, A., Hell, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescence+microscopy+with+diffraction+resolution+barrier+broken+by+stimulated+emission.">Fluorescence microscopy with diffraction resolution barrier broken by stimulated emission.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 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J., Mabuchi, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantum+Dot+Photon+Statistics+Measured+by+Three-Dimensional+Particle+Tracking.">Quantum Dot Photon Statistics Measured by Three-Dimensional Particle Tracking.</a> Nano Lett. 7 (11), 3535-3539 (2007).</li><li>Juette, M. F., Bewersdorf, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-Dimensional+Tracking+of+Single+Fluorescent+Particles+with+Submillisecond+Temporal+Resolution.">Three-Dimensional Tracking of Single Fluorescent Particles with Submillisecond Temporal Resolution.</a> Nano Lett. 10 (11), 4657-4663 (2010).</li><li>Katayama, Y., Burkacky, O., Meyer, M., Br&#228;uchle, C., Gratton, E., Lamb, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-Time+Nanomicroscopy+via+Three-Dimensional+Single-Particle+Tracking.">Real-Time Nanomicroscopy via Three-Dimensional Single-Particle Tracking.</a> ChemPhysChem. 10 (14), 2458-2464 (2009).</li><li>Perillo, E. P., Liu, Y. -. L., Huynh, K., Liu, C., Chou, C. -. K., Hung, M. -. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+and+high-resolution+three-dimensional+tracking+of+single+particles+using+nonlinear+and+multiplexed+illumination.">Deep and high-resolution three-dimensional tracking of single particles using nonlinear and multiplexed illumination.</a> Nat Commun. 6, (2015).</li><li>Hou, S., Lang, X., Welsher, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Robust+real-time+3D+single-particle+tracking+using+a+dynamically+moving+laser+spot.">Robust real-time 3D single-particle tracking using a dynamically moving laser spot.</a> Opt. Lett. 42 (12), 2390-2393 (2017).</li><li>Chenouard, N., Smal, I., de Chaumont, F., Maska, M., Sbalzarini, I. F., Gong, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Objective+comparison+of+particle+tracking+methods.">Objective comparison of particle tracking methods.</a> Nat Meth. 11 (3), 281-289 (2014).</li><li>Shechtman, Y., Weiss, L. E., Backer, A. S., Sahl, S. J., Moerner, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Precise+3D+scan-free+multiple-particle+tracking+over+large+axial+ranges+with+Tetrapod+point+spread+functions.">Precise 3D scan-free multiple-particle tracking over large axial ranges with Tetrapod point spread functions.</a> Nano Lett. 15 (6), 4194-4199 (2015).</li><li>Lee, H. -. l. D., Sahl, S. J., Lew, M. D., Moerner, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+double-helix+microscope+super-resolves+extended+biological+structures+by+localizing+single+blinking+molecules+in+three+dimensions+with+nanoscale+precision.">The double-helix microscope super-resolves extended biological structures by localizing single blinking molecules in three dimensions with nanoscale precision.</a> Appl. Phys. Lett. 100 (15), 153701 (2012).</li><li>Pavani, S. R. P., Thompson, M. A., Biteen, J. S., Lord, S. J., Liu, N., Twieg, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional,+single-molecule+fluorescence+imaging+beyond+the+diffraction+limit+by+using+a+double-helix+point+spread+function.">Three-dimensional, single-molecule fluorescence imaging beyond the diffraction limit by using a double-helix point spread function.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106 (9), 2995-2999 (2009).</li><li>Sancataldo, G., Scipioni, L., Ravasenga, T., Lanzan&#242;, L., Diaspro, A., Barberis, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+multiple-particle+tracking+with+nanometric+precision+over+tunable+axial+ranges.">Three-dimensional multiple-particle tracking with nanometric precision over tunable axial ranges.</a> Optica. 4 (3), 367-373 (2017).</li><li>Balzarotti, F., Eilers, Y., Gwosch, K. C., Gynn&#229;, A. H., Westphal, V., Stefani, F. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanometer+resolution+imaging+and+tracking+of+fluorescent+molecules+with+minimal+photon+fluxes.">Nanometer resolution imaging and tracking of fluorescent molecules with minimal photon fluxes.</a> Science. 355 (6325), 606 (2017).</li><li>Duocastella, M., Theriault, C., Arnold, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+particle+tracking+via+tunable+color-encoded+multiplexing.">Three-dimensional particle tracking via tunable color-encoded multiplexing.</a> Opt. Lett. 41 (5), 863-866 (2016).</li><li>Duocastella, M., Sun, B., Arnold, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+imaging+of+multiple+focal+planes+for+three-dimensional+microscopy+using+ultra-high-speed+adaptive+optics.">Simultaneous imaging of multiple focal planes for three-dimensional microscopy using ultra-high-speed adaptive optics.</a> BIOMEDO. 17 (5), (2012).</li><li>Mermillod-Blondin, A., McLeod, E., Arnold, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-speed+varifocal+imaging+with+a+tunable+acoustic+gradient+index+of+refraction+lens.">High-speed varifocal imaging with a tunable acoustic gradient index of refraction lens.</a> Opt. Lett. 33 (18), 2146-2148 (2008).</li><li>Wang, Q., Moerner, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimal+strategy+for+trapping+single+fluorescent+molecules+in+solution+using+the+ABEL+trap.">Optimal strategy for trapping single fluorescent molecules in solution using the ABEL trap.</a> Appl. Phys. B. 99 (1), 23-30 (2010).</li><li>Fields, A. P., Cohen, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimal+tracking+of+a+Brownian+particle.">Optimal tracking of a Brownian particle.</a> Opt. Express. 20 (20), 22585-22601 (2012).</li><li>Thompson, R. E., Larson, D. R., Webb, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Precise+Nanometer+Localization+Analysis+for+Individual+Fluorescent+Probes.">Precise Nanometer Localization Analysis for Individual Fluorescent Probes.</a> Biophys. J. 82 (5), 2775-2783 (2002).</li></ol>

著者は競合する金銭的な利益を宣言しません。

3 D の単一粒子追跡方法の多くの品種は、近年浮上している堅牢なリアルタイムで追跡の簡単なセットアップと低い光子カウント料金で高速三次元拡散はまだ重要な生物学への応用を制限の挑戦問題。3 D DyPLoT メソッドは、いくつかの方法でこれらの課題をこのプロトコルのアドレスで説明します。まず、励起と検出経路はシンプルで堅牢な合わせを作る他の実装に比較して大幅簡素化します?...

高度なイメージング技術の出現は、分子レベルまでの細胞現象のより詳しい構造を表示するウィンドウを開いています。確率論的光再構成顕微鏡 (嵐)1,2,3、光重合のローカリゼーション顕微鏡 (パーム)4,5,6,7 等、照明顕微鏡 (SIM)8,9,10,11, 構造および誘導放出の枯渇顕微鏡 (STED)12,13、 14は、生きた細胞の機能と構造に前例のない詳細を提供する回折限界を越えるまで行っています。しかし、どのようにこれらのシステムの動作を完全理解構造情報と同様に、動的な情報が必要です。上記の超解像の方法は、空間分解能、時間分解能、ダイナミックなプロセスを検出できる時間の精度を制限することの間のトレードオフを含みます。空間精度と時間分解能の両方が RT 3 D SPT15,16,17,18,19,20を提供する方法 21,22,23,24,25,26,27,28,29。ここでは、我々 は区別を描く伝統的な 3 D SPT30と spt 上 RT-3D 伝統的な 3 D SPT が単に必要です (どちらか落射蛍光顕微鏡や共焦点の顕微鏡を使用して得ることができる 3次元画像データの時系列右の構成を与えられた)。伝統的な 3 D-SPT で粒子の座標は、軌道を作成する、各画像のスタックで粒子を検索し、連続ボリュームの場所を連結によってデータ収集後決定されます。これらのメソッドは、究極の時間分解能は体積のイメージング速度によって決定されます。共焦点顕微鏡は、これは簡単に数十秒秒のスケールで。落射蛍光メソッドは、前記軸位置情報を抽出することができますので、光路は操作され、時間の分解能は、カメラの露出や読み出し時間によって制限されます。これらの epifluorescent メソッドは、軸方向の情報を収集できる範囲に限られている、デザインと適応光学は 10 μ m またはより多くの31,32これらの範囲を拡張するフーリエ面相の最近の進歩のマスクが,33,34。
対照的に、RT 3 D SPT では、3 D 画像のスタックを取得し、事実の後の粒子を見つけることに依存しません。代わりに、単一ポイント探知器を介してリアルタイムの位置情報を抽出し、効果的にフィードバックが適用される高速圧電ステージを使用して対物レンズの焦点容積の粒子を「ロック」。これにより限られた粒子の位置の連続測定、だけでどのように多くの光子を収集することができます。また、このメソッドは、長い範囲に移動すると、粒子のスペクトルの尋問をできます。RT 3 D SPT 有効ナノスケール物質、粒子は継続的に検出、大型レーザー加工力を必要とせずリアルタイムまたは光で測定前記のフォース フリー光学トラップに似ている作品を強制します。考えると RT 3 D SPT 高速拡散オブジェクト (最大 20 μ m2/s)25,29低光子カウント レート20,29、3 つの次元での継続的な尋問のための手段を提供します 35、それの細胞内輸送、ligand 受容器のバインディング、および単一粒子の細胞のダイナミクスなど高速または一時的な生物学的プロセスにウィンドウを提供する必要があります。しかし、このポイントに RT 3 D SPT のアプリケーションはこの技術を進めるために働くグループの一握りに制限されています。
1 つの障壁は、RT 3 D SPT メソッドは、変化に必要な光のレイアウトの複雑さです。ほとんどのメソッドは、光フィードバックは圧電ステージによって提供されます。粒子は小さな動きの X、Y、または Z、シングル ポイント探知器からの読み出しエラー関数に変換され、供給として圧電 nanopositioner を高速で回す移動粒子の運動を効果的に対抗するためにサンプル対物レンズの相対的な場所にそれをロックします。X で小の位置の動きを測定する Y、および Z、複数検出器 (4 または 5 の実装に応じて)15,18,21または複数の励起スポット (2-4、低いどの場合も適用できます、ロックイン アンプを使用して、X を抽出して Y 位置回転レーザー スポット)25,28が適用されます。これら複数の検出、発光スポットの重複、システムの配置および保守が困難。
ここで、3 D DyPLoT29と呼ばれる簡略化された光学設計と高速ターゲット ロックの 3 D SPT 法を提案する.3 D DyPLoT は、高レート (50 kHz XY ・ Z 70 kHz) で客観的焦点音量を介し集光レーザー スポットを動的に移動する 2 D EOD とタグ レンズ36,37,38を使用します。レーザー焦点位置と光子の到着時間を組み合わせることにより、低光子カウント レートでも急速に得られる粒子の 3 D 位置。騎士のツアー パターン39 X Y 平面に 1 x 1 μ m の正方形のサイズでの 2D EOD ドライブのレーザーの焦点とタグ レンズは 2-4 μ m の範囲で軸方向にレーザーの焦点を移動します。3 D 粒子の位置は、最適化された位置推定アルゴリズム29,40 3 D で取得されます。3 D 動的に動いてレーザー スポット、フォトンカウンティング アバランシェ フォト ダイオード (APD)、実時間粒子位置の計算、圧電ステージ フィードバック、およびデータ記録からのコントロールは、フィールド プログラマブル ゲート アレイ (FPGA) で行われます。このプロトコルでは、ステップバイ ステップで、固定粒子を用いたキャリブレーション光学アライメントを含む 3 D DyPLoT 顕微鏡を構築する方法について説明し、最後に無料の粒子追跡。例として 110 nm 蛍光ビーズで追跡された継続的に水の分を一度に。
記載方法は、それがウイルス、ナノ粒子、エンドソームなど小胞など、低光レベルでの高速移動の蛍光プローブを継続的に監視する望まれる任意のアプリケーションに最適です。以前の方法と対照をなして単一励起とアラインメントや保守を簡単に作る、単一検出経路のみがあります。また、大規模な検知エリアはこの顕微鏡を簡単に拾う (10 kHz) まで低信号レベルで追跡する機能は、このメソッドは低光アプリケーション29に最適すぐに粒子を拡散できます。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1075">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">2D Electro-optic Deflector&#160;</td>
			<td style="width:145px;">ConOptics</td>
			<td style="width:160px;">M310A</td>
			<td style="width:541px;">2 required</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Power supply for EOD</td>
			<td style="width:145px;">ConOptics</td>
			<td style="width:160px;">412</td>
			<td>Converts FPGA ouput to high voltage for EOD</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">TAG&#160; Lens</td>
			<td style="width:145px;">TAG Optics</td>
			<td style="width:160px;">TAG 2.0</td>
			<td>Used to deflect laser along axial direction</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">XY piezoelectric nanopositioner</td>
			<td style="width:145px;">MadCity Labs</td>
			<td style="width:160px;">Nano-PDQ275HS</td>
			<td>Used for moving the sample to lock the particle in the objective focal volume in&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Z piezoelectric nanoposiitoner</td>
			<td style="width:145px;">MadCity Labs</td>
			<td style="width:160px;">Nano-OP65HS</td>
			<td>Used to move the objective lens to follow the diffusing particle</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Micropositioner</td>
			<td style="width:145px;">MadCity Labs</td>
			<td style="width:160px;">MicroDrive</td>
			<td>Used to coarsely position sample and evaluate</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Objective Lens</td>
			<td style="width:145px;">Zeiss</td>
			<td style="width:160px;">PlanApo</td>
			<td>High numerical aperture required for best sensitivity. 100X, 1.49 NA, M27, Zeiss</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">sCMOS camera</td>
			<td style="width:145px;">PCO</td>
			<td style="width:160px;">pco.edge 4.2</td>
			<td>Used to monitor the particle&#39;s position</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">APD</td>
			<td style="width:145px;">Excelitas</td>
			<td style="width:160px;">SPCM-ARQH-15</td>
			<td>Lower dark counts beneficial</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Field programmable gate array</td>
			<td style="width:145px;">National Instruments</td>
			<td style="width:160px;">NI-7852r</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Software</td>
			<td style="width:145px;">National Instruments</td>
			<td style="width:160px;">LabVIEW</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Tracking excitation laser</td>
			<td style="width:145px;">JDSU</td>
			<td style="width:160px;">FCD488-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Lens</td>
			<td style="width:145px;">ThorLabs</td>
			<td style="width:160px;">AC254-150-A-ML</td>
			<td>L1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Lens</td>
			<td style="width:145px;">ThorLabs</td>
			<td style="width:160px;">AC254-200-A-ML</td>
			<td>L2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Pinhole</td>
			<td style="width:145px;">ThorLabs</td>
			<td style="width:160px;">P75S</td>
			<td>PH</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Glan-Thompson Polarizer</td>
			<td style="width:145px;">ThorLabs</td>
			<td style="width:160px;">GTH5-A</td>
			<td>GT</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Half-wave plate</td>
			<td style="width:145px;">ThorLabs</td>
			<td style="width:160px;">WPH05M-488</td>
			<td>WP</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Lens</td>
			<td style="width:145px;">ThorLabs</td>
			<td style="width:160px;">AC254-75-A-ML</td>
			<td>L3</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Lens</td>
			<td style="width:145px;">ThorLabs</td>
			<td style="width:160px;">AC254-250-A-ML</td>
			<td>L4</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Lens</td>
			<td style="width:145px;">ThorLabs</td>
			<td style="width:160px;">AC254-200-A-ML</td>
			<td>L5</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Lens</td>
			<td style="width:145px;">ThorLabs</td>
			<td style="width:160px;">AC254-200-A-ML</td>
			<td>L6</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Dichroic Mirror</td>
			<td style="width:145px;">Chroma</td>
			<td style="width:160px;">ZT405/488/561/640rpc</td>
			<td>DC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Fluorescence Emission Filter</td>
			<td style="width:145px;">Chroma</td>
			<td style="width:160px;">D535/40m</td>
			<td>F</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">10/90 beamsplitter</td>
			<td style="width:145px;">Chroma</td>
			<td style="width:160px;">21012</td>
			<td>BS</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PBS</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D8537</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">190 nm fluorescent nanoparticles</td>
			<td>Bangs laboratories</td>
			<td>FC02F/9942</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">110 nm fluorescent nanoparticles</td>
			<td>Bangs laboratories</td>
			<td>FC02F/10617</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Coverslip</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-545A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Powermeter</td>
			<td style="width:145px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:160px;">PM100D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">CMOS</td>
			<td style="width:145px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:160px;">DCC1545M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">Iris</td>
			<td style="width:145px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:160px;">SM1D12D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Microscope</td>
			<td style="width:145px;">Mad City Labs</td>
			<td style="width:160px;">RM21</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a protocol for real-time 3d single particle tracking

リアルタイム三次元単一粒子 (RT-3D-SPT) を追跡するセルラ システムにおける高速、3 D プロセスに光を当てる可能性があります。各種 RT 3 D SPT は、近年に前方を置かれているがユーザーは、課題のままに低い光子カウント レートでの粒子の拡散 3 D 高速を追跡します。さらに、RT 3 D SPT セットアップが一般に複雑で実装が困難生物学的問題への広範な応用を制限します。このプロトコルは、(10 kHz) まで低光子カウント レートで 3 D ダイナミック フォトン局在追跡 (3 D DyPLoT)、高拡散速度 (最大 20 μ m2/s) の粒子を追跡する名前付き RT 3 D SPT システムを提案します。3 D DyPLoT が 2次元電気光学偏向器 (2 D EOD) を採用し、単一焦点を当てたドライブに可変音響グラデーション (タグ) レンズ レーザー 3 D で動的にスポット。最適化された位置推定アルゴリズムを組み合わせると、3 D DyPLoT を高いトラッキング スピードと高い位置推定精度単一粒子にロックできます。単一励起と単一検出パス レイアウト、3 D DyPLoT は堅牢で簡単にセットアップです。このプロトコルでは、3 D DyPLoT ステップ バイ ステップを構築する方法について説明します。まず、光のレイアウトが記述されます。次に、システムは校正、走査線 190 nm の蛍光ビーズを圧電 nanopositioner を最適化します。最後に、リアルタイム 3 D の追跡能力を示すためには、110 nm の蛍光ビーズが水で追跡されます。

固定粒子 (図 4) をスキャンと自由に拡散 110 nm 蛍光粒子追跡 (図 5) 上記のプロトコルを次に行った。同時にパーティクルの計算をする各ポイントでのスキャン位置を推定しながら圧電 nanopositioner と箱の光子を移動することによって粒子のスキャンを行ったでも強度 (図 4 a) の正方形で示し、推定位置 x...

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A Protocol for Real-time 3D Single Particle Tracking

建設と操業追跡ナノスケール蛍光ことができるリアルタイム 3 D 単一粒子追跡顕微鏡プローブ高拡散速度と低い光子カウント率をこのプロトコルの詳細

リアルタイム 3 D 単一粒子追跡のためのプロトコル

Real-time three-dimensional single particle tracking (RT-3D-SPT) has the potential to shed light on fast, 3D processes in cellular systems. Although ...

a-protocol-for-real-time-3d-single-particle-tracking

Research

JoVE Journal

Bioengineering

14.8K ビュー.  Duke University. 建設と操業追跡ナノスケール蛍光ことができるリアルタイム 3 D 単一粒子追跡顕微鏡プローブ高拡散速度と低い光子カウント率をこのプロトコルの詳細

ビデオ: A Protocol for Real-time 3D Single Particle Tracking

A Simple Hanging Drop Cell Culture Protocol for Generation of 3D Spheroids

Studies of cell-cell cohesion and cell-substratum adhesion have historically been performed on monolayer cultures adherent to rigid substrates. Cells within a tissue, however, are typically encased within a closely packed tissue mass in which cells establish intimate connections with many near-neighbors and with extracellular matrix components. Accordingly, the chemical milieu and physical forces experienced by cells within a 3D tissue are fundamentally different than those experienced by cells grown in monolayer culture. This has been shown to markedly impact cellular morphology and signaling. Several methods have been devised to generate 3D cell cultures including encapsulation of cells in collagen gels1or in biomaterial scaffolds2. Such methods, while useful, do not recapitulate the intimate direct cell-cell adhesion architecture found in normal tissues. Rather, they more closely approximate culture systems in which single cells are loosely dispersed within a 3D meshwork of ECM products. Here, we describe a simple method in which cells are placed in hanging drop culture and incubated under physiological conditions until they form true 3D spheroids in which cells are in direct contact with each other and with extracellular matrix components. The method requires no specialized equipment and can be adapted to include addition of any biological agent in very small quantities that may be of interest in elucidating effects on cell-cell or cell-ECM interaction. The method can also be used to co-culture two (or more) different cell populations so as to elucidate the role of cell-cell or cell-ECM interactions in specifying spatial relationships between cells. Cell-cell cohesion and cell-ECM adhesion are the cornerstones of studies of embryonic development, tumor-stromal cell interaction in malignant invasion, wound healing, and for applications to tissue engineering. This simple method will provide a means of generating tissue-like cellular aggregates for measurement of biomechanical properties or for molecular and biochemical analysis in a physiologically relevant model.

We describe a simple, rapid method of generating 3D tissue-like spheroids and their potential application to quantify differences in cell-cell interactions.

3D楕円体の生成のための簡単​​なハンギングドロップ細胞培養プロトコル

Studies of cell-cell cohesion and cell-substratum adhesion have historically been performed on monolayer cultures adherent to rigid substrates. Cells ...

生物工学

Longitudinal Measurement of Extracellular Matrix Rigidity in 3D Tumor Models Using Particle-tracking Microrheology

The mechanical microenvironment has been shown to act as a crucial regulator of tumor growth behavior and signaling, which is itself remodeled and modified as part of a set of complex, two-way mechanosensitive interactions. While the development of biologically-relevant 3D tumor models have facilitated mechanistic studies on the impact of matrix rheology on tumor growth, the inverse problem of mapping changes in the mechanical environment induced by tumors remains challenging. Here, we describe the implementation of particle-tracking microrheology (PTM) in conjunction with 3D models of pancreatic cancer as part of a robust and viable approach for longitudinally monitoring physical changes in the tumor microenvironment, in situ. The methodology described here integrates a system of preparing in vitro 3D models embedded in a model extracellular matrix (ECM) scaffold of Type I collagen with fluorescently labeled probes uniformly distributed for position- and time-dependent microrheology measurements throughout the specimen. In vitro tumors are plated and probed in parallel conditions using multiwell imaging plates. Drawing on established methods, videos of tracer probe movements are transformed via the Generalized Stokes Einstein Relation (GSER) to report the complex frequency-dependent viscoelastic shear modulus, G*(&#969;). Because this approach is imaging-based, mechanical characterization is also mapped onto large transmitted-light spatial fields to simultaneously report qualitative changes in 3D tumor size and phenotype. Representative results showing contrasting mechanical response in sub-regions associated with localized invasion-induced matrix degradation as well as system calibration, validation data are presented. Undesirable outcomes from common experimental errors and troubleshooting of these issues are also presented. The 96-well 3D culture plating format implemented in this protocol is conducive to correlation of microrheology measurements with therapeutic screening assays or molecular imaging to gain new insights into impact of treatments or biochemical stimuli on the mechanical microenvironment.

Particle-tracking microrheology can be used to non-destructively quantify and spatially map changes in extracellular matrix mechanical properties in 3D tumor models.

粒子追跡マイクロレオロジーを用いて3次元腫瘍モデルにおける細胞外マトリックス剛性の縦測定

The mechanical microenvironment has been shown to act as a crucial regulator of tumor growth behavior and signaling, which is itself remodeled and ...

3D Orbital Tracking in a Modified Two-photon Microscope: An Application to the Tracking of Intracellular Vesicles

The objective of this video protocol is to discuss how to perform and analyze a three-dimensional fluorescent orbital particle tracking experiment using a modified two-photon microscope1. As opposed to conventional approaches (raster scan or wide field based on a stack of frames), the 3D orbital tracking allows to localize and follow with a high spatial (10 nm accuracy) and temporal resolution (50 Hz frequency response) the 3D displacement of a moving fluorescent particle on length-scales of hundreds of microns2. The method is based on a feedback algorithm that controls the hardware of a two-photon laser scanning microscope in order to perform a circular orbit around the object to be tracked: the feedback mechanism will maintain the fluorescent object in the center by controlling the displacement of the scanning beam3-5. To demonstrate the advantages of this technique, we followed a fast moving organelle, the lysosome, within a living cell6,7. Cells were plated according to standard protocols, and stained using a commercially lysosome dye. We discuss briefly the hardware configuration and in more detail the control software, to perform a 3D orbital tracking experiment inside living cells. We discuss in detail the parameters required in order to control the scanning microscope and enable the motion of the beam in a closed orbit around the particle. We conclude by demonstrating how this method can be effectively used to track the fast motion of a labeled lysosome along microtubules in 3D within a live cell. Lysosomes can move with speeds in the range of 0.4-0.5 &#181;m/sec, typically displaying a directed motion along the microtubule network8.

In this video protocol we track - at high speed and in three dimensions - fluorescently labeled lysosomes within living cells, using the orbital tracking method in a modified two-photon microscope.

細胞内小胞の追跡への応用：変形二光子顕微鏡での3d軌道の追跡

The objective of this video protocol is to discuss how to perform and analyze a three-dimensional fluorescent orbital particle tracking experiment using a ...

Ordering Single Cells and Single Embryos in 3D Confinement: A New Device for High Content Screening

Biological cells are usually observed on flat (2D) surfaces. This condition is not physiological, and phenotypes and shapes are highly variable. Screening based on cells in such environments have therefore serious limitations: cell organelles show extreme phenotypes, cell morphologies and sizes are heterogeneous and/or specific cell organelles cannot be properly visualized. In addition, cells in vivo are located in a 3D environment; in this situation, cells show different phenotypes mainly because of their interaction with the surrounding extracellular matrix of the tissue. In order to standardize and generate order of single cells in a physiologically-relevant 3D environment for cell-based assays, we report here the microfabrication and applications of a device for in vitro 3D cell culture. This device consists of a 2D array of microcavities (typically 105 cavities/cm2), each filled with single cells or embryos. Cell position, shape, polarity and internal cell organization become then normalized showing a 3D architecture. We used replica molding to pattern an array of microcavities, &#8216;eggcups&#8217;, onto a thin polydimethylsiloxane (PDMS) layer adhered on a coverslip. Cavities were covered with fibronectin to facilitate adhesion. Cells were inserted by centrifugation. Filling percentage was optimized for each system allowing up to 80%. Cells and embryos viability was confirmed. We applied this methodology for the visualization of cellular organelles, such as nucleus and Golgi apparatus, and to study active processes, such as the closure of the cytokinetic ring during cell mitosis. This device allowed the identification of new features, such as periodic accumulations and inhomogeneities of myosin and actin during the cytokinetic ring closure and compacted phenotypes for Golgi and nucleus alignment. We characterized the method for mammalian cells, fission yeast, budding yeast, C. elegans with specific adaptation in each case. Finally, the characteristics of this device make it particularly interesting for drug screening assays and personalized medicine.

We report a device and a new method to study cells and embryos. Single cells are precisely ordered in microcavity arrays. Their 3D confinement is a step towards 3D environments encountered in physiological conditions and allows organelle orientation. By controlling cell shape, this setup minimizes variability reported in standard assays.

シングルセルおよび3D閉じ込めにおける単一胚を注文：ハイコンテントスクリーニングのための新しいデバイスを

Biological cells are usually observed on flat (2D) surfaces. This condition is not physiological, and phenotypes and shapes are highly variable. Screening ...

In Situ Mapping of the Mechanical Properties of Biofilms by Particle-tracking Microrheology

Bacterial cells are able to form surface-attached biofilm communities known as biofilms by encasing themselves in extracellular polymeric substances (EPS). The EPS serves as a physical and protective scaffold that houses the bacterial cells and consists of a variety of materials that includes proteins, exopolysaccharides and DNA. The composition of the EPS may change, which remodels the mechanic properties of the biofilm to further develop or support alternative biofilm structures, such as streamers, as a response to environmental cues. Despite this, there are little quantitative descriptions on how EPS components contribute to the mechanical properties and function of biofilms. Rheology, the study of the flow of matter, is of particular relevance to biofilms as many biofilms grow in flow conditions and are constantly exposed to shear stress. It also provides measurement and insight on the spreading of the biofilm on a surface. Here, particle-tracking microrheology is used to examine the viscoelasticity and effective crosslinking roles of different matrix components in various parts of the biofilm during development. This approach allows researchers to measure mechanic properties of biofilms at the micro-scale, which might provide useful information for controlling and engineering biofilms.

In Situ Mapping of the Mechanical Properties of Biofilms by Particle-tracking Microrheology

Particle-tracking microrheology investigates the viscoelasticity of materials. Here, the technique is used to determine the viscoelasticity, creep compliance and effective crosslinking roles of different matrix components of a bacterial biofilm. The matrix consists of polymeric substances secreted by the bacteria and its components determine biofilm structure and mechanical properties.

粒子追跡マイクロレオロジーによりバイオフィルムの機械的特性のその場でのマッピング

Bacterial cells are able to form surface-attached biofilm communities known as biofilms by encasing themselves in extracellular polymeric substances ...

Real Time Monitoring of Intracellular Bile Acid Dynamics Using a Genetically Encoded FRET-based Bile Acid Sensor

F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET) has become a powerful tool for monitoring protein folding, interaction and localization in single cells. Biosensors relying on the principle of FRET have enabled real-time visualization of subcellular signaling events in live cells with high temporal and spatial resolution. Here, we describe the application of a genetically encoded Bile Acid Sensor (BAS) that consists of two fluorophores fused to the farnesoid X receptor ligand binding domain (FXR-LBD), thereby forming a bile acid sensor that can be activated by a large number of bile acids species and other (synthetic) FXR ligands. This sensor can be targeted to different cellular compartments including the nucleus (NucleoBAS) and cytosol (CytoBAS) to measure bile acid concentrations locally. It allows rapid and simple quantitation of cellular bile acid influx, efflux and subcellular distribution of endogenous bile acids without the need for labeling with fluorescent tags or radionuclei. Furthermore, the BAS FRET sensors can be useful for monitoring FXR ligand binding. Finally, we show that this FRET biosensor can be combined with imaging of other spectrally distinct fluorophores. This allows for combined analysis of intracellular bile acid dynamics and i) localization and/or abundance of proteins of interest, or ii) intracellular signaling in a single cell.

We provide a detailed protocol to study bile acid dynamics in living cells using a genetically encoded BAS FRET sensor. This Bile Acid Sensor represents a unique tool to study (regulation of) bile acid transport and FXR activation in a wide range of cell types.

遺伝的にコードされたFRETベースの胆汁酸センサを用いた細胞内胆汁酸動態のリアルタイムモニタリング

F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET) has become a powerful tool for monitoring protein folding, interaction and localization in single cells. ...

Micropatterning and Assembly of 3D Microvessels

In vitro platforms to study endothelial cells and vascular biology are largely limited to 2D endothelial cell culture, flow chambers with polymer or glass based substrates, and hydrogel-based tube formation assays. These assays, while informative, do not recapitulate lumen geometry, proper extracellular matrix, and multi-cellular proximity, which play key roles in modulating vascular function. This manuscript describes an injection molding method to generate engineered vessels with diameters on the order of 100 &#181;m. Microvessels are fabricated by seeding endothelial cells in a microfluidic channel embedded within a native type I collagen hydrogel. By incorporating parenchymal cells within the collagen matrix prior to channel formation, specific tissue microenvironments can be modeled and studied. Additional modulations of hydrodynamic properties and media composition allow for control of complex vascular function within the desired microenvironment. This platform allows for the study of perivascular cell recruitment, blood-endothelium interactions, flow response, and tissue-microvascular interactions. Engineered microvessels offer the ability to isolate the influence from individual components of a vascular niche and precisely control its chemical, mechanical, and biological properties to study vascular biology in both health and disease.

This manuscript presents an injection molding method to engineer microvessels that recapitulate physiological properties of endothelium. The microfluidic-based process creates patent 3D vascular networks with tailorable conditions, such as flow, cellular composition, geometry, and biochemical gradients. The fabrication process and examples of potential applications are described.

微細と3D微小血管の組立

In vitro platforms to study endothelial cells and vascular biology are largely limited to 2D endothelial cell culture, flow chambers with polymer or glass ...

Bioprinting of Cartilage and Skin Tissue Analogs Utilizing a Novel Passive Mixing Unit Technique for Bioink Precellularization

Bioprinting is a powerful technique for the rapid and reproducible fabrication of constructs for tissue engineering applications. In this study, both cartilage and skin analogs were fabricated after bioink pre-cellularization utilizing a novel passive mixing unit technique. This technique was developed with the aim to simplify the steps involved in the mixing of a cell suspension into a highly viscous bioink. The resolution of filaments deposited through bioprinting necessitates the assurance of uniformity in cell distribution prior to printing to avoid the deposition of regions without cells or retention of large cell clumps that can clog the needle. We demonstrate the ability to rapidly blend a cell suspension with a bioink prior to bioprinting of both cartilage and skin analogs. Both tissue analogs could be cultured for up to 4 weeks. Histological analysis demonstrated both cell viability and deposition of tissue specific extracellular matrix (ECM) markers such as glycosaminoglycans (GAGs) and collagen I respectively.

Cartilage and skin analogs were bioprinted using a nanocellulose-alginate based bioink. The bioinks were cellularized prior to printing via a single step passive mixing unit. The constructs were demonstrated to be uniformly cellularized, have high viability, and exhibit favorable markers of differentiation.

軟骨と皮膚組織類縁ミキシング ユニット Bioink Precellularization の小説のパッシブ バイオプリンティング

Bioprinting is a powerful technique for the rapid and reproducible fabrication of constructs for tissue engineering applications. In this study, both ...

In Situ Microscopy for Real-time Determination of Single-cell Morphology in Bioprocesses

In situ monitoring in microbial bioprocesses is mostly restricted to chemical and physical properties of the medium (e.g.,pH value and the dissolved oxygen concentration). Nevertheless, the morphology of cells can be a suitable indicator for optimal conditions, since it changes with dependence on the growth state, product accumulation and cell stress. Furthermore, the single-cell size distribution provides not only information about the cultivation conditions, but also about the population heterogeneity. To gain such information, a photo-optical in situ microscopy device1 was developed to enable the monitoring of the single-cell size distribution directly in the cell suspension in bioreactors. An automated image analysis is coupled to the microscopy based on a neural network model, which is trained with user-annotated images. Several parameters, which are gained from the captures of the microscope, are correlated to process relevant features of the cells, like their metabolic activity. Until now, the presented in situ microscopy probe series was applied to measure the pellet size in filamentous fungi suspensions. It was used to distinguish the single-cell size in microalgae cultivation and relate it to lipid accumulation. The shape of cellular particles was related to budding in yeast cultures. The microscopy analysis can be generally split into three steps: (i) image acquisition, (ii) particle identification, and (iii) data analysis, respectively. All steps have to be adapted to the organism, and therefore specific annotated information is required in order to achieve reliable results. The ability to monitor changes in cell morphology directly in line or on line (in a by-pass) enables real-time values for monitoring and control, in process development as well as in production scale. If the off line data correlates with the real-time data, the current tedious off line measurements with unknown influences on the cell size become needless.

In Situ Microscopy for Real-time Determination of Single-cell Morphology in Bioprocesses

A photo-optical in situ microscopy device was developed to monitor the size of single cells directly in the cell suspension. The real-time measurement is conducted by coupling the photo-optical sterilizable probe to an automated image analysis. Morphological changes appear with dependence on the growth state and cultivation conditions.

イン・シトゥバイオプロセスにおける単細胞形態のリアルタイム測定のための顕微鏡検査

In situ monitoring in microbial bioprocesses is mostly restricted to chemical and physical properties of the medium (e.g.,pH value and the dissolved ...

Manufacturing of a Nafion-coated, Reduced Graphene Oxide/Polyaniline Chemiresistive Sensor to Monitor pH in Real-time During Microbial Fermentation

Here, we report the engineering of a solid-state micro pH sensor based on polyaniline-functionalized, electrochemically reduced graphene oxide (ERGO-PA). Electrochemically reduced graphene oxide acts as the conducting layer and polyaniline acts as a pH-sensitive layer. The pH-dependent conductivity of polyaniline occurs by doping of holes during protonation and by the dedoping of holes during deprotonation. We found that an ERGO-PA solid-state electrode was not functional as such in fermentation processes. The electrochemically active species that the bacteria produce during the fermentation process interfere with the electrode response. We successfully applied Nafion as a proton-conducting layer over ERGO-PA. The Nafion-coated electrodes (ERGO-PA-NA) show a good sensitivity of 1.71 &#937;/pH (pH 4 - 9) for chemiresistive sensor measurements. We tested the ERGO-PA-NA electrode in real-time in the fermentation of Lactococcus lactis. During the growth of L. lactis, the pH of the medium changed from pH 7.2 to pH 4.8 and the resistance of the ERGO-PA-NA solid-state electrode changed from 294.5 &#937; to 288.6 &#937; (5.9 &#937; per 2.4 pH unit). The pH response of the ERGO-PA-NA electrode compared with the response of a conventional glass-based pH electrode shows that reference-less solid-state microsensor arrays operate successfully in a microbiological fermentation.

Here, we report the protocol for the fabrication of a Nafion-coated, polyaniline-functionalized, electrochemically reduced graphene oxide chemiresistive micro pH sensor. This chemiresistor-based, solid-state micro pH sensor can detect pH changes in real-time during a Lactococcus lactis fermentation process.

ナフィオン被覆の製造、削減グラフェン酸化物/ポリアニリン Chemiresistive 微生物発酵中にリアルタイムでモニター ph センサー

Here, we report the engineering of a solid-state micro pH sensor based on polyaniline-functionalized, electrochemically reduced graphene oxide (ERGO-PA). ...

リアルタイム 3 D 単一粒子追跡のためのプロトコル

要約

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3D楕円体の生成のための簡単なハンギングドロップ細胞培養プロトコル

粒子追跡マイクロレオロジーを用いて3次元腫瘍モデルにおける細胞外マトリックス剛性の縦測定

細胞内小胞の追跡への応用：変形二光子顕微鏡での3d軌道の追跡

シングルセルおよび3D閉じ込めにおける単一胚を注文：ハイコンテントスクリーニングのための新しいデバイスを

粒子追跡マイクロレオロジーによりバイオフィルムの機械的特性のその場でのマッピング

遺伝的にコードされたFRETベースの胆汁酸センサを用いた細胞内胆汁酸動態のリアルタイムモニタリング

微細と3D微小血管の組立

軟骨と皮膚組織類縁ミキシングユニット Bioink Precellularization の小説のパッシブバイオプリンティング

イン・シトゥバイオプロセスにおける単細胞形態のリアルタイム測定のための顕微鏡検査

ナフィオン被覆の製造、削減グラフェン酸化物/ポリアニリン Chemiresistive 微生物発酵中にリアルタイムでモニター ph センサー

リアルタイム 3 D 単一粒子追跡のためのプロトコル

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粒子追跡マイクロレオロジーを用いて3次元腫瘍モデルにおける細胞外マトリックス剛性の縦測定

細胞内小胞の追跡への応用：変形二光子顕微鏡での3d軌道の追跡

シングルセルおよび3D閉じ込めにおける単一胚を注文：ハイコンテントスクリーニングのための新しいデバイスを

粒子追跡マイクロレオロジーによりバイオフィルムの機械的特性のその場でのマッピング

遺伝的にコードされたFRETベースの胆汁酸センサを用いた細胞内胆汁酸動態のリアルタイムモニタリング

微細と3D微小血管の組立

軟骨と皮膚組織類縁ミキシング ユニット Bioink Precellularization の小説のパッシブ バイオプリンティング

イン・シトゥバイオプロセスにおける単細胞形態のリアルタイム測定のための顕微鏡検査

ナフィオン被覆の製造、削減グラフェン酸化物/ポリアニリン Chemiresistive 微生物発酵中にリアルタイムでモニター ph センサー

3D楕円体の生成のための簡単なハンギングドロップ細胞培養プロトコル

軟骨と皮膚組織類縁ミキシングユニット Bioink Precellularization の小説のパッシブバイオプリンティング