우리는 유동세포계측법 코어를 사용하는 그의 지원을 위해 박사 빌 Cashdollar 감사하고 싶습니다.

<ol><li> 프로세스를 시작하기 전에 다음 항목 수집 및 준비에 필요 : <ol style="list-style-type:lower-roman;"><li> 얼음 </li><li> 단일 색상 컨트롤을 얼룩 얼룩을위한 세포 및 12 X 75mm 흐름 튜브 15 ML 원뿔 튜브. </li><li> 버퍼 얼룩 : 인산염은 버퍼 호수 (PBS) + 3% 소태아 혈청 (FCS) </li><li> Pipettes </li><li> FC 블록 (필요한 경우) 및 얼룩 항체. 항체가 최적의 얼룩을 위해 titrated해야합니다. </li><li> 보상 비즈 </li><li> 중지 버퍼 : 행크의 밸런스드 소금 솔루션 (HBSS) + 25 MM의 HEPES + 3% FCS </li><li> Trypan 파랑, hemocytometer </li><li> 셀 스트레이너 (40 μm의 나일론) </li><li> 컬렉션 튜브 : 컬렉션 튜브의 두 가지 유형을 사용할 수 있습니다) 12 X 75mm의 폴리스티렌 튜브 (300 μl FCS 25 MM HEPES를 포함) 또는 b) 15 ML 원뿔 튜브 (1 ML FCS + 25 MM의 HEPES를 포함). 높은 혈청 농도가 가진 풍부한 매체 정렬 세포의 수집에 사용될 수 있습니다. </li></ol></li><li> 시작 세포 인구의 단일 세포 현탁액를 생성합니다. </li><li> 선택 사항 : 보완 고갈이나 자기 정렬과 같은 대량 정화 방법으로 원하는 세포 인구 더욱 돋보이게합니다. 농축 단계의 주요 장점은 그것이 정렬 시간을 단축한다는 것입니다. </li><li> 버퍼 얼룩과 함께 한 세포를 씻으십시오. </li><li> 뜨는을 취소하고 효율적인 얼룩 50 X 10 6 농도에서 버퍼를 얼룩의 세포를 resuspend. </li><li> 옵션 : FcR 높은 수준을 표현 세포 들어, 적절한 차단 방법을 사용하여 수용체를 차단합니다. 선택 방법은 10-15 분 얼음 FcγR에 바인딩 mAb를 사용하는 것입니다. 이러한 항체는 상업적으로 사용할 수 있습니다. </li><li> 원하는 세포 인구를 얼룩 및 얼룩 버퍼 두 세척 다음 어둠 속에 얼음에 20-30 분에 대한 부화 적절한 mAb를 (미리 정해진 농도에서) 추가합니다. 옵션 : 같은 propidium 요오드화물의 같은 중요한 염료와 스테 이닝, 죽은 세포를 (5) 분별에 포함될 수 있습니다. 멀티 컬러 얼룩이 사용하는 경우, 단일 색상 컨트롤이 필요합니다. 우리는 제조 업체의 프로토콜을 사용하여 단일 색상 컨트롤을 준비하는 BD의 CompBeads를 사용합니다. </li><li> 직접 복합 항체를 사용하지 않을 경우 해당 보조 항체 또는 Streptavidin의 공액를 사용하여 7 단계를 반복합니다. </li><li> 세척 후, 배지에 세포를 resuspend 등 Trypan 파랑과 같은 중요한 염료를 사용하여 세포 농도를 결정한다. </li><li> 15-20에 세포 농도를 조절 X 10 6 / ML. 정렬하는 동안 악기를 방해할 수있는 양식 클러스터, 스트레이너를 통해 세포를 필터링 세포 집단하십시오. </li><li> 설정 및 세포 분류기을 최적화합니다. 흐름 cytometer를 설정하는 과정은 생산에 따라 다양하고 적절하게 훈련받은 요원에 의해 수행되어야합니다. 일반적인 권장 사항은 다음과 같습니다 : <ol style="list-style-type:lower-roman;"><li> 정렬하는 세포 종류에 따라 적절한 노즐을 선택합니다. </li><li> 무균 종류 들어, 악기를 소독. </li><li> 레이저가 작동 확인 비즈와 계측기 품질 관리를 수행하고 정확하게 정렬합니다. </li><li> 필요한 컬렉션 장치를 설치하고 측면 스트림을 설정합니다. </li><li> (우리 BD 외과 아리아 세 레이저를 가지고 있으며 최대 9 색상으로 검색할 수 있습니다) 사용할 수있는 형광 레이블을 결정하는 설정 악기의 레이저와 검출기보세요. </li><li> 일단 그것이 형광 라벨이 세포 분류기에서 사용될 어떤 결정, 보상 (아래 설명)을 수행할 수 있습니다. </li></ol></li><li> 대조군 샘플 및 단일 긍정적인 컨트롤을 사용하여 보정을 수행합니다. 보상은 두 감지기 사이의 스펙트럼의 중복을 제거하는 것이 필요합니다. 그것은 보상 증거가 바보되지 않습니다에 관련되고 부정적인 방법을 밝게 특정 마커 얼룩, 그리고 희미한과 부정적인 인구 사이에 가난한 해상도로 이어질 수 낮은 autofluorescence를 세포의 형광에 의해 영향을받습니다. 최상의 결과를 얻으려면, 실험 설계는 낮은 표현이 있거나 알려진 얼룩 패턴을 가지고 있지 않다는 걸 마커와 밝은 fluorochromes를 사용하여 포함해야합니다. 세포 인구와 높은 표현 사이 좋은 분리를 제공합니다 마커 빨간색이나 보라색 레이저에 의해 흥분 사람 같은 이합체의 fluorochromes와 함께 사용해야합니다. <ol style="list-style-type:lower-roman;"><li> 보상은 카파 라이트 마우스 IG의 사슬, 쥐 또는 쥐 / 햄스터를 특정 항체에 결합되었습니다 폴리스티렌 microparticles 아르 보상 비즈와 함께 수행할 수 있습니다. 구슬은 얼룩 강력한 신호를 가지고 실험 샘플과 같은 형광단을 가지고 하나의 스테인드 컨트롤을 준비 쉬운 방법을 제공하기 쉽습니다. </li><li> 에 대한 앞으로 분산형 (FSC)와 사이드 분산형 (SSC), 하나의 히스토그램을 표시하는 bivariate 음모를 포함하는 템플릿을 설정사용 각 fluorochrome. </li><li> 부정적인 제어 튜브를 실행하고 전달 분산형 (FSC)와 규모에 대한 관심의 인구를 배치 사이드 흩어 (SSC)를 조정할 수 있습니다. </li><li> 히스토그램의 맨 왼쪽 부분에있는 부정적인 인구 또는 autofluorescence를 배치하기 위해 형광 PMT 설정을 조정합니다. </li><li> 부정적인 제어 튜브를 기록합니다. </li><li> 단일 긍정적인 제어 튜브를 실행하고 각각의 튜브에 대한 데이터를 기록합니다. </li><li> 히스토그램에있는 데이터의 긍정적인 부분, 그리고 히스토그램의 부정 부분에있는 다른 간격 게이트 주변 간격 게이트를 그리십시오. </li><li> 수동 보상은 조정을 통해 이루어집니다 평균은 제외의 평균과 같다 때까지 탐지 (중앙값 로그 규모 평균보다 중심 경향의 좋은 견적입니다.) 이것은 실험에 사용된 fluorochrome 레이블의 각각에 대해 수행되어야합니다. </li><li> 평균을 조정하려면, 각 높거나 낮은 각 형광 매개 변수와 일치를위한 medians 때까지으로 밀접하게 가능한 스펙트럼 오버랩 값을 조정합니다. </li><li> 보상은 또한 분석 소프트웨어와 함께 자동으로 수행할 수 있습니다. 자동 보정 실험에 사용된 모든 fluorophores에 대한 대수 행렬을 계산 보상 컨트롤에서 기록된 데이터를 사용합니다. 이 값은 기본 색상의 검출기에 출혈이있는 이외의 원색의 기여를 빼야하는 데 사용됩니다. </li></ol></li><li> 정렬에 대한 실험 샘플을 기록하고 관심의 인구를 정​​의하는 게이팅 도구 및 subsetting 방법을 사용합니다. <ol style="list-style-type:lower-roman;"><li> FSC 대 SSC를 표시하고 게이트 관심의 인구를 게이팅 도구, 다각형, 사각형, 간격 또는 사분면을 사용하여 도트 플롯과 실험 템플릿을 설정합니다. 스캐터 줄거리는 세포 유형으로 구분됩니다 세포의 물리적 특성을 표시합니다. </li><li> 형광 게이팅 전략을 결정하는 가장 좋은 방법은 형광 빼기 1 (FMO) 컨트롤을 사용하는 것입니다. FMO 제어 관에는 실험에서 사용되는 모든 시약은 관심의 한 제외한 포함되어 있습니다. FMO는 dimly 스테인드 인구 및 광범위한 부정적인 인구 구별하는 데 도움이됩니다. </li><li> 실험 튜브 내에 문을 배치 위치를 결정하는 FMO 튜브에서 기록된 데이터를 사용합니다. </li></ol></li><li> 일단 빌 게이츠가 결정되었습니다, 게이츠는 외부 수집 튜브로 정렬을 선택하실 수 있습니다. 최대 네 개까지 게이츠 (또는 집단)에이 사용할 수있는 장비에 따라 한번에 정렬할 수 있습니다. </li><li> 4 실험 시료 튜브를 실행 ° C는 편향 접시를 설정하고, 샘플을 정렬합니다. 5 X 10 5 -1.5 X 10 6 세포는 12 X 75mm 튜브 및 1.5으로 정렬할 수 있습니다 X 10 6-4.5 X 10 6 세포가 15 ML 원뿔로 정렬할 수 있습니다. </li><li> 세포의 필요한 번호가 획득되면, 수동으로 정렬 중지합니다. </li><li> 정렬 세포 인구의 순도를 결정하는 포스트 정렬 분석을 수행합니다. </li></ol> 대표 결과 우리는 여기서 마우스 지라 B와 CD4 T의 셀 정렬 (그림 1)에 대한 결과를 표시합니다. Splenocytes는 PE 텍사스 레드 - 복합 백신 마우스 B220, FITC - 복합 백신 마우스 TCRβ 및 B 세포 (B220 + TCRβ -)과 CD4 T 세포 (CD4 + TCRβ +를 식별하는 CD4 방지 마우스 Alexafluor - 700 - 복합 물들일되었습니다 ). 정렬은 BD 외과 아리아 악기와 함께 연주했다. B 세포의 순결을 정렬 후&gt; 97% 및 CD4 T 세포의 순도는&gt; 98%였습니다. <img src="/files/ftp_upload/1546/1546fig1.jpg" alt="그림 1" /> 그림 1. 지라 B 세포와 CD4의 순도는 외과 후에 세포를 T. 마우스 splenocytes이 방지 마우스 B220, TCRβ 및 CD4 항체 물들일되었습니다. B 세포에 대한 외과는 B220에 게이팅하여 BD 외과 아리아를 사용하여 수행되었습니다 + TCRβ - 세포 (그림 1A, 왼쪽 패널, 오른쪽 아래 사분면). 게시물 정렬 분석은 B 세포 (그림 1A, 오른쪽 패널)의 순도를 결정하기 위해 수행되었다. B220 얼룩은 Y 축에 대한 X 축 및 TCRβ의 얼룩에 표시됩니다. CD4 T 세포에 대한 외과가에 게이팅하여 동일한 흐름 cytometer를 사용하여 수행되었습니다 TCRβ + CD4 + 세포 (그림의 1B, 왼쪽 패널, 오른쪽 사분면). 게시물 정렬 분석 CD4의 T 세포 (그림의 1B, 오른쪽 패널)의 순도를 결정하기 위해 수행되었다. TCRβ 얼룩은 X 축 및 Y 축에 얼룩 CD4에 표시됩니다. 각 사분면에있는 %가 긍정적인 세포가 표시됩니다. <!--<img src="/files/ftp_upload/1546/1546fig2.jpg" alt="그림 2" /> 그림 2. 지라 CD4의 순도는 외과 후 T 세포. Murine 지라 T 세포는 B 세포에 의해 패닝의 제거에 의해 풍부하게되었다. 그 후, 세포는 안티 - 마우스 TCRβ 및 CD4 항체 (왼쪽 패널)와 스테인드되었습니다. 외과는 TCRβ + CD4 + 세포의 게이팅하여 BD 외과 아리아를 사용하여 수행되었다 (왼쪽 패널에서, 오른쪽 상단에 quadr개미). 게시물 정렬 분석 이상 99% (오른쪽 패널)가 T 세포의 순도를 결정하기 위해 수행되었다. TCRβ 얼룩은 X 축 및 Y 축에 얼룩 CD4에 표시됩니다. 각 사분면에있는 %가 긍정적인 세포가 표시됩니다. -&gt;

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외과는 정렬 인구의 매우 고순도 (95-100%)가 얻을 수있는 관심의 세포 인구를 정​​화에 대한 매우 복잡한 기술입니다. 따라서이 기술은 고순도가 필수 요건 (예 : microarray 분석)입니다 실험을 위해 특히 중요합니다. 둘 이상의 인구가 동일한 표면 마커의 표현의 다른 수준을 보유하고있는 정화해야 할 때 셀 인구가 매주 표현 표면 마커를 기반으로 정화해야하거나 외과는 정화의 다른 가능한 방법을 통해 특히 유리합니다. 예를 들어, 한계 영역의 정화 B 세포 (B220 + CD21 CD23 안녕 INT / 낮은)과 follicular B 세포 (B220 + CD21 INT ​​/ 낮은 CD23 안녕하세요) CD21과 CD23의 표현 수준에 따라. 외과의 또 다른 성장 응용 프로그램이 개별 세포의 분석 (3, 4)를 허용하는 단세포 정렬됩니다. 외과는 일반적으로 같은 녹색 형광 단백질 단백질 태그 (5)와 같은 유전자 표현 형광 단백질을 표현 정렬 전지하는 데 사용됩니다. 멸균 정렬이 수행되면 세포는 교양 수 있습니다. 그러나, 세포 생존 능력과 생산량은 정렬하는 동안 손상된 수 있습니다. 생존은 정렬을위한 셀 - 종속 최적의 온도를 사용하여 그들이 용량에 도달 후 즉시 수집 튜브를 처리하여 향상시킬 수 있습니다. 복구는 폴리 프로필렌 수집 튜브를 사용하여 일시적으로 혈청 리치 미디어와 반전 수집 튜브의 정렬 세포를 수집, 최적의 온도에서 수집 튜브를 유지하고 ~ 10 분 (http://cyto.mednet.ucla.edu에 대한 정렬 세포를 centrifuging 증가 수 있습니다 / Protocol.htm). 매우 고속 sorters의 개발은 임상 설정에서 유동 정렬의 응용의 가능성을 확장하고 있습니다. 외과의 가능성 임상 응용은 인간의 정자와 초기 질병 탐지 (6, 7) 정렬 치료 목적, 암 치료에 응용 프로그램, amniocentesis 교체에 대한 인간의 혈액에서 혈액 줄기 세포의 정화를 포함합니다. 여러 가지 빛깔의 얼룩의 경우, 항체 선택은 중요한 단계이며 fluorochromes는 각 특정 악기에 대한 검색 시스템에 따라 선택됩니다. 사용자의 요구에 따라 셀 sorters 및 레이저 구성 다릅니다를 판매 회사의 전화 번호가 있습니다. 따라서 하나는 단순히 호환성을 확인하지 않고 출판 연구에서 사용되는 동일한 항체를 사용할 수 없습니다. 최적의 항체의 선택을 위해, 하나는 검사되는 단백질의 표현 수준을 고려해야합니다. 희미한 fluorochromes가 높은 표현 표면 마커 (8)의 얼룩 사용할 수 있지만 일반적으로 밝은 가능한 fluorochrome - 태그 항체는 dimly 표현 표면 마커를 얼룩하는 데 사용해야합니다. 또한, 항체가 자신의 방출 스펙트럼 간의 중복과 같은 방법으로 선택해야하는 것은 최소화합니다. 여러 가지 빛깔의 얼룩의 경우, 그것은 아무 스펙트럼 중복이 없다는 fluorochrome 선택하는 매우 어렵습니다. 이 상황에서 보정이 수행됩니다. 보상은 수학적 감지기 (8-10)에 의해 measureable있는 다양한 fluorochromes의 배출 스펙트럼 사이의 형광 중복을 제거하는 것이 필요합니다. 즉, 하나 fluorochrome에서 형광 중복은 다른 fluorochrome의 배출 스펙트럼에서 빼서 수 있습니다. 보상 계산은 여러 가지 빛깔의의 얼룩 (9, 10)에 사용되는 각 fluorochrome에 대한 흠없는 제어 및 단일 긍정적인 컨트롤을 필요로합니다. 보상은 세포 또는 구슬을 사용하여 진행하실 수 있습니다. 구슬은 얼룩 강력한 신호를 가지고 실험 샘플과 같은 fluorophores을 가지고 하나의 스테인드 컨트롤을 준비 쉬운 방법을 제공하기 쉽습니다. 보상 비즈 관심의 세포 인구가 초기 시작 셀 인구 제한 때 특히 관심의 세포 표면 단백질이 낮은 수준에 표현되었을 때 유리하고 있습니다. 항체가 선택되고 나면, 그들의 활동은 적정 분석을 수행하여 최적화해야합니다. 외과의 기계가 매우 강력한 레이저를 가지고있다면 이것은 특히 중요합니다. 얼룩 항체의 suboptimal 농도의 사용은 전체 세포 인구에서 원하는 세포 인구의 가난 분리 발생할 수 있습니다. 높은 항체 농도의 사용은 항원이 아닌 특정 얼룩에 대한 기회를 증가시킵니다. 따라서 항체 적정는 긍정적인 인구와 최소한의 배경 얼룩 (8)의 최대 밝기를 제공하는 항체 농도의 선택을하실 수 있습니다. 외과 이제 세포의 subpopulations의 정화를위한 표준 기술이다. 그것은 하나의 세포 현탁액이 생성되고 항체가 원하는 세포 인구를 식별하는 사용할 수있는 수있는 모든 세포 유형을 구분하는 데 사용할 수 있습니다. 외과는 선택의 방법입니다되면 Highly 순수한 세포 집단이 필요합니다.

purification of specific cell population by fluorescence activated cell sorting (facs)

실험 및 임상 연구는 종종 높은 세포 인구 투석을 필요로합니다. 외과 알려진 표현형의 세포 인구를 정​​화 선택의 기술입니다. 정화의 다른 일괄 방법 패닝, 보완 고갈과 자기 비드 분리를 포함합니다. 그러나, 외과는 다른 가능한 방법을 통해 몇 가지 장점이 있습니다. 외과는 대상 세포 인구가 차동 마커 밀도에 따라 분리를 필요로 식별 마커 매우 낮은 수준을 표현하거나 세포 인구 때, 원하는 인구의 매우 높은 순도가 요구하는 기본 방법입니다. 또한, 외과는 유전자 조작 형광 단백질 마커 같은 내부 얼룩이나 세포내 단백질의 표현에 따라 세포를 분리하는 유일한 가능한 정화 기술입니다. 외과 수 있도록 크기, 입도 및 형광에 따라 각각의 세포의 정화. 관심 세포를 정화하기 위해, 그들은 먼저 원하는 세포 인구 (1)에서 특정 표면 마커를 인식 찬란 - 태그 단클론 항체 (mAb), 물들일 수 있습니다. 흠없는 세포의 부정적인 선택도 가능합니다. 외과 정화는 용량과 적절한 소프트웨어를 정렬과 흐름 cytometer이 필요합니다. 외과 들어, 정지의 세포는 레이저의 앞에 하나의 세포를 포함하는 각각 방울의 스트림으로 전달됩니다. 형광 검출 시스템은 세포의 예정된 형광 매개 변수를 기반으로 관심이 세포를 감지합니다. 악기 관심 셀과 정전기 편향 시스템 적절한 수집 튜브 (2)에 부과 방울의 수집을 용이하게 들어있는 비말에 요금을 적용합니다. 얼룩함으로써 정렬의 성공은 식별 표지와 mAb의 선택의 선택에 크게 의존합니다. 정렬 매개 변수는 순도와 수율의 요구 사항에 따라 조정할 수 있습니다. 외과 전문 장비와 인력 훈련을 필요로하지만, 높은 세포 인구 정화의 고립을위한 최고의 방법입니다.

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Purification of Specific Cell Population by Fluorescence Activated Cell Sorting FACS

세포 집단의 생물 학적 및 화학적 분석을 필요로하는 많은 과학적인 연구를 위해 세포는 순도 높은 상태에 있어야합니다. 형광 활성 세포 정렬 (외과)는 순수한 세포 인구를 얻을 수있는 우수한 방법입니다.

형광 활성 세포 정렬 (외과)에 의해 특정 세포 인구의 정제

Experimental and clinical studies often require highly purified cell populations.  FACS is a technique of choice to purify cell populations of known ...

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Purification of Specific Cell Population by Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS)

72.5K 조회수.  BloodCenter of Wisconsin. 세포 집단의 생물 학적 및 화학적 분석을 필요로하는 많은 과학적인 연구를 위해 세포는 순도 높은 상태에 있어야합니다. 형광 활성 세포 정렬 (외과)는 순수한 세포 인구를 얻을 수있는 우수한 방법입니다.

비디오: Purification of Specific Cell Population by Fluorescence Activated Cell Sorting FACS

Depletion of Specific Cell Populations by Complement Depletion

The purification of immune cell populations is often required in order to study their unique functions. In particular, molecular approaches such as real-time PCR and microarray analysis require the isolation of cell populations with high purity. Commonly used purification strategies include fluorescent activated cell sorting (FACS), magnetic bead separation and complement depletion. Of the three strategies, complement depletion offers the advantages of being fast, inexpensive, gentle on the cells and a high cell yield. The complement system is composed of a large number of plasma proteins that when activated initiate a proteolytic cascade culminating in the formation of a membrane-attack complex that forms a pore on a cell surface resulting in cell death1. The classical pathway is activated by IgM and IgG antibodies and was first described as a mechanism for killing bacteria. With the generation of monoclonal antibodies (mAb), the complement cascade can be used to lyse any cell population in an antigen-specific manner. Depletion of cells by the complement cascade is achieved by the addition of complement fixing antigen-specific antibodies and rabbit complement to the starting cell population. The cells are incubated for one hour at 37&deg;C and the lysed cells are subsequently removed by two rounds of washing. MAb with a high efficiency for complement fixation typically deplete 95-100% of the targeted cell population. Depending on the purification strategy for the targeted cell population, complement depletion can be used for cell purification or for the enrichment of cell populations that then can be further purified by a subsequent method.

To effectively study the function of immune cell populations their purification is often required. Complement depletion is a fast and inexpensive technique for the isolation of immune cell populations with high purity.

보완 고갈에 의해 특정 세포 집단의 고갈

The purification of immune cell populations is often required in order to study their unique functions.  In particular, molecular approaches such as ...

연구

면역학 및 감염병학

Generation of Multivirus-specific T Cells to Prevent/treat Viral Infections after Allogeneic Hematopoietic Stem Cell Transplant

Viral infections cause morbidity and mortality in allogeneic hematopoietic stem cell transplant (HSCT) recipients. We and others have successfully generated and infused T-cells specific for Epstein Barr virus (EBV), cytomegalovirus (CMV) and Adenovirus (Adv) using monocytes and EBV-transformed lymphoblastoid cell (EBV-LCL) gene-modified with an adenovirus vector as antigen presenting cells (APCs). As few as 2x105/kg trivirus-specific cytotoxic T lymphocytes (CTL) proliferated by several logs after infusion and appeared to prevent and treat even severe viral disease resistant to other available therapies. The broader implementation of this encouraging approach is limited by high production costs, complexity of manufacture and the prolonged time (4-6 weeks for EBV-LCL generation, and 4-8 weeks for CTL manufacture &#x2013; total 10-14 weeks) for preparation. To overcome these limitations we have developed a new, GMP-compliant CTL production protocol. First, in place of adenovectors to stimulate T-cells we use dendritic cells (DCs) nucleofected with DNA plasmids encoding LMP2, EBNA1 and BZLF1 (EBV), Hexon and Penton (Adv), and pp65 and IE1 (CMV) as antigen-presenting cells. These APCs reactivate T cells specific for all the stimulating antigens. Second, culture of activated T-cells in the presence of IL-4 (1,000U/ml) and IL-7 (10ng/ml) increases and sustains the repertoire and frequency of specific T cells in our lines. Third, we have used a new, gas permeable culture device (G-Rex) that promotes the expansion and survival of large cell numbers after a single stimulation, thus removing the requirement for EBV-LCLs and reducing technician intervention. By implementing these changes we can now produce multispecific CTL targeting EBV, CMV, and Adv at a cost per 106 cells that is reduced by &gt;90%, and in just 10 days rather than 10 weeks using an approach that may be extended to additional protective viral antigens. Our FDA-approved approach should be of value for prophylactic and treatment applications for high risk allogeneic HSCT recipients.

A rapid, simple and cost-effective protocol for the generation of donor-derived multivirus-specific CTLs (rCTL) for infusion to allogeneic hematopoietic stem cell transplant (HSCT) recipients at risk of developing CMV, Adv or EBV infections. This manufacturing process is GMP-compliant and should ensure the broader implementation of T-cell immunotherapy beyond specialized centers.

Multivirus 특정 T 세포 생성 Allogeneic 조혈 줄기 세포 이식 후 바이러스 감염을 예방 / 치료

Viral infections cause morbidity and mortality in allogeneic hematopoietic stem cell transplant (HSCT) recipients. We and others have successfully ...

Fluorescence-activated Cell Sorting for Purification of Plasmacytoid Dendritic Cells from the Mouse Bone Marrow

Fluorescence-activated cell sorting (FACS) is a technique to purify specific cell populations based on phenotypes detected by flow cytometry. This method enables researchers to better understand the characteristics of a single cell population without the influence of other cells. Compared to other methods of cell enrichment, such as magnetic-activated cell sorting (MCS), FACS is more flexible and accurate for cell separation due to the ability of phenotype detection by flow cytometry. In addition, FACS is usually capable of separating multiple cell populations simultaneously, which improves the efficiency and diversity of experiments. Although FACS has some limitations, it has been broadly used to purify cells for functional studies in both in vitro and in vivo settings. Here we report a protocol using fluorescence-activated cell sorting to isolate a very rare population of immune cells, plasmacytoid dendritic cells (pDC), with high purity from the bone marrow of lupus-prone mice for in vitro functional studies of pDC.

We report a protocol using fluorescence-activated cell sorting to isolate plasmacytoid dendritic cells (pDC) with high purity from the bone marrow of lupus-prone mice for functional studies of pDC.

마우스 골수에서 형질 수지상 세포의 정화를위한 형광 활성화 셀 정렬

Fluorescence-activated cell sorting (FACS) is a technique to purify specific cell populations based on phenotypes detected by flow cytometry. This method ...

Generating De Novo Antigen-specific Human T Cell Receptors by Retroviral Transduction of Centric Hemichain

T cell receptors (TCRs) are used clinically to direct the specificity of T cells to target tumors as a promising modality of immunotherapy. Therefore, cloning TCRs specific for various tumor-associated antigens has been the goal of many studies. To elicit an effective T cell response, the TCR must recognize the target antigen with optimal affinity. However, cloning such TCRs has been a challenge and many available TCRs possess sub-optimal affinity for the cognate antigen. In this protocol, we describe a method of cloning de novo high affinity antigen-specific TCRs using existing TCRs by exploiting hemichain centricity. It is known that for some TCRs, each TCR&#945; or TCR&#946; hemichain do not contribute equally to antigen recognition, and the dominant hemichain is referred to as the centric hemichain. We have shown that by pairing the centric hemichain with counter-chains differing from the original counter-chain, we are able to maintain the antigen specificity, while modulating its interaction strength for the cognate antigen. Thus, the therapeutic potential of a given TCR can be improved by optimizing the pairing between the centric and counter hemichains.

Generating De Novo Antigen-specific Human T Cell Receptors by Retroviral Transduction of Centric Hemichain

Herein we describe a novel method to generate antigen-specific T cell receptors (TCRs) by pairing the TCR&#945; or TCR&#946; of an existing TCR, possessing the antigen-specificity of interest, with complementary hemichain of the peripheral T cell receptor repertoire. The de novo generated TCRs retain antigen-specificity with varying affinity.

생성<em&gt; 드 노보</em&gt; 중심 Hemichain의 레트로 바이러스 형질 도입에 의해 항원 특이 적 인간 T 세포 수용체

T cell receptors (TCRs) are used clinically to direct the specificity of T cells to target tumors as a promising modality of immunotherapy. Therefore, ...

Detection of Trypanosoma brucei Variant Surface Glycoprotein Switching by Magnetic Activated Cell Sorting and Flow Cytometry

Trypanosoma brucei, a protozoan parasite that causes both Human and Animal African Trypanosomiasis (known as sleeping sickness and nagana, respectively) cycles between a tsetse vector and a mammalian host. It evades the mammalian host immune system by periodically switching the dense, variant surface glycoprotein (VSG) that covers its surface. The detection of antigenic variation in Trypanosoma brucei can be both cumbersome and labor intensive. Here, we present a method for quantifying the number of parasites that have 'switched' to express a new VSG in a given population. The parasites are first stained with an antibody against the starting VSG, and then stained with a secondary antibody attached to a magnetic bead. Parasites expressing the starting VSG are then separated from the rest of the population by running the parasites over a column attached to a magnet. Parasites expressing the dominant, starting VSG are retained on the column, while the flow-through contains parasites that express a new VSG as well as some contaminants expressing the starting VSG. This flow-through population is stained again with a fluorescently labeled antibody against the starting VSG to label contaminants, and propidium iodide (PI), which labels dead cells. A known number of absolute counting beads that are visible by flow cytometry are added to the flow-through population. The ratio of beads to number of cells collected can then be used to extrapolate the number of cells in the entire sample. Flow cytometry is used to quantify the population of switchers by counting the number of PI negative cells that do not stain positively for the starting, dominant VSG. The proportion of switchers in the population can then be calculated using the flow cytometry data.

Detection of Trypanosoma brucei Variant Surface Glycoprotein Switching by Magnetic Activated Cell Sorting and Flow Cytometry

African trypanosomes grown in vitro undergo antigenic variation at a low rate, such that populations are made up of parasites expressing a dominant variant surface glycoprotein (VSG) type and a small population of "switched" variants. This protocol describes a fast method for detecting and quantifying these populations.

검출<em&gt; 트리파노소마 (Trypanosoma) brucei</em자기 활성 셀 정렬 및 유동 세포 계측법에 의해&gt; 변형 표면 당 단백질 전환

Trypanosoma brucei, a protozoan parasite that causes both Human and Animal African Trypanosomiasis (known as sleeping sickness and nagana, respectively) ...

Molecular Diffusion in Plasma Membranes of Primary Lymphocytes Measured by Fluorescence Correlation Spectroscopy

Fluorescence correlation spectroscopy (FCS) is a powerful technique for studying the diffusion of molecules within biological membranes with high spatial and temporal resolution. FCS can quantify the molecular concentration and diffusion coefficient of fluorescently labeled molecules in the cell membrane. This technique has the ability to explore the molecular diffusion characteristics of molecules in the plasma membrane of immune cells in steady state (i.e., without processes affecting the result during the actual measurement time). FCS is suitable for studying the diffusion of proteins that are expressed at levels typical for most endogenous proteins. Here, a straightforward and robust method to determine the diffusion rate of cell membrane proteins on primary lymphocytes is demonstrated. An effective way to perform measurements on antibody-stained live cells and commonly occurring observations after acquisition are described. The recent advancements in the development of photo-stable fluorescent dyes can be utilized by conjugating the antibodies of interest to appropriate dyes that do not bleach extensively during the measurements. Additionally, this allows for the detection of slowly diffusing entities, which is a common feature of proteins expressed in cell membranes. The analysis procedure to extract molecular concentration and diffusion parameters from the generated autocorrelation curves is highlighted. In summary, a basic protocol for FCS measurements is provided; it can be followed by immunologists with an understanding of confocal microscopy but with no other previous experience of techniques for measuring dynamic parameters, such as molecular diffusion rates.

A method to measure protein diffusion in membranes of primary immune cells using fluorescence correlation spectroscopy (FCS) is described. In this paper, the use of antibodies for fluorescent labeling is illustrated.

형광 상관 분광학에 의해 측정 된 차 림프구의 플라즈마 막 분자 확산

Fluorescence correlation spectroscopy (FCS) is a powerful technique for studying the diffusion of molecules within biological membranes with high spatial ...

Generation of Large Numbers of Myeloid Progenitors and Dendritic Cell Precursors from Murine Bone Marrow Using a Novel Cell Sorting Strategy

Cultures of monocyte-derived dendritic cells (moDC) generated from mouse bone marrow using Granulocyte-Macrophage Colony Stimulating Factor (GM-CSF) have recently been recognized to be more heterogeneous than previously appreciated. These cultures routinely contain moDC as well monocyte-derived macrophages (moMac), and even some less developed cells such as monocytes. The goal of this protocol is to provide a consistent method for identification and separation of the many cell types present in these cultures as they develop, so that their specific functions may be further investigated. The sorting strategy presented here separates cells first into four populations based on expression of Ly6C and CD115, both of which are expressed transiently by cells as they develop in GM-CSF-driven culture. These four populations include Common myeloid progenitors or CMP (Ly6C-, CD115-), granulocyte/macrophage progenitors or GMP (Ly6C+, CD115-), monocytes (Ly6C+, CD115+), and monocyte-derived macrophages or moMac (Ly6C-, CD115+). CD11c is also added to the sorting strategy to distinguish two populations within the Ly6C-, CD115- population: CMP (CD11c-) and moDC (CD11c+). Finally, two populations may be further distinguished within the Ly6C-, CD115+ population based on the level of MHC class II expression. MoMacs express lower levels of MHC class II, while a monocyte-derived DC precursor (moDP) expresses higher MHC class II. This method allows for the reliable isolation of several developmentally distinct populations in numbers sufficient for a variety of functional and developmental analyses. We highlight one such functional readout, the differential responses of these cell types to stimulation with Pathogen-Associated Molecular Patterns (PAMPs).

Here we provide a method for identifying and isolating large numbers of GM-CSF driven myeloid cells using high speed cell sorting. Five distinct populations (Common myeloid progenitors, granulocyte/macrophage progenitors, monocytes, monocyte-derived macrophages, and monocyte-derived DCs) can be identified based on Ly6C and CD115 expression.

골수성 창시자 및 정렬 전략 소설 셀을 사용 하 여 Murine 골에서 수지상 세포 선구자의 큰 숫자의 생성

Cultures of monocyte-derived dendritic cells (moDC) generated from mouse bone marrow using Granulocyte-Macrophage Colony Stimulating Factor (GM-CSF) have ...

In Vitro Canine Neutrophil Extracellular Trap Formation: Dynamic and Quantitative Analysis by Fluorescence Microscopy

In response to invading pathogens, neutrophils release neutrophil extracellular traps (NETs), which are extracellular networks of DNA decorated with histones and antimicrobial proteins. Excessive NET formation (NETosis) and citH3 release during sepsis is associated with multiple organ dysfunction and mortality in mice and humans but its implications in dogs are unknown. Herein, we describe a technique to isolate canine neutrophils from whole blood for observation and quantification of NETosis. Leukocyte-rich plasma, generated by dextran sedimentation, is separated by commercially available density gradient separation media and granulocytes collected for cell count and viability testing. To observe real-time NETosis in live neutrophils, cell permeant and cell impermeant fluorescent nucleic acid stains are added to neutrophils activated either by lipopolysaccharide (LPS) or phorbol 12-myristate 13-acetate (PMA). Changes in nuclear morphology and NET formation are observed over time by fluorescence microscopy. In vitro NETosis is further characterized by co-colocalization of cell-free DNA (cfDNA), myeloperoxidase (MPO) and citrullinated histone H3 (citH3) using a modified double-immunolabelling protocol. To objectively quantify NET formation and citH3 expression using fluorescence microscopy, NETs and citH3-positive cells are quantified in a blinded manner using available software. This technique is a specific assay to evaluate the in vitro capacity of canine neutrophils to undergo NETosis.

In Vitro Canine Neutrophil Extracellular Trap Formation: Dynamic and Quantitative Analysis by Fluorescence Microscopy

We describe methods to isolate canine neutrophils from whole blood and visualize NET formation in live neutrophils using fluorescence microscopy. Also described are protocols to quantify NET formation and citrullinated histone H3 (citH3) expression using immunofluorescence microscopy.

생체 외에서 형광 현미경 검사 법에 의해 개 호 중구 Extracellular 함정 형성: 역동적이 고 양적 분석

In response to invading pathogens, neutrophils release neutrophil extracellular traps (NETs), which are extracellular networks of DNA decorated with ...

Quantification of Efferocytosis by Single-cell Fluorescence Microscopy

Studying the regulation of efferocytosis requires methods that are able to accurately quantify the uptake of apoptotic cells and to probe the signaling and cellular processes that control efferocytosis. This quantification can be difficult to perform as apoptotic cells are often efferocytosed piecemeal, thus necessitating methods which can accurately delineate between the efferocytosed portion of an apoptotic target versus residual unengulfed cellular fragments. The approach outlined herein utilizes dual-labeling approaches to accurately quantify the dynamics of efferocytosis and efferocytic capacity of efferocytes such as macrophages. The cytosol of the apoptotic cell is labeled with a cell-tracking dye to enable monitoring of all apoptotic cell-derived materials, while surface biotinylation of the apoptotic cell allows for differentiation between internalized and non-internalized apoptotic cell fractions. The efferocytic capacity of efferocytes is determined by taking fluorescent images of live or fixed cells and quantifying the amount of bound versus internalized targets, as differentiated by streptavidin staining. This approach offers several advantages over methods such as flow cytometry, namely the accurate delineation of non-efferocytosed versus efferocytosed apoptotic cell fractions, the ability to measure efferocytic dynamics by live-cell microscopy, and the capacity to perform studies of cellular signaling in cells expressing fluorescently-labeled transgenes. Combined, the methods outlined in this protocol serve as the basis for a flexible experimental approach that can be used to accurately quantify efferocytic activity and interrogate cellular signaling pathways active during efferocytosis.

Efferocytosis, the phagocytic removal of apoptotic cells, is required to maintain homeostasis and is facilitated by receptors and signaling pathways that allow for the recognition, engulfment, and internalization of apoptotic cells. Herein, we present a fluorescence microscopy protocol for the quantification of efferocytosis and the activity of efferocytic signaling pathways.

단일 세포 형광 현미경 검사 법에 의해 Efferocytosis의 정량화

Studying the regulation of efferocytosis requires methods that are able to accurately quantify the uptake of apoptotic cells and to probe the signaling ...

Image Processing Protocol for the Analysis of the Diffusion and Cluster Size of Membrane Receptors by Fluorescence Microscopy

Particle tracking on a video sequence and the posterior analysis of their trajectories is nowadays a common operation in many biological studies. Using the analysis of cell membrane receptor clusters as a model, we present a detailed protocol for this image analysis task using Fiji (ImageJ) and Matlab routines to: 1) define regions of interest and design masks adapted to these regions; 2) track the particles in fluorescence microscopy videos; 3) analyze the diffusion and intensity characteristics of selected tracks. The quantitative analysis of the diffusion coefficients, types of motion, and cluster size obtained by fluorescence microscopy and image processing provides a valuable tool to objectively determine particle dynamics and the consequences of modifying environmental conditions. In this article we present detailed protocols for the analysis of these features. The method described here not only allows single-molecule tracking detection, but also automates the estimation of lateral diffusion parameters at the cell membrane, classifies the type of trajectory and allows complete analysis thus overcoming the difficulties in quantifying spot size over its entire trajectory at the cell membrane.

Here, we present a protocol for single particle tracking image analysis that allows quantitative evaluation of diffusion coefficients, types of motion and cluster sizes of single particles detected by fluorescence microscopy.

확산의 분석 및 형광 현미경 검사 법에 의해 수용 체 막의 클러스터 크기에 대 한 프로토콜을 처리 하는 이미지

Particle tracking on a video sequence and the posterior analysis of their trajectories is nowadays a common operation in many biological studies. Using ...