저자는 늑대 디이터 스탈츠 박사, 아르노 레미 박사, 안톤 포쉬 박사, 패트리샤 피아티 박사, 톰 데이비스, 크리스 시모니, 제프 더반 박사에게 이 원고의 비판적 검토와 편집에 감사드립니다. 저자는 또한 기술 지원에 대한 앨리슨 슈워츠에게 감사드립니다.

1. 단백질 샘플 준비
(세포 배양에서 단백질을 추출하는 전형적인 절차가 설명되어 있습니다)
<ol><li>HeLa 세포 배양 접시를 얼음에 놓고 얼음차가운 트리스 버퍼링 식염수(TBS; 20m M Tris-HCl, pH 7.5, 150 mM NaCl)로 세포를 세척합니다.</li>
	<li>TBS를 흡기한 다음, 100mm 접시 얼음-차가운 RIPA 버퍼 당 1 ml를 추가 (50 mM Tris-HCl pH 8.0, 150 mM NaCl, 1% NP-40, 0.5% 나트륨 deoxycholate, 0.1% SDS) 인산염 및 프로테아제 억제제로 보충.</li>
	<li>차가운 플라스틱 셀 스크레이퍼를 사용하여 접시에서 부착 세포를 긁어; 셀 서스펜션을 미리 냉각된 미세 원심 분리기 튜브로 부드럽게 전달합니다.</li>
	<li>회전기에서 4°C에서 30분 동안 일정한 교반을 유지합니다.</li>
	<li>4°C 미리 냉각된 원심분리기에서 20분 동안 16,000 x g에서 회전합니다.</li>
	<li>원심분리기에서 튜브를 부드럽게 제거하고 얼음 위에 놓습니다. 상체를 얼음 위에 보관한 신선한 튜브로 옮기고 펠릿을 버리십시오.</li>
	<li>단백질 분석기를 수행하기 위해 용액의 소량(10-20 μl)을 제거합니다. RC DC 분석 키트를 사용하여 각 시료의 단백질 농도를 결정합니다.</li>
	<li>필요한 경우-20°C에서 장기 저장을 위해 단백질 샘플을 알리쿼트합니다. 반복 동결 및 해동 주기 단백질 저하를 일으키는 원인이 되 고 피해야 한다.</li>
	<li>각 샘플의 약 20 μg를 복용하여 2x Laemmli 샘플 버퍼(4% SDS, 10% 2-mercaptoethanol, 20% 글리세롤, 0.004% 브로모페놀 블루, 125mM Tris-HCl, pH 6.8)의 동일한 부피를 추가합니다.</li>
	<li>각 셀용액을 샘플 버퍼에서 95°C에서 5분 동안 가열합니다.</li>
	<li>1 분 동안 미세 원심 분리기에서 16,000 x g의 원심 분리기.</li>
</ol>2. 얼룩이없는 젤을 가진 젤 전기 포레시스 (~30분)
<ol><li>기준 TGX 어떤 KD 얼룩없는 프리 캐스트 젤 (미디 포맷 젤)을 가지고, 카세트의 바닥에서 빗과 테이프를 제거합니다.</li>
	<li>카세트를 기준 셀에 놓고 통합 된 상부 버퍼 챔버를 60ml 러닝 버퍼 (25 mM Tris, 190 mM 글리신, 0.1 % SDS, pH 8.3)로 채웁니다. 러닝 버퍼로 우물을 헹도 헹넘습니다.</li>
	<li>하부 버퍼 탱크의 각 절반을 400ml 실행 버퍼로 채우는 것이 표시된 채우기 선으로 작성합니다.</li>
	<li>단백질 샘플과 적절한 단백질 마커를 적재합니다.</li>
	<li>뚜껑을 탱크에 놓고 색상으로 구분된 바나나 플러그를 뚜껑에 해당 잭과 정렬합니다.</li>
	<li>젤을 ~30분 ~200V로 또는 300V에서 20분 간 실행합니다.</li>
</ol>3. 화학모독 MP 시스템을 사용하여 단백질 분리 품질을 확인하기 위해 얼룩이 없는 젤 이미징(~5분)
<ol><li>셀에서 젤 카세트를 제거합니다. 기준 셀 뚜껑에 젤 카세트 개구부 도구를 사용하여 카세트를 열고 젤을 방출하십시오.</li>
	<li>ChemiDoc MP 이미저의 UV 샘플 트레이 의 중앙에 몇 밀리리터의 물을 적용합니다. 조심스럽게 카세트에서 젤을 들어 올려 트레이에 놓습니다.</li>
	<li>이미지 랩 소프트웨어를 실행하고 다음과 같은 설정으로 얼룩없는 젤 이미지(그림 1A)를캡처합니다. 응용 프로그램: 얼룩없는 젤 젤 활성화 시간: 1분 이미징 영역: 기준 젤 이미지 노출 시간: 가장 강렬한 밴드에 자동으로 최적화</li>
	<li>샘플 트레이에서 젤을 제거하고 즉시 진행하여 스텝을 전달합니다.</li>
</ol>4. 트랜스 블롯 터보 시스템과 단백질 전송 (~10분)
<ol><li>트랜스 블롯 터보 미디 PVDF 전송 팩을 엽니 다; 아래 스택(멤브레인 포함)을 전달 카세트의 베이스에 놓습니다.</li>
	<li>젤을 멤브레인 위에 놓고 상단 스택을 젤 위에 놓고 거품을 굴립니다.</li>
	<li>카세트 베이스에 뚜껑을 놓고 다이얼을 돌려 잠급니다.</li>
	<li>카세트를 블로터 베이에 삽입합니다.</li>
	<li>사전 설정 터보 프로그램을 선택하고 기준 젤 크기 (미디)를 선택하여 전송을 시작한 다음 RUN을 누릅니다. 일반적인 실행은 7분밖에 걸리지 않습니다.</li>
	<li>이송이 끝나면 블로팅 샌드위치를 분해하고 블롯과 젤을 탈온화 된 물이있는 용기에 두어 두습니다.</li>
</ol>5. 화학 MP 시스템을 사용하여 단백질 전달 효율성과 품질을 확인하기 위해 얼룩이없는 젤 및 블롯 이미징 (~5 분)
<ol><li>케미독 MP 이미저의 샘플 트레이에 전달 후 젤을 놓습니다.</li>
	<li>이미지 랩 소프트웨어를 실행하고 다음과 같은 설정으로 전송 후 젤(도 1B)의얼룩없는 이미지를 캡처합니다. 응용 프로그램: 얼룩없는 젤 젤 활성화 시간: 없음 이미징 영역: 기준 젤 이미지 노출 시간: 사전 전달 젤 이미지에 대한 노출 시간과 동일</li>
	<li>샘플 트레이에서 젤을 제거한 다음 다음 설정으로 블롯(그림1C)을이미지합니다. 이미징 할 때 몇 방울의 물 이나 TBST로 얼룩을 젖은 상태로 유지합니다. 응용 프로그램 : 얼룩이없는 얼룩 이미징 영역: 기준 젤 이미지 노출 시간: 가장 강렬한 밴드에 자동으로 최적화</li>
	<li>샘플 트레이에서 블로팅 멤브레인을 제거하고 TBST(TBS에서 0.1% Tween 20)가 있는 용기에 놓습니다.</li>
</ol>6. 항체 인큐베이션
<ol><li>블록은 1 시간 동안 방 온도에서 TBST에 3 % 소 혈청 알부민 (BSA)의 용액에 블롯을 배치하여 차단합니다.</li>
	<li>제1표적 단백질 및 토끼 1차 항체에 대하여 제기된 마우스 1차 항체를 포함하는 용액에서 4°C에서 하룻밤 동안 블롯을 배양하여 제2표적 단백질에 대하여 제기하였다.</li>
	<li>1차 항체를 함유한 용액을 부어낸다. 다음으로, TBST 20ml에서 5분 동안 교반하여 블롯을 씻으시고 블롯을 씻으시고 말입니다. 총 5개의 세차재에 대해 4x를 반복합니다.</li>
	<li>Dylight 650 공주 염소 항마우스 항체 및 Dylight 549 공주 염소 항토끼 항체를 포함하는 이차 항체 용액에서 방 온도에서 1 시간 동안 배양한다.</li>
	<li>1차 항체를 함유한 용액을 부어낸다. 다음으로, TBST 20ml에서 5분 동안 교반하여 블롯을 씻으시고 블롯을 씻으시고 말입니다. 총 5개의 세차재에 대해 4x를 반복합니다.</li>
</ol>7. 이미지 랩 소프트웨어에 의한 이미징 및 데이터 분석- 총 단백질 정규화(~5분)
<ol><li>새로운 멀티채널 프로토콜을 열어 블롯(도1E)의멀티플렉스 형광 이미지를 획득하고, 3개의 형광 채널을 구성하고 프로토콜을 실행한다. 채널 1: 응용 프로그램: 블롯 다이라이트 650 이미징 영역: 기준 젤 이미지 노출 시간: 가장 강렬한 밴드에 자동으로 최적화 채널 2: 응용 프로그램: 블롯 다이라이트 549 이미징 영역: 기준 젤 이미지 노출 시간: 가장 강렬한 밴드에 자동으로 최적화 채널 3: 응용 프로그램 : 얼룩이없는 얼룩 이미징 영역: 기준 젤 이미지 노출 시간: 가장 강렬한 밴드에 자동으로 최적화</li>
	<li>분석 도구 상자에서 정규화 아이콘을 클릭하고 예를 클릭하여 차선과 대역을 검색합니다.</li>
	<li>"차선 및 밴드 도구"를 선택하고 사용하여 필요한 경우 차선과 대역을 조정합니다.</li>
	<li>무첨가 이미지를 정규화 채널로 선택합니다.</li>
	<li>MW 분석 도구를 선택하고 아래 상자를 확인하여 MW 표준 차선을 할당합니다.</li>
	<li>정규화된 볼륨을 보려면 도구 모음의 분석 테이블을 클릭합니다. 모든 계산은 정규화 계수 및 정규화된 볼륨을 포함하여 소프트웨어에 의해 자동으로 수행됩니다. 대상 단백질 밴드 강도 값은 이제 단백질 부하의 변이를 위해 조정됩니다. 이것은 견본 중 표적 단백질의 정확한 비교를 허용할 것입니다.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Aldridge, G. M., Podrebarac, D. M., Greenough, W. T., Weiler, I. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+total+protein+stains+as+loading+controls:+an+alternative+to+high-abundance+single-protein+controls+in+semi-quantitative+immunoblotting.">The use of total protein stains as loading controls: an alternative to high-abundance single-protein controls in semi-quantitative immunoblotting.</a> J. Neurosci. Methods. 172 (2), 250-254 (2008).</li><li>Bauer, D. E., Haroutunian, V., McCullumsmith, R. E., Meador-Woodruff, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+four+housekeeping+proteins+in+elderly+patients+with+schizophrenia.">Expression of four housekeeping proteins in elderly patients with schizophrenia.</a> J. Neural. 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K., McKenna, M. J., Murphy, R. M., Lamb, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=S-glutathionylation+of+troponin+I+(fast)+increases+contractile+apparatus+Ca2++sensitivity+in+fast-twitch+muscle+fibres+of+rats+and+humans.">S-glutathionylation of troponin I (fast) increases contractile apparatus Ca2+ sensitivity in fast-twitch muscle fibres of rats and humans.</a> J. Physiol. 590, 1443-1463 (2012).</li><li>Murphy, R. M., Dutka, T. L., Horvath, D., Bell, J. R., Delbridge, L. M., Lamb, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Ca2+-dependent Proteolysis of Junctophilin 1 and Junctophilin 2 in Skeletal and Cardiac. 591, 719-729 (2012).</li><li>Neill, U. 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Anim. 60 (2), 193-196 (2011).</li><li>Welinder, C., Ekblad, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coomassie+staining+as+loading+control+in+Western+blot+analysis.">Coomassie staining as loading control in Western blot analysis.</a> J. Proteome Res. 10 (3), 1416-1419 (2011).</li><li>You, J., Hodge, C., Wen, L., McAvoy, J. W., Madigan, M. C., Sutton, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+soybean+trypsin+inhibitor+as+an+external+loading+control+for+Western+blot+analysis+of+tear+proteins:+application+to+corneal+disease.">Using soybean trypsin inhibitor as an external loading control for Western blot analysis of tear proteins: application to corneal disease.</a> Exp. Eye Res. 99, 55-62 (2012).</li></ol>

저자, 안톤 포쉬, 조나단 콘, 케네스 오, 맷 해먼드, 닝 리우는 바이오 라드 연구소의 직원입니다, Inc.

전술한 V3 얼룩 없는 프로토콜은 형광 서부 블로팅을 멀티플렉싱하기 위한 것입니다. 또한 화학 발광 검출을 사용하여 서부 블로팅에 적용 될 수 있습니다. 멀티플렉스 형광 웨스턴 블롯 프로토콜에서, 얼룩없는 얼룩 이미지는 두 시간 지점에서 획득됩니다 : 1) 단백질 전달 직후; 2) 항체 배양 후 멀티플렉스 형광 화상 진찰 단계에서. 첫 번째 얼룩 없는 이미지는 전송 효율을 계산하는 데 사용되며 두 번째 얼룩없는 이미지는 로딩 컨트롤로 사용됩니다. 화학 발광 방법이 적용될 때, 화학발광 신호가 얼룩이 없는 채널에도 나타나기 때문에 얼룩이 없고 표적 단백질 신호에 대한 멀티플렉스 영상을 취할 수 없다. 이 경우, 로딩 제어 및 정규화 분석을 위해 단백질 전달 단계 직후에 찍은 얼룩없는 이미지를 사용하는 것이 좋습니다.
V3 웨스턴 워크플로는 하우스키핑 단백질을 로딩 컨트롤로 사용하는 기존의 서부 블롯 워크플로우에 비해 다음과 같은 고유한 이점을 제공합니다.
첫째, V3 워크플로는 관심 있는 단백질 의 수준의 변화를 검증하기 위해 실용적이고 편리하며 보다 신뢰할 수 있는 로딩 제어를 제공합니다. V3 프로토콜은 총 단백질 적재 제어를 사용하여 각 샘플에서 측정된 관심 있는 단백질의 수준을 정규화합니다. 특정 실험 조건하에서 시료 중 포화 면역 검출 및 일관되지 않은 가사 단백질 발현 수준 : 그것은 적재 제어로 하우스 키핑 단백질을 사용하는 두 가지 함정을 피합니다. 가사에 대한 항체로 단계를 제거하고 재로 킹하는 것은 더 이상 필요하지 않습니다. 얼룩이 없는 기술을 사용하여 총 단백질 측정을 위해 쿠마시 또는 시프로 루비와 같은 얼룩으로 얼룩을 더럽히고 얼룩을 내태 필요가 없습니다. Blot 이미지를 획득하는 데 몇 초, 이미지 랩 소프트웨어를 사용하여 총 단백질 정규화를 수행하는 데 약 5분이 걸립니다.
둘째, V3 워크플로우를 통해 과학자들은 절차를 보다 투명하게 만들고 품질 관리를 위한 여러 검사점을 도입하기 때문에 서부 절차를 더 잘 제어할 수 있습니다. 얼룩없는 기술의 도움으로 연구자들은 젤과 얼룩 모두에 단백질 샘플을 시각화 할 수 있습니다. 과학자들은 단백질 샘플 무결성(저하 여부), 분리 품질(침전 여부), 전달 효율 및 전달 품질(심지어 이전 여부)을 평가할 수 있습니다. 이러한 검사점은 연구에서 프로세스의 큰 결함을 볼 때 실험을 종료하고 가난한 샘플및 얼룩에 시간을 낭비하지 않도록 하는 데 도움이 됩니다. 이 기술은 또한 과학자들이 멤브레인 스트리핑 후 상당한 양의 단백질 손실이 있는지 여부와 블롯이 다른 표적 4를재검하는 데 적합한지 여부를 평가하는 데 도움이됩니다.
다음은 V3 서부 워크플로우를 사용하여 좋은 경험과 품질 데이터를 보장하기 위한 몇 가지 팁입니다.
<ol><li>젤을 실행 한 직후에 젤을 이미지합니다. 얼룩 화합물을 씻어 버릴 수 있으므로 절차에서 첫 번째 이미징 전에 어떤 버퍼에 젤을 담그지 마십시오.</li>
	<li>동일한 이미징 영역을 사용하여 프로토콜의 모든 이미지를 수집합니다. 이를 통해 소프트웨어는 총 단백질 정규화와 같은 데이터 분석을 위해 이미지를 오버레이할 수 있습니다.</li>
	<li>전세 및 전달 후 젤을 이미징할 때 노출 시간을 일관되게 유지합니다. 이렇게 하면 소프트웨어가 전송 효율성을 정량적으로 측정할 수 있습니다.</li>
	<li>블롯 이미지를 획득할 때 몇 방울의 물이나 TBST로 멤브레인을 적시킵니다. 이것은 표적 단백질 검출을 위한 가능한 더러운 배경 문제를 피할 것입니다.</li>
	<li>형광성 서부 블로팅을 멀티배싱하기 위해 낮은 형광 PVDF 멤브레인을 사용하십시오.</li>
</ol>UV 활성화 후 얼룩이 없는 분자가 돌이킬 수 없는 잔류물을 트립토판 잔류물으로 구속한다는 점에 유의하는 것이 중요합니다. 이러한 돌이킬 수 없는 변형은 에피토프가 트립토판을 함유하는 경우 단일 클론 항체를 사용할 때 항원 인식에 잠재적으로 영향을 미칠 수 있다. 다각성 항체는 항원에 다중 전형체를 인식하기 때문에 영향을 받을 가능성이 낮습니다. 불바운드 얼룩없는 분자는 쉽게 젤과 막에서 세척되므로 항체 항원 상호 작용을 방해하지 않습니다.
결론적으로, V3 웨스턴 워크플로우를 통해 서부 블롯 프로세스를 더 빠르고 투명하며 정량적이며 신뢰할 수 있게 합니다. 연구원은 지금 쉽게 그들의 데이터를 더 신뢰할 수 있도록 서쪽 blot 실험에 총 단백질 로딩 제어를 적용할 수 있습니다. V3 얼룩없는 워크플로우는 여러 실험실에서 채택되었으며, 저널은 서부 얼룩22,17,7,8,23,18,15에서로딩 제어로 얼룩없는 데이터를 받아 들인다는 것을 입증했습니다.

서양 얼룩은 매우 유용한 기술9,그러나, 서부 블로팅에 두 가지 주요 문제가있다: 길고 노동 집약적 인 프로세스와 데이터의 품질. 기존 프로토콜에는 약 2일이 필요합니다. 그것은 견본 준비, 젤 주조, 단백질 전기포고 및 전송, 항체 잠복기, 화상 진찰 및 아주 수시로 제거, 보충 및 마지막으로 데이터 분석에 선행된 막 차단을 포함하여 많은 단계를 관련시킵니다. 이 프로세스 전반에 걸쳐 공정 제어를 위한 안정적이고 유연한 도구는 없습니다. 따라서 각 단계에서 오류를 도입할 수 있으며 이러한 오류는 데이터 아티팩트를 생성할 수 있습니다. 따라서 부하 제어는 오류를 식별하고 수정하기 위해 서부 블로팅에서 필수적입니다. 로딩 제어는 일반적으로 각 샘플에서 기준 단백질의 단백질 수준을 확인하여 동등하게 제시되는지 확인함으로써 수행됩니다. 사람들은 종종 β 액틴, β-tubulin, GAPDH와 같은 하우스 키핑 단백질을 로딩 컨트롤로 사용합니다.
웨스턴 블롯 데이터의 품질은 신뢰할 수 있는 로딩 제어에 따라 달라집니다. 그러나 적재 제어를 위해 하우스키핑 단백질을 사용할 때 두 가지 정당한 우려가 있습니다: 1) 하우스키핑 단백질 밴드의 항체 기반 면역 검출은 종종 포화되어 있으며, 따라서샘플(30)의하중 차이를 구별할 수 없다. 2) 가사 단백질 발현 수준은 특정 실험 조건 하에서 샘플에서 다를 수 있으며, 예를 들어 siRNA 치료, 세포 사멸, 세포 분화 등11,28,3,6,10,21. 이러한 우려로 인해 과학 저널은 이제 "정량적 비교, 적절한 시약, 선형 신호 범위를 가진 제어 및 이미징 방법을 사용해야 한다"(Nature guideline)를 요구하고 있습니다. 마찬가지로, 임상 조사의 저널에서 편집자는 더 신뢰할 수있는 로딩 컨트롤을 요구하고있다24. 이러한 이유로, 가사 단백질은 로딩 제어로 사용하기 위해 검증될 필요가 있다. 첫째,면역검출법(14,29)의선형 다이나믹 범위에서 측정되는지 확인해야 한다. 둘째, 모든 샘플26,31,25,19,20에서일관되게 표현되는지 확인해야 한다.
신뢰할 수 있는 적재 제어에 대한 대체 솔루션은 블롯의 총 단백질 측정을 사용하는 것입니다. 일부 연구자들은 쿠마시, 플라밍고 핑크, 시프로 루비, 아미도 블랙, 폰소 S, 얼룩없는 기술과 같은 총 단백질 얼룩으로 얼룩을 얼룩지게하여 각 차선의 총 단백질 신호를 로딩 제어16,20,13,27,1,4,12로측정했습니다. 총 단백질 적재 제어는 가사 단백질과 관련된 함정을 피합니다. 첫째, 각 샘플에 대해 적재된 단백질의 양을 진정한 반영한다. 둘째, 토탈 단백질 얼룩은 서풍 블롯 분석(복합 세포 용액의 10-50 μg 단백질)을 위한 공통 적재 범위에서 우수한 선형 동적 범위를 나타내며,샘플(12)의하중 차이를 정확하게 분화한다.
얼룩없는 기술은 아크릴아미드 젤 용액에 독특한 화합물이 혼합되어 캐스팅 된 젤에 균등하게 분포되는 새로운 토탈 단백질 염색 방법입니다. 전기포고가 완료된 후, 젤은 최소 1분 동안 UV 광에 노출되어 얼룩 화합물이 단백질의 트립토판 잔류물과 반응합니다. 단백질은 UV 빛 하에서 흥분되어 ChemiDoc MP 시스템과 같은 얼룩이없는 사용 된 이미저에서 시각화하고 정량화 할 수있는 강력한 형광 신호를 제공합니다. 그러나 얼룩이 없는 화합물 자체는 자외선을 흡수하지 않아 젤 이미지의 배경이 낮습니다. 트립토판 잔류물의 변형은 돌이킬 수 없으며 단백질은 젤뿐만 아니라 단백질 전달 후 언제든지 얼룩에 시각화 될 수 있습니다.
얼룩없는 기술은 V3 웨스턴 워크플로우(그림 1)에적용되어 전통적인 워크플로우, 특히 가사 단백질을 로딩 컨트롤로 사용하는 것에 대한 우려를 해결합니다. 이 워크플로우를 사용하여, 1) 약 20-30 분에서 젤을 실행, 2) 젤 실행 후 5 분 에서 샘플 무결성 및 단백질 분리 품질을 검사; 3) 3-10 분에서 단백질을 전송; 4) 정량적으로 전송 효율을 확인; 그리고 5) 가장 중요한 것은, 총 단백질 로딩 제어를 사용하여 관심 있는 단백질의 수준에 있는 변경을 검증합니다.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>REAGENTS</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>4-20% Criterion TGX Stain-Free Precast Gel</td>
 <td>Bio-Rad</td>
 <td>567-8093 </td>
 <td>Choose a gel size and percentage that meet the specific need in a experiment</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Trans-Blot Turbo Midi PVDF Transfer Packs</td>
 <td>Bio-Rad</td>
 <td>170-4157 </td>
 <td>Choose either PVDF or nitrocellulose and match the membrane size to the gel size</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Clarity Western ECL Substrate, 500 ml </td>
 <td>Bio-Rad</td>
 <td>170-5061</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>[header]</td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>EQUIPMENT</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Criterion Cell </td>
 <td>Bio-Rad</td>
 <td>165-6100</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Trans-Blot Turbo Transfer Starter System </td>
 <td>Bio-Rad</td>
 <td>170-4155</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>ChemiDoc MP System </td>
 <td>Bio-Rad</td>
 <td>170-8280</td>
 <td></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

v3 stain-free workflow for a practical, convenient, and reliable total protein loading control in western blotting

서부 얼룩은 매우 유용하고 널리 채택 된 실험실 기술이지만 실행은 어렵습니다. 실험가가 여러 단계의 마지막까지 성공적으로 수행되었는지 알지 못하기 때문에 워크플로는 종종 "블랙 박스"로 특징지어지기도 합니다. 또한 서부 블로팅 공정 전반에 걸쳐 효과적인 품질 관리 도구가 부족하여 서부 얼룩 데이터의 품질이 어려움을 겪을 수 있습니다. 여기서는 기존의 서부 블롯 프로토콜과 관련된 주요 문제를 해결하기 위해 얼룩이 없는 기술을 적용하는 V3 서부 워크플로우에 대해 설명합니다. 이 워크플로우를 통해 연구원은 약 20-30분 안에 젤을 실행할 수 있습니다. 2) 젤 실행 후 5 분 이내에 샘플 분리 품질을 시각화하는; 3) 3-10 분에서 단백질을 전송; 4) 정량적으로 전송 효율을 확인하기 위해; 그리고 가장 중요한 것은 5) 총 단백질 로딩 제어를 사용하여 관심 있는 단백질의 수준에 있는 변경을 검증하기 위하여. 이 새로운 접근법은 β 액틴, β 튜룰린, GAPDH 등과 같은 하우스키핑 단백질에 대한 블롯을 제거하고 재보행할 필요성을 제거합니다.

1. 샘플 무결성, 단백질 분리 품질 평가 및 얼룩이없는 젤 이미지로 효율성을 전달합니다.
HeLa 세포로부터의 단백질 추출물은 18웰 기준 AnyKD TGX 얼룩이 없는 젤로 20분 동안 300 V에서 분리되었다. 단백질 샘플은 4개의 다른 양에서 3x를 적재하였다 (차선 1-3, 40 μg; 차선 4-6, 30 μg; 차선 7-9, 20 μg; 차선 10-12, 10 μg). 겔은 1분 동안 UV 광 하에서 활성화되었다. 단백질 샘플무결성(예를 들어 저하) 및 분리 품질(예를들어 단백질 강수량)은 이 젤 이미지로 시각적으로 평가될 수 있다. 단백질은 그 때 Trans-Blot 터보를 사용하여 니트로 셀룰로오스 막으로 7 분 동안 전송되었습니다. 도 2B는 전달 후 젤의 얼룩없는 이미지를 나타낸다. 두 이미지는 동일한 노출 시간(6.8초)으로 획득되었습니다. 레인 3 및 12차선은 전송 효율을 측정하기 위해 선택되었다. 이미지 랩 소프트웨어의 볼륨 도구를 사용하여 두 젤 이미지모두에서 3차선과 12차선을 덮도록 직사각형 상자(파란색)가 그려졌습니다. 이 상자의 볼륨 값을 기준으로 계산하면 두 차선의 전송 효율이 80%(그림 2C)임을나타냅니다. 본 실험에서, AnyKD TGX 겔은 중소형 표적 단백질을 연구하기 위해 선택되었으며 대형 단백질의 전달에 최적화되지 않았다. 전송 효율을 최적화하려면 낮은 백분율젤(예: 4-20%)의 사용이 필요합니다. 및/또는 큰 단백질의 전달을 용이하게 하기 위해 전달 시간의 조정. 2. 스테인 프리 토탈 단백질 로딩 제어는 관심 있는 단백질의 수준에 있는 작은 변경을 정량화하기 위하여 서쪽 블로팅에 있는 가사 적재 통제에 믿을 수 있는 대안입니다.
MCM-7은 DNA 라이센싱 복제 인자이며, 조사 치료 후 림프구성 세포주(LCL)에서 20-50% 감소하는 수준이다. 본 실험에서, 4개의 대조군 및 조사 처리 림프성형세포주(LCL) 배양물의 리자테(30 μg 각)는 12웰 기준 AnyKD TGX 얼룩 없는 젤로 분리되었다. 젤은 UV 빛 아래에서 1분 동안 활성화되었고 트랜스 블롯 터보에 의해 면역 블로팅을 위한 PVDF 멤브레인으로 옮겼다. 하우스키핑 단백질 GAPDH(녹색)는 토끼 항체(셀 시그닝 테크놀로지, 미국, 1:2,500)와 Dylight 549 공주 염소 항토끼 항체(록랜드, 미국, 1:20,000)로 조사되었다. 관심 있는 MCM-7(red)의 단백질은 마우스 항체(Abcam, 미국, 1:1,000)와 Dylight 649 공주 염소 항마우스 항체(Rockland, 1:10,000)를 사용하여 조사하였다.
도 3A는 총 단백질(파란색), MCM-7(빨간색) 및 GAPDH(녹색)의 멀티플렉스 형광 이미지를 4개의 대조군 및 조사 처리LCL 샘플에서 검출하였다. 도 3B는 각 샘플(30 μg)에서 총 단백질 패턴을 나타내는 동일한 블롯의 얼룩없는 이미지이다. 이미지 랩 소프트웨어는 각 차선의 MCM-7, GAPDH 및 총 단백질 볼륨을 측정하기 위해 샘플 레인(blue box)을 선택했습니다. MCM-7 수준은 얼룩이 없는 총 단백질 측정또는 GAPDH에 대해 정규화되었다. 정규화된 MCM-7 단백질 수준은 통계적으로 분석되었고 평균 MCM-7 단백질 밴드 부피 및 표준 편차(n=4)는차트(도 3C)에제시되었다. 두 정규화 방법 모두 소폭 감소(약 25%)를 나타냈다. 조사 치료 후 MCM-7 단백질 수준에서. 총 단백질 정규화를 가진 데이터는 적재 제어로서 GAPDH를 가진 것보다 더 작은 표준 편차를 나타냈다.
<img alt="Figure 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50948/50948fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50948/50948fig1.jpg"> 그림 1. V3 웨스턴 워크플로우. V3 워크플로우는 왼쪽 열에 4단계로 표시됩니다. 워크플로에 사용되는 주요 계측기 및 시약은 각 단계에서 표시됩니다. 각 단계에 대한 예상 시간도 포함됩니다. 오른쪽 열은 V3 워크플로에서 최소 4개의 이미지를 생성할 수 있음을 보여 주습니다. 각 데이터의 사용에 대해 설명합니다. 전세겔, 후전젤 및블로트(A, B, C)의얼룩없는 이미지는 전통적인 서양 블로팅 기술로 쉽게 생성될 수 없다; 이러한 이미지와 데이터는 서부 블롯 워크플로우의 과학자의 제어 및 재현성을 향상시키기 위해 절차를 따라 중요한 정보와 체크포인트를 제공합니다. 표적 단백질 신호는 HRP-접합이 이차 항체가 검출 또는 형광 블롯이미지(E)에적용된 경우 동일한 블롯에서 하나 이상의 표적 단백질을 동시에 검출하기 위해 수행된 경우 화학발광 블롯이미지(D)에포획될 수 있다. 
<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50948/50948fig1highres.jpg" target="_blank">큰 이미지를 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50948/50948fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50948/50948fig2.jpg"> 그림 2. V3 서부 워크플로우에서 사전 전송 및 후전 젤의 얼룩없는 이미지는 샘플 무결성, 분리 품질 및 전송 효율성을 평가합니다. (A)전세 젤 얼룩없는 이미지. (B)전송 후 젤 얼룩없는 이미지. (C)단백질 전달 효율 측정.
<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50948/50948fig2highres.jpg" target="_blank">큰 이미지를 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" fo:content-width="3.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50948/50948fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50948/50948fig3.jpg"> 그림 3. 얼룩이 없는 총 단백질 측정을 GAPDH 면역 검출과 비교하여 로딩 컨트롤로 사용하여 관심 있는 단백질 수준을 정상화합니다. (A)형광 서부 블롯 이미지. (B)얼룩없는 얼룩 이미지. (C)정규화 된 MCM-7 단백질 수준. 
<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50948/50948fig3highres.jpg" target="_blank">큰 이미지를 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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V3 Stain-free Workflow for a Practical, Convenient, and Reliable Total Protein Loading Control in Western Blotting

V3 워크플로우는 얼룩이 없는 젤을 사용한 웨스턴 블롯 시술입니다. 얼룩없는 기술은 연구원이 단백질 분리 품질을 시각화하고, 전달 효율을 검증하며, 가장 중요한 것은 신뢰할 수있는 적단백질 정량화를 사용하여 관심있는 단백질의 변화를 검증 할 수 있게합니다.

서부 블로팅에서 실용적이고 편리하며 신뢰할 수 있는 토탈 단백질 로딩 제어를 위한 V3 얼룩 없는 워크플로우

The western blot is a very useful and widely adopted lab technique, but its execution is challenging. The workflow is often characterized as a &#34;black ...

v3-stain-free-workflow-for-practical-convenient-reliable-total

Research

JoVE Journal

Biology

22.5K 조회수.  Bio-Rad Laboratories. V3 워크플로우는 얼룩이 없는 젤을 사용한 웨스턴 블롯 시술입니다. 얼룩없는 기술은 연구원이 단백질 분리 품질을 시각화하고, 전달 효율을 검증하며, 가장 중요한 것은 신뢰할 수있는 적단백질 정량화를 사용하여 관심있는 단백질의 변화를 검증 할 수 있게합니다.

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Western Blotting Using the Invitrogen NuPage Novex Bis Tris MiniGels

Western Blotting (or immunoblotting) is a standard laboratory procedure allowing investigators to verify the expression of a protein, determine the relative amount of the protein present in different samples, and analyze the results of co-immunoprecipitation experiments. In this method, a target protein is detected with a specific primary antibody in a given sample of tissue homogenate or extract. Protein separation according to molecular weight is achieved using denaturing SDS-PAGE. After transfer to a membrane, the target protein is probed with a specific primary antibody and detected by chemiluminescence.
Since its first description, the western-blotting technique has undergone several improvements, including pre-cast gels and user-friendly equipment. In our laboratory, we have chosen to use the commercially available NuPAGE electrophoresis system from Invitrogen. It is an innovative neutral pH, discontinuous SDS-PAGE, pre-cast mini-gel system. This system presents several advantages over the traditional Laemmli technique including: i) a longer shelf life of the pre-cast gels ranging from 8 months to 1 year; ii) a broad separation range of molecular weights from 1 to 400 kDa depending of the type of gel used; and iii) greater versatility (range of acrylamide percentage, the type of gel, and the ionic composition of the running buffer).
The procedure described in this video article utilizes the Bis-Tris discontinuous buffer system with 4-12% Bis-Tris gradient gels and MES running buffer, as an illustration of how to perform a western-blot using the Invitrogen NuPAGE electrophoresis system. In our laboratory, we have obtained good and reproducible results for various biochemical applications using this western-blotting method.

This technical article describes a standard western-blotting procedure using the commercially available NuPAGE electrophoresis Mini-Gel system from Invitrogen.

웨스턴 Invitrogen NuPage Novex BIS 트리스 MiniGels를 사용하여 모래 바닥

Western Blotting (or immunoblotting) is a standard laboratory procedure allowing investigators to verify the expression of a protein, determine the ...

연구

생물학

The Ladder Rung Walking Task: A Scoring System and its Practical Application.

Progress in the development of animal models for/stroke, spinal cord injury, and other neurodegenerative disease requires tests of high sensitivity to elaborate distinct aspects of motor function and to determine even subtle loss of movement capacity. To enhance efficacy and resolution of testing, tests should permit qualitative and quantitative measures of motor function and be sensitive to changes in performance during recovery periods. The present study describes a new task to assess skilled walking in the rat to measure both forelimb and hindlimb function at the same time. Animals are required to walk along a horizontal ladder on which the spacing of the rungs is variable and is periodically changed. Changes in rung spacing prevent animals from learning the absolute and relative location of the rungs and so minimize the ability of the animals to compensate for impairments through learning. In addition, changing the spacing between the rungs allows the test to be used repeatedly in long-term studies. Methods are described for both quantitative and qualitative description of both fore- and hindlimb performance, including limb placing, stepping, co-ordination. Furthermore, use of compensatory strategies is indicated by missteps or compensatory steps in response to another limb&#x2019;s misplacement. 

The ladder rung walking task is a new test to assess skilled walking and measure both forelimb and hindlimb placing, stepping, and inter-limb co-ordination.

작업 워킹 레더 렁 : 채점 시스템과 실용적인 프로그램입니다.

Progress in the development of animal models for/stroke, spinal cord injury, and other neurodegenerative disease requires tests of high sensitivity to ...

Western Blotting: Sample Preparation to Detection

Western blotting is an analytical technique used to detect specific proteins in a given sample of tissue homogenate or extract. It uses gel electrophoresis to separate native or denatured proteins by the length of the polypeptide (denaturing conditions) or by the 3-D structure of the protein (native/ non-denaturing conditions). The proteins are then transferred to a membrane (typically nitrocellulose or PVDF), where they are probed (detected) using antibodies specific to the target protein.

Western blotting is an analytical technique used to detect specific proteins in a given sample of tissue homogenate or extract.

웨스턴 모래 바닥 : 샘플 준비를 탐지하기 위해

Western blotting is an analytical technique used to detect specific proteins in a given sample of tissue homogenate or extract. It uses gel ...

Detection of Protein Interactions in Plant using a Gateway Compatible Bimolecular Fluorescence Complementation (BiFC) System

We have developed a BiFC technique to test the interaction between two proteins in vivo. This is accomplished by splitting a yellow fluorescent protein (YFP) into two non-overlapping fragments. Each fragment is cloned in-frame to a gene of interest. These constructs can then be co-transformed into Nicotiana benthamiana via Agrobacterium mediated transformation, allowing the transit expression of fusion proteins. The reconstitution of YFP signal only occurs when the inquest proteins interact 1-7. To test and validate the protein-protein interactions, BiFC can be used together with yeast two hybrid (Y2H) assay. This may detect indirect interactions which can be overlooked in the Y2H. Gateway technology is a universal platform that enables researchers to shuttle the gene of interest (GOI) into as many expression and functional analysis systems as possible8,9. Both the orientation and reading frame can be maintained without using restriction enzymes or ligation to make expression-ready clones. As a result, one can eliminate all the re-sequencing steps to ensure consistent results throughout the experiments. We have created a series of Gateway compatible BiFC and Y2H vectors which provide researchers with easy-to-use tools to perform both BiFC and Y2H assays10. Here, we demonstrate the ease of using our BiFC system to test protein-protein interactions in N. benthamiana plants.

Detection of Protein Interactions in Plant using a Gateway Compatible Bimolecular Fluorescence Complementation BiFC System

We have developed a technique to test protein-protein interactions in plant. A yellow fluorescent protein (YFP) is split into two non-overlapping fragments. Each fragment is cloned in-frame to a gene of interest via Gateway system, enabling expression of fusion proteins. Reconstitution of YFP signal only occurs when the inquest proteins interact.

게이트웨이 가능 Bimolecular의 형광 Complementation (BiFC) 시스템을 사용하여 공장에서 단백질 상호 작용의 검출

We have developed a BiFC technique to test the interaction between two proteins in vivo. This is accomplished by splitting a yellow fluorescent protein ...

A Quantitative Fitness Analysis Workflow

Quantitative Fitness Analysis (QFA) is an experimental and computational workflow for comparing fitnesses of microbial cultures grown in parallel1,2,3,4. QFA can be applied to focused observations of single cultures but is most useful for genome-wide genetic interaction or drug screens investigating up to thousands of independent cultures. The central experimental method is the inoculation of independent, dilute liquid microbial cultures onto solid agar plates which are incubated and regularly photographed. Photographs from each time-point are analyzed, producing quantitative cell density estimates, which are used to construct growth curves, allowing quantitative fitness measures to be derived. Culture fitnesses can be compared to quantify and rank genetic interaction strengths or drug sensitivities. The effect on culture fitness of any treatments added into substrate agar (e.g. small molecules, antibiotics or nutrients) or applied to plates externally (e.g. UV irradiation, temperature) can be quantified by QFA.
The QFA workflow produces growth rate estimates analogous to those obtained by spectrophotometric measurement of parallel liquid cultures in 96-well or 200-well plate readers. Importantly, QFA has significantly higher throughput compared with such methods. QFA cultures grow on a solid agar surface and are therefore well aerated during growth without the need for stirring or shaking.
QFA throughput is not as high as that of some Synthetic Genetic Array (SGA) screening methods5,6. However, since QFA cultures are heavily diluted before being inoculated onto agar, QFA can capture more complete growth curves, including exponential and saturation phases3. For example, growth curve observations allow culture doubling times to be estimated directly with high precision, as discussed previously1.
Here we present a specific QFA protocol applied to thousands of S. cerevisiae cultures which are automatically handled by robots during inoculation, incubation and imaging. Any of these automated steps can be replaced by an equivalent, manual procedure, with an associated reduction in throughput, and we also present a lower throughput manual protocol. The same QFA software tools can be applied to images captured in either workflow.
We have extensive experience applying QFA to cultures of the budding yeast S. cerevisiae but we expect that QFA will prove equally useful for examining cultures of the fission yeast S. pombe and bacterial cultures.

Quantitative Fitness Analysis (QFA) is a complementary series of experimental and computational methods for estimating microbial culture fitnesses. QFA estimates the effect of genetic mutations, drugs or other applied treatments on microbe growth. Experiments scaling from focussed analysis of single cultures to thousands of parallel cultures can be designed.

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Quantitative Fitness Analysis (QFA) is an experimental and computational workflow for comparing fitnesses of microbial cultures grown in parallel1,2,3,4. ...

A Convenient and General Expression Platform for the Production of Secreted Proteins from Human Cells

Recombinant protein expression in bacteria, typically E. coli, has been the most successful strategy for milligram quantity expression of proteins. However, prokaryotic hosts are often not as appropriate for expression of human, viral or eukaryotic proteins due to toxicity of the foreign macromolecule, differences in the protein folding machinery, or due to the lack of particular co- or post-translational modifications in bacteria. Expression systems based on yeast (P. pastoris or S. cerevisiae) 1,2, baculovirus-infected insect (S. frugiperda or T. ni) cells 3, and cell-free in vitro translation systems 2,4 have been successfully used to produce mammalian proteins. Intuitively, the best match is to use a mammalian host to ensure the production of recombinant proteins that contain the proper post-translational modifications. A number of mammalian cell lines (Human Embryonic Kidney (HEK) 293, CV-1 cells in Origin carrying the SV40 larget T-antigen (COS), Chinese Hamster Ovary (CHO), and others) have been successfully utilized to overexpress milligram quantities of a number of human proteins 5-9. However, the advantages of using mammalian cells are often countered by higher costs, requirement of specialized laboratory equipment, lower protein yields, and lengthy times to develop stable expression cell lines. Increasing yield and producing proteins faster, while keeping costs low, are major factors for many academic and commercial laboratories.
Here, we describe a time- and cost-efficient, two-part procedure for the expression of secreted human proteins from adherent HEK 293T cells. This system is capable of producing microgram to milligram quantities of functional protein for structural, biophysical and biochemical studies. The first part, multiple constructs of the gene of interest are produced in parallel and transiently transfected into adherent HEK 293T cells in small scale. The detection and analysis of recombinant protein secreted into the cell culture medium is performed by western blot analysis using commercially available antibodies directed against a vector-encoded protein purification tag. Subsequently, suitable constructs for large-scale protein production are transiently transfected using polyethyleneimine (PEI) in 10-layer cell factories. Proteins secreted into litre-volumes of conditioned medium are concentrated into manageable amounts using tangential flow filtration, followed by purification by anti-HA affinity chromatography. The utility of this platform is proven by its ability to express milligram quantities of cytokines, cytokine receptors, cell surface receptors, intrinsic restriction factors, and viral glycoproteins. This method was also successfully used in the structural determination of the trimeric ebolavirus glycoprotein 5,10.
In conclusion, this platform offers ease of use, speed and scalability while maximizing protein quality and functionality. Moreover, no additional equipment, other than a standard humidified CO2 incubator, is required. This procedure may be rapidly expanded to systems of greater complexity, such as co-expression of protein complexes, antigens and antibodies, production of virus-like particles for vaccines, or production of adenoviruses or lentiviruses for transduction of difficult cell lines.

In the post-human genomics era, the availability of recombinant proteins in native conformations is crucial to structural, functional and therapeutic research and development. Here, we describe a test- and large-scale protein expression system in human embryonic kidney 293T cells that can be used to produce a variety of recombinant proteins.

인간의 세포에서 분비 단백질의 생산을위한 편리하고 일반적인 표현 플랫폼

Recombinant protein expression in bacteria, typically E. coli, has been the most successful strategy for milligram quantity expression of proteins. ...

A Practical and Novel Method to Extract Genomic DNA from Blood Collection Kits for Plasma Protein Preservation

Laboratory tests can be done on the cellular or fluid portions of the blood. The use of different blood collection tubes determines the portion of the blood that can be analyzed (whole blood, plasma or serum). Laboratories involved in studying the genetic basis of human disorders rely on anticoagulated whole blood collected in EDTA-containing vacutainer as the source of DNA for genetic / genomic analysis. Because most clinical laboratories perform biochemical, serologic and viral testing as a first step in phenotypic outcome investigation, anticoagulated blood is also collected in heparin-containing tube (plasma tube). Therefore when DNA and plasma are needed for simultaneous and parallel analyses of both genomic and proteomic data, it is customary to collect blood in both EDTA and heparin tubes. If blood could be collected in a single tube and serve as a source for both plasma and DNA, that method would be considered an advancement to existing methods. The use of the compacted blood after plasma extraction represents an alternative source for genomic DNA, thus minimizing the amount of blood samples processed and reducing the number of samples required from each patient. This would ultimately save time and resources.
The BD P100 blood collection system for plasma protein preservation were created as an improved method over previous plasma or serum collection tubes1, to stabilize the protein content of blood, enabling better protein biomarker discovery and proteomics experimentation from human blood. The BD P100 tubes contain 15.8 ml of spray-dried K2EDTA and a lyophilized proprietary broad spectrum cocktail of protease inhibitors to prevent coagulation and stabilize the plasma proteins. They also include a mechanical separator, which provides a physical barrier between plasma and cell pellets after centrifugation. Few methods have been devised to extract DNA from clotted blood samples collected in old plasma tubes2-4. Challenges from these methods were mainly associated with the type of separator inside the tubes (gel separator) and included difficulty in recovering the clotted blood, the inconvenience of fragmenting or dispersing the clot, and obstruction of the clot extraction by the separation gel.
We present the first method that extracts and purifies genomic DNA from blood drawn in the new BD P100 tubes. We compare the quality of the DNA sample from P100 tubes to that from EDTA tubes. Our approach is simple and efficient. It involves four major steps as follows: 1) the use of a plasma BD P100 (BD Diagnostics, Sparks, MD, USA) tube with mechanical separator for blood collection, 2) the removal of the mechanical separator using a combination of sucrose and a sterile paperclip metallic hook, 3) the separation of the buffy coat layer containing the white cells and 4) the isolation of the genomic DNA from the buffy coat using a regular commercial DNA extraction kit or a similar standard protocol.

We are describing a new method of isolating genomic DNA from whole blood collected for plasma/serology. After plasma collection, the compacted blood is usually discarded. Our novel method represents a significant improvement over existing methods and makes DNA and plasma available from a single collection, without requesting additional blood.

플라즈마 단백질 보존을위한 혈액 수집 장비로부터 게놈 DNA를 추출하는 실제적이고 새로운 방법

Laboratory tests can be done on the cellular or  fluid portions of the blood. The use of different blood collection tubes  determines the portion of the ...

A Practical Guide to Phylogenetics for Nonexperts

Many researchers, across incredibly diverse foci, are applying phylogenetics to their research question(s). However, many researchers are new to this topic and so it presents inherent problems. Here we compile a practical introduction to phylogenetics for nonexperts.&#160;We outline in a step-by-step manner, a pipeline for generating reliable phylogenies from gene sequence datasets. We begin with a user-guide for similarity search tools via online interfaces as well as local executables. Next, we explore programs for generating multiple sequence alignments followed by protocols for using software to determine best-fit models of evolution. We then outline protocols for reconstructing phylogenetic relationships via maximum likelihood and Bayesian criteria&#160;and finally describe tools for visualizing phylogenetic trees. While this is not by any means an exhaustive description of phylogenetic approaches, it does provide the reader with practical starting information on key software applications commonly utilized by phylogeneticists. The vision for this article would be that it could serve as a practical training tool for researchers embarking on phylogenetic studies&#160;and also serve as an educational resource that could be incorporated into a classroom or teaching-lab.

Here we describe a step-by-step pipeline for generating reliable phylogenies from nucleotide or amino acid sequence datasets. This guide aims to serve researchers or students new to phylogenetic analysis.&#160;

비전문가를위한 계통 발생에 대한 실용 가이드

Many researchers, across incredibly diverse foci, are applying phylogenetics to their research question(s). However, many researchers are new to this ...

The Fastest Western in Town: A Contemporary Twist on the Classic Western Blot Analysis

The Western blot techniques that were originally established in the late 1970s are still actively utilized today. However, this traditional method of Western blotting has several drawbacks that include low quality resolution, spurious bands, decreased sensitivity, and poor protein integrity. Recent advances have drastically improved numerous aspects of the standard Western blot protocol to produce higher qualitative and quantitative data. The Bis-Tris gel system, an alternative to the conventional Laemmli system, generates better protein separation and resolution, maintains protein integrity, and reduces electrophoresis to a 35 min run time. Moreover, the iBlot dry blotting system, dramatically improves the efficacy and speed of protein transfer to the membrane in 7 min, which is in contrast to the traditional protein transfer methods that are often more inefficient with lengthy transfer times. In combination with these highly innovative modifications, protein detection using infrared fluorescent imaging results in higher-quality, more accurate and consistent data compared to the standard Western blotting technique of chemiluminescence. This technology can simultaneously detect two different antigens on the same membrane by utilizing two-color near-infrared dyes that are visualized in different fluorescent channels. Furthermore, the linearity and broad dynamic range of fluorescent imaging allows for the precise quantification of both strong and weak protein bands. Thus, this protocol describes the key improvements to the classic Western blotting method, in which these advancements significantly increase the quality of data while greatly reducing the performance time of this experiment.

This protocol explores the latest advancements in performing Western blot analyses.&#160;These novel modifications employ a Bis-Tris gel system with a 35&#160;min electrophoresis run time, a 7&#160;min dry blotting transfer system, and infrared fluorescent protein detection and imaging that generates higher resolution, quality, sensitivity, and improved accuracy of Western data.

타운 웨스턴 가장 빠른 : 클래식 웨스턴 블롯 분석에 현대 트위스트

The Western blot techniques that were originally established in the late 1970s are still actively utilized today. However, this traditional method of ...

Investigating Protein-protein Interactions in Live Cells Using Bioluminescence Resonance Energy Transfer

Assays based on Bioluminescence Resonance Energy Transfer (BRET) provide a sensitive and reliable means to monitor protein-protein interactions in live cells. BRET is the non-radiative transfer of energy from a 'donor' luciferase enzyme to an 'acceptor' fluorescent protein. In the most common configuration of this assay, the donor is Renilla reniformis luciferase and the acceptor is Yellow Fluorescent Protein (YFP). Because the efficiency of energy transfer is strongly distance-dependent, observation of the BRET phenomenon requires that the donor and acceptor be in close proximity. To test for an interaction between two proteins of interest in cultured mammalian cells, one protein is expressed as a fusion with luciferase and the second as a fusion with YFP. An interaction between the two proteins of interest may bring the donor and acceptor sufficiently close for energy transfer to occur. Compared to other techniques for investigating protein-protein interactions, the BRET assay is sensitive, requires little hands-on time and few reagents, and is able to detect interactions which are weak, transient, or dependent on the biochemical environment found within a live cell. It is therefore an ideal approach for confirming putative interactions suggested by yeast two-hybrid or mass spectrometry proteomics studies, and in addition it is well-suited for mapping interacting regions, assessing the effect of post-translational modifications on protein-protein interactions, and evaluating the impact of mutations identified in patient DNA.

Interactions between proteins are fundamental to all cellular processes. Using Bioluminescence Resonance Energy Transfer, the interaction between a pair of proteins can be monitored in live cells and in real time. Furthermore, the effects of potentially pathogenic mutations can be assessed.

생물 발광 공명 에너지 전달을 이용하여 살아있는 세포에서 단백질 - 단백질 상호 작용을 조사

Assays based on Bioluminescence Resonance Energy Transfer (BRET) provide a sensitive and reliable means to monitor protein-protein interactions in live ...