저자는 인수가 수행 된 몽펠리에 리오 영상 (MRI) 플랫폼을 인정하고 싶습니다. 그들은 프로토콜의 다른 부분에서의 도움을 이사벨 로페즈 크리스티나 메 지아, 알렉산드라 메츠, 이리나 Lassot, SOLANGE Desagher, 파비앙 Loust​​alot 및 버지니 Georget 감사합니다. 이 작품은 라 공들인 Médicale (FRM) (퀴프 FRM 2011-N ° DEQ20111223745는) 매그가 부어 지원되었다.

이 프로토콜의 모든 동물의 절차 11 월 24 일 1986 (86-609/EEC)의 유럽 공동체위원회 지침의 가이드 라인을 엄격하게 준수하고 있습니다. 물과식이 허용 그룹의 집은 마우스,. 12 시간 빛 : 어두운주기 (오전 7:00에 빛) 12 시간과 통제 된 환경 (22 ± 1 °의 C, 55 ± 5 %의 습도)에서 그들을 유지합니다. 1 쥐과 차 전지의 문화 :. 마우스 배아 섬유 아 세포 (MEFs) <ol><li> 얇은 집게뿐만 아니라 곡선 포셉 및 해부 가위를 압력솥. 멸균 용기에 보관합니다. 멸균 D-PBS (둘 베코 인산염 완충 식염수)를 사용합니다. 완전한 MEFs 매체를 준비 : 10 % 소 태아 혈청 (FBS), 1 ㎜의 L-글루타민, 1 mM의 피루브산 나트륨, 1 % 비 필수 아미노산, 및 0.5 mM의 2 - 머 캅토 에탄올이 보충 된 둘 베코 변성 이글 배지 (DMEM) / F12 37 ° C에서 따뜻한 </li><li> 13.5 일 후 교미 (DPC에서 임신 한 마우스 (안락사)) 자궁 전위에 의해. 90 % EtOH로 소독 한 마우스에서 자궁 뿔을 제거합니다. 살균하고 깨끗한 후드에서 37 ° C에서 배아와 뿔을 배치는 D-PBS를 데워진. 뿔, 장소를 엽니 다 100mm 멸균 플라스틱 페트리 접시에있는 태아는 탯줄 자료에서 그들을 청소하고 혈액의 과잉을 제거하는 따뜻한 D-PBS로 세척. 양안에서 태아의 사지, 내장을 제거하고 뇌를 포함하는 헤드의 상부. </li><li> 새로운 배양 접시에서 말하다 무균 수술에 아주 작은 조각으로 배아 잎 가위 (최소 1 분). 다른 유전자형의 배아의 경우, 각각의 페트리 접시에 각각의 배아를 넣어 유전자형의 꼬리 또는 위쪽 머리를 유지하기 위해주의해야합니다. </li><li> 1X 트립신-EDTA (0.25 % 트립신, 1 ㎜ EDTA)와 배아를 커버. 30 분 37 ° C의 배양기에서 1 시간 동안 품어. 전체의 10 ML을 추가트립신 반응을 정지 MEFs 매체. 피펫은 위아래 모두 집계를 제거합니다. 10 분 (완전 배지로 가득) 50 ㎖ 튜브에 세포 현탁액을 앉아 보자, 상온에서 300 XG에서 5 분 동안 뜨는을 원심 분리기. 완전 배지 (1 배아 6 ml)에 펠렛을 Resuspend. 가능한 유핵 세포는 트리 판을 사용하여 계산 될 수있다 푸른 (약 5 × 106 세포는 한 배아로부터 예상 될 수있다.) 60mm 페트리 접시 당 플레이트 3 ㎖. </li><li> 다음날 매체를 변경하고 세포가 성장하도록 허용 요리는 컨 플루 언트 될 때까지. 많은 세포 유형은 알 수있다, 하지만 섬유 아 세포는 계대 배양을 살아남을 것입니다. </li><li> 세포를 분리하고이 형질에 대한 50~70% 자랄 때까지, 유리 바닥 (시간 경과 실험에 대한 중요한)와 35mm 요리에서 성장 할 수 있습니다. 마이코 플라즈마와 마우스 병원균에 대한 검사. </li></ol> 2. 문화뉴런의 경우 daptations <ol><li> 문화 전날, 폴리-L-라이신 살균 청소 후드 (0.1 ㎎ / ㎖의 200 μL)과 함께 코트 35mm 유리 바닥 배양 접시 하룻밤 둡니다. </li><li> 다음날 아침에 두 번 45 분에서 1 시간에 한번씩 5 분, 대한​​ 멸균 순수한 물로 씻어. 2 DMEM의 ML 플러스 10 % FBS 배지로 교체하고 37 ° C 배양기에서 유지. </li><li> 18.5 DPC에서 배아를 해부하다. 살균하고 깨끗한 후드, 100mm 페트리 접시에 차가운 무균 HBSS (행크의 균형 소금 솔루션)에 배아와 뿔을 배치합니다. 신생아 새끼 또한 댐의 수명을 유지하고, 특히 얻기 어려울 수 형질 전환 동물의 경우에, 더 많은 자손을 생성 할 수있게하기 위해 배아 대신 사용될 수있다. 각각의 배양 접시에서 각 태아 또는 신생아을하고 가위로 머리를 잘라. 눈에 곡선 집게를 삽입하여 머리를 잡아 피부를 잘라 조심스럽게 뒷면에서 부드러운 두개골을 열헤드의 눈​​까지, 헤드의 각 측면에. 시신경과 뇌 줄기를 잘라, 뇌를 제거하고 HBSS를 포함하는 새로운 배양 접시에 넣어. 입체경에서 두 개의 얇은 집게를 사용하여 모든 수막을 제거합니다. 해마, 대뇌 피질 또는 연구하는 구조에 따라 두뇌의 다른 부분을 분리합니다. </li><li> 차가운 HBSS 4.5 ㎖에 해부 뇌 구조를 담가 15 ML 튜브에 미리 준비하고 트립신 소화 될 때까지 얼음 계속. 2.5 % 트립신 0.5 mL를 넣고 20 분까지 15 분 동안 37 ° C에서 알을 품다. 소화 뇌 부분을 폐기 할 수 없음을 매우주의하고, HBSS와 트립신의 3 배를 씻어. </li><li> 이 때까지 1 ㎖ 팁을 탑재 한 1 ㎖ 마이크로 피펫 1 ㎖ (피질) DMEM 플러스 10 % FBS 최대 피펫 아래로 여러 번에 500 μL (해마)에 재현 탁, 그 후에, 1 ㎖ 플러스 200 μL 팁 장착 눈에 띄는 집계하지 않습니다. </li><li> 각 35mm 유리 BOTTO에 세포 현탁액 100 ~ 200 μl를 배포DMEM 플러스 10 % FBS를 포함하고 신경이 적어도 3 시간 동안 37 ° C에서 밀착시켜 m 접시. 데워진 신경 완전 배지로 교체 (Neurobasal 매체, 250 μM의 L-글루타민과 NS21 보충 첸 등. 19에 기술 된 바와 같이 제조) 및 신경 세포의 성장을 할 수 있도록 37 ° C에 둡니다. (DIV) (형질 전환 효율이 DIV하지만 시냅스 연결의 몇 가지 더 나은 7-10 사업부에서 설립 된 후에 높은) 체외에서 5~14일에서 신경 세포를 형질. </li></ol> EGFP-G3BP1 구문의 3. 형질 35mm 접시 당 정제 된 플라스미드의 3 μg을 사용하여, 형광 마커 (등 GFP, YFP) 융합 관심의 단백질의 cDNA를 (SG를의 구성 요소)를 포함하는 벡터로 세포를 형질. <ol><li> 제조자의 프로토콜 (자재 / 시약의 표 참조) 다음, 시판의 방법을 사용 MEFs를 형질. </li><li> 칼슘과 함께 신경 세포를 형질. 시아 등 20 간단히에서 적응 인산 방법 : <ol><li> 솔루션을 준비 : DMEM 세척 : 25 밀리미터의 KCl을 포함하는 DMEM; 형질 솔루션 : 1X DMKY (HEPES 5 mm의 MgCl2를 10 mM의 페놀 레드)를 포함하는 DMEM 세척; 충격 솔루션 : HEBS 1X, 1X DMKY 및 DMSO 2 % (V / V) 37 ℃에서 보관하십시오 </li><li> 뉴런, 여과 액에서 용지를 제거하고, 37 ℃에서 보관 DMEM 세척으로 세척 한 후 형질 배지로 교체하고 인산 칼슘 플라스미드 DNA 침전물의 준비 기간 동안 37 ° C로 유지한다. </li><li> 1.5 ML의 microcentrifuge 관에서, (이 순서대로) 브라운 물 (최종 부피 50 μL), 염화칼슘 2.5 M의 5 μL, 플라스미드 DNA의 3 μg을 추가합니다. 이미 둥근 바닥 폴리 프로필렌 튜브에 도입 HEBS 2 배의 50 μL에이 조합을 삭제합니다. 낙하와 함께 회전에 의해 튜브를 섞는다. 30 분 동안 실온에서 침전물 형태하자. </li><li> precipitat 추가전자 뉴런에 적가하고 30 ~ 50 분 동안 37 ° C에서 둡니다. </li><li> 1 분 동안 충격 솔루션으로 교체 한 후 DMEM 세척과 헹굼 마지막으로 미리 조정 매체를 재 도입. 37 ° C에서 세포를 유지 </li></ol></li></ol> SG를 조립 및 역학을 포함하는 G3BP 4. 시각화 <ol><li> 페놀 레드없는 매체에 의해 페놀 레드를 포함하는 세포의 매체를 교체합니다. </li><li> 인수에 대한 형광을 갖춘 공 ​​초점 현미경을 사용합니다. 현미경 시스템을 켜십시오 : 수은 램프, 컴퓨터 및 레이저. 20 분 이상 인수를 시작하기 전에 37 ° C에 실을 따뜻하게. </li><li> G3BP의 이상 발현은 SG를 유형의 자연 형성을 유도한다. 세포는 따라서 스트레스 유도없이 형질 전환 후 SG를 24 시간 오른쪽의 조립 관찰 할 수있다. 대안 적으로, 응력은 상기 SG를 조립을 유도하도록 유도 될 수있다. 0.5 ㎜의 아비산 나트륨과 별 추가오른쪽 화합물 (과립 확실히 1 시간 내에 형성 될 것이다)의 첨가 후 획득 t. </li><li> 침지 목적에 기름을 추가 (40X 또는 63X 목표를 사용) 및 적응 35mm 현미경 홀더의 목적에 페트리 접시를 설치, 무대 홀더에 안정. 요리의 인수가 변경 될 것입니다 그렇지 않으면 평평한 지 확인합니다. 관련 형광 물질에 따라 형광 빛을 켜고 형질 전환 세포를 시각화. 그 세포는 표백 및 세포 독성을 최소화하기 위해 필드에 한 번 형광을 끕니다. </li><li> &quot;취득 탭&quot;에서 태그 형광 (EGFP-태그 G3BP를 사용하여 우리의 프로토콜에있는 488 나노 미터)의 여기 파장에 따라 레이저를 선택하고 PMT에 대한 적응 방출 길이 (광전자 증 배관)을 선택합니다. 잡음 및 과포화뿐만 아니라 독성을 최소화하기 위해 레이저 파워 (통상 10 % 이상)을 조정하고, 이득을 설정하고 신호 대 잡음비를 수정 오프셋.레이저 박람회 기간 (라인 평균 2, 프레임 평균 1)을 최소화하기 위해 (1,000 Hz에서) 빠른 스캔합니다. 원하는 경우, Z 스택에 대한 매개 변수가 3D에서 이미지를 (1 ㎛의 Z 단계는 세포와 일반적으로 괜찮습니다) 재구성 할 수 있도록 설정. 각 인수 사이의 시간 간격을 결정 : 작은 간격은보다 일관된 영화를 얻을 수 있도록하지만이 광표백 및 독성 (20 초 간격이 기술 실험에 사용 된)를 유도 할 수 있습니다. 총 취득 기간은 스트레스의 유형에 따라 다를 수 있습니다. 많은 G3BP 함유 SG를이 아비 산염 처리에서 매우 빠르게 형성과 치료의 1 시간 후 잘 볼 수 있습니다됩니다 :이 경우에, 15의 인수의 총 지속 시간, 바로 스트레스 후 인수 필름 및 시작 빠르게 셀을 선택합니다 - 20 분 여러 SG를 조립을 준수 크게 충분. </li><li> 사진을 저장하고 ImageJ에 소프트웨어를 사용하여 스택과 영화를 재구성. </li></ol>

<ol>
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저자는 더 경쟁 재정적 이익이 없다는 것을 선언합니다.

프로토콜 우려 형질 조심스럽게 세포 독성을 낮추기 위해 모니터링 할 필요가 더 많은, 특히 시간 경과 인수에서 가장 중요한 단계. 일차 세포의 배양 한 멸균 조건이 유지되고,주의가 절개 및 세포 분리 단계 동안의 손상을 방지하기 위해 수행되는 한, 어려운 부분이 아니다. MEFs 초기 구절에서 냉동 보관하실 수 있습니다. 칼슘과 함께 신경 세포의 형질이 잘 21 일을 ...

스트레스 과립 (SGS는) 같은 높은 온도, 산화 스트레스, 저산소증, 삼투압 충격, 자외선 조사, 포도당 박탈, 또는 바이러스 감염 1과 같은 환경 스트레스에 대한 세포 보호 반응으로 형성된 비 막 세포질 초점입니다. 이들은 산화 스트레스를 유발 나트륨 아비 산염과 같은 화합물로 처리함으로써 화학적으로 유도 될 수있다. SG를 실속 번역 체포 메신저 리보 (mRNPs)를 축적하면 번역 기계에서의 mRNA를 금속 이온 봉쇄, 2 단지, 자신의 어셈블리 eIF2α의 인산화 (진핵 개시 인자 2 α)에 의해 트리거 될 수 있습니다. SGS는 P-시체 같은 polysom​​es 및 다른 과립과 구성 요소를 교환 동적 구조입니다. 그들은의 mRNA가 정렬하고 안정적인 비 polysomal의 mRNPs 3로 번역, 재개시, 저하 또는 포장 중 하나에 대해 처리하는 &quot;우선 순위 구분 센터&quot;를 구성. SG를 조립 빠른 B입니다유타는 큰 과립으로 뭉쳤다 초기 다수의 작은 골재와 점진적 과정이다. 미세 소관을 중단 시키거나 안정화 화학적 억제제의 사용은 미세 소관 네트워크가 조립 합체 및 분해 공정 등 SG 역학 필요하다는 것을 보여준다. SG를의 동적 어셈블리는 TIA-1 (T-세포 내부 항원-1)과 같은 특정 RNA 결합 단백질 (RNA-BP)의 집계에 의해 추진됩니다 TIAR 이량 할 수 있습니다 (TIA-1 관련 단백질), SGS 및 4에 polysome 분해의 mRNA의 경로를 촉진합니다. G3BP (RasGAP SH3 도메인 결합 단백질)의 세포가 아비 산염 또는 고온 강조하고, 탈 인산화 G3BP의 과발현이 SG를 어셈블리 (5)를 유도 할 수있을 때 SG를에 지역화와 같은 RNA-BP입니다. G3BP는 처음 RasGAP P (라스 - GTPase의 활성화 단백질과의 상호 작용을 특징으로 한 진화 적으로 보존 된 RNA-BP입니다(120) 6); 그러나 이러한 상호 작용은 최근 7을 재 방문했다. G3BP 제품군은 두 개의 포유류의 회원, G3BP1 (G3BP이라 함)과 G3BP2 8이 포함되어 있습니다. 세포가 스트레스를 9을 실시 할 때 두 단백질은, SGS에 colocalize. 정식 RNA 인식 모티프 (RRM)를 보존 RNP1 및 RNP2 모티브 : G3BPs는 N-말단 NTF2 도메인 프롤린 리치 (PxxP) 모티프 다음에 자신​​의 현지화 및 올리고머를, 영향을 제안 구성, 다음 C-말단 모티브는 RNA 바인딩과 관련된 , 아르기닌 - 글리신 리치 (RGG) 상자 하였다. 흥미롭게도, EGFP 융합 다른 도메인을 구성하여 단백질의 상이한 부분을 분석 한 NTF2 같은 도메인 및 RNA-결합 도메인이 가장 효율적 이량의 특성의 중요성을 제안하는, SGS 모집 및 RNA는 바인딩 것으로 나타났다 SG를 조립. 다양한 모델은 체외 10-13에서 G3BP 단백질의 다른 기능을 공개했다.생쥐 G3BP가 중단 발달 성장과 생존 14,뿐만 아니라 공간 작업 기억 (15)에 운동 장애와 결함을 특징으로 중추 신경계 (CNS)에 G3BP의 중요한 역할이 단백질의 중요성을 보여 주었다. G3BP 결핍은 SG 형성 및 신경 퇴행성 질환 (15) 사이의 직접 링크를 설정, 변경된 신경 가소성과 칼슘 항상성에 이르게한다. 이 신경 세포와 같은 일차 전지에있는 SG를의 역학을 연구 할 수있는 것이 중요하다. 이 프로토콜은 아비 산염 처리에서 일차 전지에 G3BP1 함유 SG를 조립을 관찰 할 수있는 간단한 방법을 제공합니다. 그것은 스트레스의 예를 다른 종류의 서로 다른 조건에서 SG를 조립을 연구하는 데 사용할 수 있습니다. 또한 SG를 다른 과립 또는 다른 성분으로 구성 될 수있다. 사실,이 프로토콜은 G3BP1에 초점을 맞추고 있지만, TIA-1 / R, TTP (tristetraprolin) 2와 같은 다른 스트레스 과립 마커가있다FMRP (허약 한 X 정신 지체 증후군 단백질) 16, TDP-43 (transactive 응답 DNA 결합 단백질 43) (17) 또는 슈타우펜 18. 특히, TIA-1 / R과 같은 단백질이 과발현되면 다른 SG를 형성 기능, 규제와 관련된 성적에 차이가있다하더라도, SGS 어셈블리를 유도 할 수 RNA 결합 단백질을 핵, G3BP 같은입니다. SG를 이러한 핵심 구성 요소의 일부 또는 nucleators의 형광 - 태그 버전의 형질 이미지 특정 SG를 조립 및 역학을 수행 할 수 있습니다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:881px;" width="881">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:297px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:153px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:312px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:297px;"></td>
			<td style="width:153px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:297px;">DMEM/F12</td>
			<td style="width:153px;">Gibco</td>
			<td style="width:119px;">21331</td>
			<td>Pre-warm at 37 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:297px;">Sodium Pyruvate</td>
			<td style="width:153px;">Gibco</td>
			<td style="width:119px;">11360</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:297px;">Non essential amino acids</td>
			<td style="width:153px;">Gibco</td>
			<td style="width:119px;">11140</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:297px;">L-Glutamine</td>
			<td style="width:153px;">Gibco</td>
			<td style="width:119px;">25030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:297px;">Trypsin</td>
			<td style="width:153px;">Gibco</td>
			<td style="width:119px;">15096</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:297px;">Glass bottom B-35</td>
			<td style="width:153px;">Greiner</td>
			<td style="width:119px;">627860/627861</td>
			<td>Treated or not (treated: increases attachment of adherent cells)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:297px;">Poly-L-lysine</td>
			<td style="width:153px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">P2636</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:297px;">DMEM</td>
			<td style="width:153px;">Gibco</td>
			<td style="width:119px;">31966</td>
			<td>Pre-warm at 37 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:297px;">HeBS</td>
			<td style="width:153px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">51558</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:297px;">Neurobasal</td>
			<td style="width:153px;">Gibco</td>
			<td style="width:119px;">21103</td>
			<td>Pre-warm at 37 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:297px;">2-mercaptoethanol</td>
			<td style="width:153px;">Gibco</td>
			<td style="width:119px;">31350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:297px;">Forceps</td>
			<td style="width:153px;">Biotek</td>
			<td style="width:119px;">DU-110-A</td>
			<td>Very thin, tips 0,1 mm (useful to remove meninges)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:297px;">Curved forceps</td>
			<td style="width:153px;">Biotek</td>
			<td style="width:119px;">P-110-BUF</td>
			<td>Very thin, tips 0,1 mm&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:297px;">Small scissors</td>
			<td style="width:153px;">Biotek</td>
			<td style="width:119px;">CM-85-BS</td>
			<td>Can be useful to remove hippocampi</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Polyplus transfection JetPEI reagent&#160;</td>
			<td style="width:153px;">Ozyme</td>
			<td style="width:119px;">101-10</td>
			<td>MEFs transfection, follow the forward protocol</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Inverted laser scanning confocal microscope</td>
			<td style="width:153px;">Leica&#160;</td>
			<td style="width:119px;">SP5</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

visualization of g3bp stress granules dynamics in live primary cells

SGS는 특정 단백질의 구성 요소 또는 폴리 A +의 mRNA의 면역 염색에 의해 세포를 시각화 할 수 있습니다. SGS는 매우 동적이며 자신의 조립과 운명의 연구는 스트레스에 대한 세포 반응을 이해하는 것이 중요합니다. G3BP (RasGAP SH3 도메인 결합 단백질)과 같은 SG를 주요 요인의 결핍 생쥐와 중추 신경계의 변화에​​ 발달 결함이 발생합니다. 유기체, 1 캔 문화의 기본 세포에서 세포의 SG를의 역학을 연구하고 SG를의 형질 태그 구성 요소의 지역화를 수행합니다. 우리는 마우스 배아 섬유 아 세포의 G3BP1 함유 SG를 (MEFs)을 관찰하기 위해 시간 경과 실험을 설명합니다. 이 기술은 또한 최근 이러한 SG를가 알츠하이머 병 같은 신경 퇴행성 질환의 발병에 형성되어 도시되었을 결정적이다 라이브 뉴런 G3BP 함유 SG를 연구하는 데 이용 될 수있다. 이 방법은 임의의 다른 셀룰러 바디 및 과립 단백질 성분에 적응하고, 수행 될 수있다형질 전환 동물,이 과립의 특정 인자의 부재하에, 예를 들면 과립 역학 라이브 연구를 허용한다.

스트레스 과립 형성 스트레스 아폽토시스 방지 연결된 클리어 할 때까지, 스톨 번역문 셀룰러 적응을 허용, 스트레스에 셀의 반응에서 중요하다. 이 분석은 허가 키의 SGS 단백질 구성 요소의 현지화 (그림 1)에 따라, 일차 전지에있는 SG를 공부합니다. G3BP, SGS 어셈블리의 핵심 요소는, 배양 MEFs 또는 뉴런 (그림 2A의 A와 C)의 세포질에 오히려으로 확산 존재하고, 명확하게 MEF...

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Visualization of G3BP Stress Granules Dynamics in Live Primary Cells

스트레스 과립 (SGS는) 실속 리보 입자 (RNP들), 각종 스트레스에 대한 세포 반응에 중요한 포함하는 세포질 RNA 과립이다. SG를 역학 스트레스 후 형질 일차 전지에있는 SG를의 태그 구성 요소의 현지화를 시각화하여 살아있는 세포에 따라 할 수있다.

라이브 일차 전지에 G3BP 스트레스 과립 역학의 시각화

SGs can be visualized in cells by immunostaining of specific protein components or polyA+ mRNAs. SGs are highly dynamic and the study of their assembly ...

visualization-of-g3bp-stress-granules-dynamics-in-live-primary-cells

Research

JoVE Journal

Biology

18.2K 조회수.  Institut de Génétique Moléculaire de Montpellier, CNRS UMR 5535.  스트레스 과립 (SGS는) 실속 리보 입자 (RNP들), 각종 스트레스에 대한 세포 반응에 중요한 포함하는 세포질 RNA 과립이다. SG를 역학 스트레스 후 형질 일차 전지에있는 SG를의 태그 구성 요소의 현지화를 시각화하여 살아있는 세포에 따라 할 수있다. 

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A Rapid Technique for the Visualization of Live Immobilized Yeast Cells

We present here a simple, rapid, and extremely flexible technique for the immobilization and visualization of growing yeast cells by epifluorescence microscopy. The technique is equally suited for visualization of static yeast populations, or time courses experiments up to ten hours in length. My microscopy investigates epigenetic inheritance at the silent mating loci in S. cerevisiae. There are two silent mating loci, HML and HMR, which are normally not expressed as they are packaged in heterochromatin. In the sir1 mutant background silencing is weakened such that each locus can either be in the expressed or silenced epigenetic state, so in the population as a whole there is a mix of cells of different epigenetic states for both HML and HMR. My microscopy demonstrated that there is no relationship between the epigenetic state of HML and HMR in an individual cell. sir1 cells stochastically switch epigenetic states, establishing silencing at a previously expressed locus or expressing a previously silenced locus. My time course microscopy tracked individual sir1 cells and their offspring to score the frequency of each of the four possible epigenetic switches, and thus the stability of each of the epigenetic states in sir1 cells. See also  Xu et al., Mol. Cell 2006.

A rapid technique for the visualization of growing immobilized yeast cells, here applied to fluorescent reporters at the silent mating loci HML and HMR

라이브 고정화 효모 세포의 시각화에 대한 신속한 기술

We present here a simple, rapid, and extremely flexible technique for the immobilization and visualization of growing yeast cells by epifluorescence ...

연구

생물학

Live Imaging of Dense-core Vesicles in Primary Cultured Hippocampal Neurons

Observing and characterizing dynamic cellular processes can yield important information about cellular activity that cannot be gained from static images.  Vital fluorescent probes, particularly green fluorescent protein (GFP) have revolutionized cell biology stemming from the ability to label specific intracellular compartments and cellular structures. For example, the live imaging of GFP (and its spectral variants) chimeras have allowed for a dynamic 
analysis of the cytoskeleton, organelle transport, and membrane dynamics in a multitude of organisms and cell types [1-3].  Although live imaging has become prevalent, this approach still poses many technical challenges, particularly in primary cultured neurons.  One challenge is the expression of GFP-tagged proteins in post-mitotic neurons; the other is the ability to capture fluorescent images while minimizing phototoxicity, photobleaching, 
and maintaining general cell health.  Here we provide a protocol that describes a lipid-based transfection method that yields a relatively low transfection rate (~0.5%), however is ideal for the imaging of fully polarized neurons.  A low transfection rate is essential so that single axons and dendrites can be characterized as to their orientation to the cell body to confirm directionality of transport, i.e., anterograde v. retrograde.  Our approach to imaging 
GFP expressing neurons relies on a standard wide-field fluorescent microscope outfitted with a CCD camera, image capture software, and a heated imaging chamber. We have imaged a wide variety of organelles or structures, for example, dense-core vesicles, mitochondria, growth cones, and actin without any special optics or excitation requirements other than a fluorescent light source. Additionally, spectrally-distinct, fluorescently 
labeled proteins, e.g., GFP and dsRed-tagged proteins, can be visualized near simultaneously to characterize co-transport or other coordinated cellular events.  The imaging approach described here is flexible for a variety of imaging applications and can be adopted by a laboratory for relatively little cost provided a microscope is available.

Live cell imaging is of particular utility when studying the dynamics of organelle trafficking. Here we describe a protocol for live imaging of dense-core vesicles in cultured neurons using wide-field fluorescence microscopy. This protocol is flexible and can be adapted to image other organelles such as mitochondria, endosomes, and peroxisomes.

기본 교양 Hippocampal 신경에 덴스 코어 Vesicles의 라이브 영상

Observing and characterizing dynamic cellular processes can yield important information about cellular activity that cannot be gained from static images.  ...

Live Cell Imaging of F-actin Dynamics via Fluorescent Speckle Microscopy (FSM)

In this protocol we describe the use of Fluorescent Speckle Microscopy (FSM) to capture high-resolution images of actin dynamics in PtK1 cells. A unique advantage of FSM is its ability to capture the movement and turnover kinetics (assembly/disassembly) of the F-actin network within living cells. This technique is particularly useful in deriving quantitative measurements of F-actin dynamics when paired with computer vision software (qFSM).  We describe  the selection, microinjection and visualization of fluorescent actin probes in living cells. Importantly, similar procedures are applicable to visualizing other macomolecular assemblies. FSM has been demonstrated for microtubules, intermediate filaments, and adhesion complexes.  

Live Cell Imaging of F-actin Dynamics via Fluorescent Speckle Microscopy FSM

Selection, microinjection, and imaging of fluorescently-labeled F-actin via fluorescent speckle microscopy (FSM).

형광등을 통해 F - 굴지 역학 라이브 셀 이미징은 현미경을 스페클 (FSM)

In this protocol we describe the use of Fluorescent Speckle Microscopy (FSM) to capture high-resolution images of actin dynamics in PtK1 cells. A unique ...

Isolation and Primary Culture of Rat Hepatic Cells

Primary hepatocyte culture is a valuable tool that has been extensively used in basic research of liver function, disease, pathophysiology, pharmacology and other related subjects. The method based on two-step collagenase perfusion for isolation of intact hepatocytes was first introduced by Berry and Friend in 1969 1 and, since then, has undergone many modifications. The most commonly used technique was described by Seglenin 1976 2. Essentially, hepatocytes are dissociated from anesthetized adult rats by a non-recirculating collagenase perfusion through the portal vein. The isolated cells are then filtered through a 100 &mu;m pore size mesh nylon filter, and cultured onto plates. After 4-hour culture, the medium is replaced with serum-containing or serum-free medium, e.g. HepatoZYME-SFM, for additional time to culture. These procedures require surgical and sterile culture steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol, which allow consistently in the generation of viable hepatocytes in large numbers.

Primary hepatocytes provide a valuable tool to evaluate biochemical, molecular, and metabolic functions in a physiologically relevant experimental system. We describe a reliable protocol for rat in situ liver perfusion, which consistently generates viable hepatocytes up to 1.0 &times; 108 cells per preparation with cell viability between 88 ~ 96%.

쥐 간장 세포의 분리 및 차 문화

Primary hepatocyte culture is a valuable tool that has been extensively used in basic research of liver function, disease, pathophysiology, pharmacology ...

Visualization of Endoplasmic Reticulum Localized mRNAs in Mammalian Cells

In eukaryotes, most of the messenger RNAs (mRNAs) that encode secreted and membrane proteins are localized to the surface of the endoplasmic reticulum (ER). However, the visualization of these mRNAs can be challenging. This is especially true when only a fraction of the mRNA is ER-associated and their distribution to this organelle is obstructed by non-targeted (i.e. "free") transcripts. In order to monitor ER-associated mRNAs, we have developed a method in which cells are treated with a short exposure to a digitonin extraction solution that selectively permeabilizes the plasma membrane, and thus removes the cytoplasmic contents, while simultaneously maintaining the integrity of the ER. When this method is coupled with fluorescent in situ hybridization (FISH), one can clearly visualize ER-bound mRNAs by fluorescent microscopy. Using this protocol the degree of ER-association for either bulk poly(A) transcripts or specific mRNAs can be assessed and even quantified. In the process, one can use this assay to investigate the nature of mRNA-ER interactions.

Here we describe a method to visualize endoplasmic reticulum-associated mRNAs in mammalian tissue culture cells. This technique involves the selective permeabilization of the plasma membrane with digitonin to remove cytoplasmic contents followed by fluorescent in situ hybridization to detect either bulk poly(A) mRNA or specific transcripts.

포유류의 세포에서 Endoplasmic 소포체 현지화 mRNAs의 시각화

In eukaryotes, most of the messenger RNAs (mRNAs) that encode secreted and membrane proteins are localized to the surface of the endoplasmic reticulum ...

Visualization of Endoplasmic Reticulum Subdomains in Cultured Cells

The lipids and proteins in eukaryotic cells are continuously exchanged between cell compartments, although these retain their distinctive composition and functions despite the intense interorganelle molecular traffic. The techniques described in this paper are powerful means of studying protein and lipid mobility and trafficking in vivo and in their physiological environment. Fluorescence recovery after photobleaching (FRAP) and fluorescence loss in photobleaching (FLIP) are widely used live-cell imaging techniques for studying intracellular trafficking through the exo-endocytic pathway, the continuity between organelles or subcompartments, the formation of protein complexes, and protein localization in lipid microdomains, all of which can be observed under physiological and pathological conditions. The limitations of these approaches are mainly due to the use of fluorescent fusion proteins, and their potential drawbacks include artifactual over-expression in cells and the possibility of differences in the folding and localization of tagged and native proteins. Finally, as the limit of resolution of optical microscopy (about 200 nm) does not allow investigation of the fine structure of the ER or the specific subcompartments that can originate in cells under stress (i.e. hypoxia, drug administration, the over-expression of transmembrane ER resident proteins) or under pathological conditions, we combine live-cell imaging of cultured transfected cells with ultrastructural analyses based on transmission electron microscopy.

We describe the imaging approaches we use to investigate the distribution and mobility of the transfected fluorescent proteins resident in the endoplasmic reticulum (ER) by means of the confocal imaging of living cells. We also ultrastructurally analyze the effect of their expression on the architecture of this subcellular compartment.

배양 된 세포의 소포체 하위 도메인의 시각화

The lipids and proteins in eukaryotic cells are continuously exchanged between cell compartments, although these retain their distinctive composition and ...

A Graphical User Interface for Software-assisted Tracking of Protein Concentration in Dynamic Cellular Protrusions

Filopodia are dynamic, finger-like cellular protrusions associated with migration and cell-cell communication. In order to better understand the complex signaling mechanisms underlying filopodial initiation, elongation and subsequent stabilization or retraction, it is crucial to determine the spatio-temporal protein activity in these dynamic structures. To analyze protein function in filopodia, we recently developed a semi-automated tracking algorithm that adapts to filopodial shape-changes, thus allowing parallel analysis of protrusion dynamics and relative protein concentration along the whole filopodial length. Here, we present a detailed step-by-step protocol for optimized cell handling, image acquisition and software analysis. We further provide instructions for the use of optional features during image analysis and data representation, as well as troubleshooting guidelines for all critical steps along the way. Finally, we also include a comparison of the described image analysis software with other programs available for filopodia quantification. Together, the presented protocol provides a framework for accurate analysis of protein dynamics in filopodial protrusions using image analysis software.

We present a software solution for semi-automated tracking of relative protein concentration along the length of dynamic cellular protrusions.

동적 세포 돌출부에서 소프트웨어를 이용한 단백질 농도 추적을위한 그래픽 사용자 인터페이스

Filopodia are dynamic, finger-like cellular protrusions associated with migration and cell-cell communication. In order to better understand the complex ...

Methods to Classify Cytoplasmic Foci as Mammalian Stress Granules

Cells are often challenged by sudden environmental changes. Stress Granules (SGs), cytoplasmic ribonucleoprotein complexes that form in cells exposed to stress conditions, are implicated in various aspects of cell metabolism and survival. SGs modulate cellular signaling pathways, post-transcriptional gene expression, and stress response programs. The formation of these mRNA-containing granules is directly connected to cellular translation. SG assembly is triggered by inhibited translation initiation, and SG disassembly is promoted by translation activation or by inhibited translation elongation. This relationship is further highlighted by SG composition. Core SG components are stalled translation pre-initiation complexes, mRNA, and selected RNA-binding Proteins (RBPs). The purpose of SG assembly is to conserve cellular energy by sequestering translationally stalled housekeeping mRNAs, allowing for the enhanced translation of stress-responsive proteins. In addition to the core constituents, such as stalled translation preinitiation complexes, SGs contain a plethora of other proteins and signaling molecules. Defects in SG formation can impair cellular adaptation to stress and can thus promote cell death. SGs and similar RNA-containing granules have been linked to a number of human diseases, including neurodegenerative disorders and cancer, leading to the recent interest in classifying and defining RNA granule subtypes. This protocol describes assays to characterize and quantify mammalian SGs.

Stress Granules (SGs) are nonmembranous cytoplasmic structures that form in cells exposed to a variety of stresses. SGs contain mRNAs, RNA-binding proteins, small ribosomal subunits, translation-related factors, and various cell signaling proteins. This protocol describes a workflow that uses several experimental approaches to detect, characterize, and quantify bona fide SGs.

포유류 스트레스 과립으로 세포질 초점을 분류하는 방법

Cells are often challenged by sudden environmental changes. Stress Granules (SGs), cytoplasmic ribonucleoprotein complexes that form in cells exposed to ...

Application of High-speed Super-resolution SPEED Microscopy in Live Primary Cilium

The primary cilium is a microtubule-based protrusion on the surface of many eukaryotic cells and contains a unique complement of proteins that function critically in cell motility and signaling. Since cilia are incapable of synthesizing their own protein, nearly 200 unique ciliary proteins need to be trafficked between the cytosol and primary cilia. However, it is still a technical challenge to map three-dimensional (3D) locations of transport pathways for these proteins in live primary cilia due to the limitations of currently existing techniques. To conquer the challenge, recently we have developed and employed a high-speed virtual 3D super-resolution microscopy, termed single-point edge-excitation sub-diffraction (SPEED) microscopy, to determine the 3D spatial location of transport pathways for both cytosolic and membrane proteins in primary cilia of live cells. In this article, we will demonstrate the detailed setup of SPEED microscopy, the preparation of cells expressing fluorescence-protein-labeled ciliary proteins, the real-time single-molecule tracking of individual proteins in live cilium and the achievement of 3D spatial probability density maps of transport routes for ciliary proteins.

Recently we mapped the three-dimensional (3D) spatial locations of transport routes for various proteins translocating inside primary cilia in live cells. Here this paper details the experimental setup, the process of biological samples and the data analyses for the 3D super-resolution fluorescence imaging approach newly applied in live primary cilia.

The primary cilium is a microtubule-based protrusion on the surface of many eukaryotic cells and contains a unique complement of proteins that function ...

Examination of Mitotic and Meiotic Fission Yeast Nuclear Dynamics by Fluorescence Live-cell Microscopy

Live-cell imaging is a microscopy technique used to examine cell and protein dynamics in living cells. This imaging method is not toxic, generally does not interfere with cell physiology, and requires minimal experimental handling. The low levels of technical interference enable researchers to study cells across multiple cycles of mitosis and to observe meiosis from beginning to end. Using fluorescent tags such as Green Fluorescent Protein (GFP) and Red Fluorescent Protein (RFP), researchers can analyze different factors whose functions are important for processes like transcription, DNA replication, cohesion, and segregation. Coupled with data analysis using Fiji (a free, optimized ImageJ version), live-cell imaging offers various ways of assessing protein movement, localization, stability, and timing, as well as nuclear dynamics and chromosome segregation. However, as is the case with other microscopy methods, live-cell imaging is limited by the intrinsic properties of light, which put a limit to the resolution power at high magnifications, and is also sensitive to photobleaching or phototoxicity at high wavelength frequencies. However, with some care, investigators can bypass these physical limitations by carefully choosing the right conditions, strains, and fluorescent markers to allow for the appropriate visualization of mitotic and meiotic events.

Here, we present live-cell imaging which is a non-toxic microscopy method that allows researchers to study protein behavior and nuclear dynamics in living fission yeast cells during mitosis and meiosis.

형광 라이브 세포 현미경 검사법에 의한 미토틱 및 Meiotic 핵분열 효모 핵 역학의 검사

Live-cell imaging is a microscopy technique used to examine cell and protein dynamics in living cells. This imaging method is not toxic, generally does ...

Methods Article

라이브 일차 전지에 G3BP 스트레스 과립 역학의 시각화