저자는 제안 닉 Kathman 감사하고 원고를 준비에 도움이됩니다. 이 기술은 부여 FA9550-10-1-0054와 RER에 부여 번호 IOS-1120305 아래에있는 국립 과학 재단 (National Science Foundation)에서 AFOSR에서 지원하는 작업과 함께 개발되었다.

1. 사극 와이어의 제조 <ol><li> 약 1.1 m 길이의 매우 얇은 니크롬 선 (12 μm의 직경, PAC 코팅)를 잡아 당깁니다. 양쪽 끝을 테이프 태그를 부착합니다. 두 끝은 벤치 탑 근처의 같은 높이에 있는지 등의 수평 나사 막대를 통해 와이어를 끊습니다. </li><li> 4의 총 두 개 더 끝을 만들고, 두 번째 와이어를위한 단계 1.1를 반복 한 다음 첫 번째 선 (사이에 약 1 ㎝)에 배치합니다. </li><li> 테이프 태그와 함께 네 개의 끝을 찌르고 전동 회전 권선 장치에 태그를 부착합니다. 이 장치는 저렴한 DC 모터로 제조 될 수있다. </li><li> 2 분 (60 RPM)에 대해 일방향으로 사극을 감아 30 초간 반대 방향으로 긴장. </li><li> 함께 전선을 융합 히트 건을 사용합니다. 총을 들고 전선을 만지지 마십시오. 각 패스는 약 10 초를 복용, 위아래로 통과 교류 방향에서 세 가지를 사용합니다. </li><li> 위쪽 및 상처 와이어의 하단을 잘라. 4 개의 선을 꼬아거라고 일단 융합 그러나 다른에서 분리합니다. </li><li> 지원 관을 추가합니다. 폴리에틸렌 관의 30 cm 길이 (: 내부 0.28 mm, 외부 0.61 mm 직경) 잘라. 아주 천천히 조심스럽게 지원 관에 틀리지 않도록 사극 실. </li><li> 융합 단부가 다른 쪽을 나타나면 가이드 튜브의 양단의 와이어의 동일한 길이가 있기 때문에, 그것을 통해 당겨. </li><li> 집게로 각 전선의 별도의 끝을 잡아. 가스 버너의 불꽃의 기본을 사용하여주의 깊게 각 전선의 마지막 2 ~ 3 ㎜의 오프 절연을 구울 수 있습니다. 이 점등 될 때까지 와이어를 가열하지만,​​ 컬하지 않습니다. </li><li> 녹화 장치에 맞는 남녀 IC 소켓 어댑터로 사극을 연결합니다. 집게로 어댑터의 다른 소켓에 각 전선의 deinsulated 끝을 넣어. 작은 황동 핀 소켓에 전선을 안정. 좋은 점 납땜 인두를 사용하여 용융 된 솔더 소켓을 채 웁니다. 접촉하지 않도록주의하십시오납땜 인두 깨지기 쉬운 와이어. </li><li> 각 전선의 임피던스 및 전선의 각 쌍의 상호 임피던스를 확인합니다. <ol><li> 식염수 용기에 융합, 트위스트 끝을 놓고 옴 미터에 생리 식염수에서 구리 전선 도체를 연결합니다. </li><li> 와이어를 포함하는 소켓 핀 미터의 다른 쪽 끝을 연결합니다. 각 전선의 임피던스는 3 MΩ 이하이어야한다. </li><li> 상기 값이 달성되지 않으면, 땜납 접속을 재 시도. </li><li> 식염수에서 전선을 제거 물을 팁을 씻어, 각 페어링 간 와이어 임피던스 테스트 (N = 6). 간 임피던스는 5 MΩ 이상이어야합니다. </li><li> 상기 값이 달성되지 않은 경우, 융합 끝에 팁 오프 소량 슬라이스 재시험. </li><li> 전선의 모든 임피던스 요구 사항을 모두 충족하지 않는 와이어 세트를 폐기하십시오. </li></ol></li><li> 사극을 고정합니다. <ol><li> 작은 직사각형의 종이 상자 slig 배소켓 어댑터보다 큰 htly. </li><li> 하단의 남성면 상자에 어댑터를 전송합니다. 어댑터의 나머지는 상자 안에있는 동안 남성 측의 모든 핀이 상자 이상이되도록 상자를 침투. </li><li> 외부에있는 상자의 모서리를 테이프. 와이어의 개별 물가를 안정시키기 위해 상자의 안쪽에 양면 접착 테이프의 작은 조각을 사용합니다. 이 상자를 종료로 와이어가 융합되어야한다. </li><li> 빠른 설정 2 부분 에폭시 혼합 어댑터와 모든 전선을 확보하기 위해 상자에 붓는다. </li><li> 치과 용 왁스와 함께 박스의 일측에 상기 가이드 튜브의 단부 근처 부착하지만 튜빙 사극 양단에서 자유롭게 통해 당겨질 수 있도록 열 남긴다. </li></ol></li><li> 사극을 선명하게. <ol><li> 각 실험 전에 날카로운 메스 블레이드가 아닌 가위로 사극의 끝을 잘라. 이것은 분쇄 방지하고 다음 단계를 위해 클린 편평한 가장자리를 제공하면서 와이어 플레잉 종료한다. <oL&gt; <li> 작은 회전 도구는 사극을 연마하고 몇 가지 팁 절연을 제거하기 위해 (이 하나의 플랫폼에 통합 할 수 있습니다) 매체와 고운 모래로 덮는 디스크를 수직으로 장착 사용합니다. 집게로의 끝 부분에 번들을 잡습니다. 샌딩 디스크에 45 ° 각도로에 전선으로 설정된 끝을 기울여 부드럽게 매체에 각각 약 1 ~ 2 초 동안 중간 속도로 회전하는 디스크에 접촉 한 후 미세 밀가루. 축 방향으로 번들 90 °마다 회전이 세 번 이상 반복합니다. 그것은 그렇지 않으면 전선의 분리가 발생할 수 있습니다, 샌딩 디스크의 스핀의 방향이 떨어져 와이어 끝의 얕은 각도에서하는 것이 중요합니다. </li><li> 원하는 결과는 각 와이어의 끝에서 제거 절연 소량의 뾰족한 끝을 직선에서 번들 끝을 변환합니다. 사극을 도금하기 전에 해부 현미경을 사용하여 점을 확인합니다. 모든 소모가 끝 부분에 발생하는 경우, 재 절단 및 repolish. </li><li> 만약 subsequ 동안 임피던스 테스트엔트 도금 단계는 매우 낮은 간 와이어 값 (이하 4 MΩ)를 보여줍니다, 그것은 연마 단계에서 제거 재료를 너​​무 많이 나타냅니다. 재연 마 가공과 사극을 repolish. </li></ol></li><li> 사극 플레이트. 포화 황산 구리 용액 (85 ​​㎖의 물, 5 ㎖의 황산, 50g의 황산 구리)로 사극의 팁을 넣어. 판 자극 아이솔레이터 2.5 μA의 전류를 각 전선. , 1 초에 전류를 주입 1 초 동안 일시 중지하고이 과정을 반복 배속. </li><li> 각 전선의 임피던스 및 전선의 각 쌍의 interimpedance을 확인합니다. 각 전선의 임피던스는 0.5 MΩ 및 간 임피던스가 4 MΩ 이상이어야 사이 여야합니다. </li><li> 멀티 채널 녹음 시스템의 headstage에 어댑터를 장착합니다. </li><li> 미세 조작기에 구부러진 곤충 핀을 연결합니다. 치과 왁스와 곤충 핀에 사극의 끝을 연결합니다 </li></ol></li></ol> 2. 동물 준비 <ol><li> 마취얼음 바퀴벌레. </li><li> 바퀴벌레가 이동을 중지 한 후, 곤충에 걸쳐 큰 안장 핀 플랫 코르크 표면에 수직으로 바퀴벌레를 억제하지만 신체의 어떤 부분을 통과하지 않습니다. </li><li> 플라스틱 용기에 준비를 전송하고 혈류 및 신체 움직임을 최소화하기 위해 동물의 주위에 얼음을 배치. </li><li> 머리를 지원하고 안정화하기 위해 머리 주위에 치과 왁스를 배치 목에 플라스틱 고리를 배치합니다. </li><li> 면도날 ocelli 사이에 작은 창을 잘라 머리에서 표피를 제거합니다. </li><li> 뇌를 노출 집게로 결합 조직과 지방을 제거합니다. </li><li> 뇌 조직을 커버하기 위해 머리를 캡슐에 어떤 바퀴벌레 식염수를 놓습니다. </li><li> 뇌를 desheath하려면 부드럽게 뇌의 상단에 칼집을 잡고 와이어 이식 영역에서 떨어져 칼집을 찢어 다른 미세 집게를 사용하는 미세 집게를 사용합니다. </li><li> 두뇌의 기지에 머리 캡슐 앞쪽에 작은 구멍을 엽니 다H 곤충 핀. 참조 / 접지 전극 역할을하는 구멍에 구리 와이어를 절연 세 가지 큰 직경 (56 μM)의 브레이드를 삽입합니다. </li><li> 미세 조작기와 뇌 표면에 사극의 끝을 내리고 그 뇌 영역 근처에 위치. </li><li> 조심스럽게 사극에 얇은 아세테이트 시트의 두 개의 작은 조각 머리 캡슐의 구멍보다 약간 큰 (2mm x 1 ㎜), 전방 및 후방 배치합니다. </li><li> 녹화 시스템을 켭니다. </li><li> 천천히 녹음 품질에 따라 뇌의 표면 아래의 사극 150 ~ 250 μm의를 내립니다. </li><li> 기록 시스템의 전원을 끕니다. </li><li> (그림 1A)을 터치하지 않고 가능한 한 사극에 가까운 아세테이트 시트의 두 조각을 이동합니다. </li><li> 작은 주걱 평평 피하 주사 바늘을 가열 액체 왁스 주걱의 끝이되도록 치과 왁스에 넣어. 조심스럽게에서 아세테이트 시트의 각 조각의 끝을 터치액체 왁스가 각각의 조각에 흐르게하고 그리고 헤드 표피 사이의 틈새를 밀봉 할 수 있도록 주걱 사극. </li><li> 2.16 단계를 반복합니다. 아세테이트 시트마다에 액체 왁스의 작은 금액을 삭제합니다. 멀리 사극의 절차를 시작하고 그것을 향해 서서히 이동합니다. 결국 사극 치과 왁스로 고정됩니다. 공동으로 뇌에 뜨거운 왁스를 받고 마십시오. </li><li> 왁스의 참조 / 접지 전극을 고정하는 2.16 및 2.17 단계와 동일한 방법을 사용합니다. </li><li> 그것에서 사극을 해제 미세 조작기에 사극을 첨부 왁스를 가열한다. </li><li> 루프 스트레인 릴리프 (그림 1B)를 제공하기 위해 머리에 치과 왁스로 사극. </li><li> 치과 왁스 (그림 1C)와 스트레인 릴리프 루프를 커버. </li><li> 조심스럽게 제약 조건을 제거하고 배양 접시에 준비를 전송할 수 있습니다. 큰 안장 핀 준비 등의 측면을 억제합니다. </li><li> 첨부접착제 총을 사용하는 등판 라드. 이것은 복부에 앞가슴 등판에서 확장하는 나무 막대기입니다. </li><li> 치과 왁스로드의 후방 끝으로 사극 튜브의 끝을 연결합니다. </li><li> 치과 용 왁스와로드의 전단에 사극 및 기준 / 접지 전극을 고정. </li><li> 극력 튜브 소켓 단부로부터 사극 당겨, 그러나 동물 튜브 (도 1D)의 외부 사극의 부분이 손상 될 수있는 가능성을 제거하기 위해,에 잡아 당기지 않는다. </li><li> 모든 제약 조건을 제거합니다. 치과 왁스 사극 튜브에 대한 참조 / 접지 전극을 연결합니다. </li><li> 어떤 실험을하기 전에 얼음 마취에서 회복하기 위해 동물을 위해 최소한 60 분을 기다립니다. </li></ol> 3. 실험 절차 <ol><li> 기록 시스템 및 직렬 포트 케이블에 USB를 사용하여 LED 조명 모두와 PC를 연결합니다. </li><li> 신경 녹음을 시작합니다. </li><li>고속 카메라를 사용하여 실험을 등산 Motmot 이미지 수집 패키지 16 또는 120 FPS를 사용하여 실험을 산책 초당 20 프레임의 비디오 녹화를 시작합니다. </li><li> 산책 실험 또는 58cm, 길이 5cm, 폭과 실험을 등산 5cm 높은 무대를 위해 X 40cm의 유리 야 경기장 40cm로 바퀴벌레를 놓습니다. 도보로 이동할 수있는 분야는 headstage가있는 위의 무대의 중심에 오른쪽 벽의 중간에서 연장 투명한 장벽이있다. 배리어는 카메라 뷰가 headstage 의해 차단 영역에서 산책에서 동물을 방지하기 위해 사용된다. 등반 경기장 아크릴 블록 (1.2 cm 1.8 cm 높은, 5 cm 넓은 중 하나) 또는 중앙에 필적하는 높이에있는 선반이 있습니다. </li><li> 사용자 정의 MATLAB 명령을 사용하여 PC에서 TTL 펄스를 생성합니다. (S = 직렬 ( &#39;COM4&#39;);하면 fopen (들) s.RequestToSend = &#39;오프&#39;/ s.RequestToSend = / &#39;에&#39;; fclose를 (들))의 (삭제 ;). TTL 펄스는 배를 생성기록 시스템 탐포 및 켜거나 LED가 빛을 차단 하나. </li><li> 그것은 걷는 실험에 30 초 이상 이동이 멈출 때까지 바퀴벌레가 경기장을 탐험 할 수 있습니다. 바퀴벌레 실험을 등반을위한 선반을 통해 블록 / 선반이나 터널을 통해 등반을하거나 할 수 있습니다. </li><li> 비디오 녹화를 중지합니다. </li><li> 신경 녹음을 중지합니다. </li><li> TTL 펄스에 의해 생성 된 타임 스탬프를 기록합니다. </li><li> 경기장에서 바퀴벌레를 제거하고 적어도 3 분을 기다립니다. </li><li> 반복은 다음 재판 3.2-3.10 단계를 반복합니다. </li><li> 일단 모든 녹음이 완료되었습니다 와이어 팁 (양극)과 와이어의 끝에서 뇌에 구리를 증착하는 기준 전극 (음극) 중 하나를 통해 5 μA DC 전류를 5 초를 전달합니다. </li></ol> 4. 오프라인 분석 <ol><li> LED 조명이 전환 프레임에 기록 시스템에 의해 기록 된 타임 스탬프를 링크하여 비디오 및 신경 데이터 동기화그 순간. </li><li> 마크 와이어 팁 명소. 12 μm의 시리얼 부분 (17)에 구리를 석출 관찰 팀스 강하게 절차를 사용합니다. 눈에 띄는 예금은 3-8 인접 섹션 (지역의 지느러미 복부 평면의 길이에 대한 18-48% 우리의 기록) (그림 2)에서 볼 수 있어야합니다. </li><li> 하나의 뉴런의 활동에 특정 전기 신호의 상관 관계. 다른 10,14,18 세부에 배치 정렬 절차 스파이크 따릅니다. 초기, 자동 클러스터링을 생성하는 프로그램 KlustaKwik (버전 1.5, 저자 K. 해리스, 러트 거스 대학교)를 사용합니다. 더 정제 및 분석 (그림 3)의 프로그램에 MClust (버전 3.5을, 저자 AD redish입니다 등., 미네소타 대학)을 가져옵니다. </li><li> 바퀴벌레의 움직임을 추적 할 수 있습니다. 실험을 걷기를 들어, VID의 각 프레임의 질량과 그것의 몸 방향의 바퀴벌레의 (영상) 센터의 위치를​​ 추출및 MATLAB (19)에 대한 관련 FixErrors 도구 상자, Caltech의 여러 비행 트래커 (http://ctrax.sourceforge.net/ 버전 0.1.5.6)를 사용하여 EO 녹음. 실험을 상승, 모션 분석​​ 소프트웨어 패키지를 사용하여 영상의 각 프레임에서 블록 및 바퀴벌레의 머리와 등판의 위치를​​ 추출한다. </li></ol>

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저자는 관심 없음 충돌 선언하지 않습니다.

곤충의 뇌의 CC 또는 다른 지역에 이전 전기 생리학 연구는 행동의 중앙 제어에 대한 통찰력으로 우리를 제공하고 있지만, 대부분은 절제된 준비 9,11 또는 닿는 것 10,14 하나에서 수행되었다. 그 결과, 동물의 감각 경험과 생리 학적 상태는 자연 환경과는 매우 다를 수 있습니다. 또한, 동물이 수행 할 수있는 행동 작업은 그 상황에서 하나의 비행기로 제한됩니다. 여기에 우리가 자?...

곤충은 아래에, 주위에 터널을 설정하거나 장애물을 통해 상승하는 원인이 개체와 경기장 및 상품의 안내로이 기사는 중앙 복잡한 바퀴벌레, Blaberus의 discoidalis의 (CC) 내에서 뉴런에서 기록하는 성공적인 시스템을 설명합니다. 전선은 필연적 인 행동 변화와 주변 neuropil 활동을 보여주고있는 자극에 연결할 수 있습니다. 지난 십 년간 상당한 관심 곤충의 행동을 제어하는​​ 다양한 뇌 영역에서 수행하는 역할에 지시했습니다. 이 초점의 대부분은 공동으로 중앙 복잡한 (CC)이라고합니다 중간 선 뇌 neuropils 향한되었습니다. 진행 동작의 CC의 역할에 대한 질문을 대상으로 기술의 다양한 종류의 결과로 만들어진되었습니다. 이러한 기술은 behavi과 함께 주로 초파리 neurogenetic 조작, 범위CC와 행동으로 관련 매개 변수에 그 활동을 관련 시도에서 신경 활동을 모니터 전기 생리학 기술 경구 분석 1-3. 전기 생리학 기술들은 멀티 채널 프로브를 10, 11으로, 개인 식별 뉴런 4-9 및 세포 녹화에서 세포 내 기록이 (가) 있습니다. 이 두 기술은 무료로 이용하실 수 있습니다. 날카로운 전극 또는 전체 세포 패치 세포 내 기록이 확인 된 뉴런에 대한 매우 상세한 데이터를 제공하지만, 한 번에 하나 또는 두 개의 세포로 제한, 제한되거나 운동이 필요하고 시간이 상대적으로 짧은 기간 동안 유지 될 수있다. 세포 외 기록은 쉽게 억제를 필요로하지 않고, 설정 될 수 있고, 시간 동안 유지 될 수있다. 멀티 채널 tetrodes 및 클러스터 절단으로, 신경 세포의 상당히 큰 인구는 9,12 동시에 분석 할 수 있습니다. 반면 전체 휴대 덧대 어 깁기 Diy시간이 성공적으로 닿는 곤충 (13)에 사용 된, 우리는 그들이 앞으로 이동에 대한 장벽에 대처로 우리가 자유롭게 곤충 행동에 오랜 기간 동안 뇌의 신경 활동을 기록 할 수있는 기술에 대한 필요성도 있습니다 생각합니다. 아래 곤충의 움직임과 최대 반사와 같은 기록 할 필요가 세포 외 기록 방법으로 우리를 밀어. 우리는 상업적으로 이용 가능한 16 채널 실리콘 프로브 (11)에 구속 준비에 좋은 성공의 기록을 가지고있다, 그러나도 큰 바퀴벌레의 작은 크기는 프로브가 몸을 장착 할 필요가 있다는 것을 의미한다. 즉, 프로브 타인의 섬세함과 함께, 무료 도보로 준비하기에 부적절했다. 이전의 두 프로젝트에서 우리는 유사한 기록 속성을 달성하기 위해 사극을 형성하는 미세 와이어 번들을 사용하지만보다 강력한 배열. 이러한 사극 번들은 우리가 닿는 바퀴벌레에서 기록 할 수속도 14을 걷고로드 (10)와 더듬이 접촉으로 인해 발생하는 문제를 선회의 변화에 CC 유닛 활동을 관련 거라고. 이 닿는 준비가되었습니다 앞으로도 계속 될으로 유용한, 그들은 몇 가지 제한 사항을 제시 할. 첫째, 곤충 수행 할 수있는 행동은 하나의 평면에 제한됩니다. 즉, 우리가 쉽게 보행 속도 또는 회전의 변화를 불러 일으킬 수있는,하지만 등산과 터널링 작업은 적어도 일반적인 밧줄 배열로 가능하지 않았다. 둘째, 우리 곁에 준비 &quot;루프&quot;입니다. 즉, 그들이 시스템에 수직 운동과 관련된 피드백을 허용하지 않는 것이다. 바퀴벌레는 우리의 밧줄에 보니 따라서, 시각적 세계는 그에 따라 변경되지 않았습니다. 그것은 이런 종류의 피드백을 소개하는 폐쇄 루프 밧줄 시스템을 구축 할 수 있습니다. 그러나, 이들은 모의 시각적 환경의 프로그래밍 및 하드웨어의 복잡도에 의해 제한된다. Nevertheles의, 우리는 그것의 자연 환경에서와 마찬가지로 경기장 트랙 및 발견 된 개체에서 자유롭게 걸어 우리가 동물에서 기록하여 기존 닿는 기록 방법을 개선 할 수 있음을 느꼈다. 뇌의 활동 (15)를 기록하기위한 무선 시스템이 이상적인 것 있지만, 현재의 시스템은 레코딩 채널의 수, 데이터 수집, 배터리 수명과 무게의 시간에 한계가있다. 그러므로 우리는 자유롭게 준비를 이동에 사용하기 위해 우리 곁에 기록 시스템을 적용하기 위해 노력하기로했다. 나은 무선 시스템이 제공되면,이 기술은 좀처럼 그러한 장치에 적용될 수있다. 이 문서에 설명되어있는 시스템은 경량 매우 잘 작동하고 바퀴벌레의 행동에 약간 해로운 영향을 미칠 것으로 보인다. 저렴한 고속 카메라와 클러스터 절단 소프트웨어와 함께, 각각의 뇌 신경 세포의 활동은 운동과 관련 될 수있다. 여기서 우리는 prepar을 설명사극 와이어와 곤충의 뇌에 자신의 주입뿐만 아니라 전기 활동과 운동과 이러한 데이터를 기록하는 기술의 ATION 후속 분석을 위해 소집 할 수있다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="728">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:207px;">Nichrome wire&#160;</td>
			<td style="width:179px;">Sandvik Heating Technology</td>
			<td style="width:137px;">Kanthal RO-800</td>
			<td style="width:205px;">Use for tetrode</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Biomedical polyethylene tubing</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>800700</td>
			<td>Use for tetrode tubing</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lynx-8</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td>Use for multi-unit recording</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cheetah 32</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td>Use for multi-unit recording</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High speed camera</td>
			<td>Basler</td>
			<td>A602f</td>
			<td>Use fir video recording for walking experiments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High speed camera</td>
			<td>Casio</td>
			<td>EX-FC150&#160;</td>
			<td>Use for video recording for climbing experiments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">WINanalyze</td>
			<td>Winanalyze</td>
			<td>version 1.4 3D</td>
			<td>Use for video tracking&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Matlab</td>
			<td>MathWorks</td>
			<td>MATLAB R2012b</td>
			<td>Use for TTL pulse generation and off-line data analysis</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

extracellular wire tetrode recording in brain of freely walking insects

곤충 모터 제어의 두뇌 활동의 역할에 대한 관심의 증가는 우리가 곤충이 자연적인 동작을 수행하는 동안 신경 활동을 모니터 할 수 있어야합니다. 속박 된 바퀴벌레가 설정 또는 변경 보행 속도 동안 우리는 이전에 우리가 동시에 여러 뉴런의 활동을 기록 할 수 바퀴벌레 뇌의 중심 단지로 사극 전선을 주입하는 기술을 개발했다. 주요 사전 동안 닿는 제제는 제한된 동작에 대한 액세스를 제공하고 종종 자유롭게 동물을 이동에서 발생 피드백 과정이 없다. 우리는 지금 우리가 경기장에서 도보로, 회전 상승 또는 터널링 장벽에 의해 처리로 자유롭게 바퀴벌레 이동의 중심 복잡한에서 기록 할 수 있도록하는 기술의 수정 된 버전을 제시한다. 고속 비디오 및 클러스터 절단과 함께, 우리는 이제 자유롭게 행동 곤충의 움직임의 다양한 매개 변수에 뇌의 활동을 관련 될 수있다.

우리는 도보로 실험 27 준비의 CC에서 50 단위의 신경 활동을 기록했다. 그 준비 (23 대)의 15의 경우, 등반 실험도 수행 하였다. 개별 단위 (예 : 장치 1-2 준비 1 부 (2)를 나타냅니다) 준비와 장치 번호에 따라 이름이 지정됩니다. 한 등반 재판의 비디오 스냅 샷은 그림 4에 나타내었다. 전체 비디오 (사운드 유닛 1 ~ 2입니다) 보충 비디오 1에서 사용?...

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Extracellular Wire Tetrode Recording in Brain of Freely Walking Insects

우리는 이전에 우리가 닿는 바퀴벌레의 개별 단위의 활동을 모니터링 할 수 있습니다 바퀴벌레 뇌의 중심 단지로 사극 전선을 주입하는 기술을 개발했다. 여기에서 우리는 우리가 자유롭게 곤충을 움직이는 뇌 활동을 기록 할 수 있도록하는 기술의 수정 된 버전을 제시한다.

자유롭게 곤충 워킹 뇌 세포 와이어 사극 기록

Increasing interest in the role of brain activity in insect motor control requires that we be able to monitor neural activity while insects perform ...

extracellular-wire-tetrode-recording-brain-freely-walking

Research

JoVE Journal

Neuroscience

16.4K 조회수.  Case Western Reserve University.  우리는 이전에 우리가 닿는 바퀴벌레의 개별 단위의 활동을 모니터링 할 수 있습니다 바퀴벌레 뇌의 중심 단지로 사극 전선을 주입하는 기술을 개발했다. 여기에서 우리는 우리가 자유롭게 곤충을 움직이는 뇌 활동을 기록 할 수 있도록하는 기술의 수정 된 버전을 제시한다. 

비디오: Extracellular Wire Tetrode Recording in Brain of Freely Walking Insects

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

역행 형광 라벨이 확인 된 신경 세포의 표적 세포 외 단일 단위 기록을 허용<em&gt; 생체 내</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

연구

신경과학

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

온전한 성인 Zebrafish의의 뇌에 전기 생리학 기록

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Recording Single Neurons' Action Potentials from Freely Moving Pigeons Across Three Stages of Learning

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed single-neuron activity while animals are acquiring an operantly conditioned response, or when that response is extinguished. But even in these cases, observation periods usually encompass only a single stage of learning, i.e. acquisition or extinction, but not both (exceptions include protocols employing reversal learning; see Bingman&#160;et al.1 for an example). However, acquisition and extinction entail different learning mechanisms and are therefore expected to be accompanied by different types and/or loci of neural plasticity.
Accordingly, we developed a behavioral paradigm which institutes three stages of learning in a single behavioral session and which is well suited for the simultaneous recording of single neurons&#39; action potentials. Animals are trained on a single-interval forced choice task which requires mapping each of two possible choice responses to the presentation of different novel visual stimuli (acquisition). After having reached a predefined performance criterion, one of the two choice responses is no longer reinforced (extinction). Following a certain decrement in performance level, correct responses are reinforced again (reacquisition). By using a new set of stimuli in every session, animals can undergo the acquisition-extinction-reacquisition process repeatedly. Because all three stages of learning occur in a single behavioral session, the paradigm is ideal for the simultaneous observation of the spiking output of multiple single neurons. We use pigeons as model systems, but the task can easily be adapted to any other species capable of conditioned discrimination learning.

Recording Single Neurons&#039; Action Potentials from Freely Moving Pigeons Across Three Stages of Learning

Learning new stimulus-response associations engages a wide range of neural processes which are ultimately reflected in changing spike output of individual neurons. Here we describe a behavioral protocol allowing for the continuous registration of single-neuron activity while animals acquire, extinguish, and reacquire a conditioned response within a single experimental session.

자유롭게 학습의 세 단계에 걸쳐 비둘기를 이동에서 단일 신경 세포 &#39;활동 전위를 기록

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed ...

Recording EEG in Freely Moving Neonatal Rats Using a Novel Method

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such as epilepsy and neurodegenerative disorders. However, it is technically difficult to obtain EEG recordings in neonates as it requires specialized handling and great care. Here, we present a novel method to record EEG in neonatal rat pups (P8-P15). We designed a simple and reliable electrode using computer pin loci; it can be easily implanted into the skull of a rat pup to record high-quality EEG signals in the normal and epileptic brain. Pups were given an intraperitoneal (i.p.) injection of the neurotoxin kainic acid (KA) to induce epileptic seizures. The surgical implantation performed in this procedure is less expensive than other EEG procedures for neonates. This method allows one to record high-quality and stable EEG signals for more than 1 week. Furthermore, this procedure can also be applied to adult rats and mice to study epilepsy or other neurological disorders.

Here, we introduce a novel technique designed to record electroencephalography (EEG) in freely moving neonatal epileptic pups and describe its procedures, features, and applications. This method allows one to record EEG for more than 1 week.

새로운 방법으로 자유롭게 움직이는 신생아 쥐의 뇌파 기록

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

급성 Hippocampal 조각에 작은 볼륨 재활용-, 관류-침수 형 챔버 시스템 유지에 시 냅 스가 소성을 기록

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems neuroscience. One key component of this technique consists of the precise placement of multiple electrodes into desired brain regions and the maintenance of their stability. Here, we describe a protocol for the construction of a 3D-printable hyperdrive, which includes eighteen independently adjustable tetrodes, and is specifically designed for in vivo extracellular neural recording in freely behaving rats. The tetrodes attached to the microdrives can either be individually advanced into multiple brain regions along the track, or can be used to place an array of electrodes into a smaller area. The multiple tetrodes allow for simultaneous examination of action potentials from dozens of individual neurons, as well as local field potentials from populations of neurons in the brain during active behavior. In addition, the design provides for simpler 3D drafting software that can easily be modified for differing experimental needs.

We present the construction of a 3D-printable hyperdrive with eighteen independently adjustable tetrodes. The hyperdrive is designed to record brain activity in freely behaving rats over a period of several weeks.

쥐 행동에 대규모 신경 기록에 대 한 향상 된 멀티 Tetrode 하이퍼 드라이브의 건설

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems ...

Hybrid Microdrive System with Recoverable Opto-Silicon Probe and Tetrode for Dual-Site High Density Recording in Freely Moving Mice

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, conventional microdrive designs often only allow use of one type of electrode to record from single or multiple regions, limiting the yield of single-unit or depth profile recordings. It also often limits the ability to combine electrode recordings with optogenetic tools to target pathway and/or cell type specific activity. Presented here is a hybrid microdrive array for freely moving mice to optimize yield and a description of its fabrication and reuse of the microdrive array. The current design employs nine tetrodes and one opto-silicon probe implanted in two different brain areas simultaneously in freely moving mice. The tetrodes and the opto-silicon probe are independently adjustable along the dorsoventral axis in the brain to maximize the yield of unit and oscillatory activities. This microdrive array also incorporates a set-up for light, mediating optogenetic manipulation to investigate the regional- or cell type-specific responses and functions of long-range neural circuits. In addition, the opto-silicon probe can be safely recovered and reused after each experiment. Because the microdrive array consists of 3D-printed parts, the design of microdrives can be easily modified to accommodate various settings. First described is the design of the microdrive array and how to attach the optical fiber to a silicon probe for optogenetics experiments, followed by fabrication of the tetrode bundle and implantation of the array into a mouse brain. The recording of local field potentials and unit spiking combined with optogenetic stimulation also demonstrate feasibility of the microdrive array system in freely moving mice.

This protocol describes the construction of a hybrid microdrive array that allows implantation of nine independently adjustable tetrodes and one adjustable opto-silicon probe in two brain regions in freely moving mice. Also demonstrated is a method for safely recovering and reusing the opto-silicon probe for multiple purposes.

자유롭게 움직이는 마우스에서 이중 사이트 고밀도 레코딩을 위한 회수 가능한 광실리콘 프로브 및 Tetrode가 있는 하이브리드 마이크로드라이브 시스템

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, ...

Multi-Fiber Photometry to Record Neural Activity in Freely-Moving Animals

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and smaller functional subgroups, it becomes paramount to record from projections and/or genetically-defined subpopulations of neurons. Fiber photometry is an accessible and powerful approach that can overcome these challenges. By combining optical and genetic methodologies, neural activity can be measured in deep brain structures by expressing genetically-encoded calcium indicators, which translate neural activity into an optical signal that can be easily measured. The current protocol details the components of a multi-fiber photometry system, how to access deep brain structures to deliver and collect light, a method to account for motion artifacts, and how to process and analyze fluorescent signals. The protocol details experimental considerations when performing single and dual color imaging, from either single or multiple implanted optic fibers.

This protocol details how to implement and perform multi-fiber photometry recordings, how to correct for calcium-independent artifacts, and important considerations for dual-color photometry imaging.

자유롭게 움직이는 동물의 신경 활동을 기록하는 다중 섬유 광도 측정법

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and ...

Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain activity from freely moving fish would advance research on the neural basis of fish behavior considerably. Moreover, precise control of the recording location in the brain is critical to studying coordinated neural activity across regions in fish brain. Here, we present a technique that records wirelessly from the brain of freely swimming fish while controlling for the depth of the recording location. The system is based on a neural logger associated with a novel water-compatible implant that can adjust the recording location by microdrive-controlled tetrodes. The capabilities of the system are illustrated through recordings from the telencephalon of goldfish.

A novel wireless technique for recording extracellular neural signals from the brain of freely swimming goldfish is presented. The recording device is composed of two tetrodes, a microdrive, a neural data logger, and a waterproof case. All parts are custom-made except for the data logger and its connector.

자유롭게 수영 물고기에서 이동 식 Tetrodes에 의해 뉴런의 무선 전기 생리적 기록

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...

Recording Brain Activity with Ear-Electroencephalography

The c-grid (ear-electroencephalography, sold under the name cEEGrid) is an unobtrusive and comfortable electrode array that can be used for investigating brain activity after affixing around the ear. The c-grid is suitable for use outside of the laboratory for long durations, even for the whole day. Various cognitive processes can be studied using these grids, as shown by previous research, including research beyond the lab. To record high-quality ear-EEG data, careful preparation is necessary. In this protocol, we explain the steps needed for its successful implementation. First, how to test the functionality of the grid prior to a recording is shown. Second, a description is provided on how to prepare the participant and how to fit the c-grid, which is the most important step for recording high-quality data. Third, an outline is provided on how to connect the grids to an amplifier and how to check the signal quality. In this protocol, we list best practice recommendations and tips that make c-grid recordings successful. If researchers follow this protocol, they are comprehensively equipped for experimenting with the c-grid both in and beyond the lab.

Presented here is the procedure for using the c-grid (ear-electroencephalography, sold under the name cEEGrid) for recording brain activity in and beyond the lab for extended durations. This protocol describes how to set up these arrays and how to record brain activity using them.

귀 뇌파 검사로 뇌 활동 기록

The c-grid (ear-electroencephalography, sold under the name cEEGrid) is an unobtrusive and comfortable electrode array that can be used for investigating ...