We thank Matthew O'Connell, Maryam Jahanshahi, and Andreas Jenny for assistance. We thank Istv&#225;n And&#243; for plasmatocyte-specific antibodies, Utpal Banerjee for dome-meso-EBFP2 flies, Julian Martinez-Agosto for antp&gt;GFP flies, and Michael O'Connor for ptth and ptth&gt;grim flies. These methods were developed with support by the Kimmel Foundation, the Leukemia &amp; Lymphoma Society, NIH/NCI R01CA140451, NSF 1257939, DOD/NFRP W81XWH-14-1-0059, and NIH/NCI T32CA078207.

1. 순환 혈구 농도 <ol><li> 6 시간 -이 분석을 위해 거의 동일한 발달 단계의 유충을 얻으려면, 여성이 2의 고정 된 시간 동안 알을 낳기 수 있도록하여 달걀 수집을 제한 할 수 있습니다. </li><li> 1 배 인산염 완충 생리 식염수 (PBS, 표 1) 가득 접시의 우물을 해부에 애벌레를 수집합니다. </li><li> 각각의 애벌레를 들어, 얼음에 microcentrifuge 관에 PBS 1X 10 μl의 깨끗한 해부 패드에 PBS 1X 10 μl를 배치합니다. 조명 실체베이스에 해부 패드를 놓습니다. </li><li> 조직에 배치하여 각각의 유충을 건조는 해부 패드에 PBS 드롭에 전송하기 전에 닦아주십시오. </li><li> 포셉 한 쌍을 사용하여 부드럽게 열고 눈물 조심스럽게 체액을 해제 할 수있는 표피를 반전. 참고 : 긁어 또는이 잠재적으로 정착 혈구 세포 (29)를 방출 수로 표피를 잽주의 바랍니다. </li><li> 피펫을 사용하여 해부 패드로부터의 체액을 수집한다. 공동 피이러한 지방 본문으로 애벌레 파편을 llecting. </li><li> 미세 원심 튜브에 체액을 추가로 pipetting 아래로 섞는다. 주의 : 샘플을 여러 번에 수집 시간까지 얼음 상에 유지 될 수있다. </li><li> 옵션 : 염색과 죽은 세포를 제외 균등의 체액 샘플과 트리 판 블루를 섞는다. 이 세포에 독성이 있기 때문에 트리 판 블루를 추가의 3 분 이내에 세포를 계산합니다. </li><li> 최대 피펫 팅에 의해 아래로 혈구 실에 10 μl를로드하기 전에 샘플을 섞는다. </li><li> 자동 세포 계수기를 사용하는 경우, 셀 크기 및 원형에 대한 적절한 매개 변수를 설정합니다. 통상 둥근 혈구 세포 (34)를 검출하기 위해 80 %의 원형 - 예를 들어, 2 μm의 최소 셀 크기 22 ㎛의 최대 셀 크기 및 (75)의 원형도를 설정한다. 다른 매개 변수를 실험은 lamellocytes으로 더 큰 스핀들 모양의 혈구 세포를 감지합니다. 또한, 수동 혈구 세포를 계산하는 혈구를 사용합니다. </li></ol> 2. CIRculating 혈구 면역 조직 화학 <ol><li> 6 시간 -이 분석을 위해 거의 동일한 발달 단계의 유충을 얻으려면, 여성이 2의 고정 된 시간 동안 알을 낳기 수 있도록하여 달걀 수집을 제한 할 수 있습니다. </li><li> 6- 또는 12 웰 플레이트의 각 웰에 하나의 coverslip를 놓습니다. 참고 : 광장 된 커버 (22mm) 6 웰 플레이트 라운드 커버 슬립 (18mm 직경)에 맞는 12 웰 플레이트에 적합. </li><li> 1X PBS 가득 접시의 우물을 해부에 애벌레를 수집합니다. </li><li> 각 커버 슬립의 중심에 5 μL 1X PBS를 놓습니다. </li><li> 조명 실체베이스에있는 플레이트에 놓습니다. </li><li> 닦아 조직의 개별 애벌레를 건조 후 커버 슬립에 PBS에 배치합니다. </li><li> 포셉 한 쌍을 사용하여 부드럽게 찢어 조심스럽게 표피를 반전. 애벌레 시체를 제거하기 전에 균일하게 체액을 전파하는 데 사용합니다. 참고 : 긁어 또는이 잠재적으로 정착 혈구 세포 (29)를 방출 수로 표피를 잽주의 바랍니다. </li><li> Repea커버 슬립 당 하나의 유충의 체액을 수집, 모든 애벌레에 대한 마에. 혈구 세포 5에 대한 커버 슬립을 준수 할 수 있도록 허용 -. 실내 온도 실온에서 8 분 고정하기 전에 30 분을 초과하지 마십시오. </li><li> 실온에서 15 분 동안 각 커버 슬립을 7.5 % 포름 알데히드 (표 1) 5 μl를 첨가하여 혈구 세포를 고정한다. </li><li> 워시는 1X PBS로 3 회 된 커버. 판 팁 각 세척 후 PBS를 대기음. 다음 단계에서 permeabilization 솔루션의 실행 - 오프를 방지하기 위해, 커버 슬립의 경계에서 초과 PBS를 제거하는 흡입기를 사용합니다. </li><li> 실온에서 20 분 동안 각 coverslip에 100 ㎕의 permeabilization 솔루션 (표 1)를 추가합니다. </li><li> 팁 부드럽게 permeabilization 솔루션을 대기음 할 수있는 판을 누릅니다. </li><li> 공급자의 사양에 따라 항체 용액 (표 1)과 차 항체를 희석. 12 웰 플레이트에서 적어도 500 μL를 커버 슬립 1 차 항체 솔루션을 추가합니다.6 웰 플레이트에서 적어도 1.5 ML을 추가합니다. 밤새 4 ° C에서 품어. </li><li> 차 항체 용액을 제거하고 궤도 흔드는, 세 번에 10 분 동안 1X PBS로 된 커버를 세척한다. </li><li> 공급자의 사양에 따라 항체 솔루션 차 항체를 희석. 12 웰 플레이트에서 커버 슬립 적어도 500 μL 차 항체 솔루션을 추가합니다. 6 웰 플레이트 적어도 1.5 ML을 추가합니다. RT에서 적어도 2 시간 동안 인큐베이션. </li><li> 이차 항체 용액을 제거하고 단계 2.10, 세 번 같이 궤도 통에 10 분 동안 1X PBS로 된 커버를 세척한다. </li><li> 세척 단계 동안 깨끗한 유리 현미경 조직 제거제를 사용하여 70 % 에탄올 (표 1)과 함께 슬라이드. 각 커버 슬립 들어 유리 슬라이드 5 μL 장착 완충액 (표 1)을 배치했다. 참고 : 두 개의 커버 슬립 한 슬라이드에 맞게. </li><li> 최종 PBS 세척을 대기음. </li><li> 조심스럽게 접시와 장소, INV에서 커버 슬립을 제거하기 위해 집게를 사용하여장착 버퍼의 상단에, erted. 참고 : 현미경 슬라이드 이전 영상에 4 ° C에 저장할 수 있습니다. 최대 축적 시간은 사용되는 항체의 안정성에 의존한다. 6- 12- 웰 플레이트를 세정하여 재사용 할 수있다. </li></ol> 생체 크리스탈 셀 Melanization 3. <ol><li> 이 분석에 대해 거의 동일한 발달 단계의 유충을 얻으려면, 여성 2-6 시간 고정 된 시간 동안 알을 낳기 수 있도록하여 달걀 수집을 제한 할 수 있습니다. </li><li> 시작하기 전에 60 ℃에서 가열 원을 설정한다. 주 : (25 ℃로 유지 하였다)를 10 분 동안 60 ° C의 열 순환기 프로그램은 잘 작동하지만, 상기 열은 각각 충 걸쳐 일관되고 균일하게 분포 될 때 수조 또는 다른 열원 긴로 충분하다. </li><li> 1X PBS (표 1) 가득 접시의 우물을 해부에 애벌레를 수집합니다. </li><li> 한번에 하나는 조직에 유충이 PCR 튜브의 하단에 위치 닦아 건조. 각각의 유충을 배치별도의 PCR 튜브한다. (그림 3A를 참조하십시오.) </li><li> 15 분 및 / 또는 부드럽게 전에 가열로 튜브를 눌러 - 일관성있는 결과를 들어, 10 4 ° C에서 튜브에서 애벌레를 차게하여 PCR 튜브의 바닥에 그 애벌레 숙박을 보장합니다. </li><li> 열 자전거 타는 사람 (또는 물 목욕)에서 PCR 튜브를 놓습니다. 10 분 동안 60 ℃에서 가열한다. </li><li> 조심스럽게 신선한 1X PBS 가득 접시의 우물을 해부으로 PCR 튜브에서 애벌레를 제거합니다. </li><li> 조직에 드라이 유충 닦아 실체 현미경에서 이미징을위한 평평한 표면에 배열합니다. </li><li> 맹목적으로 여러 개인 애벌레의 이미지를 점수. </li></ol> 4. 애벌레 림프 글 랜드 면역 조직 화학 참고 : 임파선이 약간 지느러미 측의 두뇌 아래의 유충의 앞쪽 끝에서 약 3 분의 1 길이에 위치해 있습니다. (그림 3B에서 화살표를 참조하십시오.) 림프 글 랜드는 등의 용기를 옆구리 가장 쉽게 입 ~이 부착 해부한다KS 또는 뇌. 야생 형, 세 번째 령 임파선이 매우 작은 구조이다; 길이 200 μm의 - 주 로브는 약 100입니다. (그림 4A를 참조하십시오.) <ol><li> 6 시간 -이 분석을 위해 거의 동일한 발달 단계의 유충을 얻으려면, 여성이 2의 고정 된 시간 동안 알을 낳기 수 있도록하여 달걀 수집을 제한 할 수 있습니다. </li><li> 림프의 글 랜드 해부 <ol><li> 각 실험 조건의 경우, 24 웰 플레이트의 한 웰에 PBS 1 배 1 ㎖ (표 1)를 추가합니다. </li><li> 각 웰 일회용 전달 피펫을 사용하여 0.1 % PBST (표 1) 1 방울을 추가한다. 주 : 세제, 예컨대 트윈 (Tween) 20, 조직은 웰의 바닥에 가라 앉을 수 있도록 표면 장력을 낮추기 위해 추가된다. </li><li> 얼음에 플랫 플레이트를 놓습니다. </li><li> 1X PBS 가득 접시의 우물을 해부에 애벌레를 수집합니다. </li><li> 조명 실체베이스에 깨끗한 해부 패드를 놓습니다. 에 작은 배치 일회용 전송 피펫을 사용하여난 패드에 0.01 %의 PBST (표 1)을 삭제합니다. 해부에 대한 PBST 드롭 한 유충을 전송합니다. </li><li> 후방 끝에서 하나의 약 포셉 한 쌍의 1/4 길이, 지느러미 쪽이 위로 유충을 잡아. </li><li> 표피 즉시 유충을 잡고있는 집게에 전방 잡아 포셉의 다른 쌍을 사용합니다. 입 후크가 노출 될 때까지 조심스럽게 앞쪽 끝으로 표피를 잡아 당깁니다. 참고 : 목표는 내부 구조를 방해하지 않고 표피를 벗겨하는 것입니다. </li><li> 표피를 놓고 두 유충을 잘라 두 집게를 사용합니다. PBST 드롭의 후방 끝을 제거합니다. 참고 : 표피 입 후크에 모든 방법을 벗겨하지 않는 경우, 두 유충을 절감하고 후방 끝을 제거합니다. 표피의 가장자리를 개최하고, 개방을 통해 입 후크를 밀어 포셉의 다른 쌍을 사용하는 집게 한 쌍을 사용합니다. 이것은 표피를 반전 입 후크를 노출합니다. 이은 altern로서 사용될 수있다뿐만 아니라 절개 방법을 먹었다. </li><li> 안정성을 위해 표피 (중 복부 표피, 지느러미 표피 플랩, 또는 둘 다) 아래로 핀 집게 한 쌍을 사용합니다. </li><li> 노출 된 입 후크를 잡아 조심스럽게 그들을 밖으로 끌어 포셉의 다른 쌍을 사용합니다. 참고 :이 내부 구조에서 표피를 분리합니다. 이상적으로는, 눈 / 더듬이 가상적인 디스크, 뇌, 링 글 랜드 및 지느러미 선박 측면 림프 글 랜드는 입 후크에 부착 된 상태로 유지됩니다. </li><li> 여전히 입 후크를 누른 상태에서 조심스럽게 예를 들면 침샘, 지방 본문 및 소장으로 원치 않는 구조를 제거합니다. 참고 : 뇌가 입 고리에서 분리하는 경우, 림프 글 랜드는 여전히에 부착 뇌에 수집 될 수 있습니다. 이 경우, 복부 신경 코드 대신 입 후크를 개최합니다. </li><li> 핸들과 입 후크 또는 복부 신경 코드를 사용하면. 얼음에 잘에 림프 글 랜드를 포함하는 해부 복잡한 전송 30 분을 초과하지 마십시오고정하기 전에. </li></ol></li><li> 고정 및 면역 조직 화학 <ol><li> 실체베이스의 24 웰 플레이트를 놓습니다. </li><li> 신중하게 잘에서 PBST를 제거하기 위해 P200 피펫을 사용합니다. 참고 : 빈, 이웃 우물 일시적으로 폐기물을 입금 유용하다. </li><li> 부드럽게 잘 측면 아래로 200 ㎕를 3.7 % 포름 알데히드 (표 1)를 추가하고 해부 조직이 완전히 침수되는 것을 보장하기 위해 접시를 소용돌이 친다. </li><li> 30 분 동안 얼음 접시를 돌려줍니다. 림프 분비가 형광 단백질 (들)을 표현하는 경우, 광표백을 방지하기 위해 커버 플레이트를 유지합니다. </li><li> 주의 깊게 정착을 제거하기 위해 P200 피펫을 사용합니다. </li><li> 웰을 200 ㎕의 1X PBS를 첨가하여 실온에서 5 분 동안 진탕 기에서 플레이트를 배치하여 세척 하였다. 조심스럽게 PBS를 제거하기 위해 P200 피펫을 사용합니다. 참고 : 모든 실험 조건이 거라고 있습니다에 대한 고정 임파선은 임파선까지 PBS에서 얼음에 남아있을 수 있습니다issected 고정. </li><li> 세척이 두 번 더 단계를 반복합니다. </li><li> 잘 200 μl의 permeabilization 솔루션 (표 1)를 추가합니다. 실온에서 45 분 동안 궤도 통에 접시를 설정합니다. 참고 : 45 분 림프 글 랜드 permeabilization의 &quot;황금 표준&quot;하지만 저자는 20 분 후 성공을. </li><li> P200 피펫으로 솔루션을 제거합니다. </li><li> 공급자의 사양에 따라 항체 용액 (표 1)과 차 항체를 희석. 잘 300 μL 차 항체 솔루션을 추가하고 해부 조직이 완전히 침수되어 있는지 확인합니다. 밤새 4 ° C에서 품어. </li><li> 차 항체를 제거하기 위해 P200 피펫을 사용합니다. </li><li> 웰을 200 ㎕의 1X PBS를 첨가하여 실온에서 10 분 동안 진탕 기에서 플레이트를 배치하여 세척 하였다. 조심스럽게 PBS를 제거하기 위해 P200 피펫을 사용합니다. </li><li> 세척이 두 번 더 단계를 반복합니다. </li><li> 보조 희석공급자의 사양에 따라 항체 용액으로 ntibody. 잘 300 μL 차 항체 솔루션을 추가하고 해부 조직이 완전히 침수되어 있는지 확인합니다. RT에서 적어도 2 시간 동안 오비탈 진탕 기에서 인큐베이션. </li><li> 이차 항체를 제거하고 단계 4.3.12 및 4.3.13에 기술 된 바와 같이 씻어 P200 피펫을 사용합니다. 최종 세척 후 PBS를 제거하지 마십시오. </li></ol></li><li> 글 랜드 장착을 림프 <ol><li> 청소 유리 현미경은 70 % 에탄올 (표 1)과 조직 와이프를 사용하여 슬라이드. </li><li> 각 실험 조건에 대한 유리 슬라이드에 완충액 (표 1)를 장착 한 방울을 놓는다. 참고 : 두 조건은 하나의 슬라이드에 맞게. 버퍼 볼륨을 장착하면 임파선의 수를 장착 할 수에 따라 달라집니다. 20 임파선, 10 일 μL - - 12, 5 이하 0.5 ㎕의 약 18에 대한 2 μl를 사용합니다. </li><li> 조명 실체베이스의 현미경 슬라이드를 놓습니다. </li><li> 한 번에 최대 두 가지 조건의 경우, 핸들로 입 후크 또는 복부 신경 코드를 사용하여 집게로 장착 버퍼에 우물에서 임파선을 모두 전송합니다. </li><li> 공간 처리에서 장착 버퍼 확산 원형 또는 직사각형 균일 해부 조직. </li><li> 해부 조직의 각각에 대해 개별적으로, 지느러미 용기 아래 포셉 한 통을 밀어 부드럽게 장착 버퍼의 주변쪽으로 당깁니다. 참고 :이 림프가 해부 조직의 나머지에서 밖으로 글 랜드와 유리에 림프 글 랜드를 평평하게 그릴 것입니다. </li><li> 하나 포셉의 통과 톱질 동작을 사용하여, 임파선과 뇌 사이의 지느러미 용기를 잘라. </li><li> 버퍼의 가장 바깥 쪽 가장자리에서 상기 임파선의 반대측에 해부 조직의 나머지를 이동. 참고 : 원치 않는 해부 조직은 결국 임파선 주위에 경계를 형성 whic에 따라 지원 될 것입니다커버 슬립이 휴식 할 시간. </li><li> 림프 분비 모두가 중앙에 배치 할 원치 않는 해부 조직 중 하나 예약, 해부 조직에서 분리 될 때까지 반복합니다. </li><li> 두 손가락 사이에 커버 슬립을 가져 가라. 커버 슬립이 먼지와 지문이 없는지 확인합니다. 필요한 경우, 조직 닦아 사용하고 70 % 에탄올은 커버 슬립을 청소. </li><li> 커버 슬립의 쪽이 유리 슬라이드의 가장자리에 평행 한 것을 보장 신중 장착 버퍼 위에 커버 슬립을 낮출. 참고 : 현미경 슬라이드 이전 영상에 4 ° C에 저장할 수 있습니다. 최대 축적 시간은 사용되는 항체의 안정성에 의존한다. 24 웰 플레이트를 세정하여 재사용 할 수있다. </li></ol></li></ol> 5. 이미지 <ol><li> 이미지 혈구 세포를 고정 제조 업체의 운영 매뉴얼에 따라 20 배 이상 확대에 적절한 표준 형광 또는 공 초점 현미경에 임파선을 탑재. 스탠드에 이미지 전체 애벌레제조업체의 작동 설명서에 따라 2 배의 배율에서 ARD 실체. </li><li> 원하는 경우, 디컨 볼 루션 소프트웨어 제공 업체의 지침을 따르십시오. </li></ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> 해결책 </td><td> 구성 </td><td> 저장 </td><td> 댓글 </td></tr><tr><td rowspan="5"> 1X PBS </td><td> 200 ㎎ / ℓ 염화칼륨 </td><td rowspan="5"> 실온 </td><td rowspan="5"></td></tr><tr><td> 200 ㎎ / ℓ 인산 칼륨 일 염기성 </td></tr><tr><td> 8,000 ㎎ / ℓ 염화나트륨 </td></tr><tr><td> 1,150 ㎎ / ℓ 인산 나트륨 </td></tr><tr><td> DH 2 O </td></tr><tr><td> 정착액 </td><td> 3.7 % 또는 7.5 %의 포름 알데히드 1X PBS에서 </td><td> 어둠 속에서 실온 </td><td> 포름 알데히드는 독성이있다. </td></tr><tr><td rowspan="3"> Permeabilization 솔루션 / 항체 희석제</td><td> 0.4 % 트리톤 </td><td rowspan="3"> 4 ° C </td><td rowspan="3"> 표준 공식은 0.4 % 트리톤를 사용하지만 저자는 성공 트윈 20 0.1 %를 사용합니다. 공급 업체의 권장 농도에 따라 기본 및 보조 항체를 희석하여 사용합니다. </td></tr><tr><td> 5 % 소 혈청 알부민, 정상 염소 혈청 또는 정상 당나귀 혈청 </td></tr><tr><td> 1X PBS </td></tr><tr><td> 70 % 에탄올 </td><td> dH2O 중에서 70 ~ 200 % 증거 에탄올 </td><td> 실온 </td><td></td></tr><tr><td rowspan="4"> 설치 버퍼 </td><td> 0.5 % n- 프로필 갈 레이트 </td><td rowspan="4"> 어둠 속에서 4 ° C </td><td rowspan="4"> n- 프로필 갈 레이트는 유해하다. DAPI는 돌연변이입니다. </td></tr><tr><td> 80 % 글리세롤 </td></tr><tr><td> 옵션 : 1 μg의 / ㎖의 DAPI (4 &#39;, 6-diamidino-2-페닐 인돌) </td></tr><tr><td> 1X PBS </td></tr><tr><td> 0.1 % PBST </td><td> 1X PBS에서 0.1 % 트윈 20 </td><td> 실온 </TD&gt; <td></td></tr><tr><td> 0.01 %의 PBST </td><td> 0.1 % PBST 1:10 희석 </td><td> 실온 </td><td></td></tr></tbody></table> 이 의정서에 사용되는 표 1. 솔루션.

<ol><li>Evans, C. J., Hartenstein, V., Banerjee, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thicker+than+blood%3A+conserved+mechanisms+in+Drosophila+and+vertebrate+hematopoiesis%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Cell%22%5BJournal%5D)">Thicker than blood: conserved mechanisms in Drosophila and vertebrate hematopoiesis.</a> Dev Cell. 5 (5), 673-690 (2003).</li>
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</ol>

저자는 더 경쟁 재정적 이해 관계가 없음을 선언합니다.

유전 적 또는 환경 변화에 따라, 여기에 설명 된 네 가지 방법은 신호, 생존, 증식 및 분화와 같은 조혈 동안 별개 프로세스를 분석하기 위해 개별적으로 또는 함께 사용할 수 초파리 조혈 동적 프로세스이다.; 동물 당 혈구 세포의 수가 증가하고 35 임파선의 구조 및 유전자 발현이 발달 동안에 32를 변경한다. 이러한 분석을 수행하기 이전에, 따라서, 고정 된 시간에 대한 산?...

혈액 학적 질환의 조혈 시스템의 개발 및 그 고장 좌표 전사 인자 및 신호 전달 경로를 조절 복잡한 메커니즘이 제대로 이해 남아. 이러한 전사 인자 및 신호 경로뿐만 아니라, 그 조절은 매우 초파리 및 포유류 조혈 1-5 사이에 보존된다. 따라서 초파리 조혈 시스템은 조혈 및 기저 혈액 질환을 제어하는 분자 메커니즘을 정의하는 우수한 유전 모델을 나타낸다. 포유 동물과 유사하게, 초파리는 조혈의 공간적 및 시간적으로 별개의 단계에서 혈구 불리는 혈액 세포를 생성. 전통적으로, 초파리의 조혈는 배아 중배엽과 애벌레 림프 글 랜드에서 단계로 제한 될 것으로 생각되었다. 조혈 또한 애벌레 정착 클러에서 발생하는 최근의 연구는 증거를 제공sters과 6-8 복부 성인이다. plasmatocytes 및 액정 셀 모든 조혈 상 성숙 혈구 세포의 두 가지 유형을 생성한다. Plasmatocytes은 식균 작용, 선천성 면역, 및 상처 치유에 관여하는 대 식세포와 같은 세포이다. 크리스탈 세포는 melanization, 곤충 면역 반응 및 상처 치유에 사용되는 반응에 필요한 프로 phenoloxidases가 포함되어 있습니다. 제 성숙한 혈구 유형을 생성 할 수 있습니다 애벌레 조혈는 같은 포식 기생자 말벌 감염 9,10와 같은 특정 면역 도전에 대응하는 lamellocyte을했다. Lamellocytes는 캡슐화와 초파리 유충에 누워 말벌 알을 중화, plasmatocytes 및 결정 세포와 함께, 작동 큰, 부착 세포이다. 기생가 없을 lamellocytes는 야생형 유충에서 발견되지 않는다. Melanotic 대중 흑화, 캡슐 말벌 달걀을 닮은; 많은 초파리 돌연변이 균주 기생의 부재 melanotic 질량을 개발한다. lamello의 존재cytes 및 / 또는 melanotic 대중은 조혈 이상을 표시 할 수 있습니다. 사실, melanotic 질량 표현형 조혈 11-14에 관여하는 유전자 및 경로를 식별하는데 사용되었다. 애벌레 조혈 시스템은 가장 광범위하게 최신 연구이다. 그것은 체액의 순환 혈구 세포로 구성되어, 고착 혈구의 표피 아래 패턴 클러스터 및 혈구 세포는 림프 글 랜드에 거주. 림프 글 랜드는 등의 용기에 부착 된 양자 로브 시리즈입니다. 림프 글 랜드의 각 주 로브는 세 가지 주요 영역으로 구분된다. 가장 바깥 쪽 영역은 대뇌 피질의 영역으로 알려져 있으며, 혈구 세포를 성숙 포함되어 있습니다. 가장 안쪽 영역은 골수 영역이라고하며 대기 혈구 전구 물질로 구성된다. 제 3 구역, 후방 센터 시그널링은 줄기 세포와 같은 틈새로 작용 임파선 기지에서 세포의 작은 그룹이다. 초기 작품은 노치 15-18위한 중요한 기능을 설립 </suP&gt;, 고슴도치 19, 20, JAK-STAT (18), 및 날개없는 21 활동은 애벌레 림프 글 랜드 개발을 조절합니다. 최근의 연구는 BMP (22), FGF-라스 (23), 그리고 마 24, 25 신호는 애벌레 림프 글 랜드 내에서 작동하는지 증명하고있다. 여기에 설명 된 네 유생 조혈 분석 1) 단위 부피 당 세포 수를 의미 순환 혈구 농도를 측정, 2) 분리 및 정착 3) 생체 내에서 액정 셀을 시각화 면역 대한 혈구 세포를 순환하고, 4), 고정 해부 및 장착 설명 림프는 면역 조직 화학에 대한 글 랜드. 이러한 분석은 함수 및 애벌레 조혈 시스템에서 신호 전달 경로의 규제를 평가하는 조혈 판독로서 사용될 수있다. 이러한 방법은 필드에서 이전에 사용되었지만, 이러한 분석법 시각 문서 최근 8,26-30 시작했다. 여기에 인용 된 여러 출판물에 도움된다유사한 방법 및 조혈 마커 26,31-33을 설명 FUL 자원. 또한, 트롤과 바이킹은 림프 글 랜드 기저막의 유용한 지표이다.

<table><tbody><tr><td>PBS tablets</td><td>MP Biomedicals</td><td>2810305</td><td></td></tr><tr><td>dissecting dish</td><td>Corning</td><td>7220-85</td><td></td></tr><tr><td>microcentrifuge tube</td><td>Denville</td><td>C2170</td><td></td></tr><tr><td>silicone dissecting pad, made from Sylgard 184 kit</td><td>Krayden (distributed through Fisher)</td><td>NC9644388 (Fisher catalog number)</td><td>Made in petri dish by mixing components of Sylgard elastomer kit according to manufacturer instructions.</td></tr><tr><td>stereomicroscope</td><td>Morrell Instruments (Nikon distributor)</td><td>mna42000, mma36300</td><td>Nikon models SMZ1000 and SMZ645</td></tr><tr><td>tissue wipe</td><td>VWR</td><td>82003-820</td><td></td></tr><tr><td>forceps</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>72700-DZ</td><td></td></tr><tr><td>p200 pipette</td><td>Eppendorf</td><td>3120000054</td><td></td></tr><tr><td>Countess Automated Cell Counter</td><td>Invitrogen</td><td>C10227</td><td></td></tr><tr><td>Countess cell counting chamber slides</td><td>Invitrogen</td><td>C10283</td><td></td></tr><tr><td>hemocytometer</td><td>Hausser Scientific</td><td>3200</td><td></td></tr><tr><td>trypan blue stain</td><td>Life Technologies</td><td>T10282</td><td></td></tr><tr><td>formaldehyde</td><td>Fisher</td><td>BP531-500</td><td></td></tr><tr><td>Triton</td><td>Fisher</td><td>BP151-500</td><td></td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Fisher</td><td>BP337-500</td><td></td></tr><tr><td>bovine serum albumin</td><td>Rocky Mountain Biologicals</td><td>BSA-BSH-01K</td><td></td></tr><tr><td>normal goat serum</td><td>Sigma</td><td>G9023-10ML</td><td></td></tr><tr><td>normal donkey serum</td><td>Sigma</td><td>D9663-10ML</td><td></td></tr><tr><td>200 proof ethanol</td><td>VWR</td><td>V1001</td><td></td></tr><tr><td>N-propyl gallate</td><td>MP Biomedicals</td><td>102747</td><td></td></tr><tr><td>glycerol</td><td>VWR</td><td>EM-4750</td><td></td></tr><tr><td>DAPI (4&amp;rsquo;,6-diamidino-2-phenylindole)</td><td>Fisher</td><td>62248</td><td></td></tr><tr><td>6-well plate</td><td>Corning</td><td>351146</td><td></td></tr><tr><td>12-well plate</td><td>Corning</td><td>351143</td><td></td></tr><tr><td>microscope cover glass, 22 mm square</td><td>Fisher</td><td>12-544-10</td><td></td></tr><tr><td>microscope cover glass, 18 mm circular</td><td>Fisher</td><td>12-545-100</td><td></td></tr><tr><td>glass microscope slides</td><td>Fisher</td><td>22-034-980</td><td></td></tr><tr><td>thermal cycler</td><td>Eppendorf</td><td>E950010037</td><td>Mastercycler EP Gradient S</td></tr><tr><td>PCR tubes</td><td>USA Scientific</td><td>1402-2700</td><td></td></tr><tr><td>24-well plate</td><td>Corning</td><td>351147</td><td></td></tr><tr><td>disposable transfer pipet</td><td>Fisher</td><td>13-711-9AM</td><td></td></tr><tr><td>fluorescence microscope</td><td>Zeiss</td><td></td><td>Axio Imager.Z1</td></tr></tbody></table>

methods to examine the lymph gland and hemocytes in drosophila larvae

많은 유사점. 초파리 포유류 적응 면역 특성화 림프 혈통 부족에도 초파리 및 포유류 조혈 시스템 간에는 초파리 및 포유류 조혈 여러 혈액 세포 계통을 생성 시공간적 가지 단계에서 발생한다. 두 시스템 확장하거나 성숙한 계통을 대체 할 수있는 혈액 세포 전구 세포의 저수지를 유지한다. 조혈 시스템은 초파리와 포유류에 대응하는 면역 도전에 적응 할 수 있습니다. 중요한 것은, 생성, 유지 보수 및 조혈 시스템의 기능을 조절하는 전사 규제 및 신호 전달 경로는 포유류에 파리에서 보존된다. 이러한 유사성은 초파리 유전자 모델 개발 및 조혈 질환에 사용될 수 있도록. 여기에 우리 세부 분석은 초파리 애벌레의 조혈 시스템을 검사합니다. 에서특히, 우리는 혈액 세포 수와 농도를 측정하는 생체 내에서 특정 성숙한 혈통 시각화 및 순환과 조혈 기관의 혈액 세포에서 면역 조직 화학 법을 수행하는 방법을 설명합니다. 이 분석은 유전자 발현의 변화 및 신호, 생존, 증식 및 분화를 포함하는 세포 과정을 공개하고 조혈에 대한 질문의 다양성을 조사하는 데 사용할 수 있습니다. 초파리 가능한 유전 도구와 결합 된 분석 방법은 정의 된 유전자 변형시의 조혈 시스템을 평가할 수있다. 특히 여기에 설명되지는 않았지만, 이러한 분석법은 조혈 시스템의 감염이나식이 요법 등의 환경 변화의 영향을 조사하는데 사용될 수있다.

혈구 농도 순환 혈구 수는 애벌레 개발 (35)에 걸쳐 증가한다. 이 방법은 혈구 수와 농도의 차이를 감지하는지 설명하기 위해, 상관없이 생물학적 원인, 우리는 지연 및 비 지연 유충의 혈구 농도를 측정 하였다. ptth 생산 뉴런 (ptth&gt; 냉혹)의 유전 적 절제에 의해 prothoracicotropic 호르몬 (ptth)의 손실 애벌레 개발 (36)의</...

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Methods to Examine the Lymph Gland and Hemocytes in Drosophila Larvae

초파리와 포유류의 조혈 시스템은 조혈을 연구하기 위해 초파리에게 매력적인 유전 적 모델을 만들고, 많은 일반적인 기능을 공유 할 수 있습니다. 여기에서 우리는 면역 조직 화학의 주요 애벌레 조혈 기관의 해부 및 장착을 보여줍니다. 우리는 또한 순환 혈구 세포와 고착 결정 세포 등 다양한 애벌레 조혈 구획을 분석하는 방법을 설명합니다.

방법은 림프 글 랜드와 혈구 세포에서를 검사합니다<em&gt; 초파리</em&gt; 애벌레

Many parallels exist between the Drosophila and mammalian hematopoietic systems, even though Drosophila lack the lymphoid lineage that characterize ...

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Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Methods to Examine the Lymph Gland and Hemocytes in Drosophila Larvae

12.8K 조회수.  The Icahn School of Medicine at Mount Sinai.  초파리와 포유류의 조혈 시스템은 조혈을 연구하기 위해 초파리에게 매력적인 유전 적 모델을 만들고, 많은 일반적인 기능을 공유 할 수 있습니다. 여기에서 우리는 면역 조직 화학의 주요 애벌레 조혈 기관의 해부 및 장착을 보여줍니다. 우리는 또한 순환 혈구 세포와 고착 결정 세포 등 다양한 애벌레 조혈 구획을 분석하는 방법을 설명합니다....

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Assaying Blood Cell Populations of the Drosophila melanogaster Larva

In vertebrates, hematopoiesis is regulated by inductive microenvironments (niches). Likewise, in the invertebrate model organism&#160;Drosophila melanogaster, inductive microenvironments known as larval Hematopoietic Pockets (HPs) have been identified as anatomical sites for the development and regulation of blood cells (hemocytes), in particular of the self-renewing macrophage lineage.&#160;HPs are segmentally repeated pockets between the epidermis and muscle layers of the larva, which also comprise sensory neurons of the peripheral nervous system. In the larva, resident (sessile) hemocytes are exposed to anti-apoptotic, adhesive and proliferative cues from these sensory neurons and potentially other components of the HPs, such as the lining muscle and epithelial layers. During normal development, gradual release of resident hemocytes from the HPs fuels the population of circulating hemocytes, which culminates in the release of most of the resident hemocytes at the beginning of metamorphosis. Immune assaults, physical injury or mechanical disturbance trigger the premature release of resident hemocytes into circulation. The switch of larval hemocytes between resident locations and circulation raises the need for a common standard/procedure to selectively isolate and quantify these two populations of blood cells from single Drosophila larvae. Accordingly, this protocol describes an automated method to release and quantify the resident and circulating hemocytes from single larvae. The method facilitates ex vivo approaches, and may be adapted to serve a variety of developmental stages of Drosophila and other invertebrate organisms.

Assaying Blood Cell Populations of the Drosophila melanogaster Larva

Drosophila blood cells, or hemocytes, cycle between resident sites and circulation. In the larva, resident (sessile) hemocytes localize to inductive microenvironments, the Hematopoietic Pockets, while circulating hemocytes move freely in the hemolymph. The goal of this protocol is the standardized isolation and quantification of these two, behaviorally distinct but interchanging, hemocyte populations.

의 시금 혈액 세포 집단<em&gt; 초파리</em&gt; 유충

In vertebrates, hematopoiesis is regulated by inductive microenvironments (niches). Likewise, in the invertebrate model organism&#160;Drosophila ...

연구

발생학

An Introduction to Parasitic Wasps of Drosophila and the Antiparasite Immune Response

Most known parasitoid wasp species attack the larval or pupal stages of Drosophila. While Trichopria drosophilae infect the pupal stages of the host (Fig. 1A-C), females of the genus Leptopilina (Fig. 1D, 1F, 1G) and Ganaspis (Fig. 1E) attack the larval stages. We use these parasites to study the molecular basis of a biological arms race. Parasitic wasps have tremendous value as biocontrol agents. Most of them carry virulence and other factors that modify host physiology and immunity. Analysis of Drosophila wasps is providing insights into how species-specific interactions shape the genetic structures of natural communities. These studies also serve as a model for understanding the hosts' immune physiology and how coordinated immune reactions are thwarted by this class of parasites.
The larval/pupal cuticle serves as the first line of defense. The wasp ovipositor is a sharp needle-like structure that efficiently delivers eggs into the host hemocoel. Oviposition is followed by a wound healing reaction at the cuticle (Fig. 1C, arrowheads). Some wasps can insert two or more eggs into the same host, although the development of only one egg succeeds. Supernumerary eggs or developing larvae are eliminated by a process that is not yet understood. These wasps are therefore referred to as solitary parasitoids.
Depending on the fly strain and the wasp species, the wasp egg has one of two fates. It is either encapsulated, so that its development is blocked (host emerges; Fig. 2 left); or the wasp egg hatches, develops, molts, and grows into an adult (wasp emerges; Fig. 2 right). L. heterotoma is one of the best-studied species of Drosophila parasitic wasps. It is a "generalist," which means that it can utilize most Drosophila species as hosts1. L. heterotoma and L. victoriae are sister species and they produce virus-like particles that actively interfere with the encapsulation response2. Unlike L. heterotoma, L. boulardi is a specialist parasite and the range of Drosophila species it utilizes is relatively limited1. Strains of L. boulardi also produce virus-like particles3 although they differ significantly in their ability to succeed on D. melanogaster1. Some of these L. boulardi strains are difficult to grow on D. melanogaster1 as the fly host frequently succeeds in encapsulating their eggs. Thus, it is important to have the knowledge of both partners in specific experimental protocols.
In addition to barrier tissues (cuticle, gut and trachea), Drosophila larvae have systemic cellular and humoral immune responses that arise from functions of blood cells and the fat body, respectively. Oviposition by L. boulardi activates both immune arms1,4. Blood cells are found in circulation, in sessile populations under the segmented cuticle, and in the lymph gland. The lymph gland is a small hematopoietic organ on the dorsal side of the larva. Clusters of hematopoietic cells, called lobes, are arranged segmentally in pairs along the dorsal vessel that runs along the anterior-posterior axis of the animal (Fig. 3A). The fat body is a large multifunctional organ (Fig. 3B). It secretes antimicrobial peptides in response to microbial and metazoan infections.
Wasp infection activates immune signaling (Fig. 4)4. At the cellular level, it triggers division and differentiation of blood cells. In self defense, aggregates and capsules develop in the hemocoel of infected animals (Fig. 5)5,6. Activated blood cells migrate toward the wasp egg (or wasp larva) and begin to form a capsule around it (Fig. 5A-F). Some blood cells aggregate to form nodules (Fig. 5G-H). Careful analysis reveals that wasp infection induces the anterior-most lymph gland lobes to disperse at their peripheries (Fig. 6C, D).
We present representative data with Toll signal transduction pathway components Dorsal and Sp&auml;tzle (Figs. 4,5,7), and its target Drosomycin (Fig. 6), to illustrate how specific changes in the lymph gland and hemocoel can be studied after wasp infection. The dissection protocols described here also yield the wasp eggs (or developing stages of wasps) from the host hemolymph (Fig. 8).

An Introduction to Parasitic Wasps of Drosophila and the Antiparasite Immune Response

Parasitoid (parasitic) wasps constitute a major class of natural enemies of many insects including Drosophila melanogaster. We will introduce the techniques to propagate these parasites in Drosophila spp. and demonstrate how to analyze their effects on immune tissues of Drosophila larvae.

의 기생충 말벌에 대한 소개<em&gt; Drosophila</em&gt; 그리고 Antiparasite 면역 반응

Most known parasitoid wasp species attack the larval or pupal stages of Drosophila. While Trichopria drosophilae infect the pupal stages of the host (Fig. ...

면역학 및 감염병학

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The serotonergic feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of critical importance during the development of the circuit. Using the functional output of the circuit, feeding, changes in the neuronal architecture of the stomatogastric system can be visualized. Feeding behavior can be recorded by observing the rate of retraction of the mouth hooks, which receive innervation from the brain. Locomotor behavior is used as a physiological control for feeding, since larvae use their mouth hooks to traverse across an agar substrate. Changes in feeding behavior can be correlated with the axonal architecture of the neurites innervating the gut. Using immunohistochemistry it is possible to visualize and quantitate these changes. Improper handling of the larvae during behavior paradigms can alter data as they are very sensitive to manipulations. Proper imaging of the neurite architecture innervating the gut is critical for precise quantitation of number and size of varicosities as well as the extent of branch nodes. Analysis of most circuits allow only for visualization of neurite architecture or behavioral effects; however, this model allows one to correlate the functional output of the circuit with the impairments in neuronal architecture.

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae serves a simple yet powerful model that allows changes in feeding rate to be correlated with alterations in the stomatogastric neural circuitry. This circuit is composed of central serotonergic neurons that send projections to the mouth hooks as well as the foregut.

의 애벌레 먹이 회로의 기능적 분석 초파리</i

The serotonergic  feeding circuit in Drosophila  melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of  critical importance during the ...

신경과학

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we present a protocol for the mounting of Drosophila melanogaster embryos and subsequent live imaging of fluorescently labeled hemocytes, the embryonic macrophages of this organism. Using the Gal4-uas system1 we drive the expression of a variety of genetically encoded, fluorescently tagged markers in hemocytes to follow their developmental dispersal throughout the embryo. Following collection of embryos at the desired stage of development, the outer chorion is removed and the embryos are then mounted in halocarbon oil between a hydrophobic, gas-permeable membrane and a glass coverslip for live imaging. In addition to gross migratory parameters such as speed and directionality, higher resolution imaging coupled with the use of fluorescent reporters of F-actin and microtubules can provide more detailed information concerning the dynamics of these cytoskeletal components.

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Drosophila hemocytes disperse over the entirety of the developing embryo. This protocol demonstrates how to mount and image these migrations using embryos with fluorescently labelled hemocytes.

라이브 영상 Drosophila melanogaster 배아 Hemocyte 마이 그 레이션

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we ...

생물학

Extraction of Hemocytes from Drosophila melanogaster Larvae for Microbial Infection and Analysis

During the pathogenic infection of Drosophila melanogaster, hemocytes play an important role in the immune response throughout the infection. Thus, the goal of this protocol is to develop a method to visualize the pathogen invasion in a specific immune compartment of flies, namely hemocytes. Using the method presented here, up to 3 &#215; 106 live hemocytes can be obtained from 200 Drosophila 3rd instar larvae in 30 min for ex vivo infection. Alternatively, hemocytes can be infected in vivo through injection of 3rd instar larvae followed by hemocyte extraction up to 24 h post-infection. These infected primary cells were fixed, stained, and imaged using confocal microscopy. Then, 3D representations were generated from the images to definitively show pathogen invasion. Additionally, high-quality RNA for qRT-PCR can be obtained for the detection of pathogen mRNA following infection, and sufficient protein can be extracted from these cells for Western blot analysis. Taken together, we present a method for definite reconciliation of pathogen invasion and confirmation of infection using bacterial and viral pathogen types and an efficient method for hemocyte extraction to obtain enough live hemocytes from Drosophila larvae for ex vivo and in vivo infection experiments.

Extraction of Hemocytes from Drosophila melanogaster Larvae for Microbial Infection and Analysis

This method demonstrates how to visualize pathogen invasion into insect cells with three-dimensional (3D) models. Hemocytes from Drosophila larvae were infected with viral or bacterial pathogens, either ex vivo or in vivo. Infected hemocytes were then fixed and stained for imaging with a confocal microscope and subsequent 3D cellular reconstruction.

미생물 감염 및 분석에 대 한 초파리 melanogaster 애벌레에서 Hemocytes의 추출

During the pathogenic infection of Drosophila melanogaster, hemocytes play an important role in the immune response throughout the infection. Thus, the ...

Assessing the Cellular Immune Response of the Fruit Fly, Drosophila melanogaster, Using an In Vivo Phagocytosis Assay

In all animals, innate immunity provides an immediate and robust defense against a broad spectrum of pathogens. Humoral and cellular immune responses are the main branches of innate immunity, and many of the factors regulating these responses are evolutionarily conserved between invertebrates and mammals. Phagocytosis, the central component of cellular innate immunity, is carried out by specialized blood cells of the immune system. The fruit fly, Drosophila melanogaster, has emerged as a powerful genetic model to investigate the molecular mechanisms and physiological impacts of phagocytosis in whole animals. Here we demonstrate an injection-based in vivo phagocytosis assay to quantify the particle uptake and destruction by Drosophila blood cells, hemocytes. The procedure allows researchers to precisely control the particle concentration and dose, making it possible to obtain highly reproducible results in a short amount of time. The experiment is quantitative, easy to perform, and can be applied to screen for host factors that influence pathogen recognition, uptake, and clearance.

Assessing the Cellular Immune Response of the Fruit Fly, Drosophila melanogaster, Using an In Vivo Phagocytosis Assay

This protocol describes an in vivo phagocytosis assay in adult Drosophila melanogaster to quantify phagocyte recognition and clearance of microbial infections.

과일 파리, 초파리 melanogaster에 비보 먹어서 분석 결과 사용 하 여의 세포 면역 반응 평가

In all animals, innate immunity provides an immediate and robust defense against a broad spectrum of pathogens. Humoral and cellular immune responses are ...

Sonication-facilitated Immunofluorescence Staining of Late-stage Embryonic and Larval Drosophila Tissues In Situ

Studies performed in Drosophila melanogaster embryos and larvae provide crucial insight into developmental processes such as cell fate specification and organogenesis. Immunostaining allows for the visualization of developing tissues and organs. However, a protective cuticle that forms at the end of embryogenesis prevents permeation of antibodies into late-stage embryos and larvae. While dissection prior to immunostaining is regularly used to analyze Drosophila larval tissues, it proves inefficient for some analyses because small tissues may be difficult to locate and isolate. Sonication provides an alternative to dissection in larval Drosophila immunostaining protocols. It allows for quick, simultaneous processing of large numbers of late-stage embryos and larvae and maintains in situ morphology. After fixation in formaldehyde, a sample is sonicated. Sample is then subjected to immunostaining with antigen-specific primary antibodies and fluorescently labeled secondary antibodies to visualize target cell types and specific proteins via fluorescence microscopy. During the process of sonication, proper placement of a sonicating probe above the sample, as well as the duration and intensity of sonication, is critical. Additonal minor modifications to standard immunostaining protocols may be required for high quality stains. For antibodies with low signal to noise ratio, longer incubation times are typically necessary. As a proof of concept for this sonication-facilitated protocol, we show immunostains of three tissue types (testes, ovaries, and neural tissues) at a range of developmental stages.

Sonication-facilitated Immunofluorescence Staining of Late-stage Embryonic and Larval Drosophila Tissues In Situ

Immunostaining is an effective technique for visualizing specific cell types and proteins within tissues. By utilizing sonication, the protocol described here alleviates the need to dissect Drosophila melanogaster tissues from late-stage embryos and larvae before immunostaining. We provide an efficient methodology for the immunostaining of formaldehyde-fixed whole mount larvae.

늦게 단계 배아와 애벌레의 초음파 - 촉진 면역 형광 염색<em&gt; 초파리</em&gt; 조직<em&gt; 제자리에서</em

Studies performed in Drosophila melanogaster embryos and larvae provide crucial insight into developmental processes such as cell fate specification and ...

Assessing the Age-Specific Phagocytic Ability of Adult Drosophila melanogaster Hemocytes using an In Vivo Phagocytosis Assay

Phagocytosis is an essential function of the innate immune response. This process is carried out by phagocytic hemocytes whose primary function is to recognize a wide range of particles and destroy microbial pathogens. As organisms age, this process begins to decline, yet little is known about the underlying mechanisms or the genetic basis of immunosenescence. Here, an injection based in vivo phagocytosis assay is used to assess age related changes in different aspects of phagocytosis, such as binding, engulfment, and degradation of internalized particles, by quantifying phagocytic events in hemocytes in adult Drosophila. Drosophila melanogaster has become an ideal model to investigate age related changes in innate immune function for many reasons. For one, many genetic components and functions of the innate immune response, including phagocytosis, are evolutionarily conserved between Drosophila and mammals. Because of that, results obtained from using this protocol are likely to be widely relevant to understanding the age related changes in immune function in a variety of organisms. Additionally, we note that this method provides quantitative estimates of hemocyte phagocytic ability, which could be useful for a variety of research topics, and need not be limited to studies of aging.

Assessing the Age-Specific Phagocytic Ability of Adult Drosophila melanogaster Hemocytes using an In Vivo Phagocytosis Assay

This protocol describes an in vivo assay of phagocytosis used to assess and quantify the ability of young and aged Drosophila melanogaster hemocytes to phagocytose bacteria.

인 비보 식세포 분석기를 사용하여 성인 Drosophila 멜라노가스터 혈구의 연령별 식세포 능력 평가

Phagocytosis is an essential function of the innate immune response. This process is carried out by phagocytic hemocytes whose primary function is to ...

Cuticle Disruption: A Method to Collect Hemolymph from Drosophila Larvae

Source: Reimels, T. A. and Pfleger, C. M. <a href="https://www.jove.com/video/54544/" target="_blank">Methods to Examine the Lymph Gland and Hemocytes in Drosophila Larvae</a>. J. Vis. Exp. (2016).
The Drosophila hemolymph serves as both blood and interstitial fluid, circulating throughout the body during the larva and adult stages. This video describes a protocol to collect larval hemolymph in order to quantify the circulating cells.

큐티클 파괴: 초파리 유충에서 혈림프를 수집하는 방법

Source: Reimels, T. A. and Pfleger, C. M. Methods to Examine the Lymph Gland and Hemocytes in Drosophila Larvae. J. Vis. Exp. (2016).
The Drosophila ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Drosophila melanogaster (fruit fly)

Larva

Larval Lymph Gland Dissection: Isolating the Drosophila Hemocyte-Producing Organ

Source: Reimels, T. A. and Pfleger, C. M. <a href="https://www.jove.com/video/54544/" target="_blank">Methods to Examine the Lymph Gland and Hemocytes in Drosophila Larvae</a>. J. Vis. Exp. (2016).
This video describes the Drosophila lymph gland&#8212;the primary site of hematopoiesis in the fly larva&#8212;and shows an example protocol to dissect and mount the organ for immunohistochemistry and fluorescent imaging.

유충 림프선 박리: 초파리 혈구 생산 기관 분리

Source: Reimels, T. A. and Pfleger, C. M. Methods to Examine the Lymph Gland and Hemocytes in Drosophila Larvae. J. Vis. Exp. (2016).
This video describes ...

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