Funding for this work was provided by Shriners Hospitals and CIRM fellowships to AMC and AM. We would also like to acknowledge Plemel et al.7 for first designing and publishing the calibrated forceps model.

모든 동물 절차 및 동물 관리 방법은 기관의 기관 동물 관리 및 사용위원회 (IACUC)의 승인을 받아야한다. 1. 수술 준비 <ol><li> 집게, 바나 가위, roungeurs, 견인기, 메스, 가위, 봉합, 피부 스테이플, Q-팁, 멸균 식염수, 수술 스폰지, 이소 플루 란 : 필요한 모든 수술 도구와 시약을 조립합니다. 준비 및 수술에 앞서 수술 도구의 전체 팩을 압력솥. 하나 이상의 마우스에 수술을 수행하는 경우, 준비하고 동물 당 도구를 하나의 패킷을 오토 클레이브, 또는 수술 도구의 하나의 패킷을 압력솥과 수술 사이에서 도구 살균 소독. 유리 비드 공구 terilizer가 그 사이 수술 (5 동물 후에 툴 다시 청소해야하고 사용 전에 멸균) 도구를 청소하는 데 사용되는 경우 일반적으로 멸균 도구 중 하나 팩 마우스 5 마리까지 사용할 수있다. instituti 해당 지역의 IACUC 관리자에게 문의하시기 바랍니다특정 가이드 라인에. </li><li> 70 % 이소 프로필 알코올 물티슈 수술 부위를 소독. 멸균 필드가 수술 중 유지하기 위해 외과 용 드레이프를 설정합니다. </li><li> 수술에 앞서 각 마우스의 무게를. 피하, 부 프레 노르 핀 0.05 mg / kg (체중)의 투여 량을 관리. </li><li> 이소 플루 란 기계의 유도 챔버에 4 % 용량으로 이소 플루 란을 투여함으로써 동물을 마취. </li><li> 동물 마취되면, 탈수를 방지 37 ° C에서 가열 패드에 동물을 설정하고, 마우스의 머리가 제대로 마취 콘에 위치해 있는지 확인하기 위해 눈에 연고를 적용합니다. (참고 : 열 화상의 원인이되지 않습니다 가열 원을 사용하여, 즉, 순환 담요, 뜨거운 물 병, 또는 이에 상응하는..)이 시점에서 동물에 2 % 이소 플루 란의 복용량을 관리 할 수 있습니다. </li><li> 마우스의 의도 절개 위치 주위에 약 1cm를 등쪽 표면을 면도. </li><li> 절개의 소독요오드 용액 (10 % 포비돈 - 요오드, 요오드 가능한 1 %)로 한 후, 70 % 이소 프로필 알코올로 세정 와이프 ​​ITE. 3 번 반복합니다. </li></ol> 2. 등쪽 척추 후궁 절제술 <ol><li> 절개를하기 전에 동물이 제대로 발가락 또는 꼬리 핀치 방법을 사용하여 반사를 확인하여 마취되어 있는지 확인합니다. </li><li> 메스 블레이드와 등쪽 척추를 따라 절개를 한 다음 다시 반사를 확인합니다. 제대로 도움 척추골 사이의 경계 같은 랜드 마크를 시각화하기 위해 다시 아치. </li><li> 피부를 통해 잘라. 다시 척수에서 피부와 근막을 유지하기 위해 견인기를 삽입합니다. 척추를 덮고있는 근육을 노출 척수의 양쪽에있는 조직을 취소합니다. 참고 : 외과 의사가 해부학에 대해 잘 알고 있어야합니다. 예를 들어, 견갑골 하부 T7 각도로 대응한다. 마우스의 척추의 자연스러운 곡선의 상단은 T12이고 기준점으로 사용될 수있다. </li><li> 페이지로로퍼 조명, 척추골 사이의 공간을 결정한다. T10의 후방 끝을 찾아 척추 디스크 공간에 수직 근육과 근막을 잘라. T10의 극돌기 및 후방 얇은 판을 노출 충분히 잘라. </li><li> 뾰족한 듀 # 5 포셉 쌍을 사용하여, 척수 작은 슬리버를 노출 라미 극돌기에서 조직의 일부를 제거한다. 필요한 경우, 척추를 안정시키기 위해 조직 집게를 사용합니다. </li><li> 척추의 배 외측 측면을 따라 그냥 얇은 판 아래에 작은 바나 위의 쌍의 한 쪽을 삽입하여 후궁 절제술을 수행합니다. <ol><li> 작은주의 자르는은 척추 얇은 판의 측면을 극복 할 수 있습니다. 더 압력이 척수에 적용되지 않음을 확인합니다. </li><li> 반대편에 반복합니다. </li><li> 척수에 압력을 적용하지 않도록주의하면서, Q-팁 또는 수술 스펀지로 필요에 출혈이 정지되도록 약간 힘을 주어. 주 : 젤 거품을 준비출혈이 제어 될 필요가 있다고하는 경우에 멸균 식염수에 침지. </li><li> 절개가 이루어지고 나면, 척추의 등 측면을 들어 올려 부드럽게 어떤 조직 첨부 파일을 지 웁니다. 필요한 경우 출혈을 제어하는​​ 적절한 수단을 사용합니다. </li></ol></li></ol> 3. 척수 압축 <ol><li> roungeurs 후궁 절제술 또는 집게를 사용하여, 압축 부상 보정 포셉 척수의 양쪽에 놓다 수 있도록 척수의 측면은 척추 뼈 없는지 확인. 집게의 팔은 척추 운하의 바닥에 도달 할 수 있어야합니다 인접한 척수의 측면과 집게의 끝의 경막 외 공간에 배치 할 수 있어야합니다. <ol><li> 척수의 가시성이 좋은 확인합니다. </li></ol></li><li> 척수의 노출 된 부분의 중앙에 대략 5 포셉 보정 뒤몽 # 놓다. 리콜 그 힘의 무기PS 인접면에 경막 외 공간에 배치해야하고, 끝은 재현 부상을 생성하기 위해 척추 운하의 바닥에 접촉해야합니다. </li><li> 스페이서를 연결할 때까지 조심스럽게 척수를 압축합니다. 15 초 동안 제자리에 잡아. </li><li> 조심스럽게 압축력을 해제하고 척수에서 교정 집게를 제거합니다. 멸균 식염수는 상처가 폐쇄되기 전에 항상성을 회복하기 위해 사용되어야한다. </li></ol> 4. 상처 결산 <ol><li> 조심스럽게 중단 또는 척수에 압력을인가하지 않도록주의하면서, 척수 근육 위에 층을 봉합. </li><li> 상처를 통해 피부를 닫습니다 봉합 또는 스테이플 하나를 사용하십시오. </li><li> 가스 마취제를 사용하는 경우, / 테이퍼 마취를 해제하기 시작합니다. </li><li> 수술 중 및 동물 기면 부상에서 회복 수술 후 탈수 계정을 돕기 위해 10 g의 체중 당 락트산 신호기 0.1㎖를 관리. 이 솔루션은 warme해야주입하기 전에 체온에 D. </li><li> 침구없는 새장에 마우스를 놓습니다. 나머지 절반은 RT 카운터에 놓여있는 동안 케이지를 제공하기 위해, 케이지 면적의 절반 패드되도록하는 방식으로 (1.1.5에서 설명) 가열 패드 위에 쉬어야 마우스 기후 옵션은 외래되면. &quot;복구 케이지가&quot;조용한 환경에 위치하도록주의하십시오. 이 마우스 침구 정규 케이지로 전송 될 수있는 시간에 의식을 회복 할 때까지 밀접 동물을 모니터. </li></ol> 5. 수술 후 케어 <ol><li> 통증의 증상을 관리하는 데 필요한 수술 후 다음 수술 후 처음 3 일 동안 피하 프레 놀핀 매 12 시간 / kg 체중의 0.05 mg의 투여 량을 관리하며. </li><li> 수술 후 5 일 - 제 3 락트산 벨소리 (10g 체중 피하 당 0.1 ㎖)의 복용량을 관리합니다. 이 복용량을 줄 때 / IFimal이 초기 기간의 외부 탈수의 흔적을 전시하기 시작합니다. </li><li> 수동 회 크리 책략을 이용하여 동물의 방광을 표현한다. 부드럽게 방광의 위치를​​ 동물의 복부를 만져, 방광이 비어있을 때까지 완만 한 하향 압력을 적용합니다. <ol><li> 방광이 비어 있지 않거나 묻은 소변 또는 흐린 경우 10 일간 interperitoneal 통해 주입 Baytril 동물의 체중에 의해 50 ㎎ / kg을 투여. </li></ol></li><li> 자식 작용, 탈수, 과도한 체중 감소 (체중의 20 % 이상)의 흔적이 동물을 모니터한다. 동물이 이러한 증상이 발생하면 치료 방법에 관하여 즉시 수의사와 상담, 또는 IACUC의 지침에 따라 인도적인 방법으로 동물을 안락사하시기 바랍니다. <ol><li> 이동성 잘 수술 후 제한 될 수 있음을 감안할 때, 반드시 동물들이 음식과 물에 액세스 할 수 있도록 필요한 조치를 취합니다. 뿐만 아니라, 젖은 음식을 사전 패키지S 하이드로 겔은, 이러한 경우의 동물에게 제공 될 수있다. </li></ol></li></ol> 6. 압축 손상으로 인한 조직 손상 평가 <ol><li> 단계 1.4 및 1.5에 기재된 바와 같이 동물을 마취. 발가락 핀치 및 모니터링 각막 깜박임 반사에 의해 마취의 깊이를 확인합니다. 동물이 자극에 민감 경우 6.2 단계로 진행합니다. </li><li> intracardial 관류 (10)을 수행합니다. <ol><li> 흉강 노출과 좌심실에 바늘을 삽입합니다. 빙냉 4 % 파라 포름 알데히드 (PFA)의 25 ㎖ - 15이어서 30 ㎖를 빙냉 인산염 완충 식염수 (PBS) - (20)와 기존의 유체를 세척. </li></ol></li><li> 척수를 제거합니다. <ol><li> 척수에 피부 지느러미를 잘라 척추의 길이를 둘러싼 초과 조직을 제거하다. </li><li> 소비세 척추와 남아있는 조직을 절단. 후궁 절제술 그리고 난의 실제 수준njury 리브를 계산하여 확인할 수 있습니다. </li><li> 꼬리 - 투 - 주동이의 방향으로 척추의 작은 부분을 대체 할 수 있군요 바나, 남은 가위와 집게를 사용합니다. 코드가 안전 제거를 허용하기에 충분히 노출 될 때까지 잘라 계속합니다. 절단 위치 및 프로세스의 시각화 입체경의 사용을 통해 용이하게 될 수있다. </li></ol></li><li> 4 % PFA에서 척수 조직을 놓습니다. 4 ℃에서 24 시간 동안이 솔루션에 포스트 수정에 조직을 허용합니다. </li><li> 4 ° C에서 24 시간 동안 30 % 자당에서 배양하여 Cryoprotect 조직. </li><li> OCT에서 조직을 포함합니다. 간단히, 30 % 자당 배양에서 조직을 가지고 초과 솔루션을 제거합니다. 빛 간섭 단층 가득 cryomold로 조직을 놓고 4 ° C에서 1 시간 동안 배양한다. <ol><li> 4 ° C에서 곰팡이를 제거, 조직의 방향 방향을 확인 (드라이 아이스에 1 시간 동안 사전 냉장) 2- 메틸 부탄의 얕은 접시에 금형을 넣어 OCT를 완전히 응고 할 수 있습니다. 즉시 또는 석재 사용하는 경우 드라이 아이스에 보관-80 ° C에서 다시. </li></ol></li><li> 저온 유지 장치를 사용하여 20 μm의 시상 부분으로 조직을 잘라. 슬라이드에 직접 마운트 조직. 사용할 때까지 -20 ℃에서 보관하십시오. </li><li> 헤 마톡 실린 및 에오신 (H &amp; E) 염색을 수행합니다. <ol><li> 간단히, 조직 (5 분, 2 회), 헤 마톡 실린 (2.5 분)와 얼룩을 재수, 물 (1 분, 2 회)로 세척. </li><li> 50 %로 조직을 인큐베이션 한 후 70 % 에탄올 (3 분마다), 에오신 (45 초)으로 염색하고, 90 % (5 초), 95 % (5 초)에서 항온 탈수하고, 100 % 에탄올 (2 분) , 이소프로판올 (2 분). </li><li> 자일 렌 (5 분, 3 회)와 지우기. 참고 : H &amp; E 염색 특정 조직의 두께 및 조건에 따라 달라집니다. 따라서, 표준화 실험 조직 샘플을 진행하기 전에 필요합니다. </li></ol></li><li> 얇은 Permount의 스트립 (~ 100 ㎛) 및 커버 슬립으로 조직을 커버. 유체의 적절한 분배를 보장하기 위해 커버 슬립의 모든면을 아래로 눌러. 슬라이드 O / N을 건조 시키십시오. </li><li> 비스첨부 된 소프트웨어를 사용하여 디지털 현미경 이미지를 캡쳐하여 조직 절편을 ualize. </li></ol>

<ol>
	<li>McDonough, A., Martinez-Cerdeno, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endogenous+proliferation+after+SCI+in+animal+models.">Endogenous proliferation after SCI in animal models.</a> Stem Cells Int. 2012, 387513 (2012).</li><li>Onifer, S. M., Rabchevsky, A. G., Scheff, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+models+of+traumatic+SCI+to+assess+motor+recovery.">Rat models of traumatic SCI to assess motor recovery.</a> ILAR J. 48 (4), 385-395 (2007).</li><li>Bunge, R. P., Puckett, W. R., Becerra, J. L., Marcillo, A., Quencer, R. 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R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw.">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

SCI 모델의 선택은 인간의 경우 SCI 용 치료제의 효능을 결정하기 위해 실험을 설계하는 것이 중요하다. 이러한 실험은 결정적 데이터가 발생할 수 있습니다 변동성을 제한하는 것이 매우 재현 동물 모델을 필요로한다. 그들은 또한 정확하게 그들이 모델링 인간의 조건을 평가하는 임상 관련이 있어야한다. 이를 위해, 절개를 통해 압축 또는 contusive 부상을 선택하는 것은 임상 적으로 더 관련이있다 3. 그러나, 타박상 부상 impactors 중량 강하 장치는 비싸고 복잡한 기계의 사용을 필요로한다. 대조적으로, SCI의 보정 겸자 모델 일반적인 실험실 재료로부터 조립이 용이 포셉 변성 활용 및 수술은 척수를 노출하는 표준 등쪽 후궁 절제술 후 단 하나의 부가적인 단계를 필요로한다. 그러나,이 방법을 사용하여 하나의 단점은 항상 압축력으로, 횡 방향보다는 오히려 등쪽에 적용된다는 것이다가장 자주 방법은 타박상 모델 1, 2보다 조직의 큰 주동이의 - 꼬리 정도에 영향을 미칠 사용하여 생성 된 SCI (9), 및 압축 부상의 인간 임상의 경우에서 볼 수있다. 이 모델이 기술의 원조에 의해 증명되었으며, 미국, 재현성 SCI 7,11 생성하고, 마우스의 크기에 적합하다. 동물은 동물의 코호트가 같은 부상 심각도를 공유하는지 확인하기 위해 이러한 로코의 바소 마우스 규모와 프레이 헤어 시험과 행동 검사, 다수의를 사용하여 수술 및 치료 치료 후 평가하는 또한,이 부상 모델은 수 신경 학적 결손의 7,11-13. 이러한 기술들은 동일한 SCI 2,7- 대한 치료를 평가하는 데 사용되는 동물 모델에 대한 일반적인 조건을 충족 이슈를 연구 동안 동물에게 투여하는 치료의 효능을 평가하는 데 사용될 수있다. 교정 forcep 제조 방법손상 모델들에 대한 간단하고 다른 다양한 방법으로 달성 될 수있다. 우리는 Plemel (7)에 의해 발표 된, 스페이서 제 11 사용한, 또한 압축 장치를 만들기위한 쉬운 방법을 제공하지 단지 작은 나사를 사용하여 집게를 수정뿐만 아니라 중, 최종 압축 폭을 조정에 융통성을 허용 비교 연구에 대한 혜택을 누릴 수 있습니다. 집게를 만드는 옵션의 범위는 너무 오래 스페이서 (들)은 항상 같은 거리에 집게를 폐쇄 안정적인 수단을 제공하고 고압 증기 멸균과 살균을 견딜 수있는 거의 제한이 없습니다. 이 동영상에서 설명 수술 방법 그러나 그것은 후궁 절제술을 수행하고 척수가 늘어날 수있는 추가 압축력을 겪지 않도록 절차를 수행 한 후, 동물을 봉합 할 때에주의가 필요가, 사용자에 걸쳐 높은 재현성 부상 정도와 미래의 실험을 혼동. </p&gt; 적절한 훈련과 연습으로, 압축 부상의 보정 집게 모델은 인간 2,3,7에서 관찰 된 임상 사례를 모방 생쥐에서 SCI를 수행하기에 적합합니다. 때문에 부상의 심각도의 각기 다른 정도의 쥐를, 집게를 만드는 생산의 용이성을 쉽게 수행 할 수 있습니다. 이 형질 전환 마우스의 심각도의 각기 다른 정도의 SCI에 유전 적 영향을 관찰뿐만 아니라 쥐에 줄기 세포 이식의 효능을 평가하기 위해 큰 도움이 될 것입니다. 문헌 연구의 대부분은 일반적으로 인해 수술을 수행 할 더 쉽게 크기로 래트에서 수행되었다. 그러나이 비디오에 Plemel 등. (7)에 의해 출판 및 우리에 의해 기술 된 방법은 큰 쉽고 재현성 마우스에서 수행 될 SCI를 사용하도록 설정해야합니다.

SCI의 동물 모델은 척수 외상의 결과로서 데미지를 완화하기위한 치료 패러다임의 효능을 평가하기위한 유용한 도구이다. 실험적인 필요에 의해,이 모델은, 전위의 감각 행동에 재현 적자를 제공하는 정도가 다른 부상을 생산 조정, 그리고 그 손상 정도를 관찰 신경 학적 결손의 정도와 상관 관계를 보여 주어야합니다. 절개, 타박상 및 압축 1 : 별개의 부상의 기능 SCI의 세 가지 주요 유형이 있습니다. 간략하게, 절개 부상 척수에 열상이, 타박상 손상은 등쪽 척수인가 짧은 초점 힘으로부터 발생하고, 압축 부상 유해한 힘 척수에인가 될 때 발생하며, 또한 수있다 압박 손상이라고도합니다. 전체 절개 부상은 타박상하면서, 인간 세에 임상 적으로 드문D 압축 부상은 일반적이다. 압축 부상 예, 종양 또는 기타 유해한 압축 압축력 들면, SCI 의한 인간에서 발견되는 것과 유사한 결과를 생성하고, 도구의 간단한 배열을 사용하여 수행 될 수있다. 타박상 및 압축 부상 모두 압축력이며 모두 같은 cytoarchitectonic 해체 유사한 병리 적 기능을 갖는 것을 유사하고, 부상 1,4 유사한 내인성 반응을 불러 일으킨다. 타박상 손상 모델은 일반적으로 척주의 2,5,6 박힘 SCI 인한 인간의 경우와 유사한 방식으로 특수 장치를 사용 등쪽 척수이 힘을인가한다. 대조적으로, 압축은 등쪽에 부상 또는 측 방향으로 힘을 가하는 다양한 방법에 의해 생성 될 수있다. 압축 부상 방법 집게 7 동맥류 클립 2를 보정하거나, 척수에 직접 8 중량을 배치하는 것을 포함한다. 의 장점동맥류 클립들은 힘 (9)의 다른 양을 제공 할 수 있다는 것이다. 척수 직접 8의 등 표면에 가중치를 부가하는 방법이 크게 기인의 호흡에 의한 중량 움직임의 위치에 수술의 길이를 증가시키고, 불일치의 결과, 10 분에서 이루어져야 웨이트를 필요 동물. 이로 인해 타박상 부상 impactors로서 래트에서 사용하기 위해 특별히 설계 한 장치에서 동물을 얻으면 마우스의 작은 크기,하기 어려울 수도 있고, 일관성 부상 7 초래한다. 그러나 마우스는 SCI 연구에 매우 유용 등 쥐나 토끼 같은 큰 동물과는 달리, 형질 전환 균주의 넓은 범위에서 사용할 수 있습니다. 척수를 압축하도록 조정 집게를 사용 Plemel 방법은 중증도 및 신경 학적 결손 (7) 사이의 상관도가 높은 재현성 SCI를 생성한다. 이 수술 SCI 모델은중 금속 에폭시 또는 완전한 폐쇄를 방지하기 위해 다른 장애물에 의해 정의 된 거리에 떨어져 개최 수정 제 5 호 뒤몽 포셉 한 쌍을 사용하여 생성. 이 설계 간격은 보장이는 항상 여러 수술의 특정 폭에 가까운 다른 사용자가 집게. Plemel 방법의 장점은 교정 집게를 생성하는 재료를 쉽게 구입 특수 장비의 필요없이 실험실에서 조립 될 수 있다는 것이다. 이러한 집게 오토 클레이브 멸균의 다수의 라운드를 견딜 수 있으며, 별도의 장치의 부피가 부족 수술을 간소화. 이 비디오에서 우리는 압축 부상을 생성하기 위해 마우스 척수에 교정 포셉 한 쌍의 수술 적으로 사용하는 방법을 보여줍니다. 우리는 또한 수술 후 삶의 질을 향상시키고 사망률을 줄이기 위해 척수 손상 실험 동물의 관리와 관련된 고유 한 문제를 해결.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="350">
	<tbody>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Name</td>
			<td style="width:127px;">Company</td>
			<td style="width:123px;">Catalog No.</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Isoflurane Machine</td>
			<td style="width:127px;">Smiths Medical PM, Inc</td>
			<td style="width:123px;">VCT302</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:127px;">Phoenix Pharmaceutical</td>
			<td style="width:123px;">NDC: 66794-013-25</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Dissecting Scope</td>
			<td style="width:127px;">Seiler Precision Microscopes</td>
			<td style="width:123px;">SSI 202/402</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Germinator-500 (tool sterilizer)</td>
			<td style="width:127px;">Thomas Scientific</td>
			<td style="width:123px;">3885A20</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Puralube (Eye Ointment)</td>
			<td style="width:127px;">Dechra</td>
			<td style="width:123px;">NDC 17033-211-38</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Scalpel Handle (#3)</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">10003-12</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Scalpel Blade (#11)</td>
			<td style="width:127px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:123px;">&#160;08-914B</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Retractor (Colibri )</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">17000-03</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Friedman Pearson Roungeur</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">16021-14</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Vanna (Castroviejo) Scissors</td>
			<td style="width:127px;">Roboz</td>
			<td style="width:123px;">RS-5658</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Tissue Forceps</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11029-14</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Laminectomy Forceps (Dumont #2)&#160;</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11223-20</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Dumont #5 Forceps</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11252-20</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Stapler</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">12031-07</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Staples&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (wound clips)</td>
			<td style="width:127px;">Reflex7</td>
			<td style="width:123px;">203-1000</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Sutures</td>
			<td style="width:127px;">Henry Schein</td>
			<td style="width:123px;">101-2636</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Needles (30 G x &#189;)</td>
			<td style="width:127px;">BD Biomedical</td>
			<td style="width:123px;">305106</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Syringe (1 ml)</td>
			<td style="width:127px;">BD Biomedical</td>
			<td style="width:123px;">309659</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Baytril (enrofloxacin)</td>
			<td style="width:127px;">Bayer</td>
			<td style="width:123px;">NADA 140-913</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Buprenex (buprenorphine)</td>
			<td style="width:127px;">Cardinal Health</td>
			<td style="width:123px;">NDC 12496-0757-1</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

calibrated forceps model of spinal cord compression injury

쥐의 척수의 압축 손상은 척수 손상 (SCI) 및 척수 재생 치료의 연구를위한 귀중한 동물 모델입니다. 압축 부상 셉 캘리브레이션 모델은 SCI에 대한 편리한 저비용, 매우 재현성 동물 모델이다. 우리는 Plemel 등에 의해 발표 된 방법에 따라 수정 된 포셉 쌍을 사용 하였다. (2008)의 측 방향으로 0.35 mm의 간격으로 척수를 압축. 이 비디오에서는, 우리는 수정 된 집게와 척수의 압축 다음에 척수를 노출 지느러미 후궁 절제술을 시연 할 예정이다. 비디오, 우리는 또한 하반신 마비 실험 동물의 관리와 관련된 문제를 해결합니다. 이 상처 모델에서 감각 장애뿐만 아니라 장애 뒷다리 된 운동 기능을 나타내는 생쥐를 생산한다. 면역 조직 화학 방법에 의해 결정되는 바와 같이 또한, 부상이 방법은, SCI의 병리학 일관된 수차를 생성한다. 이 장해를보고 한 후EO, 시청자들은 손상 후 손상을 완화하기위한 SCI 및 / 또는 치료에 대한 연구에 대한 마우스의 다양한 심각도의 SCI 생산에 필요한 소모품 및 방법을 결정 할 수 있어야한다.

0.25 mm (N = 4), 0.35 mm (N = 4) 0.55 mm에서 척수 압박이어서 전술 한 바와 같이 - (30 그램 (25)) (N = 4)는 마우스 (12)에 후궁 절제술을 수행 하였다. 우리는 세에서 동물을 희생 (N = 6)과 일곱 (N = 6) 심장 내 관류 일 후 부상. 척수 척주로부터 제거하고, 조직을 준비하고, 전술 한 바와 같이 처리 하였다. 전체 척수의 이미지는 라이카 EZ4 디지털 현미경과 함께 제공되는 소프트웨어로 촬영되었다. 척수 섹션의 이미지는 올림푸스 디지털 현미경을 사용하여 소프트웨어와 함께 2 배의 배율로 촬영되었다. 우리는 척수 압축 압축 (그림 1)의 사이트에있는 진원지와 부상을 생산하는 것을 발견했다. 부상의 효과는 주동이와 꼬리 방향으로 몇 mm를 확장 할 수 있습니다. 스페이서들 사이의 거리가 감소로 부상의 정도는 증가 된 (0.25 mm&gt; 0.35 mm&gt;0.55 mm, 그림 2). 사흘 압축 후 부상의 진원지에서 혈액과 부상 후 7 일을 제시하지 않은 주변 지역이 있었다. 0.25 mm와 0.35 mm 압박은 캐비티 아니지만 0.55 mm 모델을 제작. 칠일 후에는 지느러미와 복부 백질은 주로 회색 물질의 조직이 매우 왜곡 된, 진앙에서 크기 감소 및 공동화 지속했다. 이 cytoarchitectonical 변경은 모터와 동물의 행동에 감각 변화로 번역되어 우리가 이전의 출판물 8 증명 등의 운동력이 기능에 대한 바소 마우스 규모 및 감각 기능의 프레이 머리와 에틸 클로라이드 테스트 적절한 테스트를 사용하여 평가. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" width="500" /> 그대로 척수의 그림 1. 대표 이미지 전에 AF 모두터 부상. (A) 비 손상 척수. (B) 0.35 mm 압축 후 척수. 화살표는 부상의 경계를 나타냅니다. 별표 부상의 진원지를 indentifies. D = 지느러미, L = 측면. 스케일 바 :. 0.50 mm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" width="650" /> 이전과 다양한 압축 폭에 압축 손상 후 마우스 척수 2. 대표 이미지를 그림. (A) 제어 척수 시상 부. (B) 0.35 mm SCI 칠일 후 압축 부상 수 (dpi)의 진원지에서 관상 부. (C, E, G) 3 dpi로 0.25의 폭 척수 시상 섹션 0.35 또는 0.55 mm. (D, F, H) H &amp; E의 시상 부분 스테인드 척수7 (S) 0.25, 0.35 또는 0.55 mm의 폭 dpi로. 별표 부상의 진원지를 indentifies. 모든 섹션은 H &amp; E 염색. D = 지느러미, L = 측면. 스케일 바 :. 1.25 mm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

척수 압축 부상의 보정 집게 모델

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

calibrated-forceps-model-of-spinal-cord-compression-injury

Research

JoVE Journal

Medicine

18.3K 조회수.  University of California, Davis. Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

비디오: Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

쥐의 척수를 다친 후에 급성 및 만성 촉각 감각 테스트

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

연구

의학

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

무한 호라이즌 임팩터을 사용하여 일방적 경부 척수의 부상의 Contusive 모델

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

쥐에 심각한 척수 손상의 타박상 모델

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

만성 척수 부상으로 개인의 호흡기 모터 제어 평가 (RMCA)를 사용하여 호흡 근육 활성화의 평가

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

A Murine Model of Cervical Spinal Cord Injury to Study Post-lesional Respiratory Neuroplasticity

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed to improve/ameliorate the respiratory failure following high cervical spinal cord injury (SCI). Here we propose a murine pre-clinical model of high SCI at the cervical 2 (C2) metameric level to study diverse post-lesional respiratory neuroplasticity. The technique consists of a surgical partial injury at the C2 level, which will induce a hemiparalysis of the diaphragm due to a deafferentation of the phrenic motoneurons from the respiratory centers located in the brainstem. The contralateral side of the injury remains intact and allows the animal recovery. Unlike other SCIs which affect the locomotor function (at the thoracic and lumbar level), the respiratory function does not require animal motivation and the quantification of the deficit/recovery can be easily performed (diaphragm and phrenic nerve recordings, whole body ventilation). This pre-clinical C2 SCI model is a powerful, useful, and reliable pre-clinical model to study various respiratory and non-respiratory neuroplasticity events at different levels (molecular to physiology) and to test diverse putative therapeutic strategies which might improve the respiration in SCI patients.

Respiratory failure is the leading cause of death following a cervical spinal cord injury. Having a reproducible, quantifiable, and reliable pre-clinical animal model of respiratory failure induced by a partial cervical injury will help to understand the subsequent respiratory and non-respiratory neuroplasticity and allow testing putative repair strategies.

후 병변 호흡 신경 가소성을 연구하기 위해 자궁 경부 척수 손상의 생쥐 모델

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

외상성 뇌 손상에 대한 제어 피질 충격 모델

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

무선 원격 측정 시스템은 척수 절개 및 배아 신경 세포 이식 줄기와 흰쥐의 심장 혈관 기능을 모니터링 할 수

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

척수 손상의 실험 Contusive 모델에서 신경 줄기 세포 이식

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Contrast Enhanced Ultrasound Imaging for Assessment of Spinal Cord Blood Flow in Experimental Spinal Cord Injury

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an important target for neuroprotective therapies. Although several techniques have been described to assess SCBF, they all have significant limitations. To overcome the latter, we propose the use of real-time contrast enhanced ultrasound imaging (CEU). Here we describe the application of this technique in a rat contusion model of SCI. A jugular catheter is first implanted for the repeated injection of contrast agent, a sodium chloride solution of sulphur hexafluoride encapsulated microbubbles. The spine is then stabilized with a custom-made 3D-frame and the spinal cord dura mater is exposed by a laminectomy at ThIX-ThXII. The ultrasound probe is then positioned at the posterior aspect of the dura mater (coated with ultrasound gel). To assess baseline SCBF, a single intravenous injection (400 &#181;l) of contrast agent is applied to record its passage through the intact spinal cord microvasculature. A weight-drop device is subsequently used to generate a reproducible experimental contusion model of SCI. Contrast agent is re-injected 15 min following the injury to assess post-SCI SCBF changes. CEU allows for real time and in-vivo assessment of SCBF changes following SCI. In the uninjured animal, ultrasound imaging showed uneven blood flow along the intact spinal cord. Furthermore, 15 min post-SCI, there was critical ischemia at the level of the epicenter while SCBF remained preserved in the more remote intact areas. In the regions adjacent to the epicenter (both rostral and caudal), SCBF was significantly reduced. This corresponds to the previously described &#8220;ischemic penumbra zone&#8221;. This tool is of major interest for assessing the effects of therapies aimed at limiting ischemia and the resulting tissue necrosis subsequent to SCI.

Contrast Enhanced Ultrasound imaging is a reliable in-vivo tool for quantifying spinal cord blood flow in an experimental rat spinal cord injury model. This paper contains a comprehensive protocol for application of this technique in association with a contusion model of thoracic spinal cord injury.

실험 척수 부상에서 척수 혈액 흐름의 평가를위한 향상된 초음파 이미징 대비

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an ...

Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) below the site of injury. The secondary ischemia that develops following the initial mechanical insult is a serious complication of the SCI and severely impairs the function and viability of surviving neuronal and non-neuronal cells in the SC. In addition, ischemia is also responsible for the growth of lesion during chronic phase of injury and interferes with the cellular repair and healing processes. Thus there is a need to develop a spinal cord ischemia model for studying the mechanisms of ischemia-induced pathology. Focal ischemia induced by photothrombosis (PT) is a minimally invasive and very well established procedure used to investigate the pathology of ischemia-induced cell death in the brain. Here, we describe the use of PT to induce an ischemic lesion in the spinal cord of mice. Following retro-orbital sinus injection of Rose Bengal, the posterior spinal vein and other capillaries on the dorsal surface of SC were irradiated with a green light resulting in the formation of a thrombus and thus ischemia in the affected region. Results from histology and immunochemistry studies show that PT-induced ischemia caused spinal cord infarction, loss of neurons and reactive gliosis. Using this technique a highly reproducible and relatively easy model of SCI in mice can be achieved that would serve the purpose of scientific investigations into the mechanisms of ischemia induced cell death as well as the efficacy of neuroprotective drugs. This model will also allow exploration of the pathological changes that occur following SCI in live mice like axonal degeneration and regeneration, neuronal and astrocytic Ca2+ signaling using two-photon microscopy.

Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice.

쥐의 척수 손상의 모델로 초점 국소 빈혈을 Photothrombosis는 유도

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) ...