화이트 홀 재단 (Whitehall Foundation)의 재정 지원에 감사드립니다. 소중한 의견에 대해 사무엘 T 키신저 (Samuel T. Kissinger)에게 감사드립니다.

1. 시스템 설치 <ol><li> 압력 제어 장치를 구성하십시오. <ol><li> 회로도 ( 그림 1 )에 따라 압력 제어 장치를 조립하십시오. 전기 회로도 ( 그림 1b )에 따라 제조 된 인쇄 회로 기판 (PCB)에 필요한 부품을 납땜하십시오. 표준 저항기, LED, 금속 산화물 반도체 전계 효과 트랜지스터 (MOSFET), 커패시터 및 커넥터를 사용하십시오 ( 재료 표 참조). 솔레노이드 밸브를 PCB에 납땜하십시오. 에어 펌프와 공기 압력 센서를 전선으로 PCB에 연결하십시오. 참고 : 필요한 모든 부품을 사용할 수 있도록 압력 제어 장치를 구성하는 데 약 2 시간이 걸립니다. </li></ol></li><li> 보조 데이터 수집 (DAQ) 보드를 연결하십시오. <ol><li> 표 1에 따라 인쇄 회로 기판의 데이터 출력을 DAQ 보드에 연결하십시오. 참고 : DAQ 보드는l &quot;단일 종단 모드&quot;에서 실행 중입니다. 포트 맵은 사용 설명서 ( Table of Materials 참조)에서 찾을 수 있습니다. </li><li> &quot;AIn Pr S&quot;를 아날로그 입력 (AI) 채널 중 하나에 연결하고 &quot;R-Gr&quot;을 보조 DAQ 보드의 아날로그 접지 중 하나에 연결하십시오. </li><li> 앰프의 1 차 출력을 AI 채널 중 하나에 연결하고 접지를 2 차 DAQ 보드의 아날로그 접지에 연결하십시오. 참고 : 표준 BNC 케이블을 사용하여 앰프의 기본 출력을 연결할 수 있습니다. </li><li> 다른 쪽 끝을 벗기고 양극 신호 ( 즉, 구리 코어)를 AI 채널과 접지 ( 즉 , 코어 주변의 얇은 와이어)와 아날로그 접지에 연결하십시오. 두 개 이상의 패치 채널이 사용되는 경우 두 번째 채널에 대해이 단계를 반복하십시오. 참고 : DAQ 보드의 아날로그 입력은 이후 단계에서 구성됩니다. </li><li> 보조 DAQ 보드의 전원 출력에 전원을 연결하십시오. 별도의 12 V 전원을 사용하십시오.펌프에 대한 욕구. </li></ol></li><li> 튜빙을 연결하십시오. <ol><li> 표 2 에 따라 공기 펌프와 두 개의 밸브를 연결하십시오. 마지막 단계에서 3 방향 커넥터를 사용하여 밸브 2 상단 포트, 압력 센서 및 피펫 홀더의 연성 튜빙을 연결하십시오. </li><li> 두 개의 피펫을 사용하는 경우 피펫 홀더에 연결된 튜빙에 다른 3 방향 커넥터를 추가하십시오. 패치 할 때 사용중인 밸브와 피펫을 수동으로 전환하십시오. </li></ol></li><li> Autopatcher IG를 설치하십시오. 참고 : 시스템 요구 사항 : Autopatcher IG는 Windows 7을 실행하는 PC에서만 테스트되었으며 다른 운영 체제에서는 유효성이 검증되지 않았습니다. 설명 된 절차는 Table of Materials에 나열된 하드웨어에만 적용됩니다. <ol><li> GitHub (https://github.com/chubykin/AutoPatcher_IG)에서 Autopatcher-IG를 다운로드하십시오. </li><li> Python을 설치하십시오 (버전 및 다운로드 주소는 Table of Materials 를 참조하십시오). </li><li> PyQt4 제거명령 줄 터미널에 &quot;pip uninstall PyQt4&quot;를 입력하여 라이브러리를 엽니 다. 참고 : 시스템은 이전 버전의 PyQt4 라이브러리를 사용하여 Qwt 및 Opencv 라이브러리와의 호환성을 구현합니다. </li><li> 역사적인 바퀴 파일 (http://www.lfd.uci.edu/~gohlke/pythonlibs/)에서 Python 라이브러리를 설치하십시오. Numpy (pymc-2.3.6-cp27-cp27m-win32.whl), Opencv (opencv_python-2.4.13.2-cp27-cp27m-win32.whl), Pyqt (PyQt4-4.11.4-cp27-none) -win32.whl) 및 Qwt (PyQwt-5.2.1-cp27-none-win32.whl)입니다. <ol><li> 휠 파일을 설치하려면 파일이 저장된 디렉토리로 이동하여 &quot;pip install *** wheelfilename ***. whl.&quot;을 입력하십시오. &quot;*** wheelfilename ***&quot;을 실제 파일 이름으로 대체하십시오. 참고 : 휠 파일 이름의 &quot;cp27&quot;은 Python 2.7을 나타내며 &quot;win32&quot;는 Windows 32 비트를 나타냅니다. &quot;win32&quot;가 작동하지 않으면 &quot;win64&quot;를 시도하십시오. </li></ol></li><li> CCD 카메라를 제어하려면 설치 프로그램을 다운로드하여 설치하십시오.64 비트 용 (https://www.qimaging.com/support/software/). 그런 다음 MicroManager for 64-bit (https://micro-manager.org/wiki/Download_Micro-Manager_Latest_Release)를 다운로드하여 Python으로 카메라를 제어하십시오. </li><li> 매니퓰레이터 및 현미경 스테이지를 제어하려면 제조업체가 제공하는 제어 소프트웨어를 설치하십시오. 참고 : 이렇게함으로써 조작기를 제어하는 ​​데 필요한 드라이버도 설치됩니다. 설치 패키지는 일반적으로 CD-ROM으로 제공됩니다. </li><li> 보조 DAQ 보드를 제어하려면 DAQ 보드를 구입 한 CD-ROM에서 Universal Library를 설치하십시오. </li></ol></li><li> Autopatcher IG의 하드웨어를 구성하십시오. <ol><li> 현미경 스테이지와 조작기 컨트롤러를 USB 포트를 통해 컴퓨터에 연결하십시오. </li><li> COM 포트 번호를 유닛 0에 지정합니다 : 현미경 스테이지, 유닛 1 : 왼쪽 조작기 및 유닛 2 : 오른쪽 조작기를이 순서대로 &quot;구성&quot;폴더의 &quot;ports.csv&quot;구성 파일에 지정하십시오. 엘ports.csv 파일의 다른 매개 변수 ( 예 : &quot;SCI&quot;및 &quot;1&quot;)는 변경되지 않습니다. 참고 : COM 포트 번호 정보는 제조업체가 제공 한 매니퓰레이터 구성 소프트웨어를 실행하여 찾을 수 있습니다. &quot;설정&quot;탭으로 이동하여 &quot;설정&quot;및 &quot;동작&quot;페이지를 선택하고 맨 위에있는 각 탭의 레이블을 읽습니다. 또는이 정보는 PC 장치 관리자에서 찾을 수 있습니다. </li><li> 압력 센서와 패치 채널 1과 2 (유닛 1과 2에 해당)에 대해 DAQ 보드에 아날로그 입력 채널 번호를 할당하십시오. &quot;configuration&quot;폴더의 &quot;DAQchannels.csv&quot;파일에 채널 번호를 입력하십시오. 참고 : 스프레드 시트 대신 메모장 응용 프로그램으로 .csv 파일을 열면 변경 내용을 저장할 때 정보가 변경 될 수 있으므로이 파일을 열 것을 권장합니다. </li></ol></li><li> 자동 실행기 IG를 실행하십시오. <ol><li> 앰프, 현미경 컨트롤러 및 조작기 컨트롤러를 켭니다. 엔스앰프 소프트웨어가 작동 중입니다. </li><li> 다음과 같이 명령 행 터미널에서 Python으로 Autopatcher IG를 실행하십시오. 먼저 Autopatcher IG가 설치된 디렉토리 (대부분의 공통 터미널에 대해 &quot;cd&quot;명령)를 변경하고 명령 행 터미널에 &quot;python Autopatcher_IG.pyw&quot;를 입력하고 &quot;Enter&quot;키. 참고 : 현미경 스테이지와 조작기를 차지할 것이므로 Autopatcher IG를 실행하기 전에 조작자 제어 소프트웨어를 실행하지 마십시오. 그러면 Autopatcher IG가 하드웨어를 찾을 수 없게됩니다. 제어 할 추가 모듈 ( 예 : 인라인 히터)이 있으면 Autopatcher IG이 완전히 시작된 후에 매니퓰레이터 제어 소프트웨어를 실행할 수 있습니다. </li></ol></li><li> 기본 피펫을 보정하십시오. <ol><li> 앞에서 설명한대로 패치 피펫을 당깁니다 9 . 풀어 놓은 유리 피펫을 내부 용액으로 채우고 헤드 스테이지에 올려 놓습니다. 참고 : 빈 유리 피펫의 콘트라스트가 다릅니다.현미경 및 부정확 한 교정으로 이어질 수 있습니다. </li><li> 피펫 팁을 현미경 시각 필드로 이동하고 초점을 맞 춥니 다. 다이얼 패드를 사용하여 조작기 및 / 또는 현미경 스테이지를 이동하는 경우 키보드의 &quot;z&quot;를 눌러 좌표를 업데이트하십시오. 참고 : 키보드 (현미경 스테이지 : A / D-x 축, W / S-y 축, R / F-z 축, 조작기 : H / K- x 축, U / 좌표가 실시간으로 업데이트되기 때문에 J - Y 축, O / L - Z 축, 1/2 - 단위 번호)이 이동을 제어하는 ​​데 사용됩니다. </li><li> 피펫이 장착 된 해당 장치의 주 그래픽 사용자 인터페이스 (GUI)에서 &quot;보정 시작&quot;버튼을 클릭하십시오 ( 그림 2 ). 참고 : 보정이 끝나면 팝업 창이 나타납니다. 참고 : 보정은 자동으로 수행되며 약 3.5 분이 소요됩니다. 동일한 버튼을 클릭합니다 ( &quot;교정 취소&quot;로 전환됨).캘리브레이션 시작)은 캘리브레이션 시도를 중단합니다. </li><li> 메인 GUI의 하단에있는 &quot;Save Calibration&quot;을 클릭하여 교정을 저장하십시오 (두 매니퓰레이터의 현재 교정을 저장하고 나중에로드 할 수 있음). 참고 : 낮은 (4 배 또는 10 배) 배율 및 높은 배율 (40 배)에서 시야를 조정해야 보조 조정이 올바르게 작동합니다. 정렬 절차에 사용되는 광학 시스템의 사용자 매뉴얼을 참조하십시오. </li></ol></li></ol> 2. 자동 패치 클램프 절차 <ol><li> 앞에서 설명한대로 급성 뇌 조각을 준비하십시오 10 . </li><li> 패치 클램프 용 유리 피펫을 준비하십시오. </li><li> 레코딩 챔버의 중앙에 하나의 뇌 슬라이스를 배치하십시오. 슬라이스 홀드 - 다운 또는 &quot;하프&quot;로 슬라이스를 안정화하십시오. </li><li> 형광 세포를 감지합니다. <ol><li> 4X 렌즈 아래에서 관심 영역을 찾습니다. cli를 켜서 현미경 스테이지 이동ck-to-move ( &quot;CTM&quot;) 모드를 선택하고 관심 영역의 중심을 클릭하십시오. 또는 키패드를 사용하여 현미경 스테이지 (A / D - x 축, W / S - y 축, R / F - z 축)를 이동하십시오. </li><li> 고배율 렌즈로 전환하고 키패드의 R / F를 사용하여 현미경을 z 축으로 이동하여 초점을 조정합니다. 참고 : 저배율 및 고배율 렌즈 아래의 초점 평면이 z 축에서 동일하거나 유사하도록 수조 수준을 조정하는 것이 좋습니다. </li><li> 메인 GUI 열의 &quot;Unit 0&quot;에서 &quot;Detect Cell&quot;버튼을 클릭하십시오. 설정의 LED 또는 레이저 광원이 TTL 신호로 제어 할 수없는 경우 수동으로 LED / 레이저를 켭니다. 셀 감지가 끝나면 팝업 창이 나타납니다. <ol><li> 필요한 경우 LED / 레이저를 끕니다. 셀 좌표 목록이 &quot;메모리 위치&quot;GUI에 나타납니다. 좌표 옆에있는 &quot;X&quot;버튼을 클릭하여 목록에서 원하지 않는 셀을 제거하십시오. </li><li>또는 대상 세포가 형광 표식이되어 있지 않으면 기본 GUI에서 &quot;마우스 모드&quot;를 클릭하십시오. 관심 세포를 클릭하십시오; 숫자가있는 노란색 점이 셀에 나타나고 셀의 좌표가 &quot;메모리 위치&quot;GUI에 나타납니다. </li></ol></li></ol></li><li> 보조 피펫을 보정합니다. <ol><li> 내부 용액으로 유리 피펫의 1/3을 채 웁니다. 헤드 스테이지에 부착 된 피펫 홀더에 피펫을로드하십시오. </li><li> 저배율 렌즈를 사용하십시오. 피펫을 시야로 가져 와서 키패드 (H / K-x 축, U / J-y 축, O / L-z 축)를 사용하여 초점을 조정합니다. 장치 1과 장치 2 사이를 전환하려면 &quot;1&quot;과 &quot;2&quot;를 사용하십시오. </li><li> &quot;Load calibration&quot;을 클릭하여 1 차 교정을로드하십시오. 사용중인 장치 아래의 기본 GUI에서 &quot;Secondary calibration&quot;버튼을 클릭하십시오. 예를 들어, 유닛 2가 사용 중이면 &quot;유닛 2&quot;공동의 &quot;Secondary calibration&quot;버튼을 클릭하십시오열. 팝업 창 지침에 따라 고배율 렌즈로 전환하십시오. </li></ol></li><li> 대상 셀에 패치를 적용하십시오. <ol><li> &quot;MultiClamp&quot;( 즉, 앰프) 소프트웨어가 실행 중인지 확인하십시오. &quot;패치 컨트롤&quot;버튼을 클릭하여 &quot;패치 컨트롤&quot;GUI를 엽니 다. 이 GUI를 열려면 몇 분이 걸릴 수 있습니다. </li><li> 기본 GUI &quot;Unit 0&quot;열에서 &quot;40X&quot;를 확인하여 40X 배율 렌즈를 사용하십시오. &quot;메모리 위치&quot;GUI의 좌표 목록에서 관심있는 셀 옆에있는 &quot;이동&quot;버튼을 클릭하십시오. 현미경이 셀로 이동합니다. </li><li> 메인 GUI에서 사용중인 유닛의 CTM 버튼을 클릭하면 마우스 클릭 후 움직임이 가능합니다. 관심 세포를 클릭하십시오; 피펫 팁이 셀로 이동합니다. </li><li> &quot;Patch control&quot;GUI에서 &quot;Patch&quot;버튼을 클릭하십시오. 참고 : 자동 패치가 시작되고 압력과 저항을 다음과 같이 모니터링 할 수 있습니다.&quot;Patch control&quot;GUI. <ol><li> &quot;Unit 1 selected&quot;버튼을 사용하여 두 장치 사이에서 입력 신호를 전환하십시오. 참고 : 시스템은 목표 세포에 접근하고, 부압을 가하고, 세포막 전위를 맞추고, 일련의 압력 및 저항 임계 값과 논리를 기반으로 기가 제형을 탐지합니다. </li><li> &quot;Patch control&quot;GUI에서 각각의 버튼을 클릭하여 언제든지 자동 프로세스를 조작 할 수 있습니다. 예를 들어 &quot;패치&quot;버튼을 다시 클릭하여 패치 평가판을 취소하고 &quot;다음 단계&quot;를 클릭하여 임계치에 관계없이 다음 단계로 패치 프로세스를 진행하십시오. 참고 : gigaseal이 형성되었을 때 사용자에게 팝업 창이 표시되고 커다란 부정적 압력과 함께 zap을 적용하는 옵션이 표시됩니다. </li></ol></li><li> &quot;예&quot;를 선택하면 zap과 suction을 결합하여 침입 할 수 있습니다. 또는 &quot;아니오&quot;를 선택하여 흡입만으로 침입하십시오. <br/&gt; 참고 : 성공적인 전체 셀 패치가 완료되면 사용자에게 실험 패치 로그를 저장하라는 팝업 창이 나타납니다. </li><li> 실험 패치 로그를 저장하십시오. 참고 : 패치 시험 사용이 실패하면 팝업 창이 사용자에게 알리고 패치 프로세스가 재설정됩니다. </li><li> 2.4 단계로 돌아가서 다른 셀을 사용하여 단계를 반복하십시오. </li></ol></li><li> 패치 임계 값을 조정하십시오 (선택 사항). 참고 : 초기 피펫 저항 범위, 양압 및 음압, 기가 레지 저항 등의 임계 값. 구성 파일에서 수정할 수 있습니다. <ol><li> 시스템이 설치된 대상의 &quot;구성&quot;폴더에서 &quot;PatchControlConfiguration.csv&quot;파일을 엽니 다. 각 임계 값에 해당하는 숫자를 변경하십시오. 값의 이름은 변경하지 마십시오. 이 경우 시스템에서 인식 할 수없는 항목이됩니다. </li><li> &quot;Ct&quot;를 눌러 새로운 임계 값을 즉시 구현하십시오.rl + L &quot;프로그램을 재시작하지 않고 프로그램을 다시 시작하면 파일에서 최신 임계 값을 구현합니다. </li></ol></li></ol> 3. 레코딩 수행하기 참고 : 컴퓨터 제어 마이크로 전극 증폭기의 모드는 성공적인 패치가 완료되면 자동 패치 소프트웨어에 의해 자동으로 현재 클램프 ( &quot;IC&quot;)로 설정됩니다. 전체 셀 패치 클램프 녹음은 선택한 녹음 소프트웨어를 사용하여 수행 할 수 있습니다 (이 시스템에는 녹음 기능이 포함되지 않음). 여러 대상 셀을 식별 한 경우 녹음을 마친 후에 2.4 단계로 돌아가서 다른 셀을 시도하십시오. <ol><li> picospritzer (선택 사양)를 사용하여 자동 국소 약물 적용 실험을 수행하십시오. 참고 : 여기에서는 로컬 마약 응용 프로그램 실험을 사용하여 추가 &quot;명령 순서&quot;기능을 사용하여 TTL 신호를 통해 외부 하드웨어를 제어하는 ​​방법을 설명합니다. <ol><li> 포트 A 차를 연결하십시오.단계 1.2.3에서 설명한대로 스트립 BNC 케이블을 사용하여 디지타이저의 시작 트리거 입력에 이차 DAQ 보드의 접지를 연결합니다. 디지타이저의 디지털 출력 채널 하나를 피코 스피처의 외부 트리거에 연결하십시오. </li><li> 사용자 설명서에 따라 피펫을 준비하십시오. picospritzer 공기 출력을 micromanipulator에 부착 된 약물 퍼프 피펫 홀더에 연결하십시오. </li><li> 선택 약물로 채워진 피펫을로드하십시오. 피펫 홀더에 부착하십시오. 단계 1.7에서 설명한대로 피펫을 보정하십시오. </li><li> 2.6 단계에서 설명한대로 세포를 패치 한 후 &quot;마우스 모드&quot;(메인 GUI에서 전환)에서 카메라보기 GUI를 마우스로 클릭하여 약물 전달을위한 원하는 위치를 선택하십시오. 또는 그리드의 각 픽셀을 대상 위치 중 하나로 그리드를 디자인하려면 &quot;그리드&quot;GUI를 사용하십시오. 참고 : 그리드는 마우스로 드래그하여 카메라보기 GUI에서 조작 할 수 있습니다. </li><li> &quot;Command SequenceGUI &quot;에서 약물 피펫이 장착 된 매니퓰레이터 유닛을 선택하십시오.&quot;마우스 포인트로드 &quot;또는&quot;그리드 포인트로드 &quot;를 클릭하여 약물 전달을위한 모든 좌표를 가져옵니다. <ol><li> 각 좌표 항목을 클릭하여 오른쪽 열에 특정 명령 TTL 신호를 편집하십시오. 첫 번째 명령 항목에서 가장 오른쪽 숫자를 클릭하여 &quot;0&quot;에서 &quot;1&quot;로 바꾸고 + 5V TTL 신호를 보냅니다. 시간 (T)을 원하는 TTL 신호 지속 시간 (ms)으로 설정하십시오. </li><li> 두 번째 명령 입력에서 모든 자릿수를 &quot;0&quot;으로 설정하고 T를 시험판 녹음 길이의 지속 시간으로 설정하십시오. 모든 좌표 항목에 대한 명령을 편집하십시오. 여러 개의 TTL 신호가 필요한 경우 &quot;+&quot;를 클릭하여 명령 항목을 추가하십시오. 참고 : 8 자리 비트는 필요한 경우 보조 DAQ (포트 1 - 3은 펌프와 2 개의 밸브가 차지함)의 포트 A 채널 0-7을 나타냅니다. </li></ol></li><li> 데이터 수집 모듈에 녹음 프로토콜을 만듭니다.스윕 시작은 외부 시작 트리거에 의해 트리거됨을 나타냅니다. 프로토콜을 편집하여 원하는 시간에 약물을 전달하십시오. </li><li> &quot;명령 시퀀스&quot;GUI에서 왼쪽의 &quot;실행&quot;을 클릭하여 모든 좌표를 실행합니다. 또는 오른쪽의 &quot;실행&quot;을 클릭하여 선택한 시퀀스 만 실행하십시오. 참고 : 피펫은 각 좌표로 이동하여 정의 된대로 TTL 신호를 실행하여 기록 스윕을 시작합니다. </li></ol></li></ol>

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비 임시 특허 출원 &quot;자동화 된 이미지 유도 패치 - 클램프 전기 생리학을위한 시스템 및 방법&quot;, 미국 일련 번호 : 15 / 353,719가 2016 년 11 월 16 일에 출원되었다. 번호 : PRF 67270-02.

여기서 우리는 체외에서 자동 이미지 유도 패치 클램프 녹음 을 위한 방법을 설명합니다. 이 프로세스의 핵심 단계는 다음과 같이 요약됩니다. 첫째, 컴퓨터 비전은 현미경을 통해 얻은 일련의 이미지를 사용하여 피펫 팁을 자동으로 인식하는 데 사용됩니다. 이 정보는 현미경과 조작자 좌표계 간의 좌표 변환 함수를 계산하는 데 사용됩니다. 컴퓨터 비전은 형광 표식 된 세포를 자?...

패치 클램프 기술은 제 1 막 흥분성의 이온 채널을 연구 1970 Neher 및 Sakmann에 의해 개발되었다. 그 이후 패치 클램핑은 뉴런, 심근 세포, Xenopus 난 모세포 및 인공 리포좀을 포함하여 다양한 세포 유형에서 세포, 시냅스 및 회로 수준 (인 비트로 및 체내 모두) 에서 다양한 대상에 대한 연구에 적용되었습니다 2 . 이 과정은 관심 세포의 정확한 식별 및 표적화, 세포에 근접하여 패치 피펫을 이동시키는 복잡한 마이크로 매니퓰레이터 제어, 적당한 시간에 피펫에 양성 및 음성 압박을 가하여 꽉 조이는 gigaseal 패치를 확립하고, 전체 셀 패치 구성을 설정하기위한 침입 등이 있습니다. 패치 클램핑은 일반적으로 수동으로 수행되며 마스터하기 위해 광범위한 교육이 필요합니다. 패치를 경험 한 연구원이라 할지라도클램프, 성공률은 상대적으로 낮습니다. 보다 최근에는 패치 클램프 실험을 자동화하기위한 몇 가지 시도가있었습니다. 자동화를 달성하기 위해 두 가지 주요 전략이 개발되었습니다. 표준 패치 클램프 장비를 강화하여 패치 프로세스를 자동 제어하고 새로운 장비 및 기술을 처음부터 설계합니다. 이전 전략은 기존 하드웨어에 적용 할 수 있으며 생체 내 blind patch clamp 3 , 4 , 5 , 급성 뇌 절편의 in vitro patch clamp, organotypic slice culture 및 cultured dissociated neurons 6을 포함하여 다양한 패치 클램프 응용 프로그램에서 사용할 수 있습니다. . 그것은 다수의 미세 조작기 동시에 7을 사용하여 복잡한 로컬 회로 심문을 가능하게한다. 평면 패치 방법은 새로운 개발 전략의 한 예이며 동시에 높은 처리량을 달성 할 수 있습니다약물 스크리닝 목적으로 현탁액에있는 세포의 아치 클램프 8 . 그러나, 평면 패치 방법은 모든 세포 유형, 특히 긴 과정을 갖는 뉴런 또는 광범위한 연결을 포함하는 손상되지 않은 회로에 적용 가능하지 않다. 이는 기존의 패치 클램프 기술의 핵심 이점 인 신경계의 복잡한 회로를 매핑하는 데 그 적용을 제한합니다. 우리는 표준 패치 클램프 하드웨어를 보강함으로써 체외에서 수동 패치 클램프 프로세스를 자동화하는 시스템을 개발했습니다. 당사의 시스템 인 Autopatcher IG는 자동 피펫 보정, 형광 셀 타겟 식별, 피펫 이동 자동 제어, 자동 전체 셀 패칭 및 데이터 기록을 제공합니다. 이 시스템은 여러 깊이의 뇌 조각 이미지를 자동으로 수집 할 수 있습니다. 컴퓨터 비전을 사용하여 분석. 형광으로 표지 된 세포의 좌표를 포함한 정보를 추출합니다. 이 정보는관심 대상 세포를 표적화하고 자동으로 패치하는 데 사용됩니다. 이 소프트웨어는 여러 오픈 소스 라이브러리를 사용하여 무료 오픈 소스 프로그래밍 언어 인 Python으로 작성되었습니다. 이것은 다른 연구자들에게 접근성을 보장하고 전기 생리학 실험의 재현성과 엄격 성을 향상시킵니다. 이 시스템은 추가 하드웨어가 여기에 설명 된 현재 시스템과 쉽게 인터페이스 될 수 있도록 모듈 식 설계를 갖추고 있습니다.

<table width="747">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="width:231px;height:21px;">CCD Camera</td>
			<td style="width:115px;">QImaging</td>
			<td style="width:147px;">Rolera Bolt</td>
			<td style="width:256px;"></td>
		</tr>
		<tr height="101">
			<td height="101" style="width:231px;height:101px;">Electrophysiology rig</td>
			<td style="width:115px;">Scientifica</td>
			<td style="width:147px;">SliceScope Pro 2000</td>
			<td style="width:256px;">Include microscope and manipulators. The manufacturer provided manipulator control software demonstrated in this manuscript is &#8220;Linlab2&#8221;.</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="width:231px;height:41px;">Amplifier</td>
			<td style="width:115px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:147px;">MultiClamp 700B</td>
			<td style="width:256px;">computer-controlled microelectrode amplifier</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="width:231px;height:41px;">Digitizer</td>
			<td style="width:115px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:147px;">Axon Digidata 1550</td>
			<td style="width:256px;"></td>
		</tr>
		<tr height="55">
			<td height="55" style="width:231px;height:55px;">LED light source</td>
			<td style="width:115px;">Cool LED</td>
			<td style="width:147px;">pE-100</td>
			<td style="width:256px;">488nm wavelength</td>
		</tr>
		<tr height="98">
			<td height="98" style="width:231px;height:98px;">Data acquisition board</td>
			<td style="width:115px;">Measurement Computing</td>
			<td style="width:147px;">USB1208-FS</td>
			<td style="width:256px;">Secondary DAQ. 
			See manual at : http://www.mccdaq.com/pdfs/manuals/USB-1208FS.pdf</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="width:231px;height:21px;">Solenoid valves</td>
			<td style="width:115px;">The Lee Co.</td>
			<td style="width:147px;">LHDA0531115H</td>
			<td style="width:256px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="width:231px;height:41px;">Air pump</td>
			<td style="width:115px;">Virtual industry</td>
			<td style="width:147px;">VMP1625MX-12-90-CH</td>
			<td style="width:256px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="width:231px;height:41px;">Air pressure sensor</td>
			<td style="width:115px;">Freescale semiconductor</td>
			<td style="width:147px;">MPXV7025G</td>
			<td style="width:256px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="width:231px;height:41px;">Slice hold-down</td>
			<td style="width:115px;">Warner instruments</td>
			<td style="width:147px;">64-1415 (SHD-40/2)</td>
			<td style="width:256px;">Slice Anchor Kit, Flat for RC-40 Chamber, 2.0 mm, 19.7 mm</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="width:231px;height:41px;">Python</td>
			<td style="width:115px;">Anaconda</td>
			<td style="width:147px;">version 2.7 (32-bit for windows)</td>
			<td style="width:256px;">https://www.continuum.io/downloads</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="width:231px;height:20px;">Screw Terminals</td>
			<td height="41" rowspan="2" style="width:115px;height:41px;">Sparkfun</td>
			<td height="41" rowspan="2" style="width:147px;height:41px;">PRT - 08084</td>
			<td height="41" rowspan="2" style="width:256px;height:41px;">Screw Terminals 3.5mm Pitch (2-Pin)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="width:231px;height:21px;">(2-Pin)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="width:231px;height:21px;">N-Channel MOSFET 60V 30A</td>
			<td style="width:115px;">Sparkfun</td>
			<td style="width:147px;">COM - 10213</td>
			<td style="width:256px;"></td>
		</tr>
		<tr height="75">
			<td height="75" style="width:231px;height:75px;">DIP Sockets Solder Tail - 8-Pin</td>
			<td style="width:115px;">Sparkfun</td>
			<td style="width:147px;">PRT-07937</td>
			<td style="width:256px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="width:231px;height:21px;">LED - Basic Red 5mm</td>
			<td style="width:115px;">Sparkfun</td>
			<td style="width:147px;">COM-09590</td>
			<td style="width:256px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="width:231px;height:21px;">LED - Basic Green 5mm</td>
			<td style="width:115px;">Sparkfun</td>
			<td style="width:147px;">COM-09592</td>
			<td style="width:256px;"></td>
		</tr>
		<tr height="99">
			<td height="99" style="width:231px;height:99px;">DC Barrel Power Jack/Connector (SMD)</td>
			<td style="width:115px;">Sparkfun</td>
			<td style="width:147px;">PRT-12748</td>
			<td style="width:256px;"></td>
		</tr>
		<tr height="99">
			<td height="99" style="width:231px;height:99px;">Wall Adapter Power Supply - 12VDC 600mA</td>
			<td style="width:115px;">Sparkfun</td>
			<td style="width:147px;">TOL-09442</td>
			<td style="width:256px;"></td>
		</tr>
		<tr height="159">
			<td height="159" style="width:231px;height:159px;">Hook-Up Wire - Assortment (Solid Core, 22 AWG)</td>
			<td style="width:115px;">Sparkfun</td>
			<td style="width:147px;">PRT-11367</td>
			<td style="width:256px;"></td>
		</tr>
		<tr height="75">
			<td height="75" style="width:231px;height:75px;">Locking Male x Female X Female Stopcock</td>
			<td style="width:115px;">ARK-PLAS</td>
			<td style="width:147px;">RCX10-GP0</td>
			<td style="width:256px;"></td>
		</tr>
		<tr height="77">
			<td height="77" style="width:231px;height:77px;">Fisherbrand Tygon S3 E-3603 Flexible Tubings</td>
			<td style="width:115px;">Fisher scientific</td>
			<td style="width:147px;">14-171-129</td>
			<td style="width:256px;">Outer Diameter: 1/8 in. 
			Inner Diameter: 1/16 in.</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="width:231px;height:41px;">BNC male to BNC male coaxial cable</td>
			<td style="width:115px;">Belkin Components</td>
			<td style="width:147px;">F3K101-06-E</td>
			<td style="width:256px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="width:231px;height:41px;">560 Ohm Resistor (5% tolerance)</td>
			<td style="width:115px;">Radioshack</td>
			<td style="width:147px;">2711116</td>
			<td style="width:256px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="width:231px;height:21px;">Picospritzer</td>
			<td style="width:115px;">General Valve</td>
			<td style="width:147px;">Picospritzer II</td>
			<td style="width:256px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

application of automated image-guided patch clamp for the study of neurons in brain slices

전체 세포 패치 클램프는 단일 세포의 전기적 특성을 측정하는 금 표준 방법입니다. 그러나 체외 수정 패치 클램프는 복잡하고 사용자 조작 및 제어에 대한 높은 의존성으로 인해 도전적이고 낮은 처리량의 기술로 남아 있습니다. 이 원고는 급성 뇌 절편 에서 시험관 전체 세포 패치 클램프 실험을위한 이미지 가이드 자동 패치 클램프 시스템을 시연합니다. 우리 시스템은 형광 표식 된 세포를 검출하고 마이크로 조작기와 내부 피펫 압력 제어를 사용하여 완전 자동 패칭을 목표로 컴퓨터 시각 기반 알고리즘을 구현합니다. 전체 프로세스는 인간의 개입에 대한 최소한의 요구 사항만으로 고도로 자동화되어 있습니다. 전기 저항 및 내부 피펫 압력을 포함한 실시간 실험 정보는 향후 분석 및 다른 세포 유형의 최적화를 위해 전자적으로 문서화됩니다. 우리의 체계는 급성 brai의 문맥에서 기술 되더라도n 슬라이스 기록을 포함 해 분리 된 뉴런, organotypic slice culture 및 기타 비 연결 세포 유형의 자동화 된 이미지 유도 패치 클램프에도 적용 할 수 있습니다.

<html> 우리 시스템은 급성 뇌 조각, 뉴런으로 분화 된 마우스 유도 된 다 능성 줄기 세포 (iPSCs) 및 관심의 대상 채널을 인위적으로 표현하는 HEK 293 세포에서 세포를 패치하는 능력에 대해 테스트되었습니다. 도 3 은 시각 피질에서 형광 표지 된 5 층 피라미드 뉴런을 표적으로하는 Thy1-ChR2-YFP 트랜스 제닉 마우스 (B6.Cg-Tg (Thy1-COP4 / EYFP) 18Gfng / J)를 사용한 ?...

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Application of Automated Image-guided Patch Clamp for the Study of Neurons in Brain Slices

이 프로토콜은 표준 시험관 전기 생리학 장비를 위해 최근에 개발 된 시스템을 사용하여 자동 이미지 유도 패치 클램프 실험을 수행하는 방법을 설명합니다.

뇌 조각에서 뉴런 연구를위한 자동 이미지 유도 패치 클램프의 적용

Whole-cell patch clamp is the gold-standard method to measure the electrical properties of single cells. However, the in vitro patch clamp remains a ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.4K 조회수.  Purdue University.  이 프로토콜은 표준 시험관 전기 생리학 장비를 위해 최근에 개발 된 시스템을 사용하여 자동 이미지 유도 패치 클램프 실험을 수행하는 방법을 설명합니다. 

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Culturing and Electrophysiology of Cells on NRCC Patch-clamp Chips

Due to its exquisite sensitivity and the ability to monitor and control individual cells at the level of ion channels, patch-clamping is the gold standard of electrophysiology applied to disease models and pharmaceutical screens alike 1. The method traditionally involves gently contacting a cell with a glass pipette filled by a physiological solution in order to isolate a patch of the membrane under its apex 2. An electrode inserted in the pipette captures ion-channel activity within the membrane patch or, when ruptured, for the whole cell. In the last decade, patch-clamp chips have been proposed as an alternative 3, 4: a suspended film separates the physiological medium from the culture medium, and an aperture microfabricated in the film replaces the apex of the pipette. Patch-clamp chips have been integrated in automated systems and commercialized for high-throughput screening 5. To increase throughput, they include the fluidic delivery of cells from suspension, their positioning on the aperture by suction, and automated routines to detect cell-to-probe seals and enter into whole cell mode. We have reported on the fabrication of a silicon patch-clamp chip with optimized impedance and orifice shape that permits the high-quality recording of action potentials in cultured snail neurons 6; recently, we have also reported progress towards interrogating mammalian neurons 7. Our patch-clamp chips are fabricated at the Canadian Photonics Fabrication Centre 8, a commercial foundry, and are available in large series. We are eager to engage in collaborations with electrophysiologists to validate the use of the NRCC technology in different models. The chips are used according to the general scheme represented in Figure 1: the silicon chip is at the bottom of a Plexiglas culture vial and the back of the aperture is connected to a subterranean channel fitted with tubes at either end of the package. Cells are cultured in the vial and the cell on top of the probe is monitored by a measuring electrode inserted in the channel.The two outside fluidic ports facilitate solution exchange with minimal disturbance to the cell; this is an advantage compared to glass pipettes for intracellular perfusion.
<img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3288/3288fig1.jpg" />
Figure 1. Principle of measurement using the NRCC patch-clamp chip
We detail here the protocols to sterilize and prime the chips, load them with medium, plate them with cells, and finally use them for electrophysiological recordings.

We show how planar patch-clamp chips fabricated at the National Research Council of Canada are sterilized, primed, loaded with medium, plated with cells, and used for electrophysiological recordings.

NRCC 패치 - 클램프 칩에 대한 세포의 Culturing 및 전기 생리학

Due to its exquisite sensitivity and the ability to monitor and control individual cells at the level of ion channels, patch-clamping is the gold standard ...

연구

신경과학

Patch-clamp Capacitance Measurements and Ca2+ Imaging at Single Nerve Terminals in Retinal Slices

Visual stimuli are detected and conveyed over a wide dynamic range of light intensities and frequency changes by specialized neurons in the vertebrate retina. Two classes of retinal neurons, photoreceptors and bipolar cells, accomplish this by using ribbon-type active zones, which enable sustained and high-throughput neurotransmitter release over long time periods. ON-type mixed bipolar cell (Mb) terminals in the goldfish retina, which depolarize to light stimuli and receive mixed rod and cone photoreceptor input, are suitable for the study of ribbon-type synapses both due to their large size (~10-12 &mu;m diameter) and to their numerous lateral and reciprocal synaptic connections with amacrine cell dendrites. Direct access to Mb bipolar cell terminals in goldfish retinal slices with the patch-clamp technique allows the measurement of presynaptic Ca2+ currents, membrane capacitance changes, and reciprocal synaptic feedback inhibition mediated by GABAA and GABAC receptors expressed on the terminals. Presynaptic membrane capacitance measurements of exocytosis allow one to study the short-term plasticity of excitatory neurotransmitter release 14,15. In addition, short-term and long-term plasticity of inhibitory neurotransmitter release from amacrine cells can also be investigated by recordings of reciprocal feedback inhibition arriving at the Mb terminal 21. Over short periods of time (e.g. ~10 s), GABAergic reciprocal feedback inhibition from amacrine cells undergoes paired-pulse depression via GABA vesicle pool depletion 11. The synaptic dynamics of retinal microcircuits in the inner plexiform layer of the retina can thus be directly studied.
The brain-slice technique was introduced more than 40 years ago but is still very useful for the investigation of the electrical properties of neurons, both at the single cell soma, single dendrite or axon, and microcircuit synaptic level 19. Tissues that are too small to be glued directly onto the slicing chamber are often first embedded in agar (or placed onto a filter paper) and then sliced 20, 23, 18, 9. In this video, we employ the pre-embedding agar technique using goldfish retina. Some of the giant bipolar cell terminals in our slices of goldfish retina are axotomized (axon-cut) during the slicing procedure. This allows us to isolate single presynaptic nerve terminal inputs, because recording from axotomized terminals excludes the signals from the soma-dendritic compartment. Alternatively, one can also record from intact Mb bipolar cells, by recording from terminals attached to axons that have not been cut during the slicing procedure. Overall, use of this experimental protocol will aid in studies of retinal synaptic physiology, microcircuit functional analysis, and synaptic transmission at ribbon synapses.

Patch-clamp Capacitance Measurements and Ca2+ Imaging at Single Nerve Terminals in Retinal Slices

Here we describe a protocol for the preparation of agar-embedded retinal slices that are suitable for electrophysiology and Ca2+ imaging. This method allows one to study ribbon-type synapses in retinal microcircuits using direct patch-clamp recordings of single presynaptic nerve terminals.

패치 - 클램프 커패시턴스 측정 및 CA 2 +</sup망막 조각의 단일 신경 터미널에서> 영상

Visual stimuli are detected and conveyed over a wide dynamic range of light intensities and frequency changes by specialized neurons in the vertebrate ...

Local Application of Drugs to Study Nicotinic Acetylcholine Receptor Function in Mouse Brain Slices

Tobacco use leads to numerous health problems, including cancer, heart disease, emphysema, and stroke. Addiction to cigarette smoking is a prevalent neuropsychiatric disorder that stems from the biophysical and cellular actions of nicotine on nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs) throughout the central nervous system. Understanding the various nAChR subtypes that exist in brain areas relevant to nicotine addiction is a major priority.
Experiments that employ electrophysiology techniques such as whole-cell patch clamp or two-electrode voltage clamp recordings are useful for pharmacological characterization of nAChRs of interest. Cells expressing nAChRs, such as mammalian tissue culture cells or Xenopus laevis oocytes, are physically isolated and are therefore easily studied using the tools of modern pharmacology. Much progress has been made using these techniques, particularly when the target receptor was already known and ectopic expression was easily achieved. Often, however, it is necessary to study nAChRs in their native environment: in neurons within brain slices acutely harvested from laboratory mice or rats. For example, mice expressing "hypersensitive" nAChR subunits such as &alpha;4 L9&prime;A mice 1 and &alpha;6 L9&prime;S mice 2, allow for unambiguous identification of neurons based on their functional expression of a specific nAChR subunit. Although whole-cell patch clamp recordings from neurons in brain slices is routinely done by the skilled electrophysiologist, it is challenging to locally apply drugs such as acetylcholine or nicotine to the recorded cell within a brain slice. Dilution of drugs into the superfusate (bath application) is not rapidly reversible, and U-tube systems are not easily adapted to work with brain slices.
In this paper, we describe a method for rapidly applying nAChR-activating drugs to neurons recorded in adult mouse brain slices. Standard whole-cell recordings are made from neurons in slices, and a second micropipette filled with a drug of interest is maneuvered into position near the recorded cell. An injection of pressurized air or inert nitrogen into the drug-filled pipette causes a small amount of drug solution to be ejected from the pipette onto the recorded cell. Using this method, nAChR-mediated currents are able to be resolved with millisecond accuracy. Drug application times can easily be varied, and the drug-filled pipette can be retracted and replaced with a new pipette, allowing for concentration-response curves to be created for a single neuron. Although described in the context of nAChR neurobiology, this technique should be useful for studying many types of ligand-gated ion channels or receptors in neurons from brain slices.

In this paper, we describe a useful method to study ligand-gated ion channel function in neurons of acutely isolated brain slices. This method involves the use of a drug-filled micropipette for local application of drugs to neurons recorded using standard patch clamp techniques.

마우스 뇌 슬라이스의 Nicotinic 아 세티 콜린 수용체 기능을 공부하는 약물의 로컬 응용 프로그램

Tobacco use leads to numerous health problems, including cancer, heart disease, emphysema, and stroke. Addiction to cigarette smoking is a prevalent ...

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable history as a model of nervous system function, with particular significance in studies of learning and memory. The typical preparations for such studies are ones in which the sensory and motoneurons are left intact in a minimally dissected animal, or a technically elaborate neuronal co-culture of individual sensory and motoneurons. Less common is the isolated neuronal preparation in which small clusters of nominally homogeneous neurons are dissociated into single cells in short term culture. Such isolated cells are useful for the biophysical characterization of ion currents using patch clamp techniques, and targeted modulation of these conductances. A protocol for preparing such cultures is described. The protocol takes advantage of the easily identifiable glutamatergic sensory neurons of the pleural and buccal ganglia, and describes their dissociation and minimal maintenance in culture for several days without serum.

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

We describe the dissection of the nervous system of the marine sea hare Aplysia after anesthesia, the isolation of neurons for short term-tissue culture, and recordings of single cell ion currents via the patch clamp technique.

의 감각 뉴런의 분리<em&gt; 군소 californica</em&gt; 글루타메이트 전류의 패치 클램프 녹음을위한

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable  history as a model of nervous system function, with particular significance in  studies ...

A Computer-assisted Multi-electrode Patch-clamp System

The patch-clamp technique is today the most well-established method for recording electrical activity from individual neurons or their subcellular compartments. Nevertheless, achieving stable recordings, even from individual cells, remains a time-consuming procedure of considerable complexity. Automation of many steps in conjunction with efficient information display can greatly assist experimentalists in performing a larger number of recordings with greater reliability and in less time. In order to achieve large-scale recordings we concluded the most efficient approach is not to fully automatize the process but to simplify the experimental steps and reduce the chances of human error while efficiently incorporating the experimenter's experience and visual feedback. With these goals in mind we developed a computer-assisted system which centralizes all the controls necessary for a multi-electrode patch-clamp experiment in a single interface, a commercially available wireless gamepad, while displaying experiment related information and guidance cues on the computer screen. Here we describe the different components of the system which allowed us to reduce the time required for achieving the recording configuration and substantially increase the chances of successfully recording large numbers of neurons simultaneously.

Multi-electrode patch-clamp recordings constitute a complex task. Here we show how, by automating of many of the experimental steps, it is possible to accelerate the process leading to qualitative improvement in performance and number of recordings.

컴퓨터를 이용한 다중 전극 패치 클램프 시스템

The patch-clamp technique is today the most  well-established method for recording electrical activity from individual  neurons or their subcellular ...

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow for an in-depth characterization to identify pathways involved in these events. Cerebellar granule neurons (CGNs) that are derived from the developing cerebellum are an ideal model system that allows for morphological analyses. Here, we describe a method of how to genetically manipulate CGNs and how to study axono- and dendritogenesis of individual neurons. With this method the effects of RNA interference, overexpression or small molecules can be compared to control neurons. In addition, the rodent cerebellar cortex is an easily accessible in vivo system owing to its predominant postnatal development. We also present an in vivo electroporation technique to genetically manipulate the developing cerebella and describe subsequent cerebellar analyses to assess neuronal morphology and migration.

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Neuronal morphogenesis and migration are crucial events underlying proper brain development. Here, we describe methods to genetically manipulate cultured cerebellar granule neurons and the developing cerebellum for the assessment of morphology and migratory characteristics of neurons.

소뇌 과립 신경 세포의 유전자 조작<em&gt; 체외</em&gt;와<em&gt; 생체</em&gt; 신경 세포의 형태와 마이그레이션을 연구하는

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow ...

Electrophysiological and Morphological Characterization of Neuronal Microcircuits in Acute Brain Slices Using Paired Patch-Clamp Recordings

The combination of patch clamp recordings from two (or more) synaptically coupled neurons (paired recordings) in acute brain slice preparations with simultaneous intracellular biocytin filling allows a correlated analysis of their structural and functional properties. With this method it is possible to identify and characterize both pre- and postsynaptic neurons by their morphology and electrophysiological response pattern. Paired recordings allow studying the connectivity patterns between these neurons as well as the properties of both chemical and electrical synaptic transmission. Here, we give a step-by-step description of the procedures required to obtain reliable paired recordings together with an optimal recovery of the neuron morphology. We will describe how pairs of neurons connected via chemical synapses or gap junctions are identified in brain slice preparations. We will outline how neurons are reconstructed to obtain their 3D morphology of the dendritic and axonal domain and how synaptic contacts are identified and localized. We will also discuss the caveats and limitations of the paired recording technique, in particular those associated with dendritic and axonal truncations during the preparation of brain slices because these strongly affect connectivity estimates. However, because of the versatility of the paired recording approach it will remain a valuable tool in characterizing different aspects of synaptic transmission at identified neuronal microcircuits in the brain.

Patch-clamp recordings and simultaneous intracellular biocytin filling of synaptically coupled neurons in acute brain slices allow a correlated analysis of their structural and functional properties. The aim of this protocol is to describe the essential technical steps of electrophysiological recording from neuronal microcircuits and their subsequent morphological analysis.

급성 뇌 조각에서 신경 세포의 미세 회로의 전기 생리 및 형태 학적 특성은 페어 패치 클램프 녹음을 사용하여

The combination of patch clamp recordings from two (or more) synaptically coupled neurons (paired recordings) in acute brain slice preparations with ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings in Brain Slices

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the neuron. In this configuration, the micropipette is in tight contact with the cell membrane, which prevents current leakage and thereby provides more accurate ionic current measurements than the previously used intracellular sharp electrode recording method. Classically, whole-cell recording can be performed on neurons in various types of preparations, including cell culture models, dissociated neurons, neurons in brain slices, and in intact anesthetized or awake animals. In summary, this technique has immensely contributed to the understanding of passive and active biophysical properties of excitable cells. A major advantage of this technique is that it provides information on how specific manipulations (e.g., pharmacological, experimenter-induced plasticity) may alter specific neuronal functions or channels in real-time. Additionally, significant opening of the plasma membrane allows the internal pipette solution to freely diffuse into the cytoplasm, providing means for introducing drugs, e.g., agonists or antagonists of specific intracellular proteins, and manipulating these targets without altering their functions in neighboring cells. This article will focus on whole-cell recording performed on neurons in brain slices,&#160;a preparation that has the advantage of recording neurons in relatively well preserved brain circuits, i.e., in a physiologically relevant context. In particular,&#160;when combined with appropriate pharmacology, this technique is a powerful tool allowing identification of specific neuroadaptations that occurred following any type of experiences, such as learning, exposure to drugs of abuse, and stress. In summary, whole-cell patch-clamp recordings in brain slices provide means to measure in ex vivo preparation long-lasting changes in neuronal functions that have developed in intact awake animals.

This protocol describes basic procedural steps for performing whole-cell patch-clamp recordings. This technique allows the study of&#160;the electrical behavior of neurons, and when performed in brain slices, allows the assessment of various neuronal functions from neurons that are still integrated in relatively well preserved brain circuits.

뇌 조각에서 전체 셀 패치 클램프 녹음

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the ...

Subcellular Patch-clamp Recordings from the Somatodendritic Domain of Nigral Dopamine Neurons

Dendrites of dopaminergic neurons receive and convey synaptic input, support action potential back-propagation and neurotransmitter release. Understanding these fundamental functions will shed light on the information transfer in these neurons. Dendritic patch-clamp recordings provide the possibility to directly examine the electrical properties of dendrites and underlying voltage-gated ion channels. However, these fine structures are not easily accessible to patch pipettes because of their small diameter. This report describes a step-by-step procedure to collect stable and reliable recordings from the dendrites of dopaminergic neurons in acute slices. Electrophysiological measurements are combined with post hoc recovery of cell morphology. Successful experiments rely on improved preparation of slices, solutions and pipettes, adequate adjustment of the optics and stability of the pipette in contact with the recorded structure. Standard principles of somatic patch-clamp recording are applied to dendrites but with a gentler approach of the pipette. These versatile techniques can be implemented to address various questions concerning the excitable properties of dendrites.

Subcellular patch-clamp recordings offer the possibility to investigate the functional properties of dendrites. However these fine structures are not easily accessible due to their small diameter. The protocol described here aims to facilitate the collection of stable and reliable recordings from the dendrites of dopamine neurons in slices in vitro.

흑색질 도파민 뉴런의 Somatodendritic 도메인에서 세포 내 패치 클램프 녹음

Dendrites of dopaminergic neurons receive and convey synaptic input, support action potential back-propagation and neurotransmitter release. Understanding ...

Whole-cell Currents Induced by Puff Application of GABA in Brain Slices

Pharmacological administration is commonly used when conducting whole-cell patch-clamp recording in brain slices. One of the best methods of drug application during electrophysiological recording is the puff technique, which can be used to study the effect of pharmacological reagents on neuronal activities in brain slices. The greatest advantage of puff application is that the drug concentration around the recording site increases rapidly, thus preventing desensitization of membrane receptors. Successful use of puff application involves careful attention to the following elements: the concentration of the drug, the parameters of the puff micropipette, the distance between the tip of a puff micropipette and the neuron recorded, and the duration and pressure driving the puff (pounds per square inch, psi). This article describes a step-by-step procedure for recording whole-cell currents induced by puffing gamma-aminobutyric acid (GABA) onto a neuron of a prefrontal cortical slice. Notably, the same procedure can be applied with minor modifications to other brain areas such as the hippocampus and the striatum, and to different preparations, such as cell cultures.

We describe the puff technique, by which pharmacological reagents can be administered during whole-cell patch-clamp recording, and highlight various aspects of the features that are crucial for its success.