우리는 UBC 생명과학 연구소 (LSI) 이미징 시설 지원 및 호텔 위치 현미경을 유지에 대 한 감사 합니다. 이 작품에서에서 권한을 부여 #68865 건강 연구의 캐나다 학회 (M.R.G.)에 의해 투자 되었다. 클립-170-GFP 플라스 미드에 감사 박사 고조 Kaibuchi (나고야 대학, 나고야, 일본) 하 고.

모든 동물 절차는 브리티시 컬럼비아 동물 관리 위원회의 대학에 의해 승인 되었다.
1. A20 B-림프 종 세포에서 GFP 융해 단백질을 표현
<ol><li>문화 A20 셀 5 조직 문화 인큐베이터에서 37 ° C에서 RPMI 매체 (RPMI-1640와 10% 열 비활성화 태아 둔감 한 혈 청 (FBS), 50 µ M 2-mercaptoethanol, 글루타민 2 mM, 1 mM pyruvate, 50 U/mL 페니실린, 50 µ g/mL 스 보충) 완료 % CO2.</li>
	<li>Transfection 시 약 준비 ( 재료의 표참조) 제조업체의 지침에 따라. 참고:이 프로토콜 특정 시 약에 대 한 최적화 된 및 transfection 프로토콜에서 설명 자료 테이블. 우리는 시도 하는 다른 transfection 시 약 충분 한 transfection 효율 굴복 하지는.</li>
	<li>hemocytometer를 사용 하 여 셀을 계산 합니다. 분리기 2.5 x 106 A20 셀 (각 transfection) 525 x g.에서 5 분 동안 Resuspend transfection 시 약 포함 하는 플라스 미드 DNA의 1-2.5 µ g의 100 µ L에 셀. DNA 클립-170-GFP23인코딩, transfection 당 2.5 µ g 사용 하 여. 부드럽게 혼합.</li>
	<li>6 잘 플레이트의 셀 전송 고 미리 예 열 완료 RPMI 매체 2 mL를 볼륨을 조정 합니다. 단백질 표정 있도록 37 ° C에 18 h에 대 한 셀을 문화.</li>
</ol>2. 기본 마우스 B 세포를 분리 하 고 LPS로 활성화
<ol><li>멸 균된 수술 도구를 사용 하 여 프로토콜 기관의 동물 관리 위원회에 의해 승인에 따라, 마우스에서 비장을 제거.</li>
	<li>조직 문화 후드에서 실내 온도 살 균 PBS의 3 mL를 포함 하는 35 m m 조직 문화 접시에 멸 균 70 µ m 셀 여과기를 놓습니다. 5 ml 주사기에서 플런저의 고무 부분을 사용 하 여 셀 스 트레이너를 통해 비장 호감.</li>
	<li>피펫으로 멸 균 15 mL 튜브와 5 분 525 x g에서 원심 분리기로 splenoctyes의 단일 세포 현 탁 액.</li>
	<li>마그네틱 비드 기반 B 세포 격리 키트 ( 재료의 표참조) B 세포의 매우 풍부한 인구를 사용 합니다.</li>
	<li>B 세포 2.5 µ g/mL LPS 플러스 5 ng/mL B 세포 활성화 요인 (BAFF, 생존 cytokine) 보완 하는 완전 한 RPMI 매체에 3 x 106/mL resuspend</li>
	<li>37 ° c.에 6 시간에 대 한 셀 문화</li>
</ol>3. 코팅 유리 Coverslips 안티 Ig 항 체와
<ol><li>코팅은 coverslips 항 체 솔루션을 준비 합니다. 12.5 µ g/mL 솔루션; 실 온 살 균 PBS에 염소 반대로 마우스 Ig 항 체의 재고 솔루션을 희석 항 체 해결책의 400 µ L가 각 coverslip 필요 합니다. 참고: 사용 하 여 염소 반대로 마우스 IgG A20 셀; 염소 반대로 마우스 IgM를 사용 하 여 기본 B 세포에 대 한. 염소 IgG 항 체 할 하지 바인딩할 잘 마우스 Fc 수용 체. 그러나, 어떤 잠재적인 Fc 수용 체 바인딩을 피하기 위해, 하나 반대로 마우스 IgG의 F(ab) 또는 F(ab')2 조각 또는 반대로 마우스 IgM 항 체를 사용할 수 있습니다.</li>
	<li>100% 메탄올에서 #1.5 18 m m 둥근 유리 coverslip 찍어 하 고 완전히 말리 (~ 10 분).</li>
	<li>집게를 사용 하 여 넣으십시오 말린된 coverslip는 12 음 조직 문화 접시와 피펫으로 400 µ L는 coverslip에 12.5 µ g/mL 항 체 솔루션 (5 µ g 총, 2 µ g/c m2)의 coverslip의 중심에 거품을 형성 하 고 가장자리에 확산 되도록.</li>
	<li>커버 전체 coverslip 조심 하지만 항 체 솔루션 조직 문화 플라스틱에 유리 coverslip 가장자리 확장을 허용 하지 마십시오. 30 분 동안 실 온에서 품 어.</li>
	<li>솔루션에 밖으로 잘 그리고 연속적으로 발음으로 coverslips pipetting 1 mL의 멸 균 PBS에 의해 세척. 언바운드 항 체를 제거를 두 번 더 반복 합니다.</li>
	<li>잘 포함 된 항 체-코팅 coverslip 셀 추가 될 준비가 될 때까지 무 균 PBS의 1 mL를 추가 합니다. 참고: 있는 coverslips 덮여 PBS, 같은 날에 사용 하기 위해 상 온에서 보관할 수 있습니다.</li>
</ol>4. B 셀 안티 Ig 코팅 Coverslips에 확산
<ol><li>준비 HEPES 버퍼링 수정 염 분 (mHBS): 25mm HEPES, pH 7.2, 125 mM NaCl, KCl, 1mm CaCl25mm, 1mm 나2HPO4, 0.5 m m MgSO4, 1 mg/mL 포도 당, 2 mM 글루타민, 1mm 나트륨 pyruvate 그리고 50 µ M 2-mercaptoethanol). 필터가이 솔루션 소독 및 4 ° c.에 저장</li>
	<li>실험 당일 확인 2% mHBS 50 mL 50 mL mHBS에 열 비활성화 FBS의 1 mL을 추가 하 여 FBS (mHBS FBS). 사용 하기 전에 37 ° C에 mHBS FBS 따뜻한.</li>
	<li>원심 transfected A20 셀 또는 5 분 525 x g에 BAFF 플러스 LPS 경작 했다 기본 B 세포.</li>
	<li>Resuspend mHBS FBS의 1 mL에 셀, hemocytometer를 사용 하 여 셀 그리고 2 x 105 셀/ml mHBS FBS에 셀을 희석.</li>
	<li>집게를 사용 하 여 조직 배양 접시에서 파라핀 영화의 조각에는 coverslip 전송.</li>
	<li>각 coverslip에 B 세포 (5 x 104 의 세포)의 250 µ L를 추가 합니다.</li>
	<li>안티 IgG-입히는 표면에 걸쳐 B 세포 수 있도록 어둠 속에서 15 분 동안 37 ° C에서 coverslips를 품 어.</li>
</ol>5. 고정 및 Immunostaining 셀
<ol><li>16 %paraformaldehyde 재고 솔루션을 diluting 하 여 고정 솔루션 및 3 %paraformaldehyde 및 0.1% 글의 최종 농도를 실 온 소 주 물에 50%도 재고 솔루션을 준비 합니다. 사용 하 고 초과 삭제 하는 날에 고정 솔루션을 준비 합니다. 주의: paraformaldehyde도 재고 솔루션 화학 증기 두건만 사용 해야 합니다. 물질 안전 데이터 시트 (MSDS)에 지시를 따릅니다.</li>
	<li>Permeabilization/차단 버퍼를 준비 (3 %BSA 0.1% 트라이 톤 X-100 희석 PBS에). 필터가이 솔루션 소독 및 4 ° c.에 저장 실험의 날, 따뜻한 실내 온도에 필요한 금액.</li>
	<li>(1% 및 0.1 %BSA 사포닌 PBS에) 얼룩 버퍼를 준비 합니다. 0.2 µ m 필터를 사용 하 여이 솔루션을 소독 및 4 ° c.에 저장 실험의 날, 따뜻한 실내 온도에 필요한 금액.</li>
	<li>피펫으로 350 µ L 표면 완전히 덮여 보장 각 coverslip에 고정 솔루션의. 어둠 속에서 10 분 동안 실내 온도에 품 어.</li>
	<li>신중 하 게는 micropipet를 사용 하 여 하는 coverslip의 가장자리에서 발음으로 coverslip에서 고정 솔루션을 제거 합니다. 주의: 고정 솔루션 유해 화학 폐기물로 폐기 해야한다.</li>
	<li>Coverslips permeabilization/차단 버퍼의 500 µ L로 한 번 씻는 다. 피펫으로 액체에서.</li>
	<li>Permeabilize 고 각 coverslip를 permeabilization/차단 버퍼의 250 µ L을 추가 하 고 어둠 속에서 실 온에서 10 분 동안 배양 하 여 세포를 차단 합니다.</li>
	<li>버퍼를 얼룩이 지기에서 토끼 방지 tubulin 항 체 1: 100 희석.</li>
	<li>Aspirate는 coverslips에서 permeabilization/차단 버퍼에서 고 각 coverslip 50 µ L 희석된 방지 tubulin 항 체 솔루션의 추가. 어둠 속에서 30 분 동안 실 온에서 품 어.</li>
	<li>알 렉 사 Fluor 532 활용 된 염소-토끼 IgG 이차 항 체와 버퍼를 얼룩이 지기에서 phalloidin 알 렉 사 Fluor 568 활용 1: 100 희석 하 여 2 차 항 체/말라 얼룩이 솔루션을 준비 합니다.</li>
	<li>버퍼를 얼룩이 지 고 다음 그것을 발음의 500 µ L을 추가 하 여 초과 1 차적인 항 체를 제거 하는 coverslips 3 번을 씻어.</li>
	<li>각 coverslip을 이차 항 체/말라 얼룩 솔루션의 50 µ L을 추가 하 고 어둠 속에서 실 온에서 30 분 동안 품 어.</li>
	<li>버퍼를 얼룩이 지 고 다음 그것을 발음의 500 µ L을 추가 하 여 초과 이차 항 체를 제거 하는 coverslips 3 번을 씻어.</li>
	<li>현미경 슬라이드를 장착 시 약의 10 µ L를 추가 합니다. 아래 셀 쪽으로 현미경 슬라이드에 coverslip를 탑재 합니다. 참고: "반대로 페이드" 장착 매체 ( 재료의 표참조)이 좋습니다 GFP 융해 단백질의 형광 강도 유지 하기 위해. DAPI는 fluorophores의 이미징 호텔 위치 레이저를 사용 하 여 때을 방해할 수 있는 포함 된 시 약을 장착 하는 사용을 하지 않습니다.</li>
	<li>어둠 속에서 하룻밤 건조를 슬라이드 수 있습니다. 이미지 슬라이드 다음 날. 참고:는 coverslip 건조 자 마자 슬라이드 이미징이 좋습니다로 GFP 형광 시간이 지남에 저하 됩니다.</li>
</ol>6. 호텔 위치 현미경을 사용 하 여 이미징
참고: 아래 설명 하는 모든 소프트웨어 단계는 현미경 및 소프트웨어 사용에 유의 하시기 바랍니다 ( 재료의 표참조). 단계 및 설정이 이미징 다른 현미경/소프트웨어를 사용 하 여 수행 되는 경우 조정 해야 합니다.
<ol><li>호텔 위치 현미경, 레이저 및 epifluorescence 조명 램프, 활성화 켜고 현미경 소프트웨어를 시작.</li>
	<li>호텔 위치 고갈 레이저에 대 한 매개 변수를 설정 합니다. 참고:이 사용 되 고 특정 현미경에 장착 된 레이저 따라 달라 집니다. 권장 되는 일부 설정은 흰색 빛 (WLL) 70%; 592 nm 레이저 80%; 660 nm 레이저 80 %입니다.</li>
	<li>호텔 위치 설정을 활성화 하 고 호텔 위치 레이저 빔 100 X 목표를 사용 하 여 정렬.</li>
	<li>접 안 렌즈를 사용 하 여 샘플을 집중 하 고 온건한 GFP 식 셀을 선택 합니다. 참고: 낮은 GFP 표현 하지 표시 됩니다 호텔 위치 방출 강도 줄일 수 있기 때문에. 반대로, 클립-170-GFP의 높은 식 일반 microtubule 플러스-엔드 단백질 복잡 한 형태와 분포 반영 하지 않는 큰 클러스터의 자연 형성을 유도 합니다. 온건한 GFP 식이 있는 셀을 선택 하면 정확 하 게 항 원 연락처 사이트에서 cytoskeletal 구조 이미징을 위한 필수적 이다.</li>
	<li>선택한 셀에 zoom 하 고 이미지 수를 관심 영역을 선택 합니다. B 세포는 coverslip 가장 가까운의 x y 평면 초점에는 초점을 조정 한다.<ol>
<li>이렇게 하려면 이동 목표를 점차적으로 더 가까이 coverslip에 B 세포 cytoskeletal 구조와 초점으로 서 다음 초점 이동 합니다. 그런 다음 점차적으로 이동 목표 반대 방향으로 B 세포 cytoskeletal 구조 처음 초점으로 다시 올 때까지.</li>
	</ol>
</li>
	<li>레이저 파워, 여기 빔 및 검출기 범위 설정을 최적화. 제조업체의 지침에서 권장 하는 설정으로 시작 합니다. 다음에 샘플에 대 한 신호를 최적화 하는 데 필요한 조정 확인 합니다. 동일한 설정으로 서로 비교 하기 모든 샘플 이미지.</li>
	<li>소프트웨어의 "취득" 탭에서 "프레임" 사이의 옵션을 선택 하 여 사용 하단 왼쪽된 "순차 스캔" 패널에서 순차적 프레임 수집 이미지 수집을 설정 합니다.</li>
	<li>수집 시퀀스를 설정 합니다. 참고: 인수 GFP 형광 먼저 GFP 신호 저하를 방지 하기 위해 합니다. GFP 이외에 사용 되는 fluorophores의 조합에 따라 더 긴 파장 형광 신호를 이미징 먼저 얻을 수 있습니다 더 나은 결과. 그러나, 순서는 fluorophores 또는 형광 단백질 자극된 방출 소모를 받게 되며 몇 군데 강한 형광 신호 및 최고의 해상도를 최적화 합니다.</li>
	<li>및 호텔 위치 레이저 전원을 각 fluorophore는 소프트웨어의 "인식" 탭에 대 한 설정 선택한 592-nm 또는 660 nm 호텔 위치 레이저의 슬라이더 막대를 사용 하 여 레이저 파워를 조정 합니다. GFP와 알 렉 사 Fluor 532 592-nm 고갈 레이저에 대 한 파워를 조정 합니다. 알 렉 사 Fluor 568 660 nm 고갈 레이저에 대 한 파워를 조정 합니다.</li>
	<li>해상도 증가 하 고 배경 신호 감소를 하는 소프트웨어의 "취득" 탭에서 "인수" 설정으로 이동, 선 또는 각 옵션에 대 한 드롭 다운 메뉴를 사용 하 여 1 보다 큰 값을 선택 하 여 평균 프레임 증가.</li>
	<li>또한, fluorophore "취득" 탭 아래에 대 한 제어 옵션을 선택 하 고 시간 게이팅에 대 한 값을 지정 하 여 시간 문이 호텔 위치를 사용 하 여 형광 신호를 취득 (아래 참고 참조). 이 fluorophores의 photobleaching 증가 하지만 해상도 향상 시키기 위해 호텔 위치 레이저 파워를 증가. 참고: 제어 시간 현미경, 샘플 및 fluorophores 사용 되 고 최적화가 필요 합니다. 한 시간 게이팅의 0.3 ~ 6 ns는 것이 좋습니다. 고정, 후 GFP는 높은 레이저 전원에 특히 민감합니다. 적용 되어야 시간 게이팅 GFP의 photobleaching를 줄이기 위해, 그리고 호텔 위치 레이저 파워를 감소 한다.</li>
	<li>3D 호텔 위치 이미지를 캡처, 포인트를 변경 하려면 슬라이더를 사용 하 여 "3D 호텔 위치" 기능 (PSF) 확산.</li>
	<li>수동으로 재현성을 보장 하기 위해 여러 개의 이미지를 취득 합니다. ( 그림 1참조) 이미지를 deconvolve deconvolution 소프트웨어를 사용 하 여 패키지41( 재료의 표참조).</li>
</ol>

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</ol>

저자는 공개 없다.

이론적으로 50의 해상도 달성할 수 있는 호텔 위치 슈퍼 해상도 현미경을 사용 하 여 cytoskeletal 구조의 상세한 이미지를 얻을 수 있는 회절 제한 된 해상도 200 ~ 기존의 confocal 현미경 검사 법에 비해 nm nm 24. 미세한 구조를 해결 하는 능력 관찰된 "흐리게" 형광 신호에서 원래 광원의 가능성이 가장 높은 위치를 계산할 deconvolution 소프트웨어를 사용 하 여 더 강화 된다. 이 프로토콜?...

B 세포 바인딩할 때 편광 항의 배열 (예, 항 원 제시의 표면에 표시 세포 (Apc)), 결과 B 세포 수용 체 (BCR) 신호 드라이브에 설명 된 처음 고전 면역 시 냅 스 구조 형성 T 세포1,2,3,,45,6,7,8,9,10, 11,,1213. 처음에, B 세포: APC의 주변에서 항 원 바인딩 BCRs 폼의 microclusters 사이트 문의. 이 microclusters는 다음 항 원 연락처 사이트, 그들은 면역 시 냅 스의 핵심을 형성 하는 중앙 supramolecular 활성화 클러스터 (cSMAC)으로 합체의 중심을 향해 이동 합니다. 면역 시 냅 스 형성 BCR 신호 최적화 하 고 APC 막14BCR 중재 항 원 추출 용이 하 게 한다. BCR 중재 항 원 국제화 및 후속 항 원 처리 뒤,이 항 원 인수, 펩 티 드: MHC II 단지 T 세포 및 T 세포 도움14유도 B 세포 수 있습니다. 면역 시 냅 스 형성이 기능 패턴 수용 체 조직의 새로운 제공할 수 있는 설정 하는 메커니즘을 elucidating B 세포 활성화를 촉진 하기 때문에 어떻게 체액 면역 반응에 시작 하 고 통제.
말라와 microtubule cytoskeletons의 개편은 면역 시 냅 스 형성에 필수적입니다. 지역화 된 BCR 공간 편광 항 배열에 의해 자극 신호 급속 하 고 극적인 걸 골격1,15의 리 모델링을 유도 합니다. B 세포의 주변에서 수지상 말라 구조의 형성 원형질 막에 추진 세력을 미치는 및 B 세포 확산을 촉진. 이 B 세포 항 원-베어링 표면의 큰 영역을 스캔을 허용 하 고는 항 원 바인딩 및 활성화 경로 신호 BCR BCRs의 수를 증가. 같은 시간에는 MTOC 및 microtubule 네트워크 항 원 접촉의 사이트 쪽으로 방향도 있습니다. MTOC 항 원 연락처 사이트 접근, B 세포 및 항 원-베어링 표면16,17사이의 인터페이스에서 원형질 막의 내부 얼굴 따라는 MTOC에서 유출 하는 microtubules 확장. 이러한 juxtamembrane microtubules 다음 항 원 바인딩 BCR microclusters18, 선도 cSMAC의 대형에 다 중재 구심 운동에 대 한 트랙으로 작동할 수 있습니다.
재교육 및 면역 시 냅 스를 향해 MTOC의 분극 그대로 말라와 microtubule cytoskeletons를 요구 하 고 종종 피 질 말라 네트워크 및 microtubules16,17, 사이 상호 작용에 따라 달라 집니다. 19,20. IQGAP1, 같은 대뇌 피 질의 말라-바인딩 단백질21microtubule 플러스 끝 장식 하는 단백질 복합물 상호 작용에 의해 microtubules를 캡처할 수 있습니다. 플러스-엔드 바인딩 단백질의이 동적 단지 등이 EB1 클립-170, microtubule로 플러스-엔드 단백질 (+ 팁) 추적21,22이라고 통칭 되는 있습니다. + 팁 microtubules의 끝에는 원형질 막 또는 피 질 말라 골격에 연관 된 단백질에 바인딩할 수 있습니다. 힘 생성 메커니즘 수 있습니다 (예를 들어, 빼기-엔드 감독 microtubules 따라 cortically 고정 다의 움직임) microtubules에 당기 힘을 발휘 하는 MTOC 함으로써 위치. 클립-170 말라 관련 비 계 단백질 IQGAP123, 바인딩할 수 있는 그리고 우리가 이러한 단백질의 모두 면역 시 냅 스17향해 MTOC BCR 유도 분극에 필요한 것으로 나타났습니다. 이 IQGAP1-클립-170 상호 작용 B 세포 면역 시 냅 스에 microtubule 네트워크의 재배치로 말라 골격의 개장 조정에 중요 한 역할을 재생할 수 있습니다.
기존의 형광 현미경 검사 법 B 세포 면역 시 냅 스 형성2동안 말라와 microtubule cytoskeletons의 극적인 개편을 발표 했다. 그러나,이 방법은 자세히는, Abbe의 법, 샘플 및 객관적인24의 조리개를 밝게 하는 데 사용 하는 빛의 파장에 따라 빛의 회절 한계 때문에 작은 세포 구조를 해결할 수 없습니다. 이 회절 제한 200-300 nm 측면 방향에서 및 축 방향25에서 500-700 nm에 기존의 가벼운 현미경의 해상도 제한합니다. 따라서, 말라와 microtubule cytoskeletons의 정밀한 세부 사항 뿐 아니라 작은 subcellular 구조만 관찰 될 수 있었다 전자 현미경을 사용 하 여. 골격의 전자 현미경 영상 시간이 소요, 가혹한 샘플 고정 및 준비 프로토콜 생물학 구조를 변경할 수 있습니다 하 고 중재 하는 항 체 탐지에 제한 됩니다 필요 합니다. Immunostain 하 고 동시에 이미지 여러 단백질 또는 세포질 구조는 형광 현미경 검사 법의 상당한 장점. 또한, 실시간 이미징 수 있도록 셀에 형광 성 융해 단백질을 표현 그리고 immunostaining 관심사의 단백질에 대 한 효과적인 항 체 사용할 수 없을 때 유용.
슈퍼 해상도 현미경에 최근의 기술 진보 빛의 회절 한계를 극복 하 고 나노 세포 구조24의 시각화를 허용. 같은 1 개의 슈퍼 해상도 현미경 검사 법 기술은 자극된 방출 소모 (호텔 위치) 현미경을 이라고 합니다. 호텔 위치는 두 레이저, 어디 한 레이저 fluorophore는 흥분 하 고 도넛 모양의 패턴으로 두 번째 레이저는 선택적으로 주위에 fluorophore 형광 방출 억제를 사용 합니다. 이 단 하나 형광 입자의 포인트 확산 기능 (명백한 지역)을 감소 하 고 하위 회절 제한 형광 이미지25,26를 제공 한다. 바닥 상태 고갈 현미경 또한 슈퍼 해상도 이미지 형광 기반 기술을 사용 합니다. 그러나, 이미지 수집 및 재구성 시간 긴, 거기만 제한 된 수의 사용할 수 있는 fluorophores 고 여러 cytoskeletal 컴포넌트의 동시 고해상도 이미징은 유지 하기 때문에 기술적으로 도전 말라와 microtubule 구조는 다른 고정 절차를 요구 한다. 따라서, 호텔 위치는 전자 현미경에 비해 여러 장점 및 다른 슈퍼 해상도 현미경에 그로 제공 하는 빠른 이미지 수집, 최소한의 후 처리 요구 사항, 같은 fluorophores 및 얼룩 기법을 사용 하 여 접근 그 고정된 샘플26의 전통적인 형광 현미경 검사 법 사용 됩니다.
슈퍼 해상도 현미경 지금 자연적인 살인자 (NK) 세포 및 T 세포26,,2728,29,30, 면역 시 냅 스에서 말라 구조를 시각화 하는 데 사용 되었습니다. 그러나 31., microtubule 골격의 슈퍼 해상도 영상 뿐만 아니라 면역 시 냅 스 형성, 동안 말라와 microtubule cytoskeletons의 조정된 개편 최근 되었습니다 보고17. 우리는 coverslips (안티-Ig) 반대로 면역 글로불린 항 체, BCR 신호 자극 하 고 골격 개편을 시작으로 허용 했다 이미지 B 셀에 호텔 위치 현미경을 사용 합니다. 고정된 안티-Ig 항 체에 도금 할 때 B 세포 받을 극적인 걸 종속 확산, 어떤 면역 시 냅 스 형성 동안 초기 이벤트를이. 중요 한 것은, 호텔 위치 현미경 검사 법 공개 하는 면역의 주변에 양식 냅 뿐만 아니라 그것에 연결 하는 microtubules MTOC, 항 원 연락처 사이트17가까이 이동 했다 보여주었다 F 걸의 수지상 링의 세밀. 이러한 microtubules F 걸의 주변 링 쪽으로 밖으로 확장. 또한, F 걸, tubulin, IQGAP1, 그리고 GFP 태그 클립-170 + 팁의 다양 한 조합의 멀티 컬러 호텔 위치 이미징 나타났다는 microtubule 플러스-끝 클립-170-GFP에 의해 표시 주변 말라 채널와 IQGAP1, 밀접 하 게 관련 된 대뇌 피 질의 캡처 단백질17.
여기, 우리는 호텔 위치 현미경을 사용 하 여 면역 시 냅 스에서 말라와 microtubule cytoskeletons 이미징에 대 한 상세한 프로토콜을 제시. 이러한 방법은 널리 BCR 신호 및 면역 시 냅 스 형성17,,3233,,3435 공부에 대 한 고용 된 A20 murine B 세포 라인을 사용 하 여 최적화 된 , 36 , 37 , 38 , 39. 클립-170에 상업 항 체 이전 실험에서 immunostaining를 위해 잘 작동 하지 않았다, 왜냐하면 우리가 자세하게에서 설명 GFP 태그 클립-170까지 동시에 시각화에 대 한 프로토콜을 얼룩이 지 함께 A20 셀에서의 표현 3 cytoskeletal 구성 요소 또는 골격 관련 단백질입니다. NK 세포 면역 시 냅 스에서 이미지 걸을 호텔 위치 현미경을 사용 하는 방법 되었습니다40위에서 설명한. 여기, 우리는 B 세포에서 말라와 microtubule cytoskeletons의 멀티 컬러 슈퍼 해상도 이미지 획득을이 확장.
슈퍼 해상도 현미경에 대 한 중요 한 고려 세포 구조를 유지 하 고 형광 단백질에 손상을 방지에 대 한 적절 한 고정 절차를 사용 하는. 고정 하 고 여기에 소개 하는 방법 얼룩 GFP 형광을 유지 하 고 말라와 microtubule 네트워크의 고해상도 이미지 제공에 최적화 되었습니다. 형광 단백질을 표현 하는 때 B 세포는 보통 transfect 어렵다 주목 해야한다. 이 프로토콜, 20-50%를 사용 하 여 A20의 세포는 일반적으로 transfected GFP 융해 단백질 표현 되며이 인구 중 단백질 표정 수준 변수. 그럼에도 불구 하 고, 말라와 우리 설명 하는 절차를 사용 하 여 microtubules의 슈퍼 해상도 이미징 매우 강력한 이며 높은 품질 이미지 쉽게 얻을 수 있습니다. A20 셀 기준으로 그들의 작은 크기에도 불구 하 고 우리는 이러한 절차 또한 microtubule 네트워크 짧게 lipopolysaccharide (LPS)와 활성화 된 기본 B 셀에 이미지를 사용할 수 있습니다 보여줍니다. 우리가 (즉, 같은 단백질 소모 immunoblotting에 의해 검출 될 수 있다), 상대적으로 높은 효율에서 siRNAs와 LPS 활성화 기본 B 세포를 페 수 것으로 나타났습니다 일부 연구에 대 한 B 세포의 사용에 대 한 좋은 대안 들을 만들고 17.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Cell culture&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>A20 mouse B-lymphoma cells</td><td>ATCC</td><td>TIB-208</td><td>Murine B-cell lymphoma of Balb/c origin that expresses an IgG-containing BCR on its surface</td></tr><tr><td>RPMI-1640</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>&amp;nbsp;R0883</td><td></td></tr><tr><td>Fetal bovine serum</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>12483020</td><td>Heat inactivate at 56 &lt;sup&gt;o&lt;/sup&gt;C for 30 min</td></tr><tr><td>2-mercaptoethanol</td><td>Millipore Sigma</td><td>M3148</td><td></td></tr><tr><td>Glutamine</td><td>Millipore Sigma</td><td>G5763</td><td></td></tr><tr><td>Sodium pyruvate</td><td>Millipore Sigma</td><td>P5280</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15140122</td><td>Liquid, 10,000 units</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Additional materials for primary B cells&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>70-&amp;micro;m cell strainer</td><td>Corning</td><td>352350</td><td></td></tr><tr><td>Magnetic bead-based B cell isolation kit</td><td>Stemcell Technologies</td><td>19854</td><td>EasySep Mouse B cell Isolation kit</td></tr><tr><td>Lipopolysaccharide (LPS)</td><td>Millipore Sigma</td><td>L4391</td><td>LPS from &lt;em&gt;E. coli &lt;/em&gt;0111:B4</td></tr><tr><td>B cell-activating factor (BAFF)</td><td>R&amp;amp;D Systems</td><td>2106-BF-010</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Transfection&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plasmid encoding CLIP-170-GFP</td><td></td><td></td><td>Gift from Dr. Kozo Kaibuchi (Nagoya Univ., Nagoya, Japan); described in Fukata &lt;em&gt;et al.&lt;/em&gt; &lt;strong&gt;Cell&lt;/strong&gt; 109:873-885, 2002</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Recommended transfection reagents and equipment &lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Amaxa Nucleofection kit V</td><td>Lonza</td><td>VCA-1003</td><td>Follow the manufacturer&#039;s directions for mixing the transfection reagents with the DNA</td></tr><tr><td>Amaxa Nucleofector model 2b</td><td>Lonza</td><td>AAB-1001</td><td>Program L-013 used</td></tr><tr><td>Falcon 6-well plates, TC treated, sterile</td><td>Corning</td><td>353046</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Coating coverslips&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>18-mm diameter round #1.5 cover glasses</td><td>Thomas Scientific</td><td>1217N81</td><td>Similar product: Marienfield-Superior catalogue #117580</td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Fisher Scientific</td><td>1381242</td><td>Dissecting extra fine splinter forceps</td></tr><tr><td>Falcon 12-well sterile tissue polystyrene tissue culture plate</td><td>Corning</td><td>353043</td><td></td></tr><tr><td>100% methanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A412-4</td><td></td></tr><tr><td>Sterile phosphate buffered saline (PBS) without calcium or magnesium</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>10010049</td><td></td></tr><tr><td>Goat-anti-mouse IgG antibody</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>115-005-008</td><td>For A20 cells</td></tr><tr><td>Goat-anti-mouse IgM antibody</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>115-005-020</td><td>For primary mouse B cells</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Staining&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde (16% stock solution)</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>15710</td><td>Dilute with PBS to working concentration</td></tr><tr><td>Glutaraldehyde (50% stock solution)</td><td>Millipore Sigma</td><td>340855</td><td>Dilute with PBS to working concentration</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP151-500</td><td></td></tr><tr><td>Saponin</td><td>Millipore Sigma</td><td>S2149</td><td></td></tr><tr><td>Bovine serum albumin (BSA), Fraction V</td><td>Millipore Sigma</td><td>10735094001</td><td></td></tr><tr><td>Rabbit anti-tubulin antibody</td><td>Abcam</td><td>ab52866</td><td>1:250 dilution recommended but should be optimized</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 532-conjugated goat anti-rabbit IgG</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A11009</td><td>1:100 dilution recommended but should be optimized</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 568-conjugated phalloidin</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A12380</td><td>1:100 dilution recommneded but should be optimized</td></tr><tr><td>Prolong Diamond Antifade Mountant</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>P36970</td><td>Without DAPI</td></tr><tr><td>Fisherbrand Superfrost Plus Microscope Slides</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-15</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Materials&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>VWR</td><td>P1150-2</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Millipore Sigma</td><td>H3375</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP358</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Millipore Sigma</td><td>P9333</td><td></td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Millipore Sigma</td><td>C1016</td><td></td></tr><tr><td>Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Fisher Scientific</td><td>S374-500</td><td></td></tr><tr><td>MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Fisher Scientific</td><td>M63</td><td></td></tr><tr><td>Dextrose</td><td>Fisher Scientific</td><td>D16-500</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Microscopy&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Leica SP8 TCS STED microscope</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Huygens deconvolution software</td><td>Scientific Voume Imaging</td><td></td><td>See https://svi.nl/HuygensProducts</td></tr></tbody></table>

visualizing the actin and microtubule cytoskeletons at the b-cell immune synapse using stimulated emission depletion (sted) microscopy

막 도약 항 원 (예, 항 원 제시 세포의 표면에)에 바인딩되는 B 세포 면역 시 냅 스, B 세포 수용 체 (BCR) 신호 최적화 전문된 세포 구조 및 BCR 중재 항 원 수집을 형성 한다. 모두 말라 골격 및 항 원 연락처 사이트 향해 microtubule 네트워크의 재교육의 개장 면역 시 냅 스 형성에 필수적입니다. F-말라의 조밀한 주변 반지로 걸 골격의 개장 면역 시 냅 스는 microtubule 조직 센터의 양극 화 현상이 동반 된다. 대뇌 피 질의 플러스-엔드 캡처 단백질 뿐만 아니라 microtubule 플러스-엔드 바인딩 단백질, 조정 방식으로 재구성 하는 말라와 microtubule cytoskeletons 간의 실제 상호 작용을 중재. 이러한 cytoskeletal 구조 이해 뿐만 아니라이 cytoskeletal 개편 모양 면역 시 냅 스 대형과 BCR 신호, 제어 B 세포 활성화에 새로운 통찰력을 제공할 수 있습니다 메커니즘 elucidating 이것은 cytoskeletal 네트워크의 새로운 세부 공개 슈퍼 해상도 현미경 방식의 개발에 의해 주 었 되었습니다. 여기 B 셀에 동시에 이미지 걸 구조, microtubules, transfected GFP 태그 microtubule 플러스-엔드 바인딩 단백질을 자극된 방출 소모 (호텔 위치) 현미경을 사용 하는 방법을 설명 합니다. 면역 시 냅 스 형성에서 초기 이벤트를, 우리는 반대로 면역 글로불린 (안티-Ig) 항 체, BCR 신호 및 골격 개장을 시작으로 coverslips에 B 세포 허용. 우리 A20 B-림프 종 세포에서 GFP 융해 단백질을 표현 하기 위한, 안티 Ig 유도 세포 확산 및 후속 셀 고정, Immunostaining, 이미지 수집 및 이미지 deconvolution 단계 단계별 프로토콜을 제공 합니다. 이 절차를 사용 하 여 얻은 고해상도 이미지 하나 동시에 말라 구조, microtubules, 및 이러한 두 개의 cytoskeletal 네트워크를 연결할 수 있습니다 microtubule 플러스-엔드 바인딩 단백질을 시각화 수 있습니다.

B 셀 고정된 안티-Ig에 확산, deconvolution 소프트웨어와 함께 사용 하는 호텔 위치 현미경 confocal 현미경 검사 법 보다 cytoskeletal 구조의 높은 해상도 이미지를 제공 합니다. 이것은 그림 1에서 분명 하다 어디 F 말라 네트워크 위에서 설명한 프로토콜을 사용 하 여 가시화 했다. 공초점 레이저의 비교 및 호텔 위치 슈퍼 해상도 같은 호텔 위치 이미지의 높?...

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Visualizing the Actin and Microtubule Cytoskeletons at the B-cell Immune Synapse Using Stimulated Emission Depletion STED Microscopy

Coverslips B 세포 수용 체에 항 체, 초기 단계에 대 한 모델 코팅에 확산 하는 B 세포에서 동시에 이미지 걸 구조, microtubules, 및 microtubule 플러스-엔드 바인딩 단백질에 호텔 위치 현미경 검사 법을 사용 하기 위한 프로토콜 소개 면역 시 냅 스 형성.

말라와 자극된 방출 소모 (호텔 위치) 현미경을 사용 하 여 B 세포 면역 냅에 Microtubule Cytoskeletons 시각화

B cells that bind to membrane-bound antigens (e.g., on the surface of an antigen-presenting cell) form an immune synapse, a specialized cellular structure ...

visualizing-actin-microtubule-cytoskeletons-at-b-cell-immune-synapse

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Visualizing the Actin and Microtubule Cytoskeletons at the B-cell Immune Synapse Using Stimulated Emission Depletion (STED) Microscopy

13.8K 조회수.  University of British Columbia. Coverslips B 세포 수용 체에 항 체, 초기 단계에 대 한 모델 코팅에 확산 하는 B 세포에서 동시에 이미지 걸 구조, microtubules, 및 microtubule 플러스-엔드 바인딩 단백질에 호텔 위치 현미경 검사 법을 사용 하기 위한 프로토콜 소개 면역 시 냅 스 형성.

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Visualization of the Immunological Synapse by Dual Color Time-gated Stimulated Emission Depletion (STED) Nanoscopy

Natural killer cells form tightly regulated, finely tuned immunological synapses (IS) in order to lyse virally infected or tumorigenic cells. Dynamic actin reorganization is critical to the function of NK cells and the formation of the IS. Imaging of F-actin at the synapse has traditionally utilized confocal microscopy, however the diffraction limit of light restricts resolution of fluorescence microscopy, including confocal, to approximately 200 nm. Recent advances in imaging technology have enabled the development of subdiffraction limited super-resolution imaging. In order to visualize F-actin architecture at the IS we recapitulate the NK cell cytotoxic synapse by adhering NK cells to activating receptor on glass. We then image proteins of interest using two-color stimulated emission depletion microscopy (STED). This results in &#60;80 nm resolution at the synapse. Herein we describe the steps of sample preparation and the acquisition of images using dual color STED nanoscopy to visualize F-actin at the NK IS. We also illustrate optimization of sample acquisition using Leica SP8 software and time-gated STED. Finally, we utilize Huygens software for post-processing deconvolution of images.

Visualization of the Immunological Synapse by Dual Color Time-gated Stimulated Emission Depletion STED Nanoscopy

Here we illustrate the protocol for imaging by two-color STED nanoscopy the cytotoxic immune synapse of NK cells recapitulated on glass. Using this method we obtain sub-100 nm resolution of synapse proteins and the cytoskeleton.

이중 색깔 시간 게이트 자극 방출 고갈 (STED) Nanoscopy에 의한 면역 시냅스의 시각화

Natural killer cells form tightly regulated, finely tuned immunological synapses (IS) in order to lyse virally infected or tumorigenic cells. Dynamic ...

연구

면역학 및 감염병학

Highly Resolved Intravital Striped-illumination Microscopy of Germinal Centers

Monitoring cellular communication by intravital deep-tissue multi-photon microscopy is the key for understanding the fate of immune cells within thick tissue samples and organs in health and disease. By controlling the scanning pattern in multi-photon microscopy and applying appropriate numerical algorithms, we developed a striped-illumination approach, which enabled us to achieve 3-fold better axial resolution and improved signal-to-noise ratio, i.e. contrast, in more than 100 &#181;m tissue depth within highly scattering tissue of lymphoid organs as compared to standard multi-photon microscopy. The acquisition speed as well as photobleaching and photodamage effects were similar to standard photo-multiplier-based technique, whereas the imaging depth was slightly lower due to the use of field detectors. By using the striped-illumination approach, we are able to observe the dynamics of immune complex deposits on secondary follicular dendritic cells &#8211; on the level of a few protein molecules in germinal centers.

High-resolution intravital imaging with enhanced contrast up to 120 &#181;m depth in lymph nodes of adult mice is achieved by spatially modulating the excitation pattern of a multi-focal two-photon microscope. In 100 &#181;m depth we measured resolutions of 487 nm (lateral) and 551 nm (axial), thus circumventing scattering and diffraction limits.

어린 싹 센터의 높은 해결의 intravital 스트라이프 - 조명 현미경

Monitoring cellular communication by intravital deep-tissue multi-photon microscopy is the key for understanding the fate of immune cells within thick ...

Super-resolution Imaging of the Natural Killer Cell Immunological Synapse on a Glass-supported Planar Lipid Bilayer

The glass-supported planar lipid bilayer system has been utilized in a variety of disciplines. One of the most useful applications of this technique has been in the study of immunological synapse formation, due to the ability of the glass-supported planar lipid bilayers to mimic the surface of a target cell while forming a horizontal interface. The recent advances in super-resolution imaging have further allowed scientists to better view the fine details of synapse structure. In this study, one of these advanced techniques, stimulated emission depletion (STED), is utilized to study the structure of natural killer (NK) cell synapses on the supported lipid bilayer. Provided herein is an easy-to-follow protocol detailing: how to prepare raw synthetic phospholipids for use in synthesizing glass-supported bilayers; how to determine how densely protein of a given concentration occupies the bilayer's attachment sites; how to construct a supported lipid bilayer containing antibodies against NK cell activating receptor CD16; and finally, how to image human NK cells on this bilayer using STED super-resolution microscopy, with a focus on distribution of perforin positive lytic granules and filamentous actin at NK synapses. Thus, combining the glass-supported planar lipid bilayer system with STED technique, we demonstrate the feasibility and application of this combined technique, as well as intracellular structures at NK immunological synapse with super-resolution.

We describe here a combination of the glass-supported lipid bilayer technique of forming immunological synapses with the super-resolution imaging technique of stimulated emission depletion (STED) microscopy. The goal of this protocol is to provide users with the instructions necessary to successfully carry out these two techniques.

유리 - 지원 평면 지질 이중층에 자연 살해 세포 면역 시냅스의 슈퍼 해상도 이미징

The glass-supported planar lipid bilayer system has been utilized in a variety of disciplines. One of the most useful applications of this technique has ...

An Endothelial Planar Cell Model for Imaging Immunological Synapse Dynamics

Adaptive immunity is regulated by dynamic interactions between T cells and antigen presenting cells (&#39;APCs&#39;) referred to as &#39;immunological synapses&#39;. Within these intimate cell-cell interfaces discrete sub-cellular clusters of MHC/Ag-TCR, F-actin, adhesion and signaling molecules form and remodel rapidly. These dynamics are thought to be critical determinants of both the efficiency and quality of the immune responses that develop and therefore of protective versus pathologic immunity. Current understanding of immunological synapses with physiologic APCs is limited by the inadequacy of the obtainable imaging resolution. Though artificial substrate models (e.g., planar lipid bilayers) offer excellent resolution and have been extremely valuable tools, they are inherently non-physiologic and oversimplified. Vascular and lymphatic endothelial cells have emerged as an important peripheral tissue (or stromal) compartment of &#39;semi-professional APCs&#39;. These APCs (which express most of the molecular machinery of professional APCs) have the unique feature of forming virtually planar cell surface and are readily transfectable (e.g., with fluorescent protein reporters). Herein a basic approach to implement endothelial cells as a novel and physiologic &#39;planar cellular APC model&#39; for improved imaging and interrogation of fundamental antigenic signaling processes will be described.

Adaptive immunity is controlled by dynamic 'immunological synapses' formed between T cells and antigen presenting cells. This protocol describes methods for investigating endothelial cells both as understudied physiologic APCs and as a novel type of 'planar cellular APC model'.

이미징 면역 시냅스 역학에 대한 내피 평면 셀 모델

Adaptive immunity is regulated by dynamic interactions between T cells and antigen presenting cells (&#39;APCs&#39;) referred to as &#39;immunological ...

Cortical Actin Flow in T Cells Quantified by Spatio-temporal Image Correlation Spectroscopy of Structured Illumination Microscopy Data

Filamentous-actin plays a crucial role in a majority of cell processes including motility and, in immune cells, the formation of a key cell-cell interaction known as the immunological synapse. F-actin is also speculated to play a role in regulating molecular distributions at the membrane of cells including sub-membranous vesicle dynamics and protein clustering. While standard light microscope techniques allow generalized and diffraction-limited observations to be made, many cellular and molecular events including clustering and molecular flow occur in populations at length-scales far below the resolving power of standard light microscopy. By combining total internal reflection fluorescence with the super resolution imaging method structured illumination microscopy, the two-dimensional molecular flow of F-actin at the immune synapse of T cells was recorded. Spatio-temporal image correlation spectroscopy (STICS) was then applied, which generates quantifiable results in the form of velocity histograms and vector maps representing flow directionality and magnitude. This protocol describes the combination of super-resolution imaging and STICS techniques to generate flow vectors at sub-diffraction levels of detail. This technique was used to confirm an actin flow that is symmetrically retrograde and centripetal throughout the periphery of T cells upon synapse formation.

To investigate flow velocities and directionality of filamentous-actin at the T cell immunological synapse, live-cell super-resolution imaging is combined with total internal reflection fluorescence and quantified with spatio-temporal image correlation spectroscopy.

구조화 조명 현미경 데이터의 시공간적 이미지 상관 분광학에 의해 정량화 T 세포에서 대뇌 피질 굴지 흐름

Filamentous-actin plays a crucial role in a majority of cell processes including motility and, in immune cells, the formation of a key cell-cell ...

Qualitative and Quantitative Analysis of the Immune Synapse in the Human System Using Imaging Flow Cytometry

The immune synapse is the area of communication between T cells and antigen-presenting cells (APCs). T cells polarize surface receptors and proteins towards the immune synapse to assure a stable binding and signal exchange. Classical confocal, TIRF, or super-resolution microscopy have been used to study the immune synapse. Since these methods require manual image acquisition and time-consuming quantification, the imaging of rare events is challenging. Here, we describe a workflow that enables the morphological analysis of tens of thousands of cells. Immune synapses are induced between primary human T cells in pan-leukocyte preparations and Staphylococcus aureus enterotoxin B (SEB)-loaded Raji cells as APCs. Image acquisition is performed with imaging flow cytometry, also called In-Flow microscopy, which combines features of a flow cytometer and a fluorescence microscope. A complete gating strategy for identifying T cell/APC couples and analyzing the immune synapses is provided. As this workflow allows the analysis of immune synapses in unpurified pan-leukocyte preparations and hence requires only a small volume of blood (i.e., 1 mL), it can be applied to samples from patients. Importantly, several samples can be prepared, measured, and analyzed in parallel.

Here, we describe a complete workflow for the qualitative and quantitative analysis of immune synapses between primary human T cells and antigen-presenting cells. The method is based on imaging flow cytometry, which allows the acquisition and evaluation of several thousand cell images within a relatively short period of time.

Cytometry 이미징 사용 하 여 인간의 시스템에 면역 시 냅 스의 질적 및 양적 분석

The immune synapse is the area of communication between T cells and antigen-presenting cells (APCs). T cells polarize surface receptors and proteins ...

Studying Organelle Dynamics in B Cells During Immune Synapse Formation

Recognition of surface-tethered antigens&#160;by the B cell receptor (BCR)&#160;triggers the formation of an immune synapse (IS), where both signaling&#160;and antigen uptake are coordinated. IS formation involves dynamic actin remodeling accompanied by the polarized recruitment to the synaptic membrane of the centrosome and associated intracellular organelles such as lysosomes and the Golgi apparatus. Initial stages of actin remodeling allow B cells to increase their cell surface and maximize the quantity of antigen-BCR complexes gathered at the synapse. Under certain conditions, when B cells recognize antigens associated to rigid surfaces, this process is coupled to the local recruitment and secretion of lysosomes, which can facilitate antigen extraction. Uptaken antigens&#160;are internalized into specialized endo-lysosome compartments for processing into peptides, which are loaded onto major histocompatibility complex II (MHC-II) molecules for further presentation to T helper cells. Therefore, studying organelle dynamics associated with the formation of an IS is crucial to understanding how B cells are activated. In the present article we will discuss both imaging and a biochemical technique used to study changes in intracellular organelle positioning and cytoskeleton rearrangements that are associated with the formation of an IS in B cells.

Herein we describe two approaches to characterize cell polarization events in B lymphocytes during the formation of an IS. The first, involves quantification of organelle recruitment and cytoskeleton rearrangements at the synaptic membrane. The second is a biochemical approach, to characterize changes in composition of the centrosome, which undergoes polarization to the immune synapse.

면역 시 냅 스 형성 하는 동안 B 세포에서 세포 역학 공부

Recognition of surface-tethered antigens&#160;by the B cell receptor (BCR)&#160;triggers the formation of an immune synapse (IS), where both ...

Imaging the Human Immunological Synapse

The purpose of the method is to generate an immunological synapse (IS), an example of cell-to-cell conjugation formed by an antigen-presenting cell (APC) and an effector helper T lymphocyte (Th) cell, and to record the images corresponding to the first stages of the IS formation and the subsequent trafficking events (occurring both in the APC and in the Th cell). These events will eventually lead to polarized secretion at the IS. In this protocol, Jurkat cells challenged with Staphylococcus enterotoxin E (SEE)-pulsed Raji cells as a cell synapse model was used, because of the closeness of this experimental system to the biological reality (Th cell-APC synaptic conjugates). The approach presented here involves cell-to-cell conjugation, time-lapse acquisition, wide-field fluorescence microscopy (WFFM) followed by image processing (post-acquisition deconvolution). This improves the signal-to-noise ratio (SNR) of the images, enhances the temporal resolution, allows the synchronized acquisition of several fluorochromes in emerging synaptic conjugates and decreases fluorescence bleaching. In addition, the protocol is well matched with the end point cell fixation protocols (paraformaldehyde, acetone or methanol), which would allow further immunofluorescence staining and analyses. This protocol is also compatible with laser scanning confocal microscopy (LSCM) and other state-of-the-art microscopy techniques. As a main caveat, only those T cell-APC boundaries (called IS interfaces) that were at the right 90&#176; angle to the focus plane along the Z-axis could be properly imaged and analyzed. Other experimental models exist that simplify imaging in the Z dimension and the following image analyses, but these approaches do not emulate the complex, irregular surface of an APC, and may promote non-physiological interactions in the IS. Thus, the experimental approach used here is suitable to reproduce and to confront some biological complexities occurring at the IS.

This protocol images both the immunological synapse formation and the subsequent polarized secretory traffic towards the immunological synapse. Cellular conjugates were formed between a superantigen-pulsed Raji cell (acting as an antigen-presenting cell) and a Jurkat clone (acting as an effector helper T lymphocyte).

인간 면역학적 시냅스 이미징

The purpose of the method is to generate an immunological synapse (IS), an example of cell-to-cell conjugation formed by an antigen-presenting cell (APC) ...

Super-Resolution Imaging of NK Cell Immunological Synapse Formation on a Supported Lipid Bilayer

Source: Zheng, P., et al. <a href="https://app.jove.com/v/52502">Super-resolution Imaging of the Natural Killer Cell Immunological Synapse on a Glass-supported Planar Lipid Bilayer.</a> J. Vis. Exp. (2015).
This video demonstrates a technique for visualizing the formation of the immunological synapse in natural killer (NK) cells on a supported lipid bilayer (SLB). The SLB is first labeled with a fluorophore-tagged NK cell activating receptor ligand, followed by incubation with NK cells. Subsequently, the cells are stained for polymerized actin and perforin-positive lytic granules. This approach enables the visualization of synapse formation using stimulated emission depletion (STED) microscopy.

지원되는 지질 이중층에서 NK 세포 면역학적 시냅스 형성의 초고해상도 이미징

1. Preparation of Liposomes

	Calculate the amount of chloroform-suspended stock solutions of 1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DOPC) and ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Immunology

Immunodiagnostics

Imaging and Visualization Techniques

Assessing Immunological Synapse Topology through Live-Cell Imaging

Source: Martinelli, R. et al., <a href="https://app.jove.com/v/53288">An Endothelial Planar Cell Model for Imaging Immunological Synapse Dynamics.</a>&#160;J. Vis. Exp. (2015)
This video demonstrates live-cell imaging of immunological synapse topology, investigating the interactions between T lymphocytes and epithelial cells carrying fluorescent antigens. Fluorescence microscopy reveals red cytoplasm displacement and yellow membrane rings in endothelial cells, indicating the formation of immunological synapses.

Live-Cell Imaging을 통한 면역학적 Synapse 토폴로지 평가

1. Preparing Human CD4+&#160;Th1 Effector/Memory T Cells

	Apply a tourniquet to the arm of the donor, wipe the vein with alcohol, and insert a needle. ...