Name: protocol for producing three-dimensional infrared video of freezing in plants
Uploaded: 2018-09-12T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 30 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Protocol for Producing Three-Dimensional Infrared Video of Freezing in Plants at JoVE.com

이 작품은 농 무부 자체 자금에 의해 지원 되었다.

1입니다. 준비
<ol><li>장비, 재료, 및 냉동 플랜트의 비디오 기록 하는 소프트웨어를 수집 합니다.<ol>
<li>프로그래밍 가능한 냉장고에 에, 전원 스위치를 설정 하 여 시작 하 고 0 ° c 온도 설정 프로그램-8 ° C에서 1 ° C/h에 도달 하는 냉장고.</li>
	</ol>
</li>
	<li>장소 한 6 주 오래 된 딸기 식물 2-5 꽃 1 L 용기에 냉동 실에 성장 했다.</li>
	<li>2 적외선 카메라 (예를 들어, FLIR T620 카메라) 설정 죔 띠와 나무의 작은 블록을 사용 하 여 렌즈의 올바른 수렴 각도 생산. 참고: 최적의 거리 2 카메라의 렌즈의 중심 공간 눈1 또는 약 7 cm 사이의 거리와 동일 하 일반적으로 여겨진다.</li>
	<li>10 x 10 cm 실험실 잭과 잭 냉동 실에 초점을 이미지 허용 하도록 공장에 충분히 가까이 위치에 둘 다 카메라를 탑재 합니다. 카메라를 세로 및 가로로 조정 식물의 동일한 부분은 모두 카메라에서 볼 수 있도록. 잭 2 이미지 전체 공장 및 토양의 일부를 포함 하는 방식에 수직으로 둘 다 카메라를 사용 합니다.</li>
	<li>2 카메라를 USB 콘센트 USB 커넥터를 사용 하 여 컴퓨터에 연결 합니다.</li>
	<li>2 a/C 콘센트를 식물의 지속적인 모니터링을 허용 하도록 두 카메라에 꽂습니다.</li>
</ol>2. 컴퓨터와 기록에 대 한 소프트웨어 설치
<ol><li>2 윈도우 (1 창 각 카메라에 대 한) 소프트웨어의 IR 카메라 소프트웨어 2에 대 한 아이콘을 두 번 클릭 하 여 열고 x. 왼쪽된 창에서 왼쪽된 카메라와 오른쪽 창에서 바로 카메라를 연결할 도움말 메뉴의 지침을 따릅니다. 참고: 소프트웨어를 사용 하 여 자세한 도움말 메뉴를 통해 액세스할 수 있습니다. 단색 팔레트 빨강-파랑 색조 3D 렌더링에 대 한 사용의 필요성 때문에이 예제에 대 한 가장 적합 하다.</li>
	<li>프로그램에 대 한 아이콘을 두 번 클릭 하 여 화면 캡처 소프트웨어를 엽니다. 캡처 프레임을 클릭 하 고 그래서 그것은 포함 하는 동시에 둘 다 카메라의 화면 캡처 수 있도록 카메라 프레임을 드래그 하 여 조정 합니다. 참고: 동시에 두 카메라 로부터 비디오 스트림을 캡처 화면 왼쪽 및 오른쪽 플레이의 완벽 한 동기화를 허용 하기 때문에 결정적 이다.</li>
	<li>비디오 프로세싱 소프트웨어에 쉽게 처리에 대 한 3-h 단위로 비디오를 기록 합니다. 참고: 그것은 불가능 알고 정확 하 게 식물 동결 것 이다, 그래서 몇 시간 전에 동결 이벤트 기록 하는 것이 중요 하다. 옵션을 세그먼트에 기록이 소프트웨어의 기능 이므로이 3 h에 대 한 기록으로 설정 하는 것이 좋습니다. 소프트웨어 자동으로 3 h 녹음을 저장 하 고 새 녹음을 시작. 각 3-h 녹음 파일 자동으로 받게 됩니다 숫자 시퀀스 이름 뒤. 각 비디오 파일 될 것입니다 10 ~ 20 기가바이트, 그래서 충분 한 공간 사용할 수 있도록이 크기의 여러 파일에 대 한 하드 드라이브에.</li>
	<li>컨트롤러 메뉴에서 실행 을 선택 하 여 냉동 프로그램을 시작 하 고 화면 캡처를 시작 합니다. 다음 창에서 Rec 버튼을 누릅니다. 확인 화면 캡처 중인 영역을 보여주는 개요 빨간색으로 바뀝니다.</li>
	<li>-8 ° c 냉동 딸기 식물을 기록 하 고 1 시간에 대 한 냉동 고의 온도 개최.</li>
	<li>냉장고 + 2 ° c.에 될 때까지 2 ° C/h에서 냉장고의 온도 높이 녹음을 중지 합니다. 참고: 동결 시간 총 14 h는.</li>
	<li>.Mp4 형식에서.mov 파일 변환 소프트웨어를 사용 하 여 관심의 파일을 변환 합니다. 참고:이 경우에, 1 이상의 동결 이벤트를 포함 하는 단일 3 h 파일 사용 됩니다.</li>
</ol>3. 비디오 이미징 소프트웨어를 사용 하 여 비디오를 처리
참고: 비디오 이미징 소프트웨어는이 예제에서 사용 됩니다. 소프트웨어를 사용 하는 방법에 대 한 자습서를 온라인에서 사용할 수 있습니다. 이 예제에서는 소프트웨어의 기본적인 지식을 가정 합니다. "구성", "레이어", 및 "렌더링 대기열", 뿐만 아니라 다양 한 패널 및 그들을 조작 하는 방법 등의 용어에 대 한 이해로 간주 됩니다.
<ol><li>이미징 소프트웨어에 관심의.mov 파일을 가져오고 파일 [프로젝트] 패널의 아래쪽에 있는 구성 아이콘을 드래그 하려면 [프로젝트] 패널 안에 아무 곳 이나 두 번 클릭. 다음 원래 동영상을 포함 하는 동일한 폴더에 프로젝트를 저장 합니다. 참고: 기록 하는 비디오 미리 보기 창에 표시 됩니다.</li>
	<li>미리 보기 창 아래 관심 영역 아이콘을 클릭 하 고 커서를 사용 하 여 개요만 왼쪽된 카메라에서 녹화.</li>
	<li>구성 아이콘을 만들 동일한 비디오의 두 번째 구성 같은.mov 비디오를 끕니다. 반복 단계 3.3, 하지만이 시간, 바로 카메라를 선택 하려면 커서를 사용.</li>
	<li>구성 선택 > 왼쪽된 볼에 대 한 관심의 영역을 자르기 Comp . 오른쪽 보기 위해 이것을 반복 합니다. 왼쪽과 오른쪽을 나타내는 각 구성을 이름을 바꿉니다.</li>
	<li>왼쪽된 구성 구성 을 선택 하면 상단에 주 메뉴에, 그리고 그것에 클릭 하 여 강조 > 렌더링 대기열에 추가.</li>
	<li>렌더링 대기열에서 출력 모듈 에 클릭 하 고 비디오 (예를 들어, QuickTime 비디오) 비디오로 렌더링 될 것 이다 있는지 확인 합니다. 빠른 렌더링을 허용 하려면 해상도 줄이기 위해 렌더링 설정 을 클릭 합니다. 출력을, 이름 비디오 딸기 왼쪽에 클릭 하 고 원래 기록과 프로젝트와 같은 폴더에 저장. 저장을 클릭 한 다음 렌더링 패널의 오른쪽 상단에 버튼을 렌더링 을 클릭 합니다.</li>
	<li>딸기 오른쪽 구성에 대 한 3.6 단계를 반복 합니다.</li>
	<li>[프로젝트] 패널을 두 번 클릭 하 고 그냥 렌더링 했다 딸기 왼쪽과 오른쪽 딸기 동영상을 가져옵니다.</li>
	<li>동영상을 둘 다 선택 하 고 [프로젝트] 패널의 아래쪽에 있는 구성 아이콘 들을 드래그 하십시오. 여전히 기간을 요구 하는 팝업 화면에서 3 h 동안 5 0 3을 입력 합니다. 참고: 정확 하 게 동기화, 두 동영상 [프로젝트] 패널에 있을 것입니다 하지만 [컴포지션] 패널에서 맨 위에 있는 영상만 표시 됩니다.</li>
	<li>다른 이미지를 보려면 레이어를 해제 하는 작은 안구 에 클릭 합니다. 커서를 사용 하 여 미리 보기 패널에는 이미지의 회전 제어를 허용 하도록 제어/W 를 누릅니다. 커서를 사용 하 고 상위 레이어 클릭, 상단 또는 동일한 회전 평면에서 두 이미지는 되도록 하단 보기의 회전 부분을 조정 합니다. 다음에 X-및 Y-평면 3D 안경 서브루틴 내에서 직접 조정 합니다.</li>
	<li>[컴포지션] 패널의 최상위 레이어를 강조 표시 하 고 효과 선택 > 시각 > 상단에 있는 메뉴에서 3 차원 안경 . 참고: 3D에 대 한 매개 변수 안경 효과 나타납니다 컨트롤 패널 내부.</li>
	<li>[컨트롤] 패널에서 "왼쪽된 보기"의 오른쪽에 있는 상자를 클릭-제어판 [프로젝트] 패널에서 분리 되지 않는다, [프로젝트] 패널의 상단에 컨트롤 패널 탭을 클릭 합니다. 드롭 다운 메뉴에서 [컴포지션] 패널에서 2 동영상 목록, "왼쪽된 보기"에 대 한 목록에 video. "오른쪽 보기"에 대 한이 단계를 반복 합니다.</li>
	<li>3D 보기의 오른쪽에 있는 상자에서 빨강 파랑 LR을 선택 합니다.</li>
	<li>빨강 파랑 안경을 사용 하 여, [프로젝트] 패널에서 보기를 검사 합니다. 3D 보기 정확 하 게 보인다, 스왑 왼쪽-오른쪽을 클릭 해 보십시오. 어떤 고스팅 및 눈 긴장을 제거 현장 융합 및 세로 맞춤 조정 합니다.</li>
	<li>비디오의 3D 측면 허용 하는 때, 그것을 클릭 하 여 구성 강조 표시 하 고 구성 선택 > 렌더링 대기열에 추가 단계 3.7에서에서 완료 했다. 프로젝트의 다른 파일 같은 폴더에 비디오를 렌더링 합니다. 참고:이 파일을 보다 큰 있을 것입니다. 일단 파일 렌더링 된 비디오 프로세싱 소프트웨어를 사용 하 여 작은 파일 크기로 다시 렌더링 수 있습니다.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Geng, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+display+technologies.">Three-dimensional display technologies.</a> Advances in Optics and Photonics. 5, 456-535 (2013).</li><li>Ceccardi, T. L., Heath, R. L., Ting, I. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Low-temperature+exotherm+measurement+using+infrared+thermography.">Low-temperature exotherm measurement using infrared thermography.</a> HortScience. 30, 140-142 (1995).</li><li>Wimmer, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> History of thermal imaging, Security Sales and Integration. , (2011).</li><li>Wisniewski, M., Lindow, S. E., Ashworth, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Observations+of+ice+nucleation+and+propagation+in+plants+using+infrared+video+thermography.">Observations of ice nucleation and propagation in plants using infrared video thermography.</a> Plant Physiology. 113, 327-334 (1997).</li><li>Kuprian, E., Tuong, T., Pfaller, K., Livingston, D. P., Neuner, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistent+supercooling+of+reproductive+shoots+is+enabled+by+structural+ice+barriers+being+active+despite+an+intact+xylem+connection.">Persistent supercooling of reproductive shoots is enabled by structural ice barriers being active despite an intact xylem connection.</a> Public Library of Science ONE. 11, e0163160 (2016).</li><li>Livingston, D. P., Tuong, T. D., Murphy, J. P., Gusta, L., Wisniewski, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-definition+infrared+thermography+of+ice+nucleation+and+propagation+in+wheat+under+natural+frost+conditions+and+controlled+freezing.">High-definition infrared thermography of ice nucleation and propagation in wheat under natural frost conditions and controlled freezing.</a> Planta. 247, 791-806 (2017).</li><li>Boyles, R. P., Raman, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+climate+patterns+and+trends+in+North+Carolina+(1949-1998).">Analysis of climate patterns and trends in North Carolina (1949-1998).</a> Environment International. 29 (2-3), 263-275 (2003).</li><li>Poling, E. B., Poling, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Managing+Cold+Events.">Managing Cold Events.</a> A Growers' Guide to Production, Economics and Marketing. , 75-97 (2015).</li><li>Hacker, J., Neuner, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ice+porpagaion+in+plants+visualized+at+the+tissue+level+by+infrared+differential+thermal+analysis+(IDTA).">Ice porpagaion in plants visualized at the tissue level by infrared differential thermal analysis (IDTA).</a> Tree Physiology. 27, 1661-1670 (2007).</li><li>He, J. Q., Harrison, R. J., Li, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+3D+imaging+system+for+strawberry+phenotyping.">A novel 3D imaging system for strawberry phenotyping.</a> Plant Methods. 13, 93-101 (2017).</li></ol>

저자는 공개 없다.

두 개의 적외선 카메라는이 프로토콜에 대 한 필요 그리고 그들은 약간 다른 각도1주제 겨냥 한다. 이 떨어져, 5-8 cm에서 렌즈 필요 하지만 둘 다 촬영 주제에 같은 장소에서 목적으로 해야 합니다. 시청자의 눈에 대 한 대리의 일종으로 2 카메라 렌즈의 생각. 왼쪽된 카메라는 왼쪽된 눈과 오른쪽 눈에 바로 카메라를 유사 합니다. 그래서 빨강 파랑 안경을 쓰고, 왼쪽된 눈만 볼 수 ...

3 물리적 차원의 세계에 살고 있는에 불구 하 고 연구원 차원에서 시각적 관찰을 보고 제한 많습니다. 2D 이미지는 일반적으로 충분 한 중요 한 정보를 전달, 깊이 대 한 정보의이 부족 인식 하 고 실제 개체의 복잡성을 이해 하는 우리의 능력을 제한 합니다. 1
깊이 대 한 정보에서이 결핍1초기 1900 년대 상업 영화 산업에서 주로 3D 동영상을 생산 하는 인센티브 제공. 그러나, 분명 3D 정보를 생성 하는 스틸 이미지와 비디오에 그 이미지를 생산에 관련 된 복잡 한에 의해 방해 있다. 3D 영화를 생성 하는 간단한 방법은 입체 사진에 사용 하는 원칙을 기반으로 합니다. 입체 사진 3D 이미지는 두뇌에 약간 다른 각도에서 동일한 개체의 두 이미지를 사용 합니다. 이 가능 하 게를 각 눈의 각 이미지 (즉, 왼쪽된 이미지에서 왼쪽된 눈 및 오른쪽 이미지에서 오른쪽 눈)에 찾아야 합니다. 때문에 눈은 자연스럽 게 이렇게 하지, 입체 헤드 기어가 가능한1수 있도록 설계 되었습니다. 여러 입체 3D 영화, 레드와 그린 (또는 녹청)를 사용 하 여 색상 인터레이스 또는 anaglyph 방법만 개발 하는 동안 사용도 편광 인터레이스, 시간 다중화 기술과 헤드 마운트 디스플레이, 보기 안경은 간단 하 고 가장 비싼 방법 중 하나입니다. 3D 영상과 관련 된 다양 한 기술의 종합적인 검토에 대 한 Geng1리뷰를 참조.
원칙에 따라 적외선 thermography를 사용 하 여 식물에 동결 모니터링 때 물 얼음 장, 그것은 내부 에너지2를 포기 해야 합니다. 이 에너지는 열, 전자기 스펙트럼의 적외선 영역에서 감지 되는 형태로 것입니다. 카메라 IR 에너지를 기록할 수 19293부터 사용에서 되었습니다. Cecardi 그 외 여러분 에서 IR 필름 공장에서 냉동 기술을 사용 하 여 첫 번째 게시 된 보고서는 2, 하지만 사용 하는 카메라의 해상도 조직을 동결 시작 되는 위치를 정확 하 게 결정 하기 어려운 있습니다. Wisniewski 외. 4 더 높은 해상도 카메라를 사용 하 여 여러 식물 종에서 얼음 nucleation의 더 정확한 사이트를 결정 합니다. 적외선 온도 기록 향상에 사용 된 기술로, 더 높은 해상도 이미지5 와 얼음 형성6의 정확한 세포질 지역화 동결 장벽 같은 발견 이끌어 냈다.
IR에서 과목을 촬영 한 어려움은 온도 있는 작은 차이 의해 발생 합니다. 이 어려운 정확 하 게 어떤 객체는 /는 동결을 결정 하 고 비슷한 색상을 시야에서 대부분의 개체를 발생 합니다. 잎 또는 밀6뿌리와 같은 특정 조직에 동결의 순서를 결정할 때 중요 한 수 있습니다. 식물 동결의 IR 비디오 3d에서 이미지 수, 식물의 어느 부분에에서 특정 시점에서 동결 결정의 정확도 향상 시킬 수 있습니다.
딸기 재배 자에 대 한 상당한 관심사의 동결 온도 미국의 특정 분야에 작물 이다. 일부 성장 조건 하에서 2-3 주 지난 봄 평균 전에 동결 표시 딸기 꽃에 대 한 일반적입니다. 동결 이벤트는 꽃의 죽음에 애팔래치아 산맥7 그리고 일반적으로 결과의 일부 지역에서 6 월 처럼 늦게 발생할 수 있습니다. 따라서, 서 리 보호는 중요 한 딸기 재배 자가에 따라 지역에 동결 이벤트. 예를 들어, 노스 캐롤라이나, 딸기 재배 서 리-를 보호 해야 합니다, 평균, 4-6 서 리 이벤트 전에 꽃과 1-2 초 동안 하드 동결 개화 기간8사이. 더 관용 냉동 딸기 genotypes을 개발 하기 위해, 그것은 얼어 얼음 nucleation 및 식물의 다른 부분으로 전파의 사이트 등의 다양 한 측면을 이해 하는 것이 중요. 적외선 온도 기록 이러한 문제를 해결 하는 효과적인 수단을 제공 합니다.
여기, 우리는 anaglyph 메서드를 사용 하 여 3D에 동결 이벤트를 기록 하기 위한 기법을 설명 하기 위해 딸기를 사용 합니다. 딸기는 나뭇잎과 꽃 3D 공간에 널리 배포 하 고 2D 적외선 비디오에서 볼 때 차별화 하는 데 어려울 수 있습니다 때문에이 예제에 대 한 적합 합니다.

<table><tbody><tr><td>T620 Infrared Camera and software</td><td>FLIR</td><td>55903-5122</td><td>2 cameras are needed. Software works only on a Windows-based computer</td></tr><tr><td>After Effects</td><td>Adobe</td><td>15.0.1.73</td><td>Post-Production Video Editing Software</td></tr><tr><td>Bandicam</td><td>Bandisoft</td><td>4.1.2.1385</td><td>Screen Capture Software</td></tr><tr><td>Laboratory Scissor Jack&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Eisco</td><td>CH0642A</td><td>Steel Platform 13X15 cm</td></tr><tr><td>Fastening Strap</td><td>Velcro</td><td>90441</td><td>To hold camera on jack.&amp;nbsp; Should be at least 60cm long by 2cm wide</td></tr><tr><td>Media Converter</td><td>iSkysoft</td><td>10.0.6</td><td>Software to convert mp4 files to .mov&amp;nbsp;</td></tr></tbody></table>

protocol for producing three-dimensional infrared video of freezing in plants

식물에 동결 모니터링할 수 있습니다 적외선 (IR) thermography를 사용 하 여 때 물 얼음 장, 그것은 열을 제공 하기 때문에. 그러나, 색상 대비 문제 만들 2 차원 (2D) 적외선 이미지 다소 해석 하기 어려운. IR 이미지 또는 비디오 3 차원 (3D)에 고정 하는 식물의 보기 얼음 nucleation에 대 한 사이트의 더 정확한 식별 뿐만 아니라 동결의 진행 하게된다. 이 종이, 냉동 딸기 식물의 3D 적외선 비디오를 생성 하기 비교적 간단한 방법을 보여 줍니다. 딸기는 예기치 않은 봄을 복종 되는 경제적으로 중요 한 작물은 세계의 많은 지역에서 이벤트를 동결입니다. 딸기에 어의 정확한 이해 사육 및 재배 조건 동결 동안 식물에 손해를 방지 하기 위해 더 경제적인 방법으로 제공 합니다.
기술은 냉동 딸기를 필름에 약간 다른 각도에서 두 개의 적외선 카메라의 위치를 포함 한다. 두 개의 비디오 스트림은 동시에 모두 카메라를 기록 하는 화면 캡처 소프트웨어를 사용 하 여 정확 하 게 동기화 됩니다. 녹음은 다음으로 가져올 수 이미징 소프트웨어 고 anaglyph 기술을 사용 하 여 처리. 빨강 파랑 안경을 사용 하 여, 3D 비디오 것입니다 쉽게 그것은 잎 표면에 얼음 nucleation의 정확한 위치를 확인 하려면.

놀랍게도, (보충 비디오 1) 냉동 딸기 식물의 IR 비디오 표시 모든 잎/꽃 같은 시간에 얼어. 나뭇잎과 꽃 개별적으로 서로 다른 온도에서 얼어 붙 었지만 잎 동결 이전 꽃 보다 그리고 더 높은 온도에. 또한, 동결 나뭇잎에 하지만 반드시 각 잎에 있는 동일한 위치에서 시작 했다. 이러한 결과 딸기에 이전 설명 하지, 하는 동안 비슷한 결과 다른 식물 종<sup class="xr...

Watch this Scientific Journal Video about Protocol for Producing Three-Dimensional Infrared Video of Freezing in Plants at JoVE.com

Protocol for Producing Three-Dimensional Infrared Video of Freezing in Plants

여기, 우리는 3 차원에서 냉동 딸기 식물 이미지를 프로토콜 제시. 약간 다른 각도에서 위치 하는 두 개의 적외선 카메라는 3 차원에서 식물의 관찰 하는 빨간색-파란색 anaglyph 비디오를 생산 하는 데 사용 됩니다.

식물에 동결의 3 차원 적외선 비디오를 제작 하기 위한 프로토콜

Freezing in plants can be monitored using infrared (IR) thermography, because when water freezes, it gives off heat. However, problems with color contrast ...

protocol-for-producing-three-dimensional-infrared-video-freezing

Research

JoVE Journal

Environment

6.1K 조회수.  United States Department of Agriculture and North Carolina State University. 여기, 우리는 3 차원에서 냉동 딸기 식물 이미지를 프로토콜 제시. 약간 다른 각도에서 위치 하는 두 개의 적외선 카메라는 3 차원에서 식물의 관찰 하는 빨간색-파란색 anaglyph 비디오를 생산 하는 데 사용 됩니다.

비디오: Protocol for Producing Three-Dimensional Infrared Video of Freezing in Plants

The Use of High-resolution Infrared Thermography (HRIT) for the Study of Ice Nucleation and Ice Propagation in Plants

Freezing events that occur when plants are actively growing can be a lethal event, particularly if the plant has no freezing tolerance. Such frost events often have devastating effects on agricultural production and can also play an important role in shaping community structure in natural populations of plants, especially in alpine, sub-arctic, and arctic ecosystems. Therefore, a better understanding of the freezing process in plants can play an important role in the development of methods of frost protection and understanding mechanisms of freeze avoidance. Here, we describe a protocol to visualize the freezing process in plants using high-resolution infrared thermography (HRIT). The use of this technology allows one to determine the primary sites of ice formation in plants, how ice propagates, and the presence of ice barriers. Furthermore, it allows one to examine the role of extrinsic and intrinsic nucleators in determining the temperature at which plants freeze and evaluate the ability of various compounds to either affect the freezing process or increase freezing tolerance. The use of HRIT allows one to visualize the many adaptations that have evolved in plants, which directly or indirectly impact the freezing process and ultimately enables plants to survive frost events.

The Use of High-resolution Infrared Thermography HRIT for the Study of Ice Nucleation and Ice Propagation in Plants

Here we present a protocol that allows one to visualize sites of ice formation and avenues of ice propagation in plants utilizing high resolution infrared thermography (HRIT).

식물의 얼음 핵 얼음 전파의 연구에 대한 고해상도 적외선 체열 (HRIT)의 사용

Freezing events that occur when plants are actively growing can be a lethal event, particularly if the plant has no freezing tolerance. Such frost events ...

연구

환경과학

RGB and Spectral Root Imaging for Plant Phenotyping and Physiological Research: Experimental Setup and Imaging Protocols

Better understanding of plant root dynamics is essential to improve resource use efficiency of agricultural systems and increase the resistance of crop cultivars against environmental stresses. An experimental protocol is presented for RGB and hyperspectral imaging of root systems. The approach uses rhizoboxes where plants grow in natural soil over a longer time to observe fully developed root systems. Experimental settings are exemplified for assessing rhizobox plants under water stress and studying the role of roots. An RGB imaging setup is described for cheap and quick quantification of root development over time. Hyperspectral imaging improves root segmentation from the soil background compared to RGB color based thresholding. The particular strength of hyperspectral imaging is the acquisition of chemometric information on the root-soil system for functional understanding. This is demonstrated with high resolution water content mapping. Spectral imaging however is more complex in image acquisition, processing and analysis compared to the RGB approach. A combination of both methods can optimize a comprehensive assessment of the root system. Application examples integrating root and aboveground traits are given for the context of plant phenotyping and plant physiological research. Further improvement of root imaging can be obtained by optimizing RGB image quality with better illumination using different light sources and by extension of image analysis methods to infer on root zone properties from spectral data.

An experimental protocol is presented for assessment of soil grown plant root systems with RGB and hyperspectral imaging. Combination of RGB image time series with chemometric information from hyperspectral scans optimizes insights into plant root dynamics.

RGB 및 식물 형질 및 생리 적 연구에 대 한 스펙트럼 루트 이미징: 실험적인 체제 및 프로토콜을 이미징

Better understanding of plant root dynamics is essential to improve resource use efficiency of agricultural systems and increase the resistance of crop ...

A Simple Method for Imaging Arabidopsis Leaves Using Perfluorodecalin as an Infiltrative Imaging Medium

The problem of acquiring high-resolution images deep into biological samples is widely acknowledged1. In air-filled tissue such as the spongy mesophyll of plant leaves or vertebrate lungs further difficulties arise from multiple transitions in refractive index between cellular components, between cells and airspaces and between the biological tissue and the rest of the optical system. Moreover, refractive index mismatches lead to attenuation of fluorophore excitation and signal emission in fluorescence microscopy. We describe here the application of the perfluorocarbon, perfluorodecalin (PFD), as an infiltrative imaging medium which optically improves laser scanning confocal microscopy (LSCM) sample imaging at depth, without resorting to damaging increases in laser power and has minimal physiological impact2. We describe the protocol for use of PFD with Arabidopsis thaliana leaf tissue, which is optically complex as a result of its structure (Figure 1). PFD has a number of attributes that make it suitable for this use3. The refractive index of PFD (1.313) is comparable with that of water (1.333) and is closer to that of cytosol (approx. 1.4) than air (1.000). In addition, PFD is readily available, non-fluorescent and is non-toxic. The low surface tension of PFD (19 dynes cm-1) is lower than that of water (72 dynes cm-1) and also below the limit (25 - 30 dyne cm-1) for stomatal penetration4, which allows it to flood the spongy mesophyll airspaces without the application of a potentially destructive vacuum or surfactant. Finally and crucially, PFD has a great capacity for dissolving CO2 and O2, which allows gas exchange to be maintained in the flooded tissue, thus minimizing the physiological impact on the sample. These properties have been used in various applications which include partial liquid breathing and lung inflation5,6, surgery7, artificial blood8, oxygenation of growth media9, and studies of ice crystal formation in plants10. Currently, it is common to mount tissue in water or aqueous buffer for live confocal imaging. We consider that the use of PFD as a mounting medium represents an improvement on existing practice and allows the simple preparation of live whole leaf samples for imaging.

A Simple Method for Imaging Arabidopsis Leaves Using Perfluorodecalin as an Infiltrative Imaging Medium

We describe the use of perfluorodecalin as an infiltrative mounting medium. This is a simple method for improving depth of imaging in Arabidopsis thaliana leaf tissue with minimal physiological impact.

이미징을위한 간단한 방법 Arabidopsis는 Infiltrative 영상 매체로 Perfluorodecalin를 사용하여 잎

The problem of acquiring high-resolution images deep into biological samples is widely acknowledged1. In air-filled tissue such as the spongy mesophyll of ...

생물학

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue patterning. During animal development, key cell proliferation and patterning events occur very quickly. For instance, in Caenorhabditis elegans all cell divisions required for the larval body plan are completed within six hours after fertilization, with seven mitotic cycles1; the sixteen or more mitoses of Drosophila embryogenesis occur in less than 24 hr2. In contrast, cell divisions during plant development are slow, typically on the order of a day 3,4,5 . This imposes a unique challenge and a need for long-term live imaging for documenting dynamic behaviors of cell division and differentiation events during plant organogenesis. Arabidopsis epidermis is an excellent model system for investigating signaling, cell fate, and development in plants. In the cotyledon, this tissue consists of air- and water-resistant pavement cells interspersed with evenly distributed stomata, valves that open and close to control gas exchange and water loss. Proper spacing of these stomata is critical to their function, and their development follows a sequence of asymmetric division and cell differentiation steps to produce the organized epidermis (Fig. 1).
This protocol allows observation of cells and proteins in the epidermis over several days of development. This time frame enables precise documentation of stem-cell divisions and differentiation of epidermal cells, including stomata and epidermal pavement cells. Fluorescent proteins can be fused to proteins of interest to assess their dynamics during cell division and differentiation processes. This technique allows us to understand the localization of a novel protein, POLAR6, during the proliferation stage of stomatal-lineage cells in the Arabidopsis cotyledon epidermis, where it is expressed in cells preceding asymmetric division events and moves to a characteristic area of the cell cortex shortly before division occurs. Images can be registered and streamlined video easily produced using public domain software to visualize dynamic protein localization and cell types as they change over time.

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

We describe a protocol using chamber slides and media to immobilize plant cotyledons for confocal imaging of the epidermis over several days of development, documenting stomatal differentiation. Fluorophore-tagged proteins can be tracked dynamically by expression and subcellular localization, increasing understanding of their possible roles during cell division and cell-type differentiation.

의 장기, 고해상도 공 촛점 시간 경과 영상<em&gt; Arabidopsis 떡잎</em발아시&gt; 표피

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue ...

Tandem High-pressure Freezing and Quick Freeze Substitution of Plant Tissues for Transmission Electron Microscopy

Since the 1940s transmission electron microscopy (TEM) has been providing biologists with ultra-high resolution images of biological materials. Yet, because of laborious and time-consuming protocols that also demand experience in preparation of artifact-free samples, TEM is not considered a user-friendly technique. Traditional sample preparation for TEM used chemical fixatives to preserve cellular structures. High-pressure freezing is the cryofixation of biological samples under high pressures to produce very fast cooling rates, thereby restricting ice formation, which is detrimental to the integrity of cellular ultrastructure. High-pressure freezing and freeze substitution are currently the methods of choice for producing the highest quality morphology in resin sections for TEM. These methods minimize the artifacts normally associated with conventional processing for TEM of thin sections. After cryofixation the frozen water in the sample is replaced with liquid organic solvent at low temperatures, a process called freeze substitution. Freeze substitution is typically carried out over several days in dedicated, costly equipment. A recent innovation allows the process to be completed in three hours, instead of the usual two days. This is typically followed by several more days of sample preparation that includes infiltration and embedding in epoxy resins before sectioning. Here we present a protocol combining high-pressure freezing and quick freeze substitution that enables plant sample fixation to be accomplished within hours. The protocol can readily be adapted for working with other tissues or organisms. Plant tissues are of special concern because of the presence of aerated spaces and water-filled vacuoles that impede ice-free freezing of water. In addition, the process of chemical fixation is especially long in plants due to cell walls impeding the penetration of the chemicals to deep within the tissues. Plant tissues are therefore particularly challenging, but this protocol is reliable and produces samples of the highest quality.

Obtaining high-quality transmission electron microscopy images is challenging, especially in the case of plant cells, which have abundant large water-filled vacuoles and aerated spaces. Tandem high-pressure freezing and quick freeze substitution greatly reduce preparation time of plant samples for TEM while producing samples with excellent ultrastructural preservation.

탠덤 고압 냉동 및 투과 전자 현미경을위한 식물 조직의 빠른 동결 교체

Since the 1940s transmission electron microscopy (TEM) has been providing biologists with ultra-high resolution images of biological materials. Yet, ...

Measuring Spatial and Temporal Ca2+ Signals in Arabidopsis Plants

Developmental and environmental cues induce Ca2+ fluctuations in plant cells. Stimulus-specific spatial-temporal Ca2+ patterns are sensed by cellular Ca2+ binding proteins that initiate Ca2+ signaling cascades. However, we still know little about how stimulus specific Ca2+ signals are generated. The specificity of a Ca2+ signal may be attributed to the sophisticated regulation of the activities of Ca2+ channels and/or transporters in response to a given stimulus. To identify these cellular components and understand their functions, it is crucial to use systems that allow a sensitive and robust recording of Ca2+ signals at both the tissue and cellular levels. Genetically encoded Ca2+ indicators that are targeted to different cellular compartments have provided a platform for live cell confocal imaging of cellular Ca2+ signals. Here we describe instructions for the use of two Ca2+ detection systems: aequorin based FAS (film adhesive seedlings) luminescence Ca2+ imaging and case12 based live cell confocal fluorescence Ca2+ imaging. Luminescence imaging using the FAS system provides a simple, robust and sensitive detection of spatial and temporal Ca2+ signals at the tissue level, while live cell confocal imaging using Case12 provides simultaneous detection of cytosolic and nuclear Ca2+ signals at a high resolution.

Measuring Spatial and Temporal Ca2+ Signals in Arabidopsis Plants

Ca2+ signaling regulates diverse biological processes in plants. Here we present approaches for monitoring abiotic stress induced spatial and temporal Ca2+ signals in Arabidopsis cells and tissues using the genetically encoded Ca2+ indicators Aequorin or Case12.

측정 공간적 칼슘<sup&gt; 2 +</sup애기 장대 식물에서&gt; 신호

Developmental and environmental cues induce Ca2+ fluctuations in plant cells. Stimulus-specific spatial-temporal Ca2+ patterns are sensed by cellular Ca2+ ...

Light Sheet Fluorescence Microscopy of Plant Roots Growing on the Surface of a Gel

One of the key questions in understanding plant development is how single cells behave in a larger context of the tissue. Therefore, it requires the observation of the whole organ with a high spatial- as well as temporal resolution over prolonged periods of time, which may cause photo-toxic effects. This protocol shows a plant sample preparation method for light-sheet microscopy, which is characterized by mounting the plant vertically on the surface of a gel. The plant is mounted in such a way that the roots are submerged in a liquid medium while the leaves remain in the air. In order to ensure photosynthetic activity of the plant, a custom-made lighting system illuminates the leaves. To keep the roots in darkness the water surface is covered with sheets of black plastic foil. This method allows long-term imaging of plant organ development in standardized conditions.

This protocol shows a plant sample preparation method for light-sheet microscopy. The setup is characterized by mounting the plant vertically on the surface of a gel and letting it grow in controlled bright conditions. This allows long-term observation of plant organ development in standardized conditions.

겔의 표면에 성장 식물 뿌리의 가벼운 시트 형광 현미경

One of the key questions in understanding plant development is how single cells behave in a larger context of the tissue. Therefore, it requires the ...

A Versatile Method for Mounting Arabidopsis Leaves for Intravital Time-lapse Imaging

The plant immune response associated with a genome-wide transcriptional reprogramming is initiated at the site of infection. Thus, the immune response is regulated spatially and temporally. The use of a fluorescent gene under the control of an immunity-related promoter in combination with an automated fluorescence microscopy is a simple way to understand spatiotemporal regulation of plant immunity. In contrast to the root tissues that have been used for a number of various intravital fluorescent imaging experiments, there exist few fluorescent live-imaging examples for the leaf tissues that encounter an array of airborne microbial infections. Therefore, we developed a simple method to mount leaves of Arabidopsis thaliana plants for live-cell imaging over an extended period of time. We used transgenic Arabidopsis plants expressing the yellow fluorescent protein (YFP) genefused to the nuclear localization signal (NLS) under the control of the promoter of a defense-related marker gene, Pathogenesis-Related 1 (PR1). We infiltrated a transgenic leaf with Pseudomonas syringae pv. tomato DC3000 (avrRpt2) strain (Pst_a2) and performed in vivo time-lapse imaging of the YFP signal for a total of 40 h using an automated fluorescence stereomicroscope. This method can be utilized not only for studies on plant immune responses but also for analyses of various developmental events and environmental responses occurring in leaf tissues.

A Versatile Method for Mounting Arabidopsis Leaves for Intravital Time-lapse Imaging

We report a simple and versatile method for performing fluorescent live-imaging of Arabidopsis thaliana leaves over an extended period of time. We use a transgenic Arabidopsis plant expressing a fluorescent reporter gene under the control of an immunity-related promoter as an example for gaining spatiotemporal understanding of plant immune responses.

Intravital 시간 경과 영상에 대 한 애기 를 장착 하는 다양 한 방법을 나뭇잎합니다

The plant immune response associated with a genome-wide transcriptional reprogramming is initiated at the site of infection. Thus, the immune response is ...

Identification of Novel Regulators of Plant Transpiration by Large-Scale Thermal Imaging Screening in Helianthus Annuus

Plant adaptation to biotic and abiotic stresses is governed by a variety of factors, among which the regulation of stomatal aperture in response to water deficit or pathogens plays a crucial role. Identifying small molecules that regulate stomatal movement can therefore contribute to understanding the physiological basis by which plants adapt to their environment. Large-scale screening approaches that have been used to identify regulators of stomatal movement have potential limitations: some rely heavily on the abscisic acid (ABA) hormone signaling pathway, therefore excluding ABA-independent mechanisms, while others rely on the observation of indirect, long-term physiological effects such as plant growth and development. The screening method presented here allows the large-scale treatment of plants with a library of chemicals coupled with a direct quantification of their transpiration by thermal imaging. Since evaporation of water through transpiration results in leaf surface cooling, thermal imaging provides a non-invasive approach to investigate changes in stomatal conductance over time. In this protocol, Helianthus annuus seedlings are grown hydroponically and then treated by root feeding, in which the primary root is cut and dipped into the chemical being tested. Thermal imaging followed by statistical analysis of cotyledonary temperature changes over time allows for the identification of bioactive molecules modulating stomatal aperture. Our proof-of-concept experiments demonstrate that a chemical can be carried from the cut root to the cotyledon of the sunflower seedling within 10 minutes. In addition, when plants are treated with ABA as a positive control, an increase in leaf surface temperature can be detected within minutes. Our method thus allows the efficient and rapid identification of novel molecules regulating stomatal aperture.

Identification of Novel Regulators of Plant Transpiration by Large-Scale Thermal Imaging Screening in Helianthus Annuus

We provide a method for identifying modulators of foliar transpiration by large-scale screening of a compound library.

헬리안투스 아누스의 대규모 열화상 스크리닝에 의한 새로운 식물 증발 규제 기관 식별

Plant adaptation to biotic and abiotic stresses is governed by a variety of factors, among which the regulation of stomatal aperture in response to water ...

Optical Clearing of Plant Tissues for Fluorescence Imaging

It is challenging to directly observe the internal structure of multi-layered and opaque plant specimens, without dissection, under a microscope. In addition, autofluorescence attributed to chlorophyll hampers the observation of fluorescent proteins in plants. For a long time, various clearing reagents have been used to make plants transparent. However, conventional clearing reagents diminish fluorescent signals; therefore, it has not been possible to observe the cellular and intracellular structures with fluorescent proteins. Reagents were developed that can clear plant tissues by removing chlorophyll while maintaining fluorescent protein stability. A detailed protocol is provided here for the optical clearing of plant tissues using clearing reagents, ClearSee (CS) or ClearSeeAlpha (CSA). The preparation of cleared plant tissues involves three steps: fixation, washing, and clearing. Fixation is a crucial step in maintaining the cellular structures and intracellular stability of fluorescent proteins. The incubation time for clearing depends on the tissue type and species. In Arabidopsis thaliana, the time required for clearing with CS was 4 days for leaves and roots, 7 days for seedlings, and 1 month for pistils. CS also required a relatively short time of 4 days to make the gametophytic leaves of Physcomitrium patens transparent. In contrast, pistils in tobacco and torenia produced brown pigment due to oxidation during CS treatment. CSA reduced the brown pigment by preventing oxidation and could make tobacco and torenia pistils transparent, although it took a relatively long time (1 or 2 months). CS and CSA were also compatible with staining using chemical dyes, such as DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole) and Hoechst 33342 for DNA and Calcofluor White, SR2200, and Direct Red 23 for the cell wall. This method can be useful for whole-plant imaging to reveal intact morphology, developmental processes, plant-microbe interactions, and nematode infections.

Here, a method is described for making plant tissues transparent while maintaining the stability of fluorescent proteins. This technique facilitates deep imaging of cleared plant tissues without physical sectioning.

형광 이미징을 위한 식물 조직의 광학 클리어링

It is challenging to directly observe the internal structure of multi-layered and opaque plant specimens, without dissection, under a microscope. In ...

식물에 동결의 3 차원 적외선 비디오를 제작 하기 위한 프로토콜

요약

더 많은 비디오 탐색

이 비디오의 챕터