이 작품은 듀크 대학의 공학의 프랫 학교, 듀크 의과 대학의 신장학 부문, 듀크 대학의 의과 대학에서 의자 연구 상, 그리고 S.M버로우 웰스 웰컴 펀드 PDEP 경력 전환 애드 호크 상에 의해 지원되었다. M.B국립과학재단의 대학원 연구 펠로우십 프로그램의 지원을 받았습니다. 우리는 DU11 줄기 세포주를 아낌없이 우리에게 제공 버삭 연구소, 일시적으로 우리의 그룹과 자신의 조직 문화 시설을 공유 듀크 대학의 Varghese 연구소에 감사드립니다. 이 출판물은 그녀의 60번째 생일을 축하하기 위해 매사추세츠 공과 대학의 노바티스 화학 교수 인 로라 L. 키슬링 교수에게 헌정되었습니다.

1. 시약 준비
<ol><li>희석 해동 5x hiPS 세포 배양 매체 (CCM) hiPS 세포 배양 기저 배지에 보충 hiPS CCM의 1 x 용액을 얻을 수 있습니다. 참고 : 냉동 5x hiPS CCM 보충은 하룻밤 동안 이상적으로 4 ° C에서 느린 해동 과정이 필요합니다. 1x hiPS CCM의 알리쿼트(Aliquots)는 -20°C에서 최대 6개월 동안 보관할 수 있다.</li>
	<li>hiPS 세포 배양을 위한 지하 막(BM) 매트릭스 1코팅 판의 준비: 4°C에서 얼음에 하룻밤 을 해동 BM 매트릭스 1. 해동되면 제조업체에서 제안한 적절한 희석 요인으로 알리쿼트를 준비하십시오. 참고: 일반적으로 알리쿼트(aliquots)는 50mL 원추형 튜브에서 25mL의 콜드 DMEM/F12에서 후속 희석을 위해 준비된 다음 BM 매트릭스 1을 완전히 용해하고 잔류 결정의 형성을 피하기 위해 철저한 혼합을 한다.</li>
	<li>BM 매트릭스 1용액의 1mL를 6웰 플레이트의 각 웰에 전송하고 37°C에서 1-2h 또는 4°C에서 파라핀 필름으로 싸서. BM 매트릭스 1-코팅 플레이트는 최대 2주 동안 4°C로 저장할 수 있다.</li>
	<li>지하 멤브레인 (BM) 매트릭스 2 - 코팅 플레이트의 준비 : 5 μg / mL의 최종 농도를 준비하기 위해 9 mL 멸균 증류수에 BM 매트릭스 2의 적절한 양을 희석. BM 매트릭스 2 용액의 700 μL을 12웰 플레이트의 각 웰에 추가하고 4°C에서 2시간 또는 하룻밤 동안 실온에서 플레이트를 배양합니다.</li>
	<li>BMP7, 액티빈 A 및 VEGF 각각 100 μg/mL 스톡 솔루션을 준비하십시오: BMP7을 0.1%(wt/vol) BSA를 함유한 멸균 증류수의 BMP7을 재구성하고 0.1%(wt/vol)를 함유한 멸균 PBS에서 별도로 액티빈 A 및 VEGF를 재구성한다. 빈번한 동결 해동 주기를 피하기 위해 각 스톡 솔루션에서 100 μL 알리코트100을 준비하고 -20°C에 최대 6개월 간 보관하십시오.</li>
	<li>멸균 증류수 3.079mL에서 Y27632 10 mg을 용해하여 Y27632의 10m M 스톡 솔루션을 준비한다. 육수에서 100 μL을 알리쿼트하고 -20°C에 보관하여 최대 6개월 동안 보관합니다.</li>
	<li>멸균 DMSO 143.4 μL에 CHIR99021 2 mg을 녹여 30mM 스톡 솔루션을 준비합니다. 5 μL 알리쿼트를 준비하고 최대 1개월 동안 -20°C에 보관하십시오(또는 제조업체의 권장 사항에 따라).</li>
	<li>3.33mL 멸균 DMSO에 10 mg의 올트랜스 망티노산을 녹입니다. 500 μL 알리쿼트를 준비하고 -20°C에서 최대 6개월 동안 보관하십시오.</li>
</ol>2. 문화미디어 준비
<ol><li>상응하는 스톡 용액을 100 ng/mL 액티빈 A, 3 μM CHIR99021, 10μM Y27632 및 1x B27 혈청 프리 보충제로 보충하여 중피 분화 매체를 대미염 보충제와 함께 준비한다. 참고: 중피 분화 배지는 분화 단계 전에 실험의 규모에 적합한 부피로 신선하게 준비되어야 합니다(일반적으로 50mL의 배지는 2개의 12웰 플레이트에 적합).</li>
	<li>글루타민 보충제를 사용하여 DMEM/F12의 최종 농도 100 ng/mL BMP7, 3 μM CHIR99021 및 1x B27 세럼 프리 보충제로 해당 스톡 솔루션을 재구성하여 중간 중질 균분화 매체를 준비한다. 참고: 필요한 경우, 배지는 1% (vol/vol) 페니실린-연쇄절제술로 보충될 수 있습니다. 글루타민 보충제로 DMEM/F12를 사용하여 매체의 부피를 조절합니다. 이 매체는 큰 배치로 제조 될 수있다; 그러나, 반복동결 해동 주기를 피하기 위해 작은 알리쿼트(예: 50mL 원판 튜브에 45mL)에 저장하는 것이 좋습니다. 이 매체는 최대 3개월 동안 -20°C에 보관할 수 있으며 사용하기 전에 하룻밤 사이에 4°C에서 해동될 수 있다.</li>
	<li>최종 농도 100 ng/mL BMP7, 100 ng/mL 활성제 A, 50 ng/mL VEGF, 3 μM CHIR99021, 1x B27 혈청 프리 보충제, 및 0.1M μ-트랜스노비드 비약제 및 0.1M μ-트랜스노비드 비약 제비 로 FM2의 비료 를 보충하여 포도시테 유도 매체를 준비한다. 빛으로부터 매체를 보호하십시오(예: 호일 용지로 용기를 래핑하여). 참고:이 매체는 큰 배치로 제조하고 최대 3 개월 동안 -20 °C에서 어둠 속에서 저장할 수 있습니다. 냉동 알리쿼트사용 전에 4°C에서 하룻밤 동안 해동해야 합니다.</li>
	<li>DMEM/F12에 10%(vol/vol) 열 비활성화 FBS를 추가하고 멸균 조건하에서 필터를 추가하여 25mL의 트립신 중화 솔루션을 준비하십시오.</li>
	<li>줄기 세포 유래 podocytes의 후분화 유지를 위해 제조업체의 지침에 따라 기저 배지에 보충제를 추가하여 podocyte 유지 보수 매체로 완전한 매체를 준비하고 최대 2 주 동안 4 °C에 보관하십시오.</li>
</ol>3. hiPS 세포 배양 배지를 이용한 피더 프리 hiPS 세포 배양
<ol><li>BM 매트릭스 1의 잔류 용액을 미리 코팅된 플레이트에서 흡기하고 1~2mL의 데운 DMEM/F12로 우물을 3회 세척한다.</li>
	<li>흡인은 hiPS 세포에서 hiPS CCM을 보냈고 데운 DMEM/F12로 세포를 3번 헹구었습니다. 1mL의 웜 셀 분리 용액을 추가하고 37°C에서 1분 동안 배양하여 세포를 해리시화합니다. 조직 배양 현미경하에서 세포의 육안 검사를 수행하고 세포 식민지의 가장자리가 둥글게 나타나는지 확인 한 다음 세포 분리 용액을 신속하게 흡인합니다 (세포 식민지가 여전히 접시에 부착되도록하십시오.하지만 느슨하게). DMEM/F12로 세포를 한 번 부드럽게 헹구어 세포 분리 용액을 제거합니다.</li>
	<li>세포 분리 용액으로 처리된 hiPS 세포(6웰 플레이트의 각 웰)에 hiPS CCM 3mL을 추가합니다. 셀 리프터를 사용하여 콜로니를 긁어 내고, 느슨하게 부착된 세포를 제거하기 위해 부드럽게 피펫 셀 서스펜션을 위아래로 피펫합니다. 모든 세포가 수확되도록 플레이트를 철저히 세척하십시오. 참고: 셀의 과도한 전단을 피하기 위해 5mL 파이펫을 사용하는 것이 좋습니다.</li>
	<li>새로운 BM 매트릭스 1-코팅 6웰 플레이트의 각 웰에 세포 현탁액의 0.5 mL을 잘 당 2 mL의 hiPS CCM을 전달한다. 피겨-8 패션으로 플레이트를 이동하여 우물 내의 세포 식민지를 분배하고 5% CO2 인큐베이터에서 37°C에서 배양한다. 세포가 분화 또는 분화 실험 (약 70 % 수렴)에 사용될 준비가 될 때까지 매일 배지를 새로 고칩니다. 참고: iPSC의 일상적인 패싱을 위한 이상적인 식민지 크기는 hiPS CCM(ROCK 억제제 제외)를 사용하여 피더 없는 조건 하에서 200-500 μm 사이입니다. 세포가 해리 효소 또는 완충제로 치료하는 동안 개별화되는 경우, hiPS CCM은 세포 생존가능성을 향상시키기 위해 ROCK 억제제(예를 들어, 10 μM Y27632)로 보충될 수 있다.</li>
</ol>4. hiPS 세포의 분화 는 중피 세포로 분화 (일 0-2)
<ol><li>hiPS 세포 배양은 기하급수적 성장 단계(월화 후 배양 의 약 4 일 이내에 약 70 % 수렴)에 있는 동안, 식민지의 가장자리 안팎에서 자발적으로 분화 된 세포의 존재를 시각적으로 검사합니다. 필요한 경우 차균적으로 차별화 영역을 긁어냅니다.</li>
	<li>hiPS 세포에서 흡인 hiPS CCM을 흡인하고 따뜻한 DMEM/F12로 세포를 3번 헹구세요. 37°C에서 10분 동안 효소가 없는 세포 해리 버퍼1mL로 세포를 배양하고 현미경하에서 해리를 확인한다. 상이한 hiPS 세포주 간의 내재된 차이로 인해 세포 해리 버퍼의 실제 잠복기 시간은 지정된 세포주를 위해 결정되어야 합니다.</li>
	<li>느슨하게 부착된 세포를 빼내고 셀 현탁액을 15mL 원추형 튜브로 옮기고, 그 다음에 는 hiPS 세포를 개별화하기 위해 여러 번 피펫팅하여 셀 리프터로 우물을 부드럽게 긁어냅니다.<ol>
<li>실온에서 290 x g에서 5 분 동안 따뜻한 DMEM / F12 및 원심 분리기로 셀 서스펜션을 15 mL 볼륨으로 가져옵니다.</li>
		<li>잔류 BM 매트릭스 1 및 해리 버퍼 구성 요소를 제거하기 위해 상체를 부드럽게 흡인하고 따뜻한 DMEM / F12로 세포를 다시 분리하여 원심 분리의 또 다른 라운드를 제거합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>상술한 바와 같이 중피 유도 배지의 1mL에서 슈퍼네티산을 흡인하고 세포를 재중단한다. 혈류계 또는 쿨터 카운터를 사용하여 세포의 총 수를 계산하여 1 x 105 세포/mL의 농도를 달성하는 데 필요한 중피 분화 배지의 적절한 부피를 결정한다.</li>
	<li>BM 매트릭스 2 코팅 플레이트에서 ECM 용액을 흡입하고 따뜻한 DMEM / F12로 플레이트를 두 번 헹구십시오. 몇 번 피펫팅하여 hiPS 셀 서스펜션을 부드럽게 섞습니다. BM 매트릭스 2 코팅 12웰 플레이트의 각 웰에 셀 서스펜션의 1mL를 전송한 다음 부드럽게 판을 흔들어 세포를 더 균등하게 분배합니다.</li>
	<li>5% CO2 인큐베이터에서 플레이트를 37°C로 배양합니다. 다음 날 중피 유도 매체를 새로 고칩니다. 참고: 2일 후에, hiPS 세포 유래 중피 세포는 중간 중증 유도를 위한 준비가 될 것입니다.</li>
</ol>5. hiPS 세포 유래 중피 세포의 분화중간경(일 2-16일)
<ol><li>차별화 프로토콜의 2일째에, 중피 유도 배지를 흡수시키고, 중간 중질도 유도 배지당 1mL로 보충한다.</li>
	<li>신진 대사 활성 세포에 대한 성장 인자와 작은 분자의 정확한 임계 값을 유지하기 위해 매일 매체를 새로 고침. 미디어 영양소의 상당한 세포 성장 및 급속한 고갈이 있는 경우(매체의 황변에 의해 표시), 중간 중구 분화 배지의 부피는 12웰 플레이트의 웰당 1.3mL로 증가될 수 있다.</li>
	<li>중간 중피 세포를 얻기 위해 추가 14 일 동안 배양 세포. 16일째에, 이 세포는 나중에 사용하기 위해 냉동 보존될 수 있습니다.</li>
</ol>6. hiPS 세포 유래 중간 중질 세포의 분화(일 16 받는 사람 21)
<ol><li>37°C에서 3분 동안 0.05% 트립신-EDTA의 웰당 0.5mL의 세포 배양으로 중간 중음근 세포를 헹구는 다. 세포가 해리되기 시작되었는지 확인하기 위해 육안으로 검사를 수행합니다.</li>
	<li>셀 리프터와 파이펫을 사용하여 세포를 긁어 1,000 μL 파이펫 팁을 사용하여 개별화된 (또는 작은 덩어리) 세포를 얻습니다. 참고: 이 단계에서, 응집된 세포가 프로토콜의 타임라인 내에서 말단분화 표현형을 획득하지 못할 수 있으므로 세포가 완전히 해리되는지 확인합니다.</li>
	<li>트립신의 활동을 중지 트립신 중화 솔루션의 우물 당 약 2 mL을 추가합니다.</li>
	<li>세포를 50mL 원상 튜브로 옮기고 DMEM/F12를 사용하여 최대 50mL의 부피를 가져온 다음 실온에서 201 x g에서 5분 동안 셀 서스펜션을 원심분리합니다.</li>
	<li>초신자를 흡인하고 포도세포 유도 배지에서 세포를 재중단한다. 최적의 결과를 얻으려면 약 100,000개의 세포/웰의 최종 시드 밀도를 12개의 웰 플레이트로 보장하십시오. BM 매트릭스 2 코팅 플레이트에 셀 서스펜션을 추가하고 부드럽게 세포를 더 균등하게 분배하는 데 도움이 접시를 흔들어.</li>
	<li>세포를 37°C 및 5%CO2에서 배양하고 21일까지 세포세포를 얻기 위해 최대 5일 동안 매일 배지를 새로 고칩니다. 참고: 결과 hiPS 세포 유래 podocytes는 podocyte 유지 보수 매체를 가진 완전한 매체를 사용하여 2-4 추가 주 동안 배양에서 유지될 수 있습니다. 일단 podocyte 유지 보수 매체에 일단, 세포는 격일로 공급될 수 있고 후속 연구 또는 다운스트림 분석에 사용될 수 있습니다.</li>
</ol>

<ol>
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S.M. 만능 줄기 세포에서 신장 podocytes의 생성을 위한 방법에 대한 특허 출원에 대한 저자입니다 (미국 특허 출원 14/950859). 나머지 저자는 경쟁 적인 관심사가 없다고 선언합니다.

이 보고에서는, 우리는 hiPS 세포에서 신장 구엽 포도세포의 생성을 위한 프로토콜을 기술합니다. hiPS 세포 유래 podocytes는 성숙한 신장 podocyte 표현형(13)과관련된 형태학적 및 분자 특징을 나타낸다. 이전 간행물에서, 우리는 hiPS 세포 유래 podocytes가 구체 미생물 혈관 내피 세포와 결합할 때 신장 구체 구체세포의 구조 및 선택적 여과 기능을 모방할 수 있음을 보여주었다<sup class="x...

인간 만능 줄기 세포 배양의 발전은 연구자들이인체내거의 모든 세포 유형을 얻기 위해 설계될 수 있는 생물학적 물질의 재생 가능하고 확장 가능한 근원을 제공함으로써 재생 의학, 질병 모델링 및 약물 스크리닝에 혁명을 일으킬 태세입니다. 이 전략은 그렇지 않으면 얻기 어려울 전문적이고 기능적인 세포 유형을 유도하는 데 특히 유용합니다. 인간 유도만능 줄기(hiPS) 세포2,3,4,5는 그들의 체세포 기원 과 개인화된 의학을 대변하는 잠재력 때문에 특히 매력적이다. 그러나, hiPS 세포로부터 다른 세포 혈통을 유도하는 방법을 개발하는 방법은 낮은 효율과 비특이적 세대의 이종세포 집단을 유도하는 제대로 정의된 배양 조건의 빈번한 사용으로 인해 여전히 어려운 남아 있다6,7.
여기에 제시된 화학적으로 정의된 조건하에서 특이성과 고효율을 가진 hiPS 세포로부터 성숙한 신장 세포세포의 유래를 위한 방법이 있다. 세포 마이크로환경 내의 다중 인자의 역할을 고려하여 세포 배양 배지에 제시된 수용성 인자의 최적화뿐만 아니라 세포외 매트릭스 성분 또는 접착제 기판과 같은 불용성 인자의 최적화를 포함하는 줄기 세포 분화 전략이 개발되었다. 포도세포 발달 및 기능에서 인테그린 신호의 중요성을 감안할 때, 세포 표면에 있는 인테그린 수용체의 발현은 처음에 검토되었다. β1 인테그린은 hiPS 세포뿐만 아니라 중질 및 중간 중질 세포를 포함하는 유도체에서도 높게 발현되었다8,9,10. 후속 실험은 β1 통합에 결합하는 리간드(라미닌 511 또는 라미닌 511-E8 단편 포함)가 아래에 설명된 수용성 유도성 매체와 함께 사용될 때 hiPS 세포의 접착 및 분화를 podocytes로 분리하는 것을 확인하였다.
세포 계보 약정의 유도는 먼저 액티빈 A, CHIR99021 및 Y27632 바위 억제제가 함유된 배지의 존재 속에서 라미닌 코팅 표면에 배양된 hiPS 세포가 초기 메소더름 마커 HAND1, 거스로이드 및 brachry81,brachry81을발현하는 세포로 분화할 수 있음을 확인함으로써 시작되었다. 14일 동안 중피세포를 골형태유전학단백질 7(BMP-7) 및 CHIR99021로 보충한 중간 중질세포를 치료하여 신장-전구 세포 마커 윌름의 종양 1(WT1), 홀수 건너뛰관련 단백질 1(OSR1) 및 12유전자(OSR1) 및 12유전자(OSR1)및12유전자(OSR1) 및12유전자를발간하였다. 성숙한 신장 구체 포도세포를 도출하기 위하여는, 중간 중구 세포는 BMP-7, 액티빈 A, 혈관 내피 성장 인자(VEGF),모든-트랜스 망막산 및 CHIR99021로 구성된 새로운 매체로 4-5 일 동안 처리되었다. 유동 세포및 면역스테인링은 생성된 세포의 >90%가 성숙한 신장 분두세포의 분자, 형태학적 및 기능적 특성을나타낸다는 것을 확인하기 위해 사용되었다8,11,13. 이러한 특성은 기본 및 이차 발 프로세스의 개발을 포함한다; SYNPO, PODXL, MAF, EFNB28을 포함하는 포도세포 계보 특이적 유전자의 발현및 포도신, 네프린 및 WT114,15,16을포함하는 단백질의 발현. 또한, hiPS 세포 유래 podocytes는 상용 배지8,11을 사용하여 시험관 내에서 최대 4주 동안 배양하여 유지될 수 있어 다운스트림 실험의 타이밍에 추가적인 유연성을 제공한다는 것을 발견하였다. hiPS-podocytes의 순도를 결정하는 데 사용되는 유동 세포측정패널에 대한 자세한 내용은 이전간행물(11)을참조하십시오.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Cells</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DU11 human iPS cells</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>The DU11(Duke University clone #11) iPS cell line was generated at the Duke University iPSC Core Facility and provided to us by the Bursac Lab at Duke University. This line has been tested for mycoplasma and was last karyotyped in July 2019 by our lab, and found to be karyotypically normal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Growth Factors and Media Supplements</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>All-trans retinoic acid (500 mg)</td>
			<td>72262</td>
			<td>Stem Cell Technologies</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B27 serum-free supplement</td>
			<td>17504044</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CHIR99021</td>
			<td>04-0004</td>
			<td>Stemgent</td>
			<td>May show lot-to-lot variation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Complete Medium Kit with CultureBoost-R</td>
			<td>4Z0-500-R</td>
			<td>Cell Systems</td>
			<td>Podocyte maintenance media</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM/F12</td>
			<td>12634028</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM/F12 with GlutaMAX supplement</td>
			<td>10565042</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>DMEM/F12 with glutamine supplement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat-inactivated FBS</td>
			<td>10082147</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human activin A</td>
			<td>PHC9564</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human BMP7</td>
			<td>PHC9544</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human VEGF</td>
			<td>PHC9394</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>mTeSR1 medium</td>
			<td>05850</td>
			<td>Stem Cell Technologies</td>
			<td>hiPS cell culture media (CCM)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin&#8211;streptomycin, liquid (100&#215;)</td>
			<td>15140-163</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Y27632 ROCK inhibitor</td>
			<td>1254</td>
			<td>Tocris</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antibodies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 488&#8211; and Alexa Fluor 594&#8211;conjugated secondary antibodies</td>
			<td>A32744; A32754; A-11076; A32790</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brachyury(T&#65289;</td>
			<td>ab20680</td>
			<td>Abcam</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nephrin</td>
			<td>GP-N2</td>
			<td>Progen</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OCT4</td>
			<td>AF1759</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PAX2</td>
			<td>71-6000</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>WT1</td>
			<td>MAB4234</td>
			<td>Millipore</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ECM Molecules</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>iMatrix-511 Laminin-E8 (LM-E8) fragment</td>
			<td>N-892012</td>
			<td>Iwai North America</td>
			<td>Basement membrane (BM) matrix 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matrigel hESC-qualified matrix, 5-mL vial</td>
			<td>354277</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>Basement membrane (BM) matrix 1. May show lot-to-lot variation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Enzymes and Other Reagents</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Accutase</td>
			<td>A1110501</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>Cell detachment solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BSA</td>
			<td>A9418</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dimethyl Sulfoxide (DMSO)</td>
			<td>D2438</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>DMSO is toxic. Should be handled in chemical safety hood</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Enzyme-free cell dissociation buffer, Hank&#8217;s balanced salt</td>
			<td>13150016</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol solution, 70% (vol/vol), biotechnology grade</td>
			<td>97065-058</td>
			<td>VWR</td>
			<td>Ethanol is flammable and toxic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FBS</td>
			<td>431097</td>
			<td>Corning</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde (PFA)</td>
			<td>28906</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>PFA should be handled in a chemical fume hood with proper personal protection equipment, including gloves, lab coat, and safety eye glasses. Avoid inhalation and contact with skin.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate-buffered saline (PBS)</td>
			<td>14190-250</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Distilled Water</td>
			<td>15230162</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>97062-208</td>
			<td>VWR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin-EDTA, 0.05%</td>
			<td>25300-120</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aspirating pipettes, individually wrapped</td>
			<td>29442-462</td>
			<td>Corning</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Avanti J-15R Centrifuge</td>
			<td>B99516</td>
			<td>Beckman Coulter</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conical centrifuge tube, 15 mL</td>
			<td>352097</td>
			<td>Corning</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conical centrifuge tube, 50 mL</td>
			<td>352098</td>
			<td>Corning</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryoboxes</td>
			<td>3395465</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>For storing frozen aliquots</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EVOS M7000</td>
			<td>AMF7000</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>Flourescent microscope used to acquire images of fixed and stained iPS cells and their derivatives</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemocytometer</td>
			<td>100503-092</td>
			<td>VWR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heracell VIOS 160i CO2 incubator</td>
			<td>51030403</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>For the routine culture and maintenace of iPS cells and their derivatives</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted Zeiss Axio Observer equipped with AxioCam 503 camera</td>
			<td>491916-0001-000(microscope) ; 426558-0000-000(camera)</td>
			<td>Carl Zeiss Microscopy</td>
			<td>Used to acquire phase contrast images of live iPS cells and their derivatives at each stage of podocyte differentiation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimberly-Clark nitrile gloves</td>
			<td>40101-346</td>
			<td>VWR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipes, large</td>
			<td>21905-049</td>
			<td>VWR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipes, small</td>
			<td>21905-026</td>
			<td>VWR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P10 precision barrier pipette tips</td>
			<td>P1096-FR</td>
			<td>Denville Scientific</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P100 barrier pipette tips</td>
			<td>P1125</td>
			<td>Denville Scientific</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P1000 barrier pipette tips</td>
			<td>P1126</td>
			<td>Denville Scientific</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P20 barrier pipette tips</td>
			<td>P1121</td>
			<td>Denville Scientific</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P200 barrier pipette tips</td>
			<td>P1122</td>
			<td>Denville Scientific</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Serological pipette, 10 mL, individually wrapped</td>
			<td>356551</td>
			<td>Corning</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Serological pipette, 25 mL, individually wrapped</td>
			<td>356525</td>
			<td>Corning</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Serological pipette, 5 mL, individually wrapped</td>
			<td>356543</td>
			<td>Corning</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Steriflip, 0.22 &#956;m, PES</td>
			<td>SCGP00525</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Microcentrifuge Tubes</td>
			<td>1138W14</td>
			<td>Thomas Scientific</td>
			<td>For aliquoting growth factors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue culture&#8211;treated 12-well plates</td>
			<td>353043</td>
			<td>Corning</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue culture&#8211;treated six-well plates</td>
			<td>353046</td>
			<td>Corning</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VWR white techuni lab coat</td>
			<td>10141-342</td>
			<td>VWR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wide-beveled cell lifter</td>
			<td>3008</td>
			<td>Corning</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

guided differentiation of mature kidney podocytes from human induced pluripotent stem cells under chemically defined conditions

신장 병은 전 세계 인구의 10% 이상에 영향을 미치고 연방 지출에 수십억 달러의 비용이 듭니다. 신장 질환과 최종 말기 신부전의 가장 심각한 형태는 종종 신장의 여과 장벽을 형성하기 위해 내피 세포 및 구체 지하실 막과 함께 작동하는 고도로 전문화 된 상피 세포인 구체 포도세포의 손상에 의해 발생합니다. 신장 의학의 발전은 1 차 조직의 제한된 가용성과 podocytes와 같은 기능적인 인간 신장 세포의 파생을 위한 강력한 방법의 부족에 의해 방해되었습니다. 줄기 세포와 같은 재생 가능한 소스에서 podocytes를 파생하는 기능은 인간 신장 발달 및 질병의 기계장치의 현재 이해를 발전시키는 것을 도울 뿐만 아니라 치료 발견을 위한 새로운 공구를 제공할 수 있었습니다. 이 프로토콜의 목표는 고효율 및 특이성을 가진 인간 유도만능 줄기 (hiPS) 세포로부터 성숙하고 미토성 후 podocytes를 추출하고 화학적으로 정의된 조건하에서 도출하는 방법을 개발하는 것이었습니다. 이 방법에 의해 생성된 hiPS 세포 유래 podocytes는 혈통 특이적 마커(nephrin, podocin 및 Wilm의 종양 1 포함)를 발현하고 성숙하고 기능적인 podocytes와 관련된 특수형태특성(1차 및 이차 발 프로세스 포함)을 나타낸다. 흥미롭게도, 이러한 특수 특징은 특히 현장에서 널리 사용되는 불멸의 podocyte 세포주에서 결석하며, 이는 본원에 기술된 프로토콜이 기존의 podocyte 세포주보다 발달적으로 더 성숙한 표현형을 갖는 인간 신장 podocytes를 생산한다는 것을 시사한다.

이 프로토콜의 목표는 성숙한 인간 podocytes가 화학적으로 정의된 조건의 밑에 hiPS 세포에서 파생될 수 있다는 것을 보여주기 위한 것이었습니다. 본 원고에 제시된 데이터는 처음 테스트된 DU11 hiPS세포주(17)를사용하여 생성되었으며, 마이코플라즈마가 없는 것으로 나타났다. 염색체 분석도 수행되었고, 세포는 karyo전상정상인 것으로 나타났다. 미분화 DU11 hiPS 세포를 시작으로, 본...

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Guided Differentiation of Mature Kidney Podocytes from Human Induced Pluripotent Stem Cells Under Chemically Defined Conditions

여기에 제시된 화학적으로 정의된 프로토콜은 유도된 다능성 줄기 세포로부터 의하여 > 유전 조작 또는 하위 집단 선택과 무관하게 유도된 다능성 줄기 세포로부터 의하여 유래한다. 이 프로토콜은 26 일 이내에 원하는 세포 유형을 생성하고 신장 독성 검사 및 질병 모델링에 유용 할 수 있습니다.

화학적으로 정의된 조건하에서 인간 유도된 다능성 줄기 세포에서 성숙한 신장 분피의 유도된 분화

Kidney disease affects more than 10% of the global population and costs billions of dollars in federal expenditures. The most severe forms of kidney ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

4.5K 조회수.  Duke University. 여기에 제시된 화학적으로 정의된 프로토콜은 유도된 다능성 줄기 세포로부터 의하여 > 유전 조작 또는 하위 집단 선택과 무관하게 유도된 다능성 줄기 세포로부터 의하여 유래한다. 이 프로토콜은 26 일 이내에 원하는 세포 유형을 생성하고 신장 독성 검사 및 질병 모델링에 유용 할 수 있습니다.

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Alginate Microcapsule as a 3D Platform for Propagation and Differentiation of Human Embryonic Stem Cells (hESC) to Different Lineages

Human embryonic stem cells (hESC) are emerging as an attractive alternative source for cell replacement therapy since they can be expanded in culture indefinitely and differentiated to any cell types in the body. Various types of biomaterials have also been used in stem cell cultures to provide a microenvironment mimicking the stem cell niche1-3. The latter is important for promoting cell-to-cell interaction, cell proliferation, and differentiation into specific lineages as well as tissue organization by providing a three-dimensional (3D) environment4 such as encapsulation. The principle of cell encapsulation involves entrapment of living cells within the confines of semi-permeable membranes in 3D cultures2. These membranes allow for the exchange of nutrients, oxygen and stimuli across the membranes, whereas antibodies and immune cells from the host that are larger than the capsule pore size are excluded5. Here, we present an approach to culture and differentiate hESC DA neurons in a 3D microenvironment using alginate microcapsules. We have modified the culture conditions2 to enhance the viability of encapsulated hESC. We have previously shown that the addition of p160-Rho-associated coiled-coil kinase (ROCK) inhibitor, Y-27632 and human fetal fibroblast-conditioned serum replacement medium (hFF-CM) to the 3D platform significantly enhanced the viability of encapsulated hESC in which the cells expressed definitive endoderm marker genes1. We have now used this 3D platform for the propagation of hESC and efficient differentiation to DA neurons. Protein and gene expression analyses after the final stage of DA neuronal differentiation showed an increased expression of tyrosine hydroxylase (TH), a marker for DA neurons, &gt;100 folds after 2 weeks. We hypothesized that our 3D platform using alginate microcapsules may be useful to study the proliferation and directed differentiation of hESC to various lineages. This 3D system also allows the separation of feeder cells from hESC during the process of differentiation and also has potential for immune-isolation during transplantation in the future.

Alginate Microcapsule as a 3D Platform for Propagation and Differentiation of Human Embryonic Stem Cells hESC to Different Lineages

We have optimized a microencapsulation technique as an effective 3D platform for propagation and differentiation of embryonic stem cells to endoderm and dopaminergic (DA) neurons. It also provides an opportunity for immune-isolation of cells from the host during transplantation. This platform can be adapted for other cell types.

다른 Lineages로 인간 배아 줄기 세포 (hESC)의 전파 및 차별 화를위한 3D 플랫폼으로서 알긴산의 Microcapsule

Human embryonic stem cells (hESC) are emerging as an attractive alternative source for cell replacement therapy since they can be expanded in culture ...

연구

생체공학

Development, Expansion, and In vivo Monitoring of Human NK Cells from Human Embryonic Stem Cells (hESCs) and Induced Pluripotent Stem Cells (iPSCs)

We present a method for deriving natural killer (NK) cells from undifferentiated hESCs and iPSCs using a feeder-free approach. This method gives rise to high levels of NK cells after 4 weeks culture and can undergo further 2-log expansion with artificial antigen presenting cells. hESC- and iPSC-derived NK cells developed in this system have a mature phenotype and function. The production of large numbers of genetically modifiable NK cells is applicable for both basic mechanistic as well as anti-tumor studies. Expression of firefly luciferase in hESC-derived NK cells allows a non-invasive approach to follow NK cell engraftment, distribution, and function. We also describe a dual-imaging scheme that allows separate monitoring of two different cell populations to more distinctly characterize their interactions in vivo. This method of derivation, expansion, and dual in vivo imaging provides a reliable approach for producing NK cells and their evaluation which is necessary to improve current NK cell adoptive therapies.

Development, Expansion, and In vivo Monitoring of Human NK Cells from Human Embryonic Stem Cells hESCs and Induced Pluripotent Stem Cells iPSCs

This protocol describes the development, expansion, and in vivo imaging of NK cells derived from hESCs and iPSCs.

개발, 확대,<em&gt; 생체 내</em&gt; 인간 배아 줄기 세포 (hESCs에)에서 인간 NK 세포의 모니터링 및 및 유도 된 pluripotent 줄기 세포 (유도 만능)

We present a method for deriving natural killer (NK) cells from undifferentiated hESCs and iPSCs using a feeder-free approach. This method gives rise to ...

Transplantation of Induced Pluripotent Stem Cell-derived Mesoangioblast-like Myogenic Progenitors in Mouse Models of Muscle Regeneration

Patient-derived iPSCs could be an invaluable source of cells for future autologous cell therapy protocols. iPSC-derived myogenic stem/progenitor cells similar to pericyte-derived mesoangioblasts (iPSC-derived mesoangioblast-like stem/progenitor cells: IDEMs) can be established from iPSCs generated from patients affected by different forms of muscular dystrophy. Patient-specific IDEMs can be genetically corrected with different strategies (e.g. lentiviral vectors, human artificial chromosomes) and enhanced in their myogenic differentiation potential upon overexpression of the myogenesis regulator MyoD. This myogenic potential is then assessed in vitro with specific differentiation assays and analyzed by immunofluorescence. The regenerative potential of IDEMs is further evaluated in vivo, upon intramuscular and intra-arterial transplantation in two representative mouse models displaying acute and chronic muscle regeneration. The contribution of IDEMs to the host skeletal muscle is then confirmed by different functional tests in transplanted mice. In particular, the amelioration of the motor capacity of the animals is studied with treadmill tests. Cell engraftment and differentiation are then assessed by a number of histological and immunofluorescence assays on transplanted muscles. Overall, this paper describes the assays and tools currently utilized to evaluate the differentiation capacity of IDEMs, focusing on the transplantation methods and subsequent outcome measures to analyze the efficacy of cell transplantation.

Induced pluripotent stem cell (iPSC)-derived myogenic progenitors are promising candidates for cell therapy strategies to treat muscular dystrophies. This protocol describes transplantation and functional measurements required to evaluate the engraftment and differentiation of iPSC-derived mesoangioblasts (a type of muscle progenitors) in mouse models of acute and chronic muscle regeneration.

근육 재생의 마우스 모델에서 유도 만능 줄기 세포 유래 메소안지오블라스트 와 같은 근생 성 전구의 이식

Patient-derived iPSCs could be an invaluable source of cells for future autologous cell therapy protocols. iPSC-derived myogenic stem/progenitor cells ...

Isolation of Mesenchymal Stem Cells from Human Alveolar Periosteum and Effects of Vitamin D on Osteogenic Activity of Periosteum-derived Cells

Mesenchymal stem cells (MSCs) are present in a variety of tissues and can be differentiated into numerous cell types, including osteoblasts. Among the dental sources of MSCs, the periosteum is an easily accessible tissue, which has been identified to contain MSCs in the cambium layer. However, this source has not yet been widely studied.
Vitamin D3 and 1,25-(OH)2D3 have been demonstrated to stimulate in vitro differentiation of MSCs into osteoblasts. In addition, vitamin C facilitates collagen formation and bone cell growth. However, no study has yet investigated the effects of Vitamin D3 and Vitamin C on MSCs.
Here, we present a method of isolating MSCs from human alveolar periosteum and examine the hypothesis that 1,25-(OH)2D3 may exert an osteoinductive effect on these cells. We also investigate the presence of MSCs in the human alveolar periosteum and assess stem cell adhesion and proliferation. To assess the ability of vitamin C (as a control) and various concentrations of 1,25-(OH)2D3 (10&#8722;10, 10&#8722;9, 10&#8722;8, and 10&#8722;7 M) to alter key mRNA biomarkers in isolated MSCs mRNA expression of alkaline phosphatase (ALP), bone sialoprotein (BSP), core binding factor alpha-1 (CBFA1), collagen-1, and osteocalcin (OCN) are measured using real-time polymerase chain reaction (RT-PCR).

We present a protocol to investigate the mRNA expression biomarkers of periosteum-derived cells (PDCs) induced by vitamin C (vitamin C) and 1,25-dihydroxy vitamin D [1,25-(OH)2D3]. In addition, we evaluate the ability of PDCs to differentiate into osteocytes, chondrocytes, and adipocytes.

인간의 치경과 파생 셀 Osteogenic 활동에 비타민 D의 효과에서 중간 엽 줄기 세포의 분리

Mesenchymal stem cells (MSCs) are present in a variety of tissues and can be differentiated into numerous cell types, including osteoblasts. Among the ...

Human Pluripotent Stem Cell Culture on Polyvinyl Alcohol-Co-Itaconic Acid Hydrogels with Varying Stiffness Under Xeno-Free Conditions

The effect of physical cues, such as the stiffness of biomaterials on the proliferation and differentiation of stem cells, has been investigated by several researchers. However, most of these investigators have used polyacrylamide hydrogels for stem cell culture in their studies. Therefore, their results are controversial because those results might originate from the specific characteristics of the polyacrylamide and not from the physical cue (stiffness) of the biomaterials. Here, we describe a protocol for preparing hydrogels, which are not based on polyacrylamide, where various stem, cells including human embryonic stem (ES) cells and human induced pluripotent stem (iPS) cells, can be cultured. Hydrogels with varying stiffness were prepared from bioinert polyvinyl alcohol-co-itaconic acid (P-IA), with stiffness controlled by crosslinking degree by changing crosslinking time. The P-IA hydrogels grafted with and without oligopeptides derived from extracellular matrix were investigated as a future platform for stem cell culture and differentiation. The culture and passage of amniotic fluid stem cells, adipose-derived stem cells, human ES cells, and human iPS cells is described in detail here. The oligopeptide P-IA hydrogels showed superior performances, which were induced by their stiffness properties. This protocol reports the synthesis of the biomaterial, their surface manipulation, along with controlling the stiffness properties and finally, their impact on stem cell fate using xeno-free culture conditions. Based on recent studies, such modified substrates can act as future platforms to support and direct the fate of various stem cells line to different linkages; and further, regenerate and restore the functions of the lost organ or tissue.

A protocol is presented to prepare polyvinyl alcohol-co-itaconic acid hydrogels with varying stiffness, which were grafted with and without oligopeptides, to investigate the effect of the stiffness of biomaterials on the differentiation and proliferation of stem cells. The stiffness of the hydrogels was controlled by the crosslinking time.

폴 리 비닐 알코올-Co-Itaconic 산 Hydrogels 이종 없는 조건 하에서 다양 한 강성에 인간의 Pluripotent 줄기 세포 문화

The effect of physical cues, such as the stiffness of biomaterials on the proliferation and differentiation of stem cells, has been investigated by ...

Isolation of Adult Human Dermal Fibroblasts from Abdominal Skin and Generation of Induced Pluripotent Stem Cells Using a Non-Integrating Method

Induced pluripotent stem cells (iPSCs) could be considered, to date, a promising source of pluripotent cells for the management of currently untreatable diseases, for the reconstitution and regeneration of injured tissues and for the development of new drugs. Despite all the advantages related to the use of iPSCs, such as the low risk of rejection, the lessened ethical issues, and the possibility to obtain them from both young and old patients without any difference in their reprogramming potential, problems to overcome are still numerous. In fact, cell reprogramming conducted with viral and integrating viruses can cause infections and the introduction of required genes can induce a genomic instability of the recipient cell, impairing their use in clinic. In particular, there are many concerns about the use of c-Myc gene, well-known from several studies for its mutation-inducing activity. Fibroblasts have emerged as the suitable cell population for cellular reprogramming as they are easy to isolate and culture and are harvested by a minimally invasive skin punch biopsy. The protocol described here provides a detailed step-by-step description of the whole procedure, from sample processing to obtain cell cultures, choice of reagents and supplies, cleaning and preparation, to cell reprogramming by the means of a commercial non-modified RNAs (NM-RNAs)-based reprogramming kit. The chosen reprogramming kit allows an effective reprogramming of human dermal fibroblast to iPSCs and small colonies can be seen as early as 24 h after the first transfection, even with modifications with the respect to the standard datasheet. The reprogramming procedure used in this protocol offers the advantage of a safe reprogramming, without the risk of infections caused by viral vector-based methods, reduces the cellular defense mechanisms, and allows the generation of xeno-free iPSCs, all critical features that are mandatory for further clinical applications.

Cell reprogramming requires the introduction of key genes, which regulate and maintain the pluripotent cell state. The protocol described enables the formation of induced pluripotent stem cells (iPSCs) colonies from human dermal fibroblasts without viral/integrating methods but using non-modified RNAs (NM-RNAs) combined with immune evasion factors reducing cellular defense mechanisms.

비통합 방법을 사용하여 복부 피부에서 성인 인간 진피 섬유 아세포의 분리 및 유도 만능 줄기 세포의 생성

Induced pluripotent stem cells (iPSCs) could be considered, to date, a promising source of pluripotent cells for the management of currently untreatable ...

Scalable Generation of Mature Cerebellar Organoids from Human Pluripotent Stem Cells and Characterization by Immunostaining

The cerebellum plays a critical role in the maintenance of balance and motor coordination, and a functional defect in different cerebellar neurons can trigger cerebellar dysfunction. Most of the current knowledge about disease-related neuronal phenotypes is based on postmortem tissues, which makes understanding of disease progression and development difficult. Animal models and immortalized cell lines have also been used as models for neurodegenerative disorders. However, they do not fully recapitulate human disease. Human induced pluripotent stem cells (iPSCs) have great potential for disease modeling and provide a valuable source for regenerative approaches. In recent years, the generation of cerebral organoids from patient-derived iPSCs improved the prospects for neurodegenerative disease modeling. However, protocols that produce large numbers of organoids and a high yield of mature neurons in 3D culture systems are lacking. The protocol presented is a new approach for reproducible and scalable generation of human iPSC-derived organoids under chemically-defined conditions using scalable single-use bioreactors, in which organoids acquire cerebellar identity. The generated organoids are characterized by the expression of specific markers at both mRNA and protein level. The analysis of specific groups of proteins allows the detection of different cerebellar cell populations, whose localization is important for the evaluation of organoid structure. Organoid cryosectioning and further immunostaining of organoid slices are used to evaluate the presence of specific cerebellar cell populations and their spatial organization.

This protocol describes a dynamic culture system to produce controlled size aggregates of human pluripotent stem cells and further stimulate differentiation in cerebellar organoids under chemically-defined and feeder-free conditions using a single-use bioreactor.

인간 다능성 줄기 세포에서 성숙한 소뇌 오르가노이드의 확장 가능한 생성 및 면역 염색에 의한 특성화

The cerebellum plays a critical role in the maintenance of balance and motor coordination, and a functional defect in different cerebellar neurons can ...

Single-Cell Optical Action Potential Measurement in Human Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiomyocytes

Conventional intracellular microelectrode techniques to quantify cardiomyocyte electrophysiology are extremely complex, labor intensive, and typically carried out in low throughput. Rapid and ongoing expansion of induced pluripotent stem cell (iPSC) technology presents a new standard in cardiovascular research and alternate methods are now necessary to increase throughput of electrophysiological data at a single cell level. VF2.1Cl is a recently derived voltage sensitive dye which provides a rapid single channel, high magnitude response to fluctuations in membrane potential. It possesses kinetics superior to those of other existing voltage indicators and makes available functional data equivalent to that of traditional microelectrode techniques. Here, we demonstrate simplified, non-invasive action potential characterization in externally paced human iPSC derived cardiomyocytes using a modular and highly affordable photometry system.

Here we describe optical acquisition and characterization of action potentials from induced pluripotent stem cell derived cardiomyocytes using a high-speed modular photometry system.

인간 유도 만능 줄기 세포 유래 심근 세포에서 단세포 광학 작용 잠재적 측정

Conventional intracellular microelectrode techniques to quantify cardiomyocyte electrophysiology are extremely complex, labor intensive, and typically ...

Fibroblast Derived Human Engineered Connective Tissue for Screening Applications

Fibroblasts are phenotypically highly dynamic cells, which quickly transdifferentiate into myofibroblasts in response to biochemical and biomechanical stimuli. The current understanding of fibrotic processes, including cardiac fibrosis, remains poor, which hampers the development of new anti-fibrotic therapies. Controllable and reliable human model systems are crucial for a better understanding of fibrosis pathology. This is a highly reproducible and scalable protocol to generate engineered connective tissues (ECT) in a 48-well casting plate to facilitate studies of fibroblasts and the pathophysiology of fibrotic tissue in a 3-dimensional (3D) environment. ECT are generated around the poles with tunable stiffness, allowing for studies under a defined biomechanical load. Under the defined loading conditions, phenotypic adaptations controlled by cell-matrix interactions can be studied. Parallel testing is feasible in the 48-well format with the opportunity for the time-course analysis of multiple parameters, such as tissue compaction and contraction against the load. From these parameters, biomechanical properties such as tissue stiffness and elasticity can be studied.

Presented here is a protocol to generate engineered connective tissues for a parallel culture of 48 tissues in a multi-well plate with double poles, suitable for mechanistic studies, disease modeling, and screening applications. The protocol is compatible with fibroblasts from different organs and species and is exemplified here with human primary cardiac fibroblasts.

섬유아세포, 선별 애플리케이션을 위한 인간 공학형 결합 조직

Fibroblasts are phenotypically highly dynamic cells, which quickly transdifferentiate into myofibroblasts in response to biochemical and biomechanical ...

Isogenic Kidney Glomerulus Chip Engineered from Human Induced Pluripotent Stem Cells

Chronic kidney disease (CKD) affects 15% of the U.S. adult population, but the establishment of targeted therapies has been limited by the lack of functional models that can accurately predict human biological responses and nephrotoxicity. Advancements in kidney precision medicine could help overcome these limitations. However, previously established in vitro models of the human kidney glomerulus-the primary site for blood filtration and a key target of many diseases and drug toxicities-typically employ heterogeneous cell populations with limited functional characteristics and unmatched genetic backgrounds. These characteristics significantly limit their application for patient-specific disease modeling and therapeutic discovery. 
This paper presents a protocol that integrates human induced pluripotent stem (iPS) cell-derived glomerular epithelium (podocytes) and vascular endothelium from a single patient to engineer an isogenic and vascularized microfluidic kidney glomerulus chip. The resulting glomerulus chip is comprised of stem cell-derived endothelial and epithelial cell layers that express lineage-specific markers, produce basement membrane proteins, and form a tissue-tissue interface resembling the kidney's glomerular filtration barrier. The engineered glomerulus chip selectively filters molecules and recapitulates drug-induced kidney injury. The ability to reconstitute the structure and function of the kidney glomerulus using isogenic cell types creates the opportunity to model kidney disease with patient specificity and advance the utility of organs-on-chips for kidney precision medicine and related applications.

Presented here is a protocol to engineer a personalized organ-on-a-chip system that recapitulates the structure and function of the kidney glomerular filtration barrier by integrating genetically matched epithelial and vascular endothelial cells differentiated from human induced pluripotent stem cells. This bioengineered system can advance kidney precision medicine and related applications.