이 작업은 미국의 VA Merit Review #I01 BX000760(RFK)의 지원을 받았습니다. 재향군인회 BLR&D 및 미국 재향군인회 보조금 #I01 BX004146(TAB). 또한 University of Minnesota Lillehei Heart Institute의 지원에 감사드립니다. 이 작업의 내용은 미국 정부의 미국 재향 군인 업무부의 견해를 나타내지 않습니다.

미니애폴리스 VA 메디컬 센터(Minneapolis VA Medical Center)와 미네소타 대학교(University of Minnesota)의 기관 동물 관리 및 사용 위원회(IACUC)는 모든 동물 연구를 승인했습니다. 실험실 동물의 사용 및 관리에 대한 현재 NIH(National Institutes of Health) 지침을 따랐습니다.
1. 중간엽줄기세포의 분리와 엑소좀의 준비 및 특성분석
<ol><li>골수 유래 중간엽 줄기세포(MSC) 분리<ol><li>20주 된 암컷 요크셔 랜드레이스 돼지의 흉골 또는 경골에서 30-50mL의 멸균 골수를 얻습니다. 이를 위해 25mm 15G 골간 바늘을 흉골 또는 경골에 삽입하고 10mL의 헤파린이 포함된 60mL 주사기에 샘플을 채취합니다. 참고: 골수 수집에 대한 자세한 내용은 Pittenger et al. 및 Hocum-Stone et al.12,16을 참조하십시오.</li>
		<li>간단히 말해서, 골수 검체를 헤파린이 포함된 Vacutainer CPT 튜브를 통해 1800 x g에서 30분 동안 통과시킵니다.</li>
		<li>단핵 세포가 들어있는 버피 코트를 제거하고 Hank의 균형 잡힌 소금 용액으로 씻으십시오. 원심분리에 의한 단핵 세포를 펠릿화하고 성장 배지(10% 소 태아 혈청[FBS])에서 재현탁합니다.</li>
		<li>부착 성장을 위해 단핵 세포를 세포 배양 플라스크로 옮깁니다. MSC를 부착 특성에 따라 단핵 분획에서 분리합니다.</li>
		<li>24시간 이내에 모든 비 MSC를 세척하고 조직 배양 플라스크에 MSC의 단층을 남깁니다. 유세포 분석으로 MSC 표현형을 확인하여 조혈 마커인 CD45에 대한 음성과 MSC의 마커인 CD90 및 CD105에 대한 양성을 보장합니다.</li>
	</ol></li>
	<li>돼지 중간엽 줄기세포에서 엑소좀의 준비 및 특성 분석<ol><li>1x 104 H9C2 쥐 심근 세포를 파종하고 1x DMEM + 10 % FBS 및 1x Pen / strep에서 배양합니다. 고급 DMEM + 5% FBS 및 1x Pen/strep에 2 x 104 돼지 MSC를 파종합니다.</li>
		<li>두 세포주가 80% 이상 합류하면 배지를 엑소좀 고갈된 H9C2 및 MSC 배지로 변경합니다.</li>
		<li>H9C2 심근세포를 경미한 저산소증(24시간 동안 1%O2 )에 노출시킵니다. 24시간 후 저산소증에서 플라스크를 제거하고 H9C2 배지를 피펫으로 꺼냅니다.</li>
		<li>MSC 플라스크에서 MSC 매체를 제거하고 폐기합니다. 정제된 H9C2 배지를 MSC 플라스크에 추가합니다. 플라스크를 정상 산소 조건 (5 % CO2, 20 % O2 및 37 ° C)에서 6 시간 동안 배양합니다.</li>
		<li>제조업체의 지침에 따라 Total Exosome Isolation Reagent를 사용하여 공동 배양된 컨디셔닝된 배지에서 엑소좀을 추출합니다.</li>
		<li>CD-63에 대한 항체가 있는 일반적인 엑소좀 단백질의 웨스턴 블롯 검출을 통한 엑소좀 식별을 검증합니다(1:1000)17).</li>
		<li>나노입자 추적 분석(NTA)을 수행하여 엑소좀을 정량화하고 나노입자 크기 및 분포를 평가합니다. 이를 위해 엑소좀의 총 단백질(50μg)을 PBS 500μL에 용해시켜 나노입자 추적 분석기를 이용하여 엑소좀의 농도 및 크기 분포를 측정합니다.</li>
		<li>나노 입자 추적 소프트웨어를 사용하여 데이터를 분석합니다.</li>
	</ol></li>
</ol>2. 오프 펌프 관상동맥 우회술 이식편
<ol><li>동물 준비<ol><li>수술 예정일 3일 전에 동물(16주 된 암컷 요크셔-랜드레이스 돼지)의 무게를 잰다. 수술 전 12시간 동안 동물을 단식시키고 단식 중에는 물을 마실 수 있습니다.</li>
		<li>수술 2-4시간 전에 근육 주사를 통해 부프레노르핀 0.18mg/kg을 투여합니다.</li>
	</ol></li>
	<li>동물의 유도<ol><li>6.6mg/kg의 틸레타민-졸라제팜/자일라진을 근육 주사하여 동물을 진정시킵니다.</li>
		<li>턱 톤을 평가하여 적절한 진정을 보장하기 위해 15분 동안 기다린 다음 중앙 귀 정맥에 22G 카테터를 삽입합니다. 알림: 귀 정맥이 부적절하면 다른 말초 정맥(즉, 두부 정맥)을 고려할 수 있습니다.</li>
		<li>안과 연고를 각 눈에 국소적으로 투여합니다. 1-2mg/kg의 프로포폴을 정맥 주사로 투여하여 전신 마취를 유도합니다. 턱 긴장도는 마취의 깊이를 가장 확실하게 반영하므로 시술 전반에 걸쳐 평가해야 합니다.</li>
		<li>적절한 크기의 기관내 튜브로 동물을 삽관합니다.</li>
	</ol></li>
	<li>외과<ol><li>수술 준비를 위해 동물의 흉골과 사타구니를 면도하십시오.</li>
		<li>수술을 위한 깊은 마취를 유지하기 위해 필요에 따라 기계적 환기를 분당 10-15회, 산소 1-4L/분, 이소플루란 1.0-3.0%로 설정합니다. 눈이나 턱의 반사가 없는지 확인하여 깊은 마취를 확인합니다.</li>
		<li>동물에 모니터링 장비(심전도, 호기말 CO2, 심박수, 산소 포화도, 혈압 및 체온)를 배치합니다.</li>
		<li>IV 카테터를 생리식염수 또는 젖산 링거 용액 백에 연결하여 유지 수액을 지속적으로 투여합니다.</li>
		<li>적절한 멸균 상태를 유지하고 수술 부위 감염의 위험을 최소화하기 위해 포비돈 요오드 스크럽 및 용액 3배로 무균 기술을 사용하여 피부를 준비합니다.</li>
		<li>부정맥을 예방하기 위해 혈관 내 경로(2mg/kg의 로딩 용량 또는 50mcg/kg/min의 용량으로 연속 주입)를 통해 리도카인을 투여합니다.</li>
		<li>동물을 등쪽에 배치하고 멸균 수건으로 덮습니다.</li>
		<li>Seldinger 기법으로 동맥선 배치를 위해 왼쪽 또는 오른쪽 대퇴 동맥을 절제한 다음 수술 시 지속적인 혈압 모니터링을 위해 카테터를 변환기에 연결합니다.</li>
		<li>단극 전기소작술을 사용하여 흉골 노치에서 원위부로 자이푸스 돌기까지 20cm를 절개하고 근육, 피하 지방 및 결합 조직의 층을 흉골까지 절개합니다.</li>
		<li>진동 톱을 사용하여 정중 흉골 절개술을 수행합니다. 알림: 표준 톱은 LAD 수축기를 배치하기 위해 수행된 왼쪽 흉곽 절개술 절차에서 이전 심낭 유착으로 인한 심근 부상의 위험이 더 높기 때문에 반복적인 흉골 절개술에는 피합니다.</li>
		<li>가위를 사용하여 후방 흉골판을 나눕니다. 종격동의 적절한 시각화를 위해 특수 흉부 견인기를 사용하십시오.</li>
		<li>단극 전기 소작 또는 Metzenbaum 가위를 사용하여 유착을 해부합니다. 흉골 주위 근육과 지방을 조심스럽게 절개하여 좌측 내유선동맥(LIMA)을 노출시킵니다.</li>
		<li>LIMA가 흉골 가장자리 측면으로 노출되면 전기 소작 팁으로 둔한 절개를 사용하여 흉벽에서 부드럽게 분리합니다. LIMA를 골격 이식편으로 사용하십시오.</li>
		<li>3번째 늑간 공간 수준에서 절개를 시작합니다. 최적의 시각화를 위해 왼쪽 흉골 경계를 부드럽게 들어 올립니다.</li>
		<li>외막에 부드러운 견인을 사용하여 LIMA의 동맥 및 정맥 가지를 노출시킵니다. 헤모클립을 사용하여 가지의 LIMA 쪽을 자르고 가지의 흉벽 쪽을 소작합니다. 알림: 도관이 좁아질 수 있으므로 LIMA의 클립을 소작하지 않도록 주의해야 합니다.</li>
		<li>LIMA의 초기 분절이 동원되면 쇄골하 정맥 수준으로 근위부로 그리고 LIMA 분기가 있을 때까지 원위부로 절개를 계속합니다.</li>
		<li>해부가 끝나면 100-300 U/kg의 용량으로 정맥 주사를 통해 헤파린을 투여합니다. 헤파린을 투여한 후 3분 동안 기다립니다.</li>
		<li>3 분 후 LIMA 분기 레벨 바로 앞에있는 LIMA의 말단 끝을 자르고 도관을 나눕니다. 무료 2-0 실크 봉합사 넥타이로 말단 끝을 꿰매십시오.</li>
		<li>접목을 위해 근위 끝을 준비합니다. 이식편에서 몇 초 동안 블리딩을 하여 유동 품질을 육안으로 검사합니다.</li>
		<li>부드럽게 clamp 출혈을 방지하기 위해 비외상성 불독 클램프로 LIMA 도관의 말단부를 고정합니다. 약 5-6cm를 절개하여 거꾸로 된 T로 심낭을 엽니다. 슬릿의 양쪽을 견인하기 위해 심낭에 3-0 크기의 봉합사를 놓습니다.</li>
		<li>흉골 견인기에 고정된 실리콘 수축 테이프와 조직 안정제로 LAD를 안정화합니다. 11개의 날로 협착증(수축 밴드로 인한)의 원위부에 LAD 동맥의 동맥 절제술을 만들고 홍채 가위로 확장합니다.</li>
		<li>LAD에 적절한 크기의 관상 동맥 션트를 놓습니다. 오프 펌프 바이패스 기술을 사용하여 7-0 실행 비흡수성 봉합사로 LIMA에서 LAD까지 문합을 수행합니다. LIMA에서 불독 오클루더를 해제하고 지혈을 확인합니다.</li>
	</ol></li>
	<li>중간엽줄기세포(MSC) 유래 엑소좀 패치의 제조<ol><li>MSC에서 엑소좀을 성공적으로 분리한 후 약 3 x 108 엑소좀을 3mL의 생리식염수에 현탁시키고 콜라겐 스펀지에 첨가합니다.</li>
		<li>엑소좀 현탁액 3mL를 약 22°C의 실온에서 10분 동안 가열합니다. 흡수성 콜라주 스폰지 2개(각 1.27cm x 2.54cm)를 중간 크기의 페트리 접시에 담습니다.</li>
		<li>5mL 주사기에 18G 바늘을 사용하여 엑소좀 현탁액을 부드럽게 섞습니다. 각 콜라겐 스펀지에 1.5mL 현탁액을 천천히 피펫팅하고 완전히 흡수될 때까지 5분 동안 기다립니다.</li>
	</ol></li>
	<li>엑소좀 패치 배치<ol><li>엑소좀이 함유된 스펀지를 LAD의 분포에서 전중격 부위의 심외막인 심장의 동면 부위에 거꾸로 놓습니다.</li>
		<li>두 개의 스폰지를 부드럽게 놓아 심장의 동면 부위를 덮습니다. 3.5cm x 1.0cm 폴리글락틴 메쉬 하나를 사용하여 각 콜라겐 스폰지를 덮습니다.</li>
		<li>미세한 7-0 중단 봉합사로 심외막에 메쉬를 꿰매십시오.</li>
	</ol></li>
	<li>흉관 배치<ol><li>흉골 절개 부위의 아래쪽 부근에 별도의 찔러 절개를 통해 흉관을 삽입합니다. 흉관을 심장의 앞쪽에 조심스럽게 놓습니다.</li>
		<li>튜브가 제자리에 있으면 튜브를 제거할 때 상처를 봉합할 수 있도록 수평 매트리스 스티치를 사용하여 3-0 봉합사가 있는 지갑 끈 봉합사를 놓습니다.</li>
		<li>흉관은 흉부를 완전히 닫을 때까지 유지됩니다.</li>
	</ol></li>
	<li>가슴 여밈<ol><li>비흡수성 봉합사로 흉골을 근사화하여 8자 패턴을 사용합니다. 절개 부위 전체를 따라 근육 내 경로를 통해 1mg/kg 부피바카인을 투여합니다. 알림: MRI 영상과의 간섭을 피하기 위해 와이어 대신 봉합사를 사용합니다.</li>
		<li>각각 2-0 및 3-0 흡수성 봉합사를 사용하여 표준 방식으로 근육과 피부층을 닫습니다.</li>
		<li>숨을 참고 흡입하여 흉강에서 모든 공기를 배출합니다. 인공호흡기의 기도 압력을 주의 깊게 모니터링하고 압력을 15-22mmHg 사이로 유지하고 완료되면 해제합니다.</li>
		<li>공기가 모두 빠져나가면 흉관을 제거하고 지갑 끈 봉합사를 사용하여 상처를 봉합합니다. 흉골 절개 부위를 덮기 위해 접착 접착제를 국소적으로 바릅니다.</li>
	</ol></li>
	<li>수술 후 관리<ol><li>피부 절개 부위가 봉합되는 동안 인공호흡기에서 동물을 서서히 떼어냅니다. 동물을 마취 장비에서 분리하기 전에 동물이 자발적으로 숨을 쉬고 반사 신경을 보호할 수 있는지 확인하십시오.</li>
		<li>동물이 기도를 보호할 수 있는지 확인한 후 기관내관을 제거합니다. 수술 부위 감염을 최소화하기 위해 항생제 연고가 삽입된 멸균 및 비부착성 드레싱으로 절개 부위를 덮습니다.</li>
		<li>동물이 도움 없이 자세를 유지할 수 있을 때까지 15분마다 심박수, 호흡수, 체온을 포함한 활력 징후를 계속 모니터링합니다.</li>
		<li>동물이 머리를 들어 올릴 수 있고 도움 없이 설 수 있을 때까지 방치하지 않도록 하십시오. 동물을 회복 병동으로 이송하기 전에 피하 경로를 통해 0.2mg/kg의 용량으로 멜록시캠을 투여합니다.</li>
		<li>동물이 안정되면 동물을 회수 시설로 이송하십시오. 수술 후 3일까지 절개 부위 드레싱을 유지합니다. 드레싱이 더러워지면 교체하십시오.</li>
		<li>수술 후 처음 5일 동안 동물의 통증 수준, 피부 절개 및 전반적인 웰빙을 계속 모니터링하십시오. 돌발성 통증에 대해 필요에 따라 멜록시캠(0.1mg/kg)의 절반을 하루에 한 번 투여합니다.</li>
		<li>다른 동물에 의한 수술 부위 감염의 위험을 줄이기 위해 절개 부위가 치유되는 동안 수술 후 처음 5일 동안 동물을 단독으로 수용합니다. 5일 후에 동물을 집단 수용장으로 돌려보냅니다.</li>
		<li>동물의 합병증이나 상태 변화(발열, 복수, 체중 감소, 식욕 부진 등)가 있으면 수의사나 해당 직원에게 보고하십시오.</li>
	</ol></li>
</ol>3. 대퇴골 접근을 이용한 관상동맥 조영술
<ol><li>등쪽 누운 자세로 수술대에 동물을 고정합니다. 분당 10-15회 호흡으로 기계적 환기를 시작합니다. 산소를 2-4L/min으로, 이소플루란을 1%와 4%로 설정하여 깊은 마취면을 유지합니다.</li>
	<li>심장 박동을 모니터링하기 위해 동물의 팔다리에 ECG 리드를 놓습니다. 동물의 마취 깊이를 평가하십시오. 눈이나 턱 반사가 없을 때 동물을 깊이 마취한다고 생각하십시오.</li>
	<li>포비돈 요오드 스크럽으로 가슴과 목 부위를 닦은 다음 수건으로 동물을 덮습니다.</li>
	<li>외과적 절개를 통해 대퇴 동맥에 접근하고 대퇴 동맥과 정맥을 노출시킵니다. 대퇴 동맥에 11번 칼날로 1-2mm를 세로로 절개하고 혈관 내강에 11 Fr 도입기 덮개를 사용하여 동맥을 캐뉼레이션합니다.</li>
	<li>접근 권한을 얻은 후 카테터를 전진시켜 관상 동맥 조영술을 수행하여 LIMA-LAD 이식편의 해부학적 개통성을 평가합니다.</li>
</ol>

보조 엑소좀 요법: CABG 수술 후 심근 회복 향상

<ol>
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H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondrial+Respiratory+Capacity+is+Restored+in+Hibernating+Cardiomyocytes+Following+Co-Culture+with+Mesenchymal+Stem+Cells.">Mitochondrial Respiratory Capacity is Restored in Hibernating Cardiomyocytes Following Co-Culture with Mesenchymal Stem Cells.</a> Cell Medicine. 11, 2155179019834938 (2019).</li><li>Lamy, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Skeletonized+vs+Pedicled+Internal+Mammary+Artery+Graft+Harvesting+in+Coronary+Artery+Bypass+Surgery:+A+Post+Hoc+Analysis+From+the+COMPASS+Trial.">Skeletonized vs Pedicled Internal Mammary Artery Graft Harvesting in Coronary Artery Bypass Surgery: A Post Hoc Analysis From the COMPASS Trial.</a> JAMA Cardiology. 6 (9), 1042-1049 (2021).</li><li>Shim, J. K., Choi, Y. S., Yoo, K. J., Kwak, Y. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Carbon+dioxide+embolism+induced+right+coronary+artery+ischaemia+during+off-pump+obtuse+marginalis+artery+grafting.">Carbon dioxide embolism induced right coronary artery ischaemia during off-pump obtuse marginalis artery grafting.</a> European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 36 (3), 598-599 (2009).</li><li>Aklog, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Future+technology+for+off-pump+coronary+artery+bypass+(OPCAB).">Future technology for off-pump coronary artery bypass (OPCAB).</a> Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 15 (1), 92-102 (2003).</li><li>Hou, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Radiolabeled+cell+distribution+after+intramyocardial,+intracoronary,+and+interstitial+retrograde+coronary+venous+delivery:+implications+for+current+clinical+trials.">Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials.</a> Circulation. 112 (9 Suppl), I150-I156 (2005).</li><li>Gallet, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exosomes+secreted+by+cardiosphere-derived+cells+reduce+scarring,+attenuate+adverse+remodelling,+and+improve+function+in+acute+and+chronic+porcine+myocardial+infarction.">Exosomes secreted by cardiosphere-derived cells reduce scarring, attenuate adverse remodelling, and improve function in acute and chronic porcine myocardial infarction.</a> European Heart Journal. 38 (3), 201-211 (2017).</li></ol>

저자는 공개할 것이 없습니다.

본 연구는 만성 허혈성 심근의 첫 번째 돼지 모델을 제시하며, 외과적 혈관재생술 중 MSC 유래 엑소좀 함유 콜라겐 패치로 치료하면 미토콘드리아 회복을 표적으로 하여 수축기 자극 시 이완기 및 수축기 기능이 회복되는 것으로 나타났습니다. 이전에 HIB의 대동물 모델에서 심장 MRI로 측정한 이완기 및 수축기 기능은 손상된 상태로 유지되며 완전한 회복 없이 혈관재생술을 통해 약간만 개선되는 ?...

전 세계적으로 중증 CAD는 1억 명 이상의 환자에게 영향을 미치고 있으며, 사망률은 감소했지만 여전히 주요 사망 원인중 하나입니다 1,2. CAD는 심근경색(MI)에서 생존력이 보존된 허혈에 이르기까지 광범위한 임상 스펙트럼을 가지고 있습니다. 대부분의 전임상 연구는 MI에 초점을 맞추고 있으며, 소동물 및 대형 동물 모델에서 연구할 수 있기 때문에 경색 조직의 존재를 특징으로 합니다. 그러나 이 모델은 생존력이 보존되고 혈관재생술이 가능한 환자를 다루지 않습니다. CABG를 받는 대부분의 환자는 혈액 공급이 감소하고 기능이 제한되는 반면 수축 예비력과 생존력의 변동성은 유지된다3. 이러한 환자들은 치료를 받지 않으면 진행성 심부전과 돌연사로 진행될 수 있으며, 특히 업무량이 증가할 경우더욱 그렇다 4. 이러한 환자들 중 관상동맥우회술(CABG)은 효과적인 치료법이지만 완전한 기능적 회복을 가져오지 못할 수 있다5. 중요한 것은 더 나쁜 임상 결과의 지표인 이완기 기능 장애가 혈관 재생술 후 회복되지 않는다는 것인데, 이는 CABG 6,7 동안 새로운 보조 요법의 필요성을 시사한다. 현재 심근세포를 완전한 기능 능력으로 회복시키기 위해 CABG와 함께 사용되는 임상적으로 이용 가능한 보조 중재는 없습니다. 이는 많은 환자들이 적절한 혈관재생술에도 불구하고 진행성 심부전으로 진행된다는 점을 감안할 때 중요한 치료적 격차이다8.
CABG에 순응할 수 있는 만성 심근 허혈의 혁신적인 돼지 모델이 만들어졌고, 임상 CAD 경험을 모방했다9. 돼지는 심외막 가교 측부가 없기 때문에 다른 대형 동물에 비해 심장 질환의 좋은 모델을 제공하므로 LAD의 협착만으로도 국소 허혈이 발생한다10. 이 연구에서는 16주 된 암컷 요크셔-랜드레이스 돼지를 사용했습니다. 이 모델에서, LAD는 좌측 내유방동맥(LIMA) 이식편을 사용하여 오프 펌프 CABG로 혈관재생되었다(보충표 1). 경피적 관상동맥 중재술(PCI)은 수축근이 단단한 장치이기 때문에 협착을 열 수 없습니다. 심장 자기 공명 영상(MRI)은 전체 및 지역 기능, 관상 동맥 해부학 및 조직 생존율을 평가하는 데 사용됩니다. 심장 MRI 분석 결과, CABG6에도 불구하고 최대 포만율(PFR)을 특징으로 하는 이완기 기능은 여전히 손상된 것으로 나타났다. 이완기 기능 장애의 기전은 CABG11 이후에도 지속되는 HIB의 손상된 미토콘드리아 생체 에너지 및 콜라겐 형성과 관련이 있을 수 있습니다.
중간엽줄기세포(MSC)는 엑소좀을 통해 치료 신호를 전달하여 CABG 중에 적용할 때 심근 회복을 개선합니다. 이 돼지 모델과 병행 시험관 내 연구에서, CABG 동안 심외막 MSC vicryl 패치를 배치하면 주요 미토콘드리아 단백질, 즉 미토콘드리아 에너지 대사의 중요한 조절자인 PGC-1α12가 증가함에 따라 수축 기능이 회복되는 것으로 나타났습니다13. in vitro 모델을 통해 손상된 미토콘드리아 기능에 대한 MSC의 신호 전달 메커니즘을 조사할 수 있었습니다. 엑소좀은 microRNA(miRNA)를 포함한 단백질 또는 핵산을 포함하는 안정적인 미세소포(50-150nm)를 분비합니다14. 최근 in vitro 데이터에 따르면 MSC 유래 엑소좀은 미토콘드리아 호흡 회복에 필요한 중요한 신호 전달 메커니즘입니다.
줄기세포 유래 엑소좀은 쉽게 구할 수 있고, 상업적으로 생산할 수 있으며, 윤리적 갈등이 없기 때문에 유망한 보조 치료제입니다. 임상적 해석을 고려하여 MSC 유래 엑소좀이 내장된 콜라겐 패치를 만들어 심근의 동면부위에 수술로 봉합할 수 있도록 하였습니다. 이 패치를 이용하면 엑소좀이 지속적으로 전달되는 것으로 나타났으며, 미토콘드리아 회복을 표적으로 하고 미토콘드리아 생물발생을 강화하는 파라크린 신호전달 기전을 가진 cell-free 재생 치료제를 제공한다15. 이 절차는 혈관재생시 미토콘드리아 기능을 강화하고 염증을 감소시킴으로써 심장 기능을 개선하고 만성 허혈에 대한 근세포 적응을 역전시키는 MSC 파생 요법의 영향을 연구하기 위한 전임상 모델을 제공합니다.
이 연구에서는 CAD 환자의 표준 치료를 모방한 근위 LAD 협착 부위를 우회하기 위해 LIMA에서 LAD 문합을 사용하는 오프 펌프 CABG의 수술 방법을 보여줍니다. CABG를 병행한 보조 요법으로 MSC 유래 엑소좀 내장 콜라겐 패치를 심근 허혈성 부위에 외과적으로 적용하는 방법을 시연하였습니다. 이 수술 모델은 엑소좀 패치를 사용하여 나타나는 파라크린 효과에 대한 생리학적 반응과 회복 분자 메커니즘을 연구하는 데 사용할 수 있습니다.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>5 Ethibond</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>MG46G</td>
			<td>Suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td># 40 clipper blade</td>
			<td>Oster</td>
			<td>078919-016-701</td>
			<td>Remove hair from surgery sites</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0 Vicryl</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>J208H</td>
			<td>Suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL Syringe</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>1188100777</td>
			<td>Administer injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1&#34; medical tape</td>
			<td>Medline</td>
			<td>MMM15271Z</td>
			<td>Secure wound dressing and IV catheters</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1000mL 0.9% Sodium chloride</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>2B1324X</td>
			<td>IV replacement fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>12 mL Syringe</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>8881512878</td>
			<td>Administer injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>18 ga needles</td>
			<td>BD</td>
			<td>305185</td>
			<td>Administration of injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 ga needles</td>
			<td>BD</td>
			<td>305175</td>
			<td>Administration of injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 mL Syringe</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>8881520657</td>
			<td>Administer injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 Vicryl</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>J317H</td>
			<td>Suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250 mL 0.9% saline</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>&#160;UE1322D</td>
			<td>Replacement IV Fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3 mL Syinge</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>1180300555</td>
			<td>Administer injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-0 Vicryl</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>VCP824G</td>
			<td>Suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>36&#8221; Pressure monitoring tubing</td>
			<td>Smith&#8217;s Medical</td>
			<td>MX563</td>
			<td>Connect art. Line&#160; to transducer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4.0 mm ID endotracheal tube</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYND43040</td>
			<td>Establish airway for Hibernation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 Tevdek II Strands</td>
			<td>Deknatel</td>
			<td>7-922</td>
			<td>Suture to secure constrictor around LAD</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>48&#8221; Pressure monitoring tubing</td>
			<td>Smith&#8217;s Medical</td>
			<td>MX564</td>
			<td>Connect art. Line&#160; to transducer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>500mL 0.9% Sodium chloride</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>2B1323Q</td>
			<td>Drug delivery, Provide mist for Blower Mister</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6&#160; mL Syringe</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>1180600777</td>
			<td>Administer injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6.0 mm ID endotracheal tube</td>
			<td>Mallinckrodt</td>
			<td>86049</td>
			<td>Establish airway for Revasc,MRI and Termination</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6.5 mm ID endotracheal tube</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYND43065</td>
			<td>Establish airway for Revasc,MRI and Termination</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6&#8221; pressure tubing line</td>
			<td>Smith&#8217;s Medical</td>
			<td>MX560</td>
			<td>Collect bone marrow</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>60 mL Syringe</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>8881560125</td>
			<td>Administer injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7.0 mm ID endotracheal tube</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYND43070</td>
			<td>Establish airway for Revasc,MRI and Termination</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7-0 Prolene</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>M8702</td>
			<td>Suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Advanced DMEM (1X)</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>12491023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alcohol Prep pads</td>
			<td>MedSource</td>
			<td>MS-17402</td>
			<td>Skin disinfectant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amicon Ultra-15 Centrifugal Filter Unit</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>UFC910024</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia Machine</td>
			<td>Drager</td>
			<td>Fabious Trio</td>
			<td>maintains general anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia Machine + ventilator</td>
			<td>DRE Drager- Fabius Tiro</td>
			<td>DRE0603FT</td>
			<td>Deliver Oxygen and inhalant to patient</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia Monitor</td>
			<td>Phillips&#160; Intellivue</td>
			<td>MP70</td>
			<td>Multiparameter for patient safety</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Arterial Line Kit</td>
			<td>Arrow</td>
			<td>ASK-04510-HF</td>
			<td>Femoral catheter for blood pressure monitoring</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Artificial Tears</td>
			<td>Rugby</td>
			<td>0536-1086-91</td>
			<td>Lubricate eyes to prevent corneal drying</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bair Hugger</td>
			<td>3M</td>
			<td>Model 505</td>
			<td>Patient Warming system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Basic pack</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYNJP1000</td>
			<td>Sterile drapes and table cover</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood Collection Tubes- green top</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>02-689-7</td>
			<td>Collect microsphere blood samples</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blower Mister Kit</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>22120</td>
			<td>Clears surgical field for vessel anastomosis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BODIPY TR Ceramide</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>D7540</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bone marrow needle- 25mm 15 ga IO needle</td>
			<td>Vidacare</td>
			<td>9001-VC-005</td>
			<td>Collect bone marrow</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bone Wax</td>
			<td>Medline</td>
			<td>ETHW31G</td>
			<td>Hemostasis of cut bone</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovie Cautery hand piece</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>E2516</td>
			<td>Hemostasis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bupivicaine</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>00409-1161-01</td>
			<td>Local Anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine 0.3 mg/mL</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>B9275</td>
			<td>Pre operative Analgesic for survivial procedures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell Scrapers</td>
			<td>Corning</td>
			<td>353085</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cephazolin 1 gr</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>00409-0805-01</td>
			<td>Antibiotic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chest Tube</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>8888561043</td>
			<td>Evacuates air from chest cavity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cloroprep</td>
			<td>Becton Dickenson</td>
			<td>260815</td>
			<td>Surgical skin prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corning bottle-top vacuum Filter System (500mL)</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>430758</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CPT tube</td>
			<td>BD</td>
			<td>362753</td>
			<td>MSC isolation from bone marrow</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Delrin Constrictor</td>
			<td>U of MN</td>
			<td>Custom made</td>
			<td>Creates stenosis of LAD</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dermabond</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>DNX12</td>
			<td>Skin adhesive</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM (1X) Dulbecco&#39;s Modified Eagle Medium, HEPES</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>12430062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dobutamine 12.5 mg/mL</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>00409-2344-01</td>
			<td>Increases blood pressure and heart rate during the second microsphere blood collection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ECG Pads</td>
			<td>DRE</td>
			<td>1496</td>
			<td>Monitor heart rhythm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Exosome-Depleted FBS</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>A2720801</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon Disposable Polystyrene Serological Pipets, Sterile, 10mL</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-675-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Femoral and carotid introducer</td>
			<td>Cordis- J&#38;J</td>
			<td>504606P</td>
			<td>femoral and carotis cannulas</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum, Heat Inactivated, Gibco FBS</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>16140089</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flo-thru 1.0</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FT-12100</td>
			<td>used to anastomos LIMA to L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flo-thru 1.25</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FT-12125</td>
			<td>FT-12125</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flo-thru 1.5</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FT-12150</td>
			<td>FT-12150</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flo-thru 2.0</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FT-12200</td>
			<td>FT-12200</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GlutaMAX Supplement</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>35050061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hair Clipper</td>
			<td>Oster</td>
			<td>078566-011-002</td>
			<td>Remove hair from surgery sites</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Helistat collagen sponge</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>570973 1690ZZ</td>
			<td>Sponge for embedding exosomes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>&#160;0409-2720-03</td>
			<td>anticoaggulant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Histology Jars</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>316-154</td>
			<td>Formalin for tissue samples</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HyClone Characterized Fetal Bovine Serum (FBS)</td>
			<td>Cytiva</td>
			<td>SH30071.03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hypafix</td>
			<td>BSN Medical</td>
			<td>4210</td>
			<td>Secure wound dressing and IV catheters</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>CDS019936</td>
			<td>General Anesthestic- Inhalant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IV Tubing for Blower Mister</td>
			<td>Carefusion</td>
			<td>42493E</td>
			<td>Adapts to IV Fluids for Blower/Mister</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jelco 18 ga IV catheter</td>
			<td>Smiths medical</td>
			<td>4054</td>
			<td>IV access in Revasc, MRI and Term</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine 2%</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>00409-4277-01</td>
			<td>Local Anesthetic/ antiarrthymic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ligaclips</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>MSC20</td>
			<td>Surgical Staples for LIMA takedown</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Long blade for laryngoscope</td>
			<td>DRE</td>
			<td>12521</td>
			<td>Allows for visualization of trachea for intubation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meloxicam 5 mg/mL</td>
			<td>Boehringer Ingelheim</td>
			<td>141-219</td>
			<td>Post operative Analgesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsphere pump</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Collect blood samples from femoral introducer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monopolar Cautery</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>Valleylab&#8482; FT10</td>
			<td>Hemostasis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nanosight NS 300</td>
			<td>Malvern Panalytical</td>
			<td>MAN0541-03-EN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NTA 3.1.54 software</td>
			<td>Malvern Panalytical</td>
			<td>MAN0520-01-EN-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OPVAC Synergy II</td>
			<td>Terumo Cardiovascular System</td>
			<td>401-230</td>
			<td>Heart positioner and Stabilizer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen Tank E cylinder</td>
			<td>various</td>
			<td>various</td>
			<td>Used for Blower Mister if anesthesia machine doesn&#39;t have auxiliary flow meter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS, pH 7.2</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>20012050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin-Neomycin (PSN) Antibiotic Mixture</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>15640055</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pigtail 145 catheter 6 French</td>
			<td>Boston Scientific</td>
			<td>08641-41</td>
			<td>Measure LV pressures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure Transducer</td>
			<td>various</td>
			<td>Must adapt to anesthesia monitor</td>
			<td>Monitor direct arterial pressures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol</td>
			<td>Diprivan</td>
			<td>269-29</td>
			<td>Induction agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Roncuronium</td>
			<td>Mylan</td>
			<td>67457-228-05</td>
			<td>Neuromuscular blocking agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SR Buprenorphine 10 mg/mL</td>
			<td>Abbott Labs</td>
			<td>NADA 141-434</td>
			<td>Post operative Analgesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Saline 20 mL</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>20T700220</td>
			<td>Flush for IV catheters</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sternal Saw/ Necropsy Saw</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>812822</td>
			<td>Used to open chest cavity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stop Cocks</td>
			<td>Smith Medical</td>
			<td>MX5311L</td>
			<td>2 to connect to pig tail</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Succinylcholine 20 mg/mL</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>00409-6629-02</td>
			<td>Neuromuscular blocking agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suction&#160; tubing</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYND50223</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suction Container</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYNDCL03000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgery pack with chest retractor</td>
			<td>various</td>
			<td>See pack list</td>
			<td>Femoral cut down and median sternotomy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Instruments</td>
			<td>various</td>
			<td>See pack list</td>
			<td>Femoral and carotid cutdowns and sternotomy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Spring Clip</td>
			<td>Applied Medical</td>
			<td>A1801</td>
			<td>Clamp end of LIMA after takedown</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe pump</td>
			<td>Harvard</td>
			<td></td>
			<td>Delivers IV Dobutamine infusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SYTO RNASelect Green Fluorescent cell Stain - 5 mM Solution in DMSO</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>S32703</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telazol 100 mg/mL</td>
			<td>Fort Dodge</td>
			<td>01L60030</td>
			<td>Pre operative Sedative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telpha pad</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>2132</td>
			<td>Sterile wound dressing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Time collection of blood samples</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Total Exosome Isolation Reagent (from cell culture media)</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>4478359</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TPP Tissue Culture Flask, T75, Filter Cap w/ 0.22uM PTFE</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>TP90076</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triple Antibiotic Ointment</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson</td>
			<td>23734</td>
			<td>Topical over wound</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vicryl mesh</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>VKML</td>
			<td>Patch for epicardial cell application</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Mix microspheres</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine 100 mg/mL</td>
			<td>Vedco</td>
			<td>468RX</td>
			<td>Pre operative Sedative/ analgesic</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

surgical porcine model of chronic myocardial ischemia treated by exosome-laden collagen patch and off-pump coronary artery bypass graft

진행성 관상동맥 협착증으로 인한 만성 심근 허혈은 대사 활동을 감소시켜 산소 가용성 감소에 적응하여 돌이킬 수 없는 심근세포 손상 및 경색을 예방하는 심근으로 정의되는 동면 심근(HIB)으로 이어집니다. 이는 심근경색과는 구별되는데, HIB는 혈관재생술을 통해 회복될 가능성이 있기 때문입니다. 중증 관상동맥 질환(CAD)이 있는 환자는 만성 허혈을 경험하여 심부전과 돌연사의 위험에 처하게 됩니다. 중증 CAD에 대한 표준 외과적 치료는 관상동맥 우회술(CABG)이지만 불완전한 치료법으로 밝혀졌지만 만성 허혈에 적응한 근세포를 회복시키는 보조 요법은 존재하지 않습니다. 이러한 간극을 해소하기 위해 CABG에 적합하고 임상 시나리오를 모방하는 돼지를 사용한 HIB의 수술 모델이 사용되었습니다. 이 모델에는 두 가지 수술이 포함됩니다. 첫 번째 수술은 좌측 전방 하행(LAD) 동맥에 1.5mm 경직 수축근을 이식하는 것입니다. 동물이 성장함에 따라 수축근은 점차적으로 심각한 협착을 일으켜 국소 수축기 기능을 감소시킵니다. 협착증이 80%에 도달하면 심근의 흐름과 기능이 손상되어 HIB가 생성됩니다. 그런 다음 허혈성 부위를 혈관 재생하기 위해 좌측 내유방 동맥(LIMA)으로 오프 펌프 CABG를 수행합니다. 동물은 희생 전에 최적의 심근 개선을 위해 한 달 동안 회복합니다. 이를 통해 다양한 치료 그룹의 생리학적 및 조직 연구가 가능합니다. 이 동물 모델은 CABG에도 불구하고 심장 기능이 여전히 손상되어 있음을 보여주며, 이는 새로운 보조 중재의 필요성을 시사합니다. 본 연구에서는 중간엽줄기세포(MSC) 유래 엑소좀이 내장된 콜라겐 패치를 개발하여 LIMA 문합 원위 심외막에 외과적으로 적용할 수 있도록 하였습니다. 이 물질은 심외막에 순응하고 흡수성이 있으며 신호 전달 인자의 지속적인 방출을 위한 지지체를 제공합니다. 이 재생 요법은 혈관 재생만으로는 반응하지 않는 심근 회복을 자극할 수 있습니다. 이 모델은 HIB의 회복에 관한 생리학적 및 기계론적 탐구 수단을 제공함으로써 임상 분야로 전환됩니다.

Globally, severe CAD affects over a hundred million patients, and although the mortality rate has decreased, it remains one of the leading causes of death1,2. CAD has a wide clinical spectrum from myocardial infarction (MI) to ischemia with preserved viability. Most pre-clinical research focuses on MI, characterized by the presence of infarcted tissue as it is possible to study in small and large animal models. However, that model does not address patients with preserved viability and amenable to revascularization. Most patients undergoing CABG have decreased blood supply and limited function while maintaining variability in contractile reserve and viability3. Without treatment, these patients can progress to advanced heart failure and sudden death, especially during increased workload4. Among these patients, coronary artery bypass graft (CABG) is an effective therapy but may not result in complete functional recovery5. Importantly, diastolic dysfunction, which is a marker for worse clinical outcomes, fails to recover after revascularization suggesting the need for novel adjuvant therapies during CABG6,7. Currently, there are no clinically available adjuvant interventions used with CABG to restore cardiomyocytes to full functional capacity. This is a major therapeutic gap given that many patients progress to advanced heart failure despite appropriate revascularization8.
An innovative porcine model of chronic myocardial ischemia that is amenable to CABG, to mimic clinical CAD experience was created9. Swine provide a good model of heart disease over other large animals as they do not have epicardial bridging collaterals so stenosis of the LAD alone results in regional ischemia10. In this study, 16-week-old female Yorkshire-Landrace pigs were used. In this model, the LAD was revascularized with off-pump CABG using the left internal mammary artery (LIMA) graft (Supplementary Table 1). Percutaneous coronary intervention (PCI) is not possible to open the stenosis as the constrictor is a rigid device. Cardiac magnetic resonance imaging (MRI) is used to assess global and regional function, coronary anatomy, and tissue viability. Cardiac MRI analysis showed diastolic function, characterized by peak filling rate (PFR) remains impaired despite CABG6. The mechanism of diastolic dysfunction likely relates to impaired mitochondrial bioenergetics and collagen formation in HIB that persist following CABG11.
Mesenchymal stem cells (MSC) provide therapeutic signaling through exosomes to improve myocardial recovery when applied during CABG. In this swine model and parallel in vitro studies, it was shown that placement of an epicardial MSC vicryl patch during CABG recovers contractile function with increase in key mitochondrial proteins namely PGC-1&#945;12, an important regulator of mitochondrial energy metabolism13. The in vitro model allowed us to investigate the signaling mechanism of MSCs on impaired mitochondrial function. Exosomes are secreted stable microvesicles (50-150 nm) that contain protein or nucleic acids including microRNA (miRNA)14. Recent in vitro data suggest that MSC-derived exosomes are an important signaling mechanism necessary for recovery of mitochondrial respiration.
Stem cell derived exosomes are promising adjunctive therapeutics as they are readily accessible, can be commercially produced, and lack ethical conflicts. In consideration of clinical translation, a collagen patch embedded with MSC-derived exosomes was created that can be surgically sutured to the hibernating region of myocardium. It was demonstrated that there is sustained delivery of exosomes using this patch and it provides a cell-free regenerative therapy with paracrine signaling mechanism that targets mitochondrial recovery and enhance mitochondrial biogenesis15. This procedure provides the pre-clinical model to study the impact of MSC-derived therapies to improve cardiac function by means of enhancing mitochondrial function and reducing inflammation at the time of revascularization and reverse the myocyte adaptations to chronic ischemia.
In this study, a surgical method of off-pump CABG using LIMA to LAD anastomosis to bypass the area of proximal LAD stenosis mimicking the standard treatment for patients with CAD is shown. As an adjunctive therapy with CABG, the surgical application of MSC-derived exosome embedded collagen patch on the ischemic region of the myocardium was demonstrated. This surgical model can be used to study the physiologic responses to the paracrine effect seen with use of an exosome patch as well as the molecular mechanisms of recovery.

저자 스포트라이트: Enhancing Coronary Artery Revascularization

엑소좀이 함유된 콜라겐 패치 및 오프 펌프 관상동맥 우회술로 치료한 만성 심근 허혈의 외과적 돼지 모델

The overall goal of this surgical procedure is to create a surgical model of coronary artery revascularization using LIMA to LAD bypass, and the use of exosome-laden collagen patch as an adjunct to demonstrate physiological improvement in cardiac function. Our in-vivo model is a single-vessel model that does not include any comorbidities, which is not representative of the typical clinical situation for patients undergoing treatment for multi-vessel disease. However, despite this limitation, our model has consistently produced reliable results and has maintained low mortality rates.We developed a clinically relevant adjuvant therapy to be used during CABG and aim to understand the cellular mechanisms driving the myocardial functional improvement in chronic myocardial ischemia. Complete recovery of ischemic tissue appears to hinge on restoration of mitochondrial capabilities and reduced inflammation;representing a novel area of study.

혈관재생술 후 관상동맥조영술을 시행하여 LAD 협착증(80% 이상)과 LIMA-LAD 이식편의 개통성을 평가합니다(그림 1). 혈관재생술 및 엑소좀이 함유된 콜라겐 패치 부착 후 4주 후, 심장 MRI를 실시하여 휴식 시 및 스트레스 상태에서 5μg/kg/min의 저용량 도부타민 주입을 사용하여 심장의 수축기 및 이완기 기능을 평가합니다. 수축기 기능은 벽 두께 백분율(수축기 말단의 벽 두께 - ?...

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본 연구는 진행성 관상동맥 협착증으로 인한 만성 심근허혈의 외과적 돼지 모델을 제시하여 경색 없이 심장기능 장애를 초래한다. 허혈 후 동물은 줄기세포 유래 엑소좀이 함유된 콜라겐 패치를 심외막 배치와 함께 오프펌프 관상동맥 우회술을 받습니다. 이 보조 요법은 심근 기능과 회복을 향상시킵니다.

Chronic myocardial ischemia resulting from progressive coronary artery stenosis leads to hibernating myocardium (HIB), defined as myocardium that adapts ...

이 수술의 전반적인 목표는 LIMA에서 LAD 우회술을 이용한 관상동맥 혈관재생술의 수술 모델을 만들고, 심장 기능의 생리학적 개선을 입증하기 위해 엑소좀이 함유된 콜라겐 패치를 보조제로 사용하는 것입니다. 당사의 생체 내 모델은 동반 질환을 포함하지 않는 단일 혈관 모델로, 다혈관 질환 치료를 받는 환자의 일반적인 임상 상황을 대표하지 않습니다. 그러나 이러한 한계에도 불구하고 우리 모델은 지속적으로 신뢰할 수 있는 결과를 산출했으며 낮은 사망률을 유지했습니다.우리는 CABG 중에 사용할 임상적으로 관련된 보조 요법을 개발했으며 만성 심근 허혈에서 심근 기능 개선을 주도하는 세포 메커니즘을 이해하는 것을 목표로 합니다. 허혈성 조직의 완전한 회복은 미토콘드리아 능력의 회복과 염증 감소에 달려 있는 것으로 보입니다. 새로운 연구 분야를 대표합니다.

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Medicine

Surgical Porcine Model of Chronic Myocardial Ischemia Treated by Exosome-laden Collagen Patch and Off-pump Coronary Artery Bypass Graft

494 조회수.  University of Minnesota. 이 수술의 전반적인 목표는 LIMA에서 LAD 우회술을 이용한 관상동맥 혈관재생술의 수술 모델을 만들고, 심장 기능의 생리학적 개선을 입증하기 위해 엑소좀이 함유된 콜라겐 패치를 보조제로 사용하는 것입니다. 당사의 생체 내 모델은 동반 질환을 포함하지 않는 단일 혈관 모델로, 다혈관 질환 치료를 받는 환자의 일반적인 임상 상황을 대표하지 않습니다. 그러나 이러한 한?...

비디오: 저자 스포트라이트: Enhancing Coronary Artery Revascularization

Chronic myocardial ischemia resulting from progressive coronary artery stenosis leads to hibernating myocardium (HIB), defined as myocardium that adapts to reduced oxygen availability by reducing metabolic activity, thereby preventing irreversible cardiomyocyte injury and infarction. This is distinct from myocardial infarction, as HIB has the potential for recovery with revascularization. Patients with significant coronary artery disease (CAD) experience chronic ischemia, which puts them at risk for heart failure and sudden death. The standard surgical intervention for severe CAD is coronary artery bypass graft surgery (CABG), but it has been shown to be an imperfect therapy, yet no adjunctive therapies exist to recover myocytes adapted to chronic ischemia. To address this gap, a surgical model of HIB using porcine that is amenable to CABG and mimics the clinical scenario was used. The model involves two surgeries. The first operation involves implanting a 1.5 mm rigid constrictor on the left anterior descending (LAD) artery. As the animal grows, the constrictor gradually causes significant stenosis resulting in reduced regional systolic function. Once the stenosis reaches 80%, the myocardial flow and function are impaired, creating HIB. An off-pump CABG is then performed with the left internal mammary artery (LIMA) to revascularize the ischemic region. The animal recovers for one month to allow for optimal myocardial improvement prior to sacrifice. This allows for physiologic and tissue studies of different treatment groups. This animal model demonstrates that cardiac function remains impaired despite CABG, suggesting the need for novel adjunctive interventions. In this study, a collagen patch embedded with mesenchymal stem cell (MSC)-derived exosomes was developed, which can be surgically applied to the epicardial surface distal to LIMA anastomosis. The material conforms to the epicardium, is absorbable, and provides the scaffold for the sustained release of signaling factors. This regenerative therapy can stimulate myocardial recovery that does not respond to revascularization alone. This model translates to the clinical arena by providing means of physiological and mechanistic explorations regarding recovery in HIB.

This study presents a surgical porcine model of chronic myocardial ischemia due to progressive coronary artery stenosis, resulting in impaired cardiac function without infarction. Following ischemia, animals undergo off-pump coronary artery bypass graft with epicardial placement of stem cells-derived exosomes-laden collagen patch. This adjunctive therapy improves myocardial function and recovery.

연구

의학

Off-Pump Coronary Artery Bypass Graft Surgery for Preparing a Porcine Model of Chronic Myocardial Ischemia

To begin, position the anesthetized and intubated animal on its back and cover it with sterile towels. Use monopolar electrocautery to make a 20 centimeter incision, extending from the sternal notch proximally down to the xiphoid process distally, and to incise layers of muscles, subcutaneous fat and connective tissue down to the sternum. Then carry out a medium sternotomy, employing an oscillating saw.For efficient visualization of the mediastinum, use a specialized chest retractor. Dissect adhesions using monopolar electrocautery or Metzenbaum scissors. Then expose LIMA by dissecting the parasternal muscle and fat.Next, start the dissection of the LIMA by elevating the left sternal border to ensure optimal visualization. Apply gentle traction to the adventitia and expose the arterial and venous branches of the LIMA. Employ blunt dissection using electrocautery tip to carefully separate it from the chest wall.Use hemo clips on the branches and cauterize the chest wall side of these branches. Then clip the distal end of the LIMA just before the point of bifurcation and divide the conduit. Secure the distal end with a freely tied 2-O silk suture.After preparing the proximal end for grafting, evaluate the flow quality manually by allowing the graft to bleed briefly. Now clamp the distal end of the LIMA conduit with an atraumatic bulldog clamp to prevent bleeding. Stabilize the left anterior descending, or LAD artery, using silicone retraction tape and a tissue stabilizer that's secured to the sternal retractor.Perform an arteriotomy in the LAD artery distal to the stenosis, using an 11 blade, and extend it with iris scissors. Position an appropriately sized coronary shunt in the LAD artery. Conduct the LIMA to LAD anastomosis using a 7-O running, non-absorbable suture in an off-pump bypass technique.Take a three millimeter exosome suspension and use a five milliliter syringe equipped with an 18 gauge needle to mix it. Then gradually pipette 1.5 milliliters of this suspension onto two absorbable collagen sponges, placed in a medium sized Petri dish. To target the hibernating region of the heart, place the exosome sponge upside down on the epicardium of the anterior septal region in the distribution of the LAD artery.Carefully arrange two sponges to fully cover the hibernating region. Use a polyglactin mesh on each collagen sponge to ensure proper coverage and sew the mesh onto the epicardium with fine 7-O interrupted sutures. Make a separate stab incision near the inferior aspect of the sternotomy incision and place the chest tube carefully on the anterior aspect of the heart.Approximate the sternum using non-absorbable sutures, employing a figure eight pattern. Close layers of muscle and skin using 2-O and 3-O absorbable sutures, respectively, following the standard procedure. After evacuating the chest cavity with a chest tube, seal the wound using a purse string suture.Once the wound is closed, remove the chest tube. At rest, the peak filling rate over end diastolic volume is compared among four animal groups. In low dose dobutamine infusion, the group with hibernating myocardium had a decrease in peak filling rate.The coronary artery bypass graft surgery group showed improvement, while the coronary artery bypass graft, plus mesenchymal stem cell group, saw a significant increase. MRI analysis revealed that coronary artery bypass graft, plus mesenchymal stem cell group does not alter regional systolic function at rest. However, under stress this group showed significant improvement in regional systolic function compared to coronary artery bypass graft.