이 연구는 란저우 대학 제2병원의 Cuiying Plan Project(Grant No. PR0121015) 및 간쑤성 비뇨기계 질환 연구 핵심 연구소(보조금 번호 0412D2).

이 연구는 Guide for the Care and Use of Laboratory Animals13의 8판에 요약된 지침을 준수했습니다. 이 연구는 란저우 대학 제2병원 윤리위원회의 승인을 받았으며 ARRIVE 지침 2.014를 준수하여 문서화되었습니다. 생후 12-16주 된 건강한 위스타 쥐 12마리(수컷 290-330g, 암컷 6마리)를 실제 실험 전 3일 동안 란저우 대학의 GLP 동물 실험실에 수용했습니다. 사용된 쥐 케이지는 545mm x 395mm x 200mm 크기의 R5 유형이었고 오토클레이브 침구 재료가 장착되었습니다. 모든 쥐는 음식과 물을 제한 없이 이용할 수 있었다. 실험실은 평균 습도 25%, 평균 온도 24°C, 낮과 밤이 번갈아 가며 빛의 주기(오전 7:00/오후 7:00)를 유지했습니다. 연구가 끝날 무렵, 모든 동물은 이소플루란을 과다 투여하여 인도적으로 안락사시켰다. 이 연구에 사용된 재료 및 도구에 대한 포괄적인 정보는 재료 표를 참조하십시오.
1. 표본 크기 계산 및 동물 선택
<ol><li>방정식 (1)을 사용하여 동물 표본 크기를 추정하려면 자원 방정식 방법15를 선택합니다. E = 총 동물 수 − 총 그룹 수 (1) 여기서 E 는 분산 분석의 자유도(ANOVA)이며 범위는 10에서 20 사이입니다. 참고: 이 연구에서는 12마리의 동물을 A 와 B 의 두 그룹(그룹당 수컷 3마리, 암컷 3마리)으로 나눴습니다.</li>
	<li>이 연구의 주요 결과를 한 개인이 반복한 혈액 샘플링의 성공률과 시간 소비로 정의합니다.</li>
	<li>2차 결과 측정을 쥐의 체중, 음식 및 물 섭취량의 변화와 부작용(예: 쇄골 골절, 피하 혈종, 기흉 및 사망률)의 발생률로 정의합니다.</li>
	<li>성공적인 혈액 채취를 다음 기준을 충족하는 것으로 정의하십시오: i) 단일 혈액 채취에 대해 3회 미만의 천자; ii) 총 시간(쥐 억제에서 채혈 완료까지)이 5분을 초과하지 않아야 합니다. iii) 맑은 혈장을 얻으면서 목표 혈액량을 달성합니다. 이러한 기준에서 벗어나면 샘플링 실패로 간주합니다.</li>
</ol>2. 동물 구속 및 채혈
참고: A 군과 B 군 쥐의 혈액 샘플은 두 명의 숙련된 연구원에 의해 수집되었으며, 둘 다 최소 100개의 혈액 샘플을 채취했습니다. 혈액 샘플은 4일 동안 총 96회 두 그룹의 쥐로부터 수집되었습니다. 이 채혈 방법은 쥐에 대한 마취나 추가 구속 장치가 필요하지 않습니다. 그러나 능숙한 처리 기술이 필요합니다.
<ol><li>혈액 샘플링 전날(8일차) 오전 00:1에 각 쥐를 개별 케이지에 할당하고 음식과 물의 무게를 잰다. 그런 다음 측정에 눈이 먼 다른 연구원에게 쥐의 체중, 음식 섭취량 및 물 섭취량을 8일차부터 매일 오전 00시에 기록하도록 합니다.</li>
	<li>이 프로토콜을 따르려면 먼저 오전 10:00에 혈액을 채취한 다음 매일 오후 10:00에 양쪽 쇄골하 정맥에서 교대로 0.15mL의 혈액을 수집합니다. 참고: 수집할 혈액의 양은 가장 체중이 가장 적은 쥐가 일주일 이내에 견딜 수 있는 최대 양에 따라 결정되었습니다.</li>
	<li>주사기에 나트륨 헤파린(25U/mL)을 넣고 주사 부위를 알코올로 소독합니다.</li>
	<li>쥐의 뒷 피부를 부드럽게 쓰다듬고 목을 반복해서 꼬집어 쥐가 긴장을 풀 수 있도록 도와줍니다(비디오 1).</li>
	<li>자주 사용하지 않는 손의 엄지와 검지를 사용하여 쥐의 목 피부를 단단히 잡고 들어 올립니다(그림 1A 및 비디오 1).</li>
	<li>주로 사용하는 손의 협응으로 사용하지 않는 손의 나머지 세 손가락과 손바닥을 사용하여 쥐의 뒷 피부를 고정하고 앞다리를 고정합니다(그림 1B, C 및 비디오 2). 알림: 쥐가 저항하거나 몸부림치면 이 절차를 여러 번 반복하여 쥐가 취급에 익숙해지도록 도울 수 있습니다. 다음 단계는 성공적인 혈액 채취의 핵심입니다.</li>
	<li>주로 사용하지 않는 손의 검지 손가락을 사용하여 쥐의 머리 피부를 부드럽게 누르고 다른 손가락은 손바닥과 함께 어깨 관절을 바깥쪽으로 회전시키는 데 도움을 줍니다. 이 과정에서 주로 사용하는 손을 사용하여 쥐의 어깨 관절을 완전히 펼칩니다(그림 1D-F 및 비디오 2).</li>
	<li>주로 사용하지 않는 손으로 쥐를 단단히 잡고 쥐의 머리와 몸을 일직선으로 정렬합니다(그림 1G,H). 그런 다음 주로 사용하는 손을 사용하여 쇄골의 위치를 찾고 천자 부위를 확인합니다(그림 1I, 비디오 2 및 비디오 3). 알림: 쥐를 면도할 필요는 없습니다. 그림 1에서 면도는 쇄골과 펑크 위치를 더 많이 보여주기 위해서만 수행되었습니다. 쥐, 특히 쥐>350g)를 제지할 때 쥐가 단단한 표면에 발을 올려놓으면 체중을 지탱하는 데 도움이 됩니다. 또한 구속 장치는 혈액을 채취하는 동안 각 쥐의 호흡수를 모니터링하여 구속이 너무 꽉 조여져 호흡 곤란을 유발할 수 있는지 확인해야 합니다.</li>
	<li>주사기를 쥐의 몸과 평행하게 잡고 바늘 끝이 위쪽을 향하고 주사기 눈금이 실험자를 향하도록 하여 쥐 몸의 정중선과 약 15° 각도를 유지합니다. 쇄골 노치 아래 0.5cm(쇄골과 흉골의 근위 3분의 1이 만나는 지점)에 바늘을 삽입하여 바늘이 쥐의 몸과 평행을 유지하도록 합니다(그림 1J 및 비디오 3). 알림: 혈관을 뚫거나 인접 혈관에 부주의한 손상을 입히지 않도록 바늘 삽입의 각도와 깊이에 특별한 주의를 기울여야 합니다.</li>
	<li>주사기를 약간 당겨 음압을 생성하며, 종종 혈관에 들어갈 때 뚜렷한 돌파감을 동반합니다(특히 초기 채혈 중에 뚜렷함). 이 자세를 유지하고 필요에 따라 일정한 속도로 0.1-1.0mL의 혈액을 수집합니다(주당 약 4-5.3mL/kg의 혈액에 대한 IACUC 지침1에 따름)(그림 1K 및 비디오 3).</li>
	<li>찔렀을 때 피가 나오지 않으면 바늘의 각도와 깊이를 부드럽게 조정하거나 주사기를 부드럽게 돌려 보십시오(비디오 3). 같은 쪽에서 세 번 연속으로 시도해도 실패하면 모든 출혈을 멈춘 다음 반대쪽으로 전환하여 구멍을 뚫습니다. 알림: 쥐가 불편함으로 인해 고군분투하는 것을 방지하기 위해 피부를 통해 빠르게 구멍을 뚫는 것이 좋습니다.</li>
	<li>지혈을 위해 면봉을 바르고 쥐를 우리로 되돌립니다(비디오 4).</li>
	<li>실험 요구 사항에 따라 혈액 샘플을 처리합니다.</li>
</ol>3. 혈액 샘플 처리
<ol><li>주사기 바늘을 날카로운 물건 용기에 버리십시오. 수집된 혈액을 이전에 헤파린으로 헹군 1.5mL 미세 원심분리기 튜브로 옮깁니다. 튜브를 원심분리기에 넣고 4°C 및 1,200 x g으로 설정하고 10분 동안 원심분리하여 혈장을 분리합니다. 1.0mL 파스퇴르 피펫을 사용하여 혈청을 깨끗한 마이크로 원심분리기 튜브에 옮기고 -80°C에서 보관합니다. 알림: 압력으로 인한 용혈을 방지하려면 필요한 경우 바늘 끝을 제거하십시오. 혈장 흡인 중에는 튜브 바닥에서 혈액 세포를 뽑지 마십시오. 때때로 주사기 표면에 쥐 털이 모일 수 있습니다. 응고를 유발할 수 있으므로 털이 튜브에 들어가지 않도록 주의하십시오.</li>
</ol>4. 통계 분석
<ol><li>모든 데이터를 평균 ± 표준편차로 표시하고 분산의 균질성을 검정합니다.</li>
	<li>Fisher의 정확 검정을 사용하여 그룹 간의 성공률을 비교합니다.</li>
	<li>2표본 독립 t-검정을 사용하여 두 그룹 간의 전체 평균을 비교합니다.</li>
	<li>혈액 샘플링 시간, 체중, 음식 섭취 및 물 소비량과 같은 연속 측정을 위해 분산 분석(ANOVA)을 사용합니다. P < 0.05를 통계적으로 유의하다고 가정하겠습니다.</li>
</ol>

의식이 있는 쥐에서 반복적인 혈액 수집을 위한 쇄골하 정맥 천자 방법

<ol>
	<li>. Blood collection: The rat IACUC Guideline Available from: <a target="_blank" href="https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/GUIDELINE%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf">https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/GUIDELINE%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf</a> (2022)</li><li>Hattori, N., Takumi, A., Saito, K., Saito, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+serial+cervical+or+tail+blood+sampling+on+toxicity+and+toxicokinetic+evaluation+in+rats.">Effects of serial cervical or tail blood sampling on toxicity and toxicokinetic evaluation in rats.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 45 (10), 599-609 (2020).</li><li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+blood+collection+from+tail+veins+of+non-anesthetized+mice+with+a+vacuum+blood+collection+system+and+eyeglass+magnifier.">Modified blood collection from tail veins of non-anesthetized mice with a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier.</a> Journal of Visualized Experiments. (144), e65513 (2019).</li><li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeated+blood+collection+from+tail+vein+of+non-anesthetized+rats+with+a+vacuum+blood+collection+system.">Repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), e55852 (2017).</li><li>Charl&#232;s, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+tail+vein+and+penile+vein+puncture+for+blood+sampling+in+the+rat+model.">Modified tail vein and penile vein puncture for blood sampling in the rat model.</a> Journal of Visualized Experiments. (196), e65513 (2023).</li><li>Wang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repetitive+blood+sampling+from+the+subclavian+vein+of+conscious+rat.">Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (180), e63439 (2022).</li><li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subclavian+vein+puncture+as+an+alternative+method+of+blood+sample+collection+in+rats.">Subclavian vein puncture as an alternative method of blood sample collection in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (141), e58499 (2018).</li><li>Tochitani, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+microsampling+on+toxicity+assessment+of+hematotoxic+compounds+in+a+general+toxicity+study+in+rats.">Effects of microsampling on toxicity assessment of hematotoxic compounds in a general toxicity study in rats.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 47 (7), 269-276 (2022).</li><li>Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., S&#248;rensen, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+various+methods+of+blood+sampling+in+mice+and+rats:+Effects+on+animal+welfare.">A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare.</a> Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).</li><li>Yokoyama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lack+of+toxicological+influences+by+microsampling+(50+&#181;L)+from+jugular+vein+of+rats+in+a+collaborative+28-day+study.">Lack of toxicological influences by microsampling (50 &#181;L) from jugular vein of rats in a collaborative 28-day study.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 45 (6), 319-325 (2020).</li><li>Korfmacher, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utility+of+capillary+microsampling+for+rat+pharmacokinetic+studies:+Comparison+of+tail-vein+bleed+to+jugular+vein+cannula+sampling.">Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).</li><li>Lu, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microsurgical+skills+of+establishing+permanent+jugular+vein+cannulation+in+rats+for+serial+blood+sampling+of+orally+administered+drug.">Microsurgical skills of establishing permanent jugular vein cannulation in rats for serial blood sampling of orally administered drug.</a> Journal of Visualized Experiments. (178), e63167 (2021).</li><li>National Research Council of the National Academies, Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2011).</li><li>Perciedu Sert, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ARRIVE+guidelines+2.0:+updated+guidelines+for+reporting+animal+research.">The ARRIVE guidelines 2.0: updated guidelines for reporting animal research.</a> The Journal of Physiology. 598 (18), 3793-3801 (2020).</li><li>Charan, J., Kantharia, N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+to+calculate+sample+size+in+animal+studies.">How to calculate sample size in animal studies.</a> Journal of Pharmacology &amp; Pharmacotherapeutics. 4 (4), 303-306 (2013).</li><li>Turner, P. V., Pang, D. S., Lofgren, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+pain+assessment+methods+in+laboratory+rodents.">A review of pain assessment methods in laboratory rodents.</a> Comparative Medicine. 69 (6), 451-467 (2019).</li><li>Kurata, M., Misawa, K., Noguchi, N., Kasuga, Y., Matsumoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+blood+collection+imitating+toxicokinetic+study+on+rat+hematological+parameters.">Effect of blood collection imitating toxicokinetic study on rat hematological parameters.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 22 (3), 231-238 (1997).</li><li>Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., B&#252;rge, T., Bergmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refinement+of+blood+sampling+from+the+sublingual+vein+of+rats.">Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).</li></ol>

저자는 공개할 관련 재정적 또는 비재정적 이해관계가 없습니다.

꼬리 정맥 채혈은 쥐의 반복 혈액 채취를 위한 가장 일반적인 방법이지만, 마취제의 영향을 받을 수 있으며, 꼬리 정맥의 크기가 작기 때문에 한 번에 채취할 수 있는 혈액의 양이 제한되어 채혈 시간이 길어진다 4,5. 쥐 꼬리 정맥의 모세관 마이크로샘플링(CMS)과 결합된 고성능 액체 크로마토그래피(HPLC)-탠덤 질량분석법(MS/MS) 시스템은 쥐에서 사용되는 ...

<a href="https://app.jove.com/t/6595">This corrects</a> the article <a href="https://dx.doi.org/10.3791/66075">10.3791/66075</a>

An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/t/66075">Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats</a>. The Discussion section was&#160;updated.

Erratum: Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats

쥐는 가장 흔한 실험 동물 중 하나이며 혈액 샘플을 얻는 방법에는 여러 가지가 있습니다. 최종 단계에서 단일 채혈을 포함하는 실험의 경우, 심장 천자 또는 복부 대동맥 채혈을 통해 충분한 양의 혈액을 얻을 수 있다1. 그러나 일부 연구에서는 일상적인 혈액 또는 생화학적 분석을 위해 쥐의 반복적인 혈액 채취가 필요하며,특히 약물의 흡수, 분포 및 대사를 결정하기 위해 반복적인 혈액 채취가 필요한 약동학 및 독성학 연구에서 2.
현재 꼬리 정맥 채혈이 쥐의 혈액 채취에 가장 일반적인 방법이지만 마취가 필요하지 않음에도 불구하고 이 방법은 반복적인 채혈이 어려울 수 있으며 채혈된 혈액의 양은 상대적으로 적습니다 3,4. 또한 복재정맥과 음경정맥에서 혈액을 채취할 수 있지만 채취하는 혈액의 양이 제한되어 있어 마취가 필요하다 1,5. 또한, 턱밑 정맥총과 설하정맥, 경정맥 및 쇄골하 정맥에서 채취한 혈액 샘플은 더 높은 품질의 샘플을 제공하지만, 일반적으로 마취 또는 여러 사람의 도움이 필요하다 1,6,7,8,9. 마지막으로, 후안와동/관내 채혈은 마취를 필요로 할 뿐만 아니라 잠재적으로 쥐에게 부상과 스트레스를 유발할 수 있다9.
일반적으로 주요 정맥에서 채취한 혈액 샘플의 품질은 일반적으로 최고 수준이다1. 현재, 일부 연구에서는 경정맥을 통한 연속 미세 샘플링이 쥐의 독성 연구에 매우 적합한 방법임이 밝혀졌지만, 이 방법은 일반적으로 경정맥 카테터 삽입을 필요로 한다 10,11,12. 따라서 외과적 개입 없이 동물 연구의 3R 원칙에 따라 고품질 혈액 샘플을 얻는 방법을 탐구할 가치가 있습니다. 이 연구의 목적은 쥐의 쇄골하 정맥에서 혈액을 효율적으로 추출하는 방법을 제시하는 것이었습니다. 이 기술을 사용하면 마취 없이 한 사람 절차를 통해 만족스러운 샘플을 신속하게 수집할 수 있습니다.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.75% normal saline</td>
			<td>Gansu Fuzheng Pharmaceutical Technology Co., Ltd.</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
			<td>Prepared heparin sodium solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL Pasteur pipette&#160;</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-XG-01-NS</td>
			<td>Blood collection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL syringe (26 G, 0.45 mm x 12 mm)</td>
			<td>Shinva Medical Instrument Co.,Ltd.</td>
			<td>0.45*12RWLB</td>
			<td>Blood collection&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 mL Eppendorf tube</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-15-M</td>
			<td>Blood storage and collection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>75% medical alcohol</td>
			<td>Shandong Lircon Medical Technology Co., Ltd.</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
			<td>Disinfection of rat blood collection site</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge tube holder</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-05/15-SM60</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electronic scale</td>
			<td>Shanghai PUCHUN Measure Instrument Co., Ltd.</td>
			<td>JE1002</td>
			<td>Weigh</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin sodium injection</td>
			<td>Hebei Changshan Biochemical Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
			<td>Rinse the syringe and EP tube; dilute with normal saline to 25 U/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low temperature centrifuge</td>
			<td>HuNan Xiang Yi Centrifuge Instrument&#160; Co., Ltd.</td>
			<td>&#160;H1750R</td>
			<td>Separation of serum</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

subclavian vein blood sampling in conscious rats

쥐로부터 반복적인 혈액 샘플을 얻기 위한 몇 가지 확립된 방법이 있으며, 가장 일반적으로 사용되는 방법은 마취 없는 측면 꼬리 정맥 샘플링과 마취를 통한 경정맥 샘플링입니다. 그러나 이러한 방법의 대부분은 도움과 마취 장비가 필요하며 때로는 혈액 채취 또는 혈액 샘플의 품질이 좋지 않은 측면에서 어려움을 겪습니다. 또한 이러한 채혈 방법은 많은 수의 쥐에 대해 반복적인 혈액 샘플링이 필요할 때 상당한 시간과 인적 자원을 소비합니다. 이 연구는 숙련된 단일 개인이 마취되지 않은 쥐에서 반복적인 혈액 샘플링 기술을 제시합니다. 매우 만족스러운 혈액 샘플은 쇄골하 정맥에 구멍을 뚫어 얻을 수 있습니다. 이 방법은 쥐 억제에서 채혈 완료까지 평균 2분에 불과한 95%의 인상적인 전체 성공률을 보여주었습니다. 또한 지정된 범위 내에서 연속적인 채혈을 수행해도 쥐에게 해를 끼치 지 않습니다. 이 방법은 특히 대규모 약동학 연구에서 혈액 수집을 위해 홍보할 가치가 있습니다.

Rats are one of the most common experimental animals, and there are many ways to obtain blood samples. For experiments involving a single blood collection at the concluding stage, a sufficient amount of blood can be obtained through cardiac puncture or abdominal aorta blood collection1. However, some studies require repeated blood collection from rats for routine blood or biochemical analysis, especially in pharmacokinetics and toxicology studies, where repeated blood collection is required to determine the absorption, distribution, and metabolism of drugs2.
Currently, although tail vein blood collection is the most common method for blood sampling from rats, despite not requiring anesthesia, this method can be challenging for repeated collections, and the volume of blood collected is relatively small3,4. Additionally, although blood can be collected from the saphenous and penile veins, the amount of blood obtained is limited, and anesthesia is required1,5. Furthermore, blood samples collected from the submandibular venous plexus, as well as sublingual, jugular, and subclavian veins provide higher-quality samples but typically require anesthesia or the assistance of multiple individuals1,6,7,8,9. Finally, retro-orbital sinus/canal blood collection not only necessitates anesthesia but may also potentially cause injury and stress to the rats9.
The quality of blood samples typically obtained from major veins is generally of the highest standard1. At present, some studies have found that continuous microsampling through the jugular vein is a very suitable method for toxicological research in rats although this method usually requires jugular vein catheterization10,11,12. Therefore, it is worth exploring how to obtain high-quality blood samples in accordance with the 3R principle of animal research without surgical intervention. The objective of this study was to present a method for efficiently extracting blood from the subclavian vein in rats. This technique enables the swift collection of satisfactory samples through a single-person procedure without the need for anesthesia.

저자 스포트라이트: Developing an Efficient Blood Collection Method in Non-Anesthetized Rats 

의식이 있는 쥐의 쇄골하 정맥 혈액 샘플링

The scope of our research is centered on devising infection methodologies for collecting blood samples from rats. Our aim is to ensure rapid and set procedures that align with our principle, utilizing minimal manpower and resources. One of the current experimental challenges is to effectively immobilize the rat in a manner that simultaneously maintains the subclavian vein enclosed proximately to the skin surface for optimal blood collection.The advantages of our protocol is that high quality blood samples can be obtained quickly by a person without anesthesizing the rats.

고품질 플라즈마 표본은 그림 2A와 같이 옅은 노란색 색조, 투명도 및 투명도를 나타내며 붉은 색조나 응고가 없습니다. 그림 2B 는 각각 부적절한 시술로 인한 용혈(왼쪽) 또는 응고(오른쪽)를 보여줍니다. 4일 이내에 96회의 채혈 세션 동안 그룹 A 와 B 의 평균 단일 채혈 시간은 각각 119.87초± 33.62초, 123.28초± 30.96초였습니다. 두 ...

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여기에서는 마취 없이 쥐에서 빠르고 안전하며 반복적인 채혈을 가능하게 하는 효과적인 쥐 제한과 쇄골하 정맥 천자 방법의 조합을 제시합니다.

There are several established methods for obtaining repeated blood samples from rats, with the most commonly employed methods being lateral tail vein ...

우리 연구의 범위는 쥐의 혈액 샘플을 수집하기 위한 감염 방법론을 고안하는 데 중점을 둡니다. 우리의 목표는 최소한의 인력과 자원을 활용하여 우리의 원칙에 부합하는 신속하고 정해진 절차를 보장하는 것입니다. 현재 실험적 과제 중 하나는 최적의 혈액 수집을 위해 피부 표면에 근접하게 둘러싸인 쇄골하 정맥을 동시에 유지하는 방식으로 쥐를 효과적으로 고정시키는 것입니다.우리 프로토콜의 장점은 쥐를 마취하지 않고도 사람이 고품질 혈액 샘플을 신속하게 얻을 수 있다는 것입니다.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats

1.2K 조회수.  Lanzhou University Second Hospital. 우리 연구의 범위는 쥐의 혈액 샘플을 수집하기 위한 감염 방법론을 고안하는 데 중점을 둡니다. 우리의 목표는 최소한의 인력과 자원을 활용하여 우리의 원칙에 부합하는 신속하고 정해진 절차를 보장하는 것입니다. 현재 실험적 과제 중 하나는 최적의 혈액 수집을 위해 피부 표면에 근접하게 둘러싸인 쇄골하 정맥을 동시에 유지하는 방식으로 쥐를 효과적으로 고정시키는...

비디오: 저자 스포트라이트: Developing an Efficient Blood Collection Method in Non-Anesthetized Rats 

There are several established methods for obtaining repeated blood samples from rats, with the most commonly employed methods being lateral tail vein sampling without anesthesia and jugular vein sampling with anesthesia. However, most of these methods require assistance and anesthetic equipment and sometimes pose difficulties in terms of blood collection or the poor quality of blood samples. In addition, these methods of blood collection consume significant time and human resources when repeated blood sampling is required for a large number of rats. This study presents a technique for repetitive blood sampling in non-anesthetized rats by a single proficient individual. Highly satisfactory blood samples can be obtained by puncturing the subclavian vein. The method demonstrated an impressive overall success rate of 95%, with a median time of merely 2 min from rat restraint to the completion of blood collection. Furthermore, performing consecutive blood collections within the designated range does not inflict any harm on the rats. This method is worth promoting for blood collection, especially in large-scale pharmacokinetic studies.

Here we present a combination of effective rat restriction and subclavian vein puncture methods that enable rapid, safe, and repeated blood collection in rats without anesthesia.

연구

의학

Subclavian Vein Puncture Blood Collection and Observation of Secondary Outcome Measures in Rats

On the day of the blood sampling, place the rat in the cage at 8:00 AM.Weigh the food and water and place them in the cage. Define successful blood sampling based on the following criteria. Have a blinded researcher record the rat's weight, food consumption, and water intake daily at 8:00 AM.Next, gently stroke the rat's back skin and pinch its neck repeatedly to help the rat relax.Using the non-dominant hand's thumb and index finger, grip and lift the rat's neck skin. Using the remaining three fingers and the palm of the non-dominant hand, secure the rat's back skin, and with the help of the dominant hand, immobilize its front limbs. Using the non-dominant hand's index finger, gently push down on the rat's head skin.Rotate the shoulder joint outwardly with the other fingers along the palm while the dominant hand fully extends the shoulder joint. Grip the rat firmly with the non-dominant hand to align its head and body in a straight line. Locate the clavicle with the dominant hand and confirm the injection site.Disinfect the site with alcohol, then flush the syringe with sodium heparin. Hold the syringe parallel to the rat's body and the dominant hand with the needle tip facing upwards and the syringe scale toward the experimenter. Insert the needle 0.5 centimeters below the clavicle notch.Gently withdraw the syringe to create negative pressure, collecting 0.1 to 1 milliliters of blood at a constant speed. Apply a cotton swab for hemostasis and return the rat to its cage. Average blood collection times for groups A and B were similar over 96 hours.Blood collection success rates were 93.8%for group A and 95.8%for group B, with no significant difference. Group A had a shorter average blood collection time on the second day compared to the fourth day. The number of attempts for successful blood collection averaged 1.21 for group A and 1.17 for group B.More attempts and longer puncture times indicated higher failure rates.Both groups showed steady weight gain over four days. Water and food intake remained relatively constant among rats of the same sex.