Isolamento e caracterização funcional de Ventricular Humano cardiomiócitos a partir de amostras cirúrgicas frescos

Resumo

O conhecimento atual sobre a base celular de doenças cardíacas se baseia principalmente em estudos em modelos animais. Aqui nós descrevemos e validar um novo método para obter simples cardiomiócitos viáveis ​​a partir de pequenas amostras cirúrgicas do miocárdio ventricular humano. Miócitos ventriculares humanos podem ser usados ​​para estudos eletrofisiológicos e testes de drogas.

Resumo

Cardiomiócitos de corações doentes são submetidos a processos de remodelação complexas que envolvem mudanças na estrutura celular, acoplamento excitação contração e correntes de íons de membrana. Essas mudanças tendem a ser responsáveis ​​pelo aumento do risco arritmogênica e as alterações contráteis levando à disfunção sistólica e diastólica em pacientes cardíacos. No entanto, a maior parte da informação sobre as alterações da função dos miócitos em doenças cardíacas veio a partir de modelos animais.

Aqui vamos descrever e validar um protocolo para isolar miócitos viáveis ​​a partir de pequenas amostras cirúrgicas do miocárdio ventricular de pacientes submetidos a operações de cirurgia cardíaca. O protocolo está descrito em detalhe. Medições de cálcio e eletrofisiológicos intracelulares são relatados para demonstrar a viabilidade de uma série de medições de células individuais em cardiomiócitos ventriculares humanos obtidos com este método.

O protocolo relatado elere pode ser útil para futuras investigações de base celular e molecular das alterações funcionais do coração humano, na presença de doenças cardíacas diferentes. Além disso, este método pode ser utilizado para identificar novos alvos terapêuticos a nível celular e para testar a eficácia de novos compostos em cardiomiócitos humanos, com valor de translação directa.

Introdução

Dissecção das propriedades eletrofisiológicas do miocárdio progrediu acentuadamente após o desenvolvimento de técnicas para o isolamento individual dos miócitos cardíacos. Os recentes avanços na compreensão da excitação cardíaca Contração Coupling (EC-acoplamento) também têm sido possível graças à capacidade de isolar cardiomiócitos únicos viáveis ​​que conservam todas as propriedades fisiológicas do tecido intacto. Métodos de patch clamp são rotineiramente utilizados para estudar a função e modulação farmacológica de correntes iônicas sarcolemais cardíaca. Gravações da dinâmica de cálcio intracelular com Ca ^{2 +} corantes sensíveis também são realizados regularmente em miócitos cardíacos individuais a partir de uma variedade de modelos saudáveis ​​e doentes, fornecendo dados vitais sobre a fisiologia da EC-acoplamento, bem como sobre as alterações patológicas de Ca ^{2 +} intracelular homeostase levando a prejuízo mecânica e aumento da carga arritmogênica em doenças cardíacas. Informação a partir desses estudos é fundamental para a compreensão dos efeitos eletrofisiológicos e mecânicas de drogas no ambiente clínico. No entanto, existem diferenças específicas de espécies nas correntes transmembrana e nas proteínas EC-de acoplamento que são responsáveis ​​por características específicas do potencial de ação cardíaco e mecânica cardíaca. Assim, enquanto os estudos de miócitos isolados de mamíferos não humanos elucidaram as propriedades biofísicas e as funções fisiológicas dos canais iônicos transmembrana específicos e proteínas EC-acoplamento, eles não fornecem necessariamente modelos relevantes de miócitos cardíacos humanos. Isolamento de miócitos viáveis ​​do miocárdio humano é, portanto, essencial para compreender plenamente a fisiopatologia das doenças cardíacas e validar novas abordagens terapêuticas.

Tecido atrial humano está prontamente disponível como apêndices atriais estão muitas vezes descartados durante os procedimentos cirúrgicos. Estudos quantitativos iniciais do potencial de ação cardíaco humanos adultos e cu iônicarrents empregada células atriais enzimaticamente isolados ^1-4. Gravações de potenciais de ação ou correntes a partir de células humanas adultas ventriculares isoladas foram posteriormente relatado ^3,5-10. A maioria destes estudos utilizaram células obtidas a partir de corações de explante e utilizados ou de perfusão com colagenase de um segmento da artéria coronária ou a exposição de quantidades relativamente grandes de tecido excisado de colagenase para obter células isoladas. Esses estudos permitiram uma caracterização detalhada de uma série de correntes de íons transmembrana de cardiomiócitos do ventrículo humanos de corações saudáveis ​​e de pacientes com insuficiência cardíaca terminal. As gravações de tipo-L de Ca ^{2 +} de corrente (I _Ca-L) ^5-7, a corrente de potássio para fora transitórias _(I) ^8, para dentro de potássio rectificador de corrente (I _κ1) ^8, os diferentes componentes da corrente de potássio rectificador retardado (I _κ ) ⁹ foram relatados. Avanços e refino deo procedimento de isolamento ^10, permitiu uma caracterização clara da base iônica do aumento do potencial arritmogênico na insuficiência cardíaca terminal, compreendendo acção potencial prolongamento ^11, adiada após despolarizações ¹² e aumentou engraçado atual ¹³ levando a despolarização diastólica e batimentos prematuros.

Miócitos cardíacos adultos são normalmente isolados a partir de pequenos animais por perfusão retrógrada do coração com toda a várias misturas de enzimas, uma técnica que produz rendimentos elevados de Ca ^{2 +} as células tolerantes a ^14. Isolamento de miócitos cardíacos de fragmentos de tecido é inerentemente menos bem sucedida, provavelmente devido ao acesso limitado de enzimas de miócitos individuais em comparação com a obtida por perfusão das artérias coronárias. Por causa da disponibilidade muito limitada de corações doados não utilizados, a única maneira prática de obter células ventriculares humanos normais em uma base regular é de digestio enzimátican dos fragmentos de tecido, muitas vezes muito pequenas excisadas durante procedimentos cirúrgicos eletivos. O único modelo de doença humana, que foi completamente caracterizada a nível celular é a insuficiência cardíaca terminal, devido à acessibilidade aos corações transplantados. No entanto, insuficiência cardíaca terminal ocorre numa minoria de pacientes e muitas vezes envolve uma via comum de remodelação grave de células do miocárdio, que é relativamente independente da causa subjacente ^15. A capacidade de avaliar a função dos cardiomiócitos individuais de pacientes em um estágio não falha precoce da doença é fundamental para entender a fisiopatologia específica de diferentes condições hereditárias ou adquiridas. A cardiomiopatia hipertrófica (CMH) é um bom exemplo. HCM é uma comum (1/500 indivíduos) condição cardíaca hereditária caracterizada por hipertrofia cardíaca, aumento do risco e alterações contráteis arritmogénicos devido à obstrução da via de saída e disfunção diastólica ^16. Cardiomiócitos de HCM corações undergo um processo de remodelação complexa, envolvendo mudanças na estrutura celular (hipertrofia, desarranjo miofibrilar) e EC-Coupling ^17. No entanto, a maioria das informações de disfunção dos miócitos na CMH vem de modelos animais transgênicos. Uma vez que apenas uma minoria dos pacientes com CMH evolui para insuficiência cardíaca terminal e requer transplante cardíaco, HCM corações estão muito raramente disponíveis para o isolamento de células com métodos padrão. No entanto, pelo menos 30% dos portadores de CMH desenvolver sintomas obstrutivos, devido ao enorme fluxo de sangue do trato hipertrofia septal alterando fluxo durante a sístole (HCM) ^18. A opção terapêutica disponível mais eficaz para o alívio da obstrução na CMH é a miectomia septal cirúrgica: durante o procedimento cirúrgico, uma parcela variável tamanho do septo superior é removido por abordagem da aorta trans. Esta porção do septo hipertrofiado é, por conseguinte, disponível para o isolamento de células a partir de tecido fresco.

Um método para o isolamento de ventricula humanor miócitos de, pequenas amostras de biópsia endomiocárdica transvenous único previamente desenvolvido e publicado em ^19. Implementamos um método para isolar miócitos septo individuais a partir de amostras do miocárdio ventricular de pacientes submetidos à cirurgia cardíaca, incluindo pacientes com CMH submetidos a miectomia septal e pacientes submetidos a procedimentos de substituição de válvulas. Para além de uma descrição detalhada do protocolo de isolamento, electrofisiológico representativa e Ca ^{2 +} de fluorescência as medições são apresentados, demonstrando a viabilidade dos isolados miócitos ventriculares humanos e a viabilidade de patch-clamp e intracelulares de Ca ^{2 +} estudos.

Protocolo

Os protocolos experimentais sobre o tecido humano foram aprovados pelo comitê de ética do Careggi Hospital Universitário (2006/0024713; renovada Maio de 2009). Cada paciente deu consentimento informado por escrito.

1. Soluções e Equipamentos Preparação

As soluções são descritas na Tabela 1. Um fluxograma simplificado do processo de isolamento de células encontra-se na Figura 1.

Solução		CP	DB	KB	Tuberculose	PS	EB1	EB2
Reagente (mM)	KH 2 PO 4	50
	MgSO4	8	1.2	5			1.2	1.2
	HEPES	10			10	10
	adenosina	5
	glicose	140	10	20	10		10	10
	manitol	100
	taurina	10	20	5			20	20
	NaCl		113		136		113	113
	KCl		4.7	85	5.4	25	4.7	4.7
	MgCl2				1.2	5
	KH 2 PO 4		0,6	30			0,6	0,6
	Na 2 HPO 4		0,6				0,6	0,6
	NaHCO3		12				12	12
	KHCO3		10				10	10
	Na-piruvato		4				4	4
	BDM		10				10	10
	BHBA			5
	ácido succínico			5
	EGTA			0,5
	K 2-ATP			2
	ácido pirúvico			5
	creatina			5
	KMES					115
Enzimas (U / ml)	Colagenase tipo V						250	250
	Protease Tipo XXIV						4
pH		7.4 KOH	NaOH 7,3	7.1 KOH	NaOH 7,35	7.2 KOH	NaOH 7,3	NaOH 7,3

. Tabela 1 Soluções utilizadas para a coleta de amostras, isolamento de células e caracterização funcional de miócitos CP = solução cardioplégica.; DB = tampão de dissociação; KB = solução Kraft-Brühe; TB = tampão Tyrode; PS = solução da pipeta; EB1 = tampão de enzima 1; EB2 = tampão de enzima 2.

1. Solução cardioplégica (CP) Preparar. CP solução pode ser armazenada a 4 ° C durante até 1 semana.
2. Prepare Ca ² tampão de dissociação livre de ⁺ (DB). Esta solução deve ser usado durante o dia.
3. Preparar a solução Kraft-Brühe (KB). KB solução pode ser armazenada a 4 ° C durante até uma pequeninak.
4. Prepare Ca tampão Tyrode livre de ^{+ 2} (TB). Esta solução deve ser usado durante o dia.
5. Filtrar todas as soluções usando filtros de seringa, antes da utilização.
6. Preparar o aparelho de digestão (Figura 2), um recipiente de raspagem feita de duas escovas de frente de elastómero de silicone, um dos quais rodados por um motor eléctrico. O dispositivo digestão é feito sob encomenda. Detalhes sobre o dispositivo de digestão são na Figura 8; imagens do dispositivo estão nas Figuras 2 C e 2D. Lava-se a câmara de tecido com 70% de etanol e água.

2. Coleta e Processamento de Amostras do miocárdio

1. Verter 40 ml da solução cardiplegic (CP) num tubo de 50 ml e armazena-o em gelo durante o transporte da amostra a partir do quarto dispositivo para o isolamento de células de laboratório.
2. Colete a amostra do miocárdio ventricular da sala operatória imediatamente após a excisão, lave-o com gelo frioSolução CP e armazená-lo no tubo. Use espécimes endocárdio excisadas do septo ventricular, entre superior durante a cirurgia de coração aberto, ponderação> 100 mg.
3. Rapidamente transferir a amostra para a área do laboratório; iniciar o processamento da amostra dentro de 10 minutos a partir de amostra de excisão.
4. Enquanto mantém a amostra em tampão gelado CP, retire cuidadosamente a camada fibrosa endocárdica usando tesoura fina sob estereomicroscópio; depois, cortar o tecido do miocárdio para pequenas peças (2-3 mm de comprimento). Dependendo do tamanho da amostra de tecido, cortar uma quantidade total de miocárdio ventricular entre 100 mg e 1 g para cada isolamento.
5. Após a conclusão da picagem tecido, transfira os pedaços do miocárdio no dispositivo digestão, com gelo limpo solução CP frio. Evitar preenchendo todo o volume entre as duas escovas de silício (3-4 ml) com os pedaços do miocárdio, utilizando-se não mais do que 1 g de tecido total.

3. Lavar e digestão de miocárdio Pedaços

1. À réer os pedaços são transferidos para a câmara de raspagem do dispositivo digestão, mudar o tampão CP na câmara de frio Ca ^{2 +} tampão de dissociação-free (DB).
2. Colocar o dispositivo de digestão num banho termostático, de modo para a câmara de estar em contacto com a água aquecida no banho (Figura 1). Definir o banho a 37,5 ° C e ligá-lo, a fim de aumentar lentamente a temperatura da câmara de tecido. Ligar o motor do dispositivo de digestão, a definição da velocidade de rotação de 1 volta / segundo.
3. Realizar 3 ciclos de lavagem com DB, mudando a solução na câmara de limpeza com DB a cada 8 minutos. A DB é aquecido (37 ° C) e oxigênio saturado antes de entrar em contato com os pedaços do miocárdio.
4. Preparar tampão de enzima 1 (EB1) por adição de 250 U / ml de colagenase de tipo V e 4 U / mL de protease do tipo XXIV solução DB. Prepare tampão da enzima 2 (EB2), adicionando 250 U / ml de colagenase tipo V a solução DB. Aquecimento (37 ° C) e oxygenate EB1 e EB2.
5. Realizar dois ciclos de 12 min de digestão no dispositivo de digestão rotativo com 100% EB1 oxigenado (a 37 ° C). Em cada ciclo, utilizar ~ 3 ml de EB1. Remover a solução com uma pipeta de aspiração e descartá-lo após cada ciclo.
6. Prepare a 6 tubos de 15 ml para recolha de células, e ~ 80 mL de água fria (4 ° C) solução KB para a eluição dos tampões.
7. Realizar um primeiro ciclo de digestão de 15 minutos com 3 ml de 100% EB2 oxigenada a 37 ° C. Após o ciclo de digestão, recolher a solução contendo os primeiros miócitos dissociadas num tubo de 15 ml e dilui-se a suspensão de células com 12 ml de solução fria KB. Guarde o apartamento tubo à temperatura ambiente.
8. Diluir a solução EB2 restante com uma quantidade igual de DB, a fim de reduzir pela metade a concentração de colagenase V para os seguintes ciclos de digestão.
9. Realizar outras cinco ciclos de 12 min de digestão com 3 ml EB2 a 37 ° C; depois de cada um deles recolher de miócitos contendo tampão, num tubo cónico de 15 ml ediluir com 12 ml de solução KB. Armazenar as 6 células contendo os tubos à temperatura ambiente durante 30 min.

4. Resuspensão Celular e Ca ^{2 +} Readaptação

1. Adicionar 1 mg / ml de albumina de soro bovino (BSA) a 20 ml de tampão de Ca ^{2 +-Tyrode} livre (TB). Filtrar a solução.
2. Centrifugar os seis miócitos contendo tubos cônicos a 100 xg por 5 min para forçar miócitos para resolver. Remover o sobrenadante e ressuspender as células em cada um dos tubos com uma quantidade variável (1-3 ml, dependendo do rendimento) de BSA contendo TB, à TA.
3. Aumentar gradualmente a concentração de ^{Ca2 +} na célula contendo tampão através da adição de pequenas alíquotas de 100 mmol / L de solução de CaCl _2. Na primeira e na segunda etapas concentração de ^{Ca2 +} é elevado até 50 pmol / L e 100 pmol / L, respectivamente. Os seguintes passos de Ca ^{2 +} de adição são realizadas a cada 5 min e a concentração é aumentada em 100 mmol / L em cada passo toa concentração final de 0,9 mmol / L.
4. Avaliar o rendimento do processo de isolamento. Transferir 0,5 ml de solução contendo miócitos para a câmara de fundo de vidro de microscópio. Avaliar 15 campos do microscópio em 10x objetivo e calcular a percentagem de miócitos saudáveis ​​(por exemplo, em forma de bastonetes com estrias claras e sem inclusões significativas, Figura 2). O rendimento previsto é de cerca de 20%.

5. Avaliação Funcional de isolado cardiomiócitos.

O protocolo a seguir é um exemplo de avaliação funcional cardiomiócitos humano, incluindo gravações simultâneas de potenciais de ação e Ca ^{2 +} intracelular fluxos.

1. Preparar a solução de pipeta (PS) para experimentos de patch clamp na configuração de patch perfurado. A solução pode ser armazenada a -20 ° C durante até 3 meses.
2. Adicionar 1,8 mmol / L de CaCl ₂ a ² Ca tampão Tyrode ⁺ livre (TB). Use esta solução para superfusão de cardiomiócitos durante as experiências braçadeira patch / fluorescência.
3. Transferir 1 ml de suspensão de células para um tubo de 1,5 ml e adicionam-se 10 mmol / L e 10 ul Fluoforte Concentrado carga de potência. Incubar durante 30 minutos à temperatura ambiente. Em seguida, defina o tubo na posição vertical e deixar a célula de se contentar com 5 min; ressuspender as células em Ca ^{2 +} contendo TB.
4. Transferir 0,25 ml de suspensão de células para um pequeno (0,5 ml), temperatura controlada microscópio montado câmara de registo, superfundidas por gravidade com um sistema microperfusor aquecido a uma taxa de fluxo de 0,3 ml / min (temperatura: 37 ± 0,5 ° C).
5. Usando um puxador de micropipeta, preparar pipetas de fixação de membranas com um diâmetro de ponta de 3-5 um e uma resistência de 3 a 4,5 M, quando cheio com o PS.
6. Adicionar anfotericina B para um lote de PS (250 ug / ml) e usá-lo para preencher os eléctrodos.
7. Selecione uma célula em forma de haste com estrias claras, desprovido de inclusões, form o selo giga e esperar de 5 a 10 min, até que a resistência de acesso for inferior a 20 mohms.
8. Provocar potenciais de ação no modo de fixação de corrente usando pulsos de curta duração (<3 ms) em diferentes frequências de estimulação (0,2 Hz, 0,5 Hz e 1 Hz, 1 min em cada freqüência). Durante a fase de gravação, ligar a iluminação de campo claro a 492 ± 3 nm e detectar Fluoforte fluorescência em 505-520 nm. Adquirir fluorescência e potencial de membrana usando sinais Digidata 1440A e 10,0 software pClamp. Repita a seqüência de gravação várias vezes, se necessário; no entanto, manter o tempo total de gravação inferior a 15 min, para cada célula.

Resultados

O método descrito acima foi utilizado para caracterizar as anormalidades funcionais de cardiomiócitos isolados do septo interventricular de pacientes com cardiomiopatia hipertrófica (CMH) que se submeteram à operação miectomia, em comparação com pacientes não falhando não hipertróficas cirúrgicos ^21. Os resultados contidos nesta secção são derivados de trabalho ²¹ e que são mostrados aqui como um exemplo de como esta técnica pode ser utilizada para caracterizar as alterações da f...

Discussão

Nós descrevemos e validado um método para isolar os miócitos viáveis ​​a partir de amostras cirúrgicas do miocárdio ventricular humano. A partir de protocolos descritos anteriormente que tinham sido usados ​​com sucesso para células isoladas a partir de amostras cirúrgicas atriais, a técnica para permitir a separação de miócitos viáveis ​​individuais de miocárdio ventricular doente foi desenvolvido e afinado. Os primeiros relatos mostraram que o isolamento dos cardiomiócitos individuais de ped...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Potassium phosphate monobasic (KH2PO4)	Sigma-Aldrich	P9791
Magnesium sulfate heptahydrate(MgSO4*7H2O)	Sigma-Aldrich	M1880
HEPES	Sigma-Aldrich	H3375
Adenosine	Sigma-Aldrich	A9251
D-(+)-Glucose	Sigma-Aldrich	G8270
Mannitol	Sigma-Aldrich	M4125
Taurine	Sigma-Aldrich	T0625
Potassium hydroxide (KOH)	Sigma-Aldrich	P5958
Sodium chloride (NaCl)	Sigma-Aldrich	S7653
Potassium chloride (KCl)	Sigma-Aldrich	P9333
Sodium phosphate dibasic (Na2HPO4)	Sigma-Aldrich	S7907
Sodium bicarbonate (NaHCO3)	Sigma-Aldrich	S6297
Potassium bicarbonate (KHCO3)	Sigma-Aldrich	237205
Sodium pyruvate	Sigma-Aldrich	P2256
2,3-Butanedione monoxime	Sigma-Aldrich	B0753
Sodium hydroxide(NaOH)	Sigma-Aldrich	S8045
L-Glutamic acid monopotassium salt monohydrate	Sigma-Aldrich	49601
Pyruvic acid	Sigma-Aldrich	107360
3-Hydroxybutyric acid	Sigma-Aldrich	166898
Adenosine 5′-triphosphate dipotassium salt dihydrate (K2-ATP)	Sigma-Aldrich	A8937
Creatine	Sigma-Aldrich	C0780
Succinic Acid	Sigma-Aldrich	S3674
Ethylene glycol-bis(2-aminoethylether)-N,N,N′,N′-tetraacetic acid (EGTA)	Sigma-Aldrich	E0396
Albumin from bovine serum	Sigma-Aldrich	A0281
Magnesium chloride (MgCl2)	Sigma-Aldrich	M8266
Collagenase from Clostridium histolyticum, Type V	Sigma-Aldrich	C9263
Proteinase, Bacterial, Type XXIV	Sigma-Aldrich	P8038
Calcium chloride solution, ~1 M in H2O	Sigma-Aldrich	21115
Calcium chloride 0.1 M solution	Sigma-Aldrich	53704
Potassium methanesulfonate	Sigma-Aldrich	83000
FluoForte Reagent	Enzo Life Sciences	ENZ-52015
Powerload concentrate, 100X	Life Technologies	P10020
Perfusion Fast-Step System	Warner Instruments	VC-77SP
Amphotericin B solubilized	Sigma-Aldrich	A9528
Multiclamp 700B patch-clamp amplifier	Molecular Devices
Digidata 1440A	Molecular Devices
pClamp10.0	Molecular Devices
Digestion Device	CUSTOM	CUSTOM	The device is custome made in our laboratory using plastic tubes, cast Sylgard and a motor; it is described in detail in Figure 1C-1D and in Figure7. We can provide further details if requested.
Silicone elastomer for the digestion device's brushes	Dow Corning	SYLGARD® 184
Variable speed rotating motor for the digestion device	Crouzet	Crouzet 178-4765
Mold for brushes casting	N.A.	N.A.	The mold is custom made from standard PTFE 2.5 cm diameter rods.