Aqui, empregamos HD-MEA para nos aprofundarmos na dinâmica computacional de conjuntos neuronais de grande escala, particularmente em hipocampo, circuitos de bulbos olfativos e redes neuronais humanas. A captura da atividade espaço-temporal, combinada com ferramentas computacionais, fornece insights sobre a complexidade do conjunto neuronal. O método melhora a compreensão das funções cerebrais, potencialmente identificando biomarcadores e tratamentos para distúrbios neurológicos.
Redes neuronais em larga escala e seus complexos microcircuitos distribuídos são essenciais para gerar percepção, cognição e comportamento que emergem de padrões de atividade neuronal espaço-temporal. Esses padrões dinâmicos que emergem de grupos funcionais de conjuntos neuronais interconectados facilitam cálculos precisos para processar e codificar informações neurais em multiescala, impulsionando assim funções cerebrais superiores. Para investigar os princípios computacionais da dinâmica neural subjacentes a essa complexidade e investigar o impacto multiescala dos processos biológicos na saúde e na doença, gravações simultâneas em larga escala tornaram-se instrumentais. Aqui, um arranjo de microeletrodos de alta densidade (HD-MEA) é empregado para estudar duas modalidades de dinâmica neural - circuitos de bulbo hipocampal e olfatório de fatias cerebrais de camundongos ex-vivo e redes neuronais de culturas de células in vitro de células-tronco pluripotentes induzidas por humanos (iPSCs). A plataforma HD-MEA, com 4096 microeletrodos, permite gravações não invasivas, multi-site e sem rótulos de padrões de disparo extracelular de milhares de conjuntos neuronais simultaneamente em alta resolução espaço-temporal. Esta abordagem permite a caracterização de várias características eletrofisiológicas de toda a rede, incluindo padrões de atividade de spiking de uma ou várias unidades e oscilações de potencial de campo local. Para examinar esses dados neurais multidimensionais, desenvolvemos várias ferramentas computacionais incorporando algoritmos de aprendizado de máquina, detecção e classificação automática de eventos, teoria dos grafos e outras análises avançadas. Ao complementar esses pipelines computacionais com esta plataforma, fornecemos uma metodologia para estudar a dinâmica grande, multiescala e multimodal de montagens de células a redes. Isso pode potencialmente avançar nossa compreensão de funções cerebrais complexas e processos cognitivos na saúde e na doença. O compromisso com a ciência aberta e insights sobre a dinâmica neural computacional em larga escala pode melhorar a modelagem inspirada no cérebro, a computação neuromórfica e os algoritmos de aprendizagem neural. Além disso, a compreensão dos mecanismos subjacentes de computação neural em larga escala prejudicada e sua dinâmica de microcircuitos interconectados poderia levar à identificação de biomarcadores específicos, abrindo caminho para ferramentas diagnósticas mais precisas e terapias-alvo para distúrbios neurológicos.
Conjuntos neuronais, frequentemente denominados conjuntos celulares, são fundamentais na codificação neural, facilitando cálculos intrincados para o processamento de informações neurais em multiescala 1,2,3. Esses conjuntos sustentam a formação de redes neuronais expansivas e seus microcircuitos matizados4. Tais redes e seus padrões oscilatórios conduzem funções cerebrais avançadas, incluindo percepção e cognição. Embora uma extensa pesquisa tenha explorado tipos neuronais específicos e vias sinápticas, uma compreensão mais profunda de como os neurônios formam colaborativamente conjuntos celulares e influenciam o processamento de informações espaço-temporais através de circuitos e redes permanece indefinida5.
Cortes cerebrais agudos ex-vivo são ferramentas eletrofisiológicas fundamentais para o estudo de circuitos neurais intactos, oferecendo um ambiente controlado para sondar padrões de atividade oscilatória da função neural, transmissão sináptica e conectividade, com implicações em testes farmacológicos e modelagem de doenças 6,7,8. Este protocolo de estudo destaca dois circuitos cerebrais fundamentais - o hipocampo-cortical (HC), envolvido nos processos de aprendizagem ememória9,10, e o bulbo olfatório (OB), responsável pela discriminação de odores11,12,13. Nessas duas regiões, novos neurônios funcionais são continuamente gerados pela neurogênese adulta ao longo da vida em cérebros de mamíferos14. Ambos os circuitos demonstram padrões dinâmicos multidimensionais de atividade neural e plasticidade inerente que participam da religação da rede neural existente e facilitam estratégias alternativas de processamento de informações quando necessário15,16.
Modelos de fatias cerebrais agudas e ex-vivo são indispensáveis para aprofundar a funcionalidade cerebral e entender os mecanismos da doença no nível do microcircuito. No entanto, culturas de células in vitro derivadas de redes neuronais de células-tronco pluripotentes induzidas por humanos (iPSCs) oferecem uma avenida promissora de pesquisa translacional, conectando perfeitamente achados de experimentos em animais a potenciais tratamentos clínicos humanos17,18. Esses ensaios in vitro centrados no ser humano servem como uma plataforma confiável para avaliar a toxicidade farmacológica, permitindo a triagem precisa de drogas e promovendo pesquisas sobre estratégias terapêuticas inovadoras baseadas em células19,20. Reconhecendo o papel fundamental do modelo neuronal iPSC, dedicamos o terceiro módulo deste estudo de protocolo para investigar minuciosamente as características funcionais de suas redes derivadas e ajustar os protocolos de cultura celular associados.
Esses módulos neurais eletrogênicos têm sido comumente estudados usando técnicas como imagens de cálcio (Ca2+), gravações de patch-clamp e arranjos de microeletrodos de baixa densidade (LD-MEA). Embora a imagem por Ca2+ ofereça mapeamento de atividade de célula única, é um método baseado em marcação de células dificultado por sua baixa resolução temporal e desafios em gravações de longo prazo. Os DL-MEAs carecem de precisão espacial, enquanto o patch-clamp, por ser uma técnica invasiva de sítio único e trabalhosa, frequentemente apresenta baixa taxa de sucesso 21,22,23. Para enfrentar esses desafios e sondar efetivamente a atividade em toda a rede, registros neurais simultâneos em larga escala têm emergido como uma abordagem fundamental para a compreensão dos princípios computacionais da dinâmica neural subjacente à complexidade cerebral e suas implicações na saúde e na doença24,25.
Neste protocolo JoVE, demonstramos um método de registro neural em larga escala baseado no MEA de alta densidade (HD-MEA) para capturar a atividade neuronal espaço-temporal em várias modalidades cerebrais, incluindo circuitos do bulbo hipocampal e olfatório de cortes agudos de cérebro de camundongo ex-vivo (Figuras 1A-C) e redes neuronais humanas derivadas de iPSC in vitro (Figuras 1D-E), previamente relatadas por nosso grupo e outros colegas26,27,28,29,30,31,32,33,34,35. O HD-MEA, construído sobre a tecnologia CMOS (complementary-metal-oxide-semiconductor), possui circuitos e amplificação no chip, permitindo gravações de submilissegundos em um array de 7 mm2 tamanho36. Essa abordagem não-invasiva captura padrões de disparo extracelular multissítio, livres de marcação, de milhares de conjuntos neuronais simultaneamente usando 4096 microeletrodos em alta resolução espaço-temporal, revelando a intrincada dinâmica dos potenciais de campo local (LFPs) e da atividade de spiking multiunidades (MUA)26,29.
Dada a vastidão dos dados gerados por essa metodologia, um quadro analítico sofisticado é essencial, mas impõe desafios37. Desenvolvemos ferramentas computacionais que englobam detecção automática de eventos, classificação, teoria dos grafos, aprendizado de máquina e outras técnicas avançadas (Figura 1F)26,29,38,39. Integrando o HD-MEA com essas ferramentas analíticas, uma abordagem holística é concebida para investigar a intrincada dinâmica de conjuntos de células individuais para redes neurais mais amplas em diversas modalidades neurais. Essa abordagem combinada aprofunda nossa compreensão da dinâmica computacional em funções cerebrais normais e oferece insights sobre anomalias presentes em condições patológicas28. Além disso, os insights dessa abordagem podem impulsionar avanços na modelagem inspirada no cérebro, computação neuromórfica e algoritmos de aprendizagem neural. Em última análise, este método é promissor em descobrir os principais mecanismos por trás de interrupções de redes neurais, potencialmente identificar biomarcadores e orientar a criação de ferramentas de diagnóstico precisas e tratamentos direcionados para condições neurológicas.
Todos os experimentos foram realizados de acordo com as regulamentações europeias e nacionais aplicáveis (Tierschutzgesetz) e foram aprovados pela autoridade local (Landesdirektion Sachsen; 25-5131/476/14).
1. Fatias cerebrais ex-vivo de circuitos hipocampal-corticais e bulbos olfativos em HD-MEA
2. Rede neuronal humana in-vitro baseada em iPSC em HD-MEA
NOTA: Todos os neurônios iPSC usados neste estudo são obtidos comercialmente (ver Tabela de Materiais). Essas células humanas se diferenciaram de linhagens celulares estáveis de iPS que eram derivadas de sangue periférico humano ou fibroblastos.
3. Registros neurais em larga escala ex-vivo e in vitro com HD-MEAs
4. Análise de registros neurais em larga escala de HD-MEAs
NOTA: Enquanto a etapa 4.1 é específica do software Brainwave, a etapa 4.2 pode ser modificada com base no tipo de dispositivo HD-MEA disponível comercialmente de cada usuário.
Mapeamento espaço-temporal multimodelo e extração de características oscilatórias de disparo
Para quantificar eventos LFP e spike em toda a rede que emergiram de conjuntos neuronais dinâmicos, investigamos padrões de disparo síncronos em larga escala em circuitos HC e OB e redes iPSC humanas. Os circuitos de corte cerebral gravados da etapa 3.2 e as redes iPSC gravadas da etapa 3.3 foram analisados de acordo com as etapas 4.1-4.2 do protocolo. Primeiro, a detecção e denoização de eventos foram realizadas para todos os conjuntos de dados registrados e resolvidas regionalmente de acordo com as especificações do circuito. Em seguida, foram plotados mapeamentos espaciais topográficos pseudocoloridos dos padrões médios de disparo de espículas e LFP em larga escala, rastergramas de eventos detectados e traços representativos de 5-s de formas de onda filtradas (Figuras 3 A-I). O mapeamento topográfico pseudocolorido dos padrões de LFP em larga escala e da taxa de disparo da espícula foi sobreposto às respectivas imagens ópticas capturadas ao microscópio de HC (Figura 3A), OB (Figura 3B) e rede neuronal humana iPSC (Figura 3C). Isso permite a investigação de padrões e respostas oscilatórias individuais e baseadas em rede. Os rastergramas HC e OB contêm contagens de eventos LFP detectadas ordenadas nas camadas DG, Hilus, CA3, CA1, EC e PC do circuito HC e nas camadas ONL, OCx, GL, PL e GCL da rede OB em um compartimento de tempo de 60 s (Figuras 3D,E). O rastergram iPSC humano exibe eventos de pico detectados síncronos da rede cultivada interconectada em um compartimento de tempo de 20 s (Figura 3G). Em seguida, traços de eventos representativos de 5s de locais de gravação HD-MEA em grande escala mostram uma faixa de frequências oscilatórias registradas nos circuitos HC (ou seja, eletrodo selecionado em CA3) (Figura 3G) e OB (ou seja, eletrodo selecionado em GL) (Figura 3H) e atividade de spike bursting multiunidade na rede iPSC humana a partir de quatro eletrodos ativos selecionados no array (Figura 3I). Esses sinais exemplares mostram assinaturas de biossinais, incluindo oscilações LFP de baixa frequência (1-100 Hz) com bandpass filtrado δ, θ, β e γ bandas de frequência; ondulações de ondas agudas (SWR) (140-220 Hz); e alta frequência única e MUA (300-3500 Hz). Finalmente, a análise de densidade espectral de potência (PSD) foi empregada para quantificar simultaneamente a magnitude de potência de uma banda oscilatória específica no circuito HC e OB interligado registrado a partir de HD-MEA (Figuras 3J,K).
Conectoma funcional multimodal em toda a rede
Para inferir a conectividade em larga escala de redes neurais multicamadas a partir de padrões de disparo simultâneo de conjuntos neuronais simultaneamente ativos, a covariância cruzada entre pares de eletrodos ativos em eventos detectados foi calculada de acordo com o passo 4.2.6 do protocolo. Aqui, o coeficiente de correlação foi classificado com base em camadas no circuito HC e OB ou não classificado na rede iPSC e, em seguida, armazenado em uma matriz simétrica. Conectomas funcionais dos circuitos HC e OB foram gerados pela aplicação de causalidade multivariada de Granger e função de transferência dirigida (DTF) para quantificar a influência de uma série temporal sobre outra e avaliar o fluxo direcional de informação dentro dos links correlacionados nas distintas redes. O mapeamento do conectoma de HC (Figura 4A) e OB (Figura 4B) e a visualização da rede foram realizados utilizando o programa Gephi versão 9.2 (https://gephi.org). Restrições de parâmetros semelhantes foram colocadas nos elos funcionais para comparar os circuitos de corte cerebral HC e OB e ilustraram 100 s da conectividade funcional dos eventos LFP detectados. Os nós são dimensionados de acordo com a força do grau com a cor do nó indicando a cor da camada e do link identificando as conexões intra e intercamadas. Conectomas funcionais de redes iPSC humanas foram gerados pela aplicação de filtros espaço-temporais (STF) e limiares de latência dependentes da distância (DdLT) para melhorar a seleção de links significativos e refinar a identificação de conexões significativas aplicando análise de histograma de correlação cruzada filtrada e normalizada (FNCCH). Mapeamento do conectoma de redes iPSC humanas em toda a visualização do chip HD-MEA (Figura 4C) realizado usando Gephi. A cor do nó indica entrada excitatória ou inibitória, e a cor do link identifica as conexões.
Figura 1: Visão geral da plataforma experimental e computacional em HD-MEA em larga escala. (A) Representação esquemática isométrica de nossas plataformas neuroeletrônicas biohíbridas multimodais realizadas com HD-MEA baseado em CMOS para capturar a dinâmica neural de HC, OB e circuitos e redes neuronais iPSC humanas. (B) Fluxo de trabalho esquemático para fatiamento cerebral de camundongos e sua paisagem de trabalho para obtenção de fatias de HC e OB. (C) Representações topográficas dos padrões de disparo em larga escala registrados simultaneamente a partir de todos os cortes HC e OB sobrepostos com as formas de onda extracelulares extraídas às imagens ópticas de corte. (D) Representação esquemática da rede neuronal iPSC obtida de humanos. (E) Micrografias de fluorescência mostrando c-fos celular e MAP-2 somático/dendrítico de toda a rede neuronal humana no chip HD-MEA (esquerda) combinados com todo o mapa de atividade de disparo médio (direita). (F) Estrutura computacional incluindo análise avançada de dados, mapeamento de conectividade e ferramentas de aprendizado de máquina de IA para analisar dados neurais multidimensionais obtidos de gravações em grande escala em HD-MEAs. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Layouts para espaços de trabalho de preparação e registro de cultura iPSC humana ex-vivo e in-vitro . (A) Fluxo de trabalho esquemático ilustrando a configuração para a preparação de fatias de HC e OB, apresentando as ferramentas e equipamentos necessários em cada espaço de trabalho. (B) Representação esquemática para a preparação da cultura humana iPSC, incluindo as ferramentas e dispositivos necessários. Uma lista completa de materiais está incluída nas etapas 1.2.2, 2.1, 2.2, 3.1.1, 3.3 e na Tabela de Materiais. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Mapeamento e extração de padrões espaço-temporais da dinâmica de redes. (A-C) Mapas espaciais médios de LFP e spike rate, computados em registros de cinco minutos, sobrepostos à imagem luminosa do microscópio. (D-F) Gráficos raster mostrando eventos LFP detectados e denoizados em uma subamostra de dados de 60 segundos e picos em uma subamostra de dados de 20 segundos. (G-I) Extração representativa de traços de forma de onda de um segmento de 5 segundos da subamostra de dados do gráfico raster (destacado em vermelho no gráfico raster), exibido como bandas oscilatórias LFP brutas (1-100 Hz); δ (1-4 Hz), θ (5-12 Hz), β (13-35 Hz) e γ (35-100 Hz) bandas de frequência; SWR (140-220 Hz); e pico de MUA e único de alta frequência (300-3500 Hz). (J,K) Mapas de densidade espectral de potência de LFPs oscilatórios rápidos e lentos (1-100 Hz) e SWR (140-220 Hz). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Organização de conectomas funcionais multimodais em rede. (A-C) Mapas Gephi ilustrando a conectividade funcional nodal, onde os nós correspondem a uma das legendas de barra de cores de exemplo (abaixo), enquanto os links (ou bordas) são sombreados para corresponder aos nós de conexão. Legendas de exemplo para (A) HC, (B) OB e (C) camadas iPSC são exibidas em uma matriz 64 x 64. As camadas HC e OB são plotadas em um compartimento de tempo de 100 s para reduzir efetivamente o número de nós visíveis e links para fins de visualização. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Tabela 1: Soluções para preparação de fatias cerebrais e meios para culturas neuronais iPSC. (A) Solução de corte com alto teor de sacarose para preparação de fatias cerebrais ex-vivo. (B) solução de gravação de aCSF para preparação e gravação de fatias cerebrais ex-vivo. (C-D) Protocolo de mídia iPSC neuronal humano, onde (C) é a mídia completa BrainPhys usada para descongelamento celular, revestimento de chip HD-MEA e manutenção HD-MEA cultivada, e (D) a mídia pontilhada usada para revestimento celular HD-MEA. Clique aqui para baixar esta tabela.
Tabela 2: Solução de problemas comuns de aquisição de gravação HD-MEA. Uma lista de problemas comuns, suas causas potenciais e soluções de solução de problemas relacionadas a chips HD-MEA, plataforma de gravação, ruído do sistema e software. Clique aqui para baixar esta tabela.
A intrincada dinâmica da atividade neuronal espaço-temporal, emergindo de conjuntos neuronais interconectados, tem sido um assunto de intriga na neurociência. Metodologias tradicionais, como patch-clamp, MEA padrão e imagens de Ca2+, forneceram insights valiosos sobre a complexidade cerebral. No entanto, eles muitas vezes falham em capturar a dinâmica computacional abrangente em toda a rede 21,22,23. O protocolo técnico da plataforma HD-MEA, conforme detalhado neste estudo JoVE, representa um salto significativo, oferecendo uma visão panorâmica da dinâmica neural em diversas modalidades, desde montagens celulares até redes expansivas (i.e., fatias cerebrais agudas ex-vivo de camundongos e redes iPSC humanas in vitro)26,29,30,32.
Cortes cerebrais agudos ex-vivo de camundongos têm sido uma ferramenta fundamental na pesquisa neuronal, facilitando investigações moleculares e em nível de circuito 6,7. No entanto, o desafio de manter a viabilidade tecidual tem sido um gargalo persistente. O protocolo delineado neste estudo introduz modificações críticas para otimizar a qualidade e longevidade dessas fatias para explorar seus benefícios na plataforma HD-MEA. Esse protocolo ressalta a importância de: - i) Uniformidade de corte, para a qual o uso de vibratomo é preferido em relação a um picador de tecido devido à sua precisão e minimização do dano tecidual, apesar do trade-off de tempos de corte mais longos. ii) Garantir a carbogenação constante durante todo o processo, desde a extração até o registro, para manter a viabilidade do tecido. iii) Regular a temperatura e permitir um tempo adequado de recuperação antes do registro. iv) Utilizar um bloco ou molde de agarose para estabilizar o cérebro, evitar rasgos e minimizar o contato com a cola. v) Manter as taxas de fluxo ideais de aCSF carbogenadas dentro do reservatório HD-MEA para garantir a saúde do corte, evitando problemas como desacoplamento, ruído e deriva (Tabela 2).
Tanto para fatias cerebrais de camundongos quanto para preparações iPSC humanas, o aumento do acoplamento eletrodo-tecido é fundamental 30,46,47. Nosso protocolo ressalta a importância da utilização da molécula promotora de adesão Poly-dl-ornitina (PDLO). Essa molécula não só aumenta a área de superfície para detecção de sinais elétricos, mas também aumenta a condutividade elétrica46. Ao fazer isso, promove a adesão celular, o crescimento e o desenvolvimento de propriedades funcionais da rede. Tal otimização desempenha um papel fundamental no aumento da eficácia da plataforma HD-MEA. Isso, por sua vez, garante análises precisas e consistentes de conectomas ex-vivo e in vitro em microescala e suas sequências de disparo espaço-temporal. Notavelmente, PDLO demonstrou superar outros substratos como polietilenoimina (PEI) e poli-l-ornitina (PLO) na promoção de atividade de disparo espontâneo e responsividade a estímulos elétricos em culturas neuronais. Além disso, o PDLO tem sido usado para funcionalização de superfície no HD-MEA e demonstrou melhorar a interface de acoplamento eletrodo-corte e aumentar a relação sinal-ruído em ambos os cortes de OB e HC26,29. A adição de uma âncora de platina personalizada aumenta ainda mais o acoplamento da interface eletrodo-fatia, levando a gravações com uma relação sinal-ruído mais alta.
A utilização de HD-MEA para fatias cerebrais de camundongos ex-vivo e redes iPSC humanas in vitro introduz um método hábil em explorar dinâmicas extensas, multiescalares e multimodais. Essa abordagem inovadora, no entanto, traz desafios consideráveis, especialmente no gerenciamento de dados 48,49,50,51. Uma única gravação HD-MEA adquirida a 18 kHz/frequência de amostragem do eletrodo gera impressionantes 155 MB/s de dados. O volume de dados aumenta rapidamente ao considerar várias fatias, diversas condições farmacológicas ou períodos de registro prolongados. Esse influxo de informações exige infraestruturas de armazenamento robustas e ferramentas computacionais avançadas para um processamento simplificado. A capacidade da plataforma HD-MEA de coletar simultaneamente dados de milhares de conjuntos neuronais é um benefício e um obstáculo. Ele fornece insights supremos sobre a dinâmica computacional das funções cerebrais, mas também requer uma estrutura analítica refinada. Neste protocolo JoVE, fornecemos exemplos de estratégias computacionais, incluindo detecção de eventos em larga escala, classificação, teoria de grafos, análise de frequência e aprendizado de máquina. Esses métodos ressaltam os esforços intensivos feitos para enfrentar os desafios da análise de dados neurais complexos. No entanto, ainda há espaço considerável para o desenvolvimento de ferramentas computacionais mais avançadas para analisar esses conjuntos de dados neurais multidimensionais. Armado com as ferramentas e metodologias apropriadas, o potencial da plataforma HD-MEA é ampliado, oferecendo insights profundos sobre os meandros das funções cerebrais em condições saudáveis e patológicas.
Em essência, a plataforma HD-MEA, quando integrada com os protocolos detalhados e ferramentas computacionais discutidas, oferece uma abordagem transformadora para entender o intrincado funcionamento do cérebro. Ao capturar dinâmicas em larga escala, multiescala e multimodais, ele fornece insights inestimáveis sobre processos como aprendizagem, memória e processamento de informações. Além disso, sua aplicação em redes iPSC humanas in vitro tem o potencial de revolucionar a triagem de drogas e a medicina personalizada. No entanto, embora essa plataforma represente um avanço significativo na pesquisa em neurociência, é crucial reconhecer e abordar os desafios técnicos inerentes. Com o refinamento contínuo e a integração de ferramentas computacionais avançadas, a plataforma HD-MEA está pronta para inaugurar uma nova era de ferramentas de diagnóstico precisas, a identificação de biomarcadores específicos e terapias-alvo para distúrbios neurológicos.
Os autores declaram não ter interesses concorrentes ou financeiros.
Este estudo foi financiado por fundos institucionais (DZNE), pela Associação Helmholtz dentro do Fundo de Validação Helmholtz (HVF-0102) e pela Dresden International Graduate School for Biomedicine and Bioengineering (DIGS-BB). Também gostaríamos de agradecer à plataforma para testes comportamentais em animais da DZNE-Dresden (Alexander Garthe, Anne Karasinsky, Sandra Günther e Jens Bergmann) por seu apoio. Gostaríamos de reconhecer que uma parte da Figura 1 foi criada usando a plataforma BioRender.com.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
150 mm Glass Petri Dish | generic | generic | Brain Preparation Workspace, Brain Slice Recording Workspace |
0.22 μm Sterile Filter Unit | Assorted | Assorted | Assorted |
90 mm Plastic Culture Dish | TPP | 93100 | Brain Preparation Workspace, Brain Slice Recording Workspace |
Agarose | Roth | 6351.5 | Brain Preparation Workspace |
Agarose Mold | CUSTOM | CUSTOM | Brain Preparation Workspace; Custom designed 3D Printer Design, available upon request |
Aluminum Foil | generic | generic | Brain Extraction Workspace |
Anesthesia chamber | generic | generic | Brain Extraction Workspace; Assorted Beaker, Bedding etc |
Ascorbic Acid | Sigma Aldrich | A4544-25G | Solution Preparation Workspace |
Assorted Beakers | generic | generic | Solution Preparation Workspace; 50 mL |
Assorted Luers | Cole Parmer | 45511-00 | Brain Slice Recording Workspace |
Assorted Volumetric flasks | generic | generic | Solution Preparation Workspace; 500 mL, 1 L |
B27 Supplement | Life Technologies | 17504-044 | BrainXell Commercial Supplier Protocol |
BDNF | Peprotech | 450-02 | BrainXell Commercial Supplier Protocol |
Biological Safety Cabinet with UV Lamp | Assorted | Assorted | HD-MEA Coating, Plating, Mainainance Workspace |
BrainPhys Neuronal Medium | STEMCELL Technologies | 05790 | CDI, and BrainXell Commerical Supplier Protocol |
Brainwave Software | 3Brain AG | Version 4 | Brain Slice and Human iPSC Recording Workspace |
BrainXell Glutamatergic Neuron Assay | BrainXell | BX-0300 | BrainXell Commercial Supplier Protocol |
CaCl2 | Sigma Aldrich | 21115-100ML | Solution Preparation Workspace |
Carbogen | generic | generic | All Workspaces; 95%/5% O2 and CO2 mixture |
Cell Culture Incubator | Assorted | Assorted | Assorted |
CMOS-based HD-MEA chip | 3Brain AG | CUSTOM | Brain Slice and Human iPSC Recording Workspace |
Conical Tubes, 50 mL, Falcon (Centrifuge Tubes) | STEMCELL Technologies | 38010 | CDI Commerical Supplier Protocol |
Crocodile Clip Grounding Cables | JWQIDI | B06WGZG17W | Brain Slice Recording Workspace |
Curved Forceps | FST | 11052-10 | Brain Extraction Workspace |
DMEM/F12 Medium | Life Technologies | 11330-032 | BrainXell Commercial Supplier Protocol |
Dulbecco’s Phosphate Buffered Saline without Ca2+ and Mg2+ (D-PBS) | STEMCELL Technologies | 37350 | CDI Commerical Supplier Protocol |
Filter Paper | Macherey-Nagel | 531 011 | Brain Preparation Workspace |
Fine Brush | Leonhardy | 773 | Brain Slice Preparation Workspace, Brain Slice Recording Workspace |
Forceps | VITLAB | 67895 | Brain Slice Recording Workspace |
GDNF | Peprotech | 450-10 | BrainXell Commercial Supplier Protocol |
Geltrex | Life Technologies | A1413201 | BrainXell Commercial Supplier Protocol |
Glass pasteur pipette | Roth | 4518 | Brain Slice Preparation Workspace, Brain Slice Recording Workspace |
Glucose | Sigma Aldrich | G7021-1KG | Solution Preparation Workspace |
GlutaMAX | Life Technologies | 35050-061 | BrainXell Commercial Supplier Protocol |
Gravity-based Perfusion System | ALA | VC3-8xG | Brain Slice Recording Workspace |
HD-MEA Recording platform | 3Brain AG | CUSTOM | Brain Slice and Human iPSC Recording Workspace |
Heater | Warner Instruments | TC-324C | Brain Slice Recording Workspace |
Hemocytometer or Automated Cell Counter | Assorted | Assorted | HD-MEA Coating, Plating, Mainainance Workspace |
Hypo Needles | Warner Instruments | 641489 | Brain Slice Recording Workspace |
iCell GlutaNeurons Kit, 01279 | CDI | R1061 | CDI Commerical Supplier Protocol |
Iris Scissors | Vantage | V95-304 | Brain Extraction Workspace |
Isoflurane | Baxter | HDG9623 | Brain Extraction Workspace |
KCl | Sigma Aldrich | P5405-250G | Solution Preparation Workspace |
Laminin | Sigma-Aldrich | L2020 | CDI Commerical Supplier Protocol |
Liquid Nitrogen Storage Unit | Assorted | Assorted | HD-MEA Coating, Plating, Mainainance Workspace |
Magnetic Stirrer | generic | generic | Solution Preparation Workspace |
Metal Screws | Thorlabs | HW-KIT2/M | Brain Slice Recording Workspace |
MgCl2 | Sigma Aldrich | M1028-100ML | Solution Preparation Workspace |
MgSO4 | Sigma Aldrich | 63138-250G | Solution Preparation Workspace |
Microdissection Tool Holder | Braun | 4606108V | Brain Slice Preparation Workspace, Brain Slice Recording Workspace |
Microdissection Tool Needle | Braun | 9186166 | Brain Slice Preparation Workspace, Brain Slice Recording Workspace |
Modular Stereomicroscope | Leica | CUSTOM | Brain Slice Recording Workspace; custom specifications and modifications |
N2 Supplement | Life Technologies | 17502-048 | CDI, and BrainXell Commercial Supplier Protocol |
NaCl | Sigma Aldrich | S3014-1KG | Solution Preparation Workspace |
NaH2PO4 | Sigma Aldrich | S0751-100G | Solution Preparation Workspace |
NaHCO3 | Sigma Aldrich | S5761-500G | Solution Preparation Workspace |
Neurobasal Medium | Life Technologies | 21103-049 | BrainXell Commercial Supplier Protocol |
Optical Cage System | Thorlabs | Assorted | Brain Slice Recording Workspace |
Optical Table w/Breadboard | Thorlabs | SDA7590 | Brain Slice Recording Workspace |
PDLO | Sigma Aldrich | P0671 | HD-MEA Coating, Brain Slice Recording Workspace |
Penicillin-streptomycin, 100x | Thermo Fisher Scientific | 15140-122 | CDI Commerical Supplier Protocol |
Pipette tips | TipONE | S1120-8810 | Brain Slice Recording Workspace |
Pipettors | Assorted | Assorted | Assorted |
Platinum Anchor | CUSTOM | CUSTOM | Brain Slice Recording Workspace |
Polyethylene Tubing | Assorted | Assorted | Brain Slice Recording Workspace |
Pump | MasterFlex | 78018-22 | Brain Slice Recording Workspace |
Razor Blade | Apollo | 10179960 | Brain Preparation Workspace |
Reference Electrode Cell Culture Cap | CUSTOM | CUSTOM | Human iPSC Recording Workspace; Custom designed 3D Printer Design, available upon request |
Rubber Pipette Bulb | Duran Wheaton Kimble | 292000205 | Brain Slice Preparation Workspace, Brain Slice Recording Workspace |
Serological Pipettes, 1 mL, 2 mL, 5 mL, 10 mL, 25 mL | Assorted | Assorted | Assorted |
Slice Recovery Chamber | CUSTOM | CUSTOM | Brain Slice Recovery Workspace; Custom designed 3D Printer Design, available upon request |
Spatula | ISOLAB | 047.06.150 | Brain Preparation Workspace |
Sucrose | Sigma Aldrich | 84100-1KG | Solution Preparation Workspace |
Super Glue | UHU | 358221 | Brain Slice Preparation Workspace |
Surgical Scissors | Peters Instruments | BC 344 | Brain Extraction Workspace |
Tabletop Centrifuge | Assorted | Assorted | Assorted |
TGF-β1 | Peprotech | 100-21C | BrainXell Commercial Supplier Protocol |
Tissue Paper | generic | generic | Brain Extraction Workspace |
Trypan Blue | STEMCELL Technologies | 07050 | CDI Commerical Supplier Protocol |
Upright Microscope | Olympus | CUSTOM | Imaging Workspace; Custom specifications and modifications |
Vacusip | Integra | 159010 | Brain Slice Recording Workspace |
Vibratome | Leica | VT1200s | Brain Slice Preparation Workspace; Includes: Specimen plate, buffer tray, ice tray, specimen plate holding tool, vibratome blade adjusting tool |
Vibratome Blade | Personna | N/A | Brain Slice Preparation Workspace |
Water Bath | Lauda | L000595 | Brain Slice Recovery Workspace |
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