Todos os procedimentos descritos são conduzidos de acordo com os Institutos Nacionais de Saúde as orientações para o cuidado e uso de animais em pesquisa e todos os protocolos de animais foram aprovadas pelo Oregon Health &amp; Science University Animal Care Institucional e Comitê de uso. 1. Preparação cirúrgica <ol><li> Pesar o mouse. O procedimento descrito é realizado em camundongos C57BL / 6 com peso entre 20 e 25 g. A anestesia é induzida em uma caixa de indução usando isoflurano 3-4% e, posteriormente, mantido usando 1,5-2,5% de isoflurano no ar / oxigênio mistura. </li><li> Lubrificar os olhos e posição supina o animal em uma almofada de aquecimento. Imobilizar quatro extremidades com fita. As patas traseiras podem ser gravadas, em uma posição neutra, no entanto, o patas dianteiras devem ser protegidos, tão perto da parede torácica quanto possível para permitir excursão parede cheia no peito durante as compressões torácicas. </li><li> Lubrificar e colocar um sensor de temperatura retal. A temperatura é controlada usando uma almofada de aquecimento e uma lâmpada ligada a um controlador eletrônico de temperatura (Digi-Sense, Cole Parmer, Vernon Hills IL), que é ajustada para manter a 37,0 ° C. Porque é possível que um gradiente de temperatura dentro do animal pode desenvolver durante o estado de ausência de fluxo, é importante que a temperatura ser medidos e controlados perto do órgão de interesse. </li><li> Intubar a traquéia usando um 2,5 cm 22 ga cateter de teflon (INSYTE-W, BD, Franklin NJ) ea extremidade cortada distal de um introdutor angular (Frova Introducer, Cook Medical, Bloomington IN). Outros métodos de intubação traqueal são aceitáveis, porém, o uso do introdutor angular permite um posicionamento adequado do pescoço em uma posição ligeiramente alargado, o que otimiza a exposição cirúrgica para a colocação do cateter intravenosa. O cubo de cateter traqueal é presa com um laço de sutura para o incisivo e mantido com uma leve tensão para imobilizar a cabeça durante as compressões torácicas. </li><li> Mecanicamente ventilar o mouse com um ventilador de roedores ajustado para 140 mL, 150 respirações / minuto. Isto não é ajustada para o peso que este protocolo é sempre realizada em 20-25 g animais. Não excesso de aprofundar a anestesia. Não defina o ventilador para aplicar pressão expiratória final como este prejudica a reanimação. </li><li> Utilizando uma técnica estéril e um microscópio cirúrgico, coloque uma pré-lavada PE-10 cateter na veia jugular. Ambos os lados podem ser usados, mas o uso do lado mais próximo ao operador reduz a chance de deslocamento do cateter durante as compressões no peito ou outras manipulações. 0,5% bupivicaine, 0,1 mL é infitrated em bordas da ferida para controlar a dor pós-operatória. </li><li> Garantir a PE-10 cateter no fechamento da pele com adesivo cirúrgico de cianoacrilato. </li><li> Colocação de eletrodos de ECG subcutâneo e se conectar ao dispositivo de monitoramento. Muita atenção ao caminho do sinal e maximização do sinal em si é fundamental para o sucesso da reanimação. Garantir que todos os fios são fixados para a superfície de funcionamento, minimizar cruzamentos de sinal, e minimizar os isoladores (como o ar em agulhas ocas ou fio flexível) dentro do percurso do sinal. Agulhas sólido ligado a cabo nonstranded pode ser comprado ou feito em laboratório. Uma vez conectado, otimizar o sinal de ECG no monitor. </li></ol> 2. Parada cardíaca <ol><li> Garantir que o mouse é normotérmica, definida como temperatura retal 36,5 º C - 37,5 ° C. Administrar 40 mL de cloreto de potássio à temperatura ambiente 0,5 M por via intravenosa e observar isoelétrico rastreamento no ECG. Ajuste da dose para o peso não é necessária dentro da faixa de 20-25 g. Iniciar o temporizador de prisão. </li><li> Desligue o ventilador. Descontinuar o vapor anestésico. Desligar o aquecimento almofada e qualquer outro equipamento que produz ruídos eletrônicos que possam interferir com a monitorização do ECG. Coloque um cobertor isolante sobre o mouse. </li><li> Temperatura recorde a cada minuto durante a parada cardíaca. Se necessário, uma lâmpada de aquecimento pode ser usado para trazer temperatura central até a faixa normotérmica. Durante a parada cardíaca, preparar material e equipamento (por exemplo, a seringa de adrenalina) para a ressuscitação. A lista pode ser útil para garantir a reanimação ininterrupto, o que é essencial para a sobrevivência. </li><li> Depois de 7 minutos e 30 segundos de parada cardíaca, volte a ligar o ventilador e aumentar a taxa de 180 ciclos / min, mantendo o volume corrente com a configuração pré-parada. </li><li> Aos 8 minutos, iniciar as compressões torácicas em 300 BPM. Artefato de movimento no ECG podem ser usados ​​para julgar taxa de CPR. Compressões torácicas devem ser entregues com o dedo indicador, 5 mm acima do apêndice xifóide e ligeiramente à esquerda da linha média. O peito deve ser comprimido 1/3-1/2 da distância ântero-posterior e recolhimento integral deve ser permitido entre as compressões. Posicionamento dos dedos e da pressão de compressão ideal são absolutamente críticos. Incapacidade de alcançar a sobrevivência neste modelo é quase sempre devido a suboptimal CPR. </li><li> Infundir 0,5 ml de adrenalina, diluída a 15 mcg / mL, nos primeiros 30 segundos de CPR. Dose de adrenalina total é de 8-12 mg. Observar atentamente o ECG para o retorno da circulação espontânea (RCE). Estreitas complexos QRS são vistos entre os artefatos de compressão. ROSC geralmente ocorre entre 90 segundos e dois minutos após o início do CPR. Ressuscitação é abandonado se ROSC não ocorre por 3 minutos. Freqüentes contrações ventriculares e alterações no eletrocardiograma eixo são observados nos primeiros 2 minutos após ROSC, e quase sempre resolver em taquicardia sinusal estável em 2 minutos. </li><li> Registro de tempo total de ressuscitação e dose de adrenalina. Temperatura recorde a cada minuto durante 10 minutos após ROSC. </li><li> Leva EKG pode ser removida quando a respiração espontânea começa, geralmente dentro de 12-15 minutos após ROSC. </li><li> Extubação da traquéia quando a freqüência respiratória espontânea é&gt; 60/min. </li><li> Posicione o mouse em uma gaiola de recuperação em uma superfície de temperatura controlada definido para 37 ° C para o primeiro pós-procedimento horas 2, garantindo acesso fácil a alimentos e água. A gaiola pode então ser movido a norma condições de moradia no pós-operatório quando o mouse está completamente recuperado da anestesia e está ativo. </li></ol> 3. Exsanguination / Perfusão Fixação e Colheita Kidney <ol><li> 24h após CA / CPR, induzir a anestesia com isoflurano 3-4% e seguro do animal em decúbito dorsal sobre uma superfície cirúrgica dentro de um exaustor que é apropriado para uso com formol .. </li><li> Aprofundar a anestesia por aumento gradual da concentração de vapor anestésico para 5% e garantir o mouse está profundamente anestesiados como evidenciado pela cessação da respiração espontânea. </li><li> Realizar uma toracotomia clamshell e desangrar o mouse por punção apical do ventrículo esquerdo cardíaco de acordo com técnicas padrão. </li><li> Através da mesma agulha, administrar 0,9% por infusão lenta. Para acclerate perfusão / exsanguinação, nick aurícula direita com uma tesoura. Realizar uma laparotomia e observar os rins. Quando são branqueados, soro fisiológico pode ser alterado para 4% de formol para fixação. Rins são então incluídos em parafina e corados com Fluoro Jade-B para a quantificação da necrose do epitélio tubular. </li></ol> 4. Resultados representativos: CA quando é induzida, pressão arterial média (MAP) e regionais do fluxo sanguíneo renal gota (RRBCF) para perto de zero e permanecerá estável até a reanimação começa (Figura 1). 24h após CA / CPR, índices séricos de função renal (uréia, uréia e creatinina) estão significativamente elevados em relação ao sham-operado animais. AST / ALT também são elevados, oferecendo evidências de isquemia de corpo inteiro profunda (Figura 2). Neutrófilos gelatinase associados lipocalina (NGAL), um indicador sensível de lesão isquêmica renal é maciçamente 24h upregulated após CA / CPR (Figura 3). Finalmente, fotomicrografias demonstram a necrose, patchy medular típico de lesão renal isquêmica com afinamento do epitélio tubular e preenchimento luminal em hematoxilina e eosina (Figura 4, painel A) e morte celular no epitélio tubular extensa medular quando corados com fluoro-jade B ( Figura 4, painel b). <img src="/files/ftp_upload/3116/3116fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Parada cardíaca induz a perda instantânea de pressão de perfusão, representada aqui como a pressão arterial média (MAP), medido na artéria femoral, resultando em quase completa cessação do fluxo sangüíneo regional renal cortical (RRCBF) durante todo o período de parada cardíaca (sombreado área). Ressuscitação com compressões torácicas e retorna epinefrina MAP ao normal e RRCBF constante sobe no período pós ressuscitação. Reproduzido com permissão da 14. <img src="/files/ftp_upload/3116/3116fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. 24h pós-procedimento, uréia (BUN), creatinina sérica, ea extensão da morte celular tubular são significativamente elevados nos animais submetidos a CA / CPR, em comparação com os animais tratados com um procedimento simulado. CA / CPR induz um insulto pan-organismal isquêmica, aqui evidenciada pela elevação do maciço de função hepática enzimas alanina amino transferase (ALT) e aspartato aminotransferase (AST) no CA / CPR ratos em comparação com animais tratados com sham. <img src="/files/ftp_upload/3116/3116fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3. Western blot realizado com anticorpos policlonais para gelatinase de neutrófilos associada lipocalina (NGAL), um indicador sensível de lesão isquêmica renal. Amostras de urina foram obtidas imediatamente antes (&quot;pre&quot;) e 24 horas depois (&quot;24 horas&quot;) CA / CPR em 4 animais (rotulado a, b, c, d e acima). NGAL é maciçamente upregulated em ratourina após CA / CPR. Reproduzido com permissão da 14. <img src="/files/ftp_upload/3116/3116fig4.jpg" alt="Figura 4" /> Figura 4. A) Hematoxilina e eosina de uma pequena seção de eixo hilar 24h tecido renal após CA / CPR. Há dano irregular, mas claro para medular e corticomedular túbulos com tubular entupimento. Setas apontam para túbulos danificado com núcleos, inchada picnóticos na junção córtico-medular. B) Flouro-jade B mancha de uma mesma região no mesmo animal, 24h após CA / CPR. Manchas Fluoro-jade B células necróticas verde brilhante, mostrando necrose corticomedular irregular tubular. Setas apontam para brilhantemente coradas túbulos danificada na junção córtico-medular. Essas descobertas são substancialmente similares aos achados de biópsia renal de humanos que desenvolvem AKI, e ao contrário daqueles produzidos por outros modelos animais de lesão renal aguda.

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Não há conflitos de interesse declarados.

O modelo normotérmica de parada cardíaca e ressuscitação cardiopulmonar em camundongos oferece caminhos múltiplos de avaliação em um modelo que reproduz a fisiopatologia e morfologia da causa clínica mais comum da AKI, de corpo inteiro hipoperfusão. Teste de hipóteses pode ser coadjuvado por acesso a uma panóplia de técnicas de manipulação genética e anatomia bem compreendido e caracterizado e fisiologia do rato de laboratório. Como descrito aqui, a sobrevivência em mãos ex...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nome do reagente </th><th> Companhia </th><th> Número de catálogo </th></tr><tr><td> Cloreto de Potássio </td><td> Abbott Medical </td><td> 06653-5 </td></tr><tr><td> Isoflurano </td><td> Abbott Medical </td><td> 05260-05 (e outros) </td></tr><tr><td> Epinefrina HCl </td><td> Múltiplo </td><td> Múltiplo </td></tr><tr><td> Digi-Sense controlador de temperatura </td><td> Cole-Palmer </td><td> EW-89000-00 </td></tr><tr><td> Angiocath IV Cath </td><td> VWR </td><td> 381134 </td></tr><tr><td> Frova introdutor das vias aéreas em ângulo </td><td> Cozinhar </td><td> G27282 </td></tr><tr><td> Ventilador MicroVent para Ratos </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 733591 </td></tr></tbody></table>

normothermic cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation: a mouse model of ischemia-reperfusion injury

Lesão renal aguda (LRA) é uma comum, altamente letal, complicação de doença grave que tem uma alta mortalidade 1-4 e que é mais frequentemente causada por hipoperfusão de corpo inteiro. 5,6 reprodução bem sucedida de hipoperfusão de corpo inteiro em modelos de roedores foi repleto de dificuldades. 7-9,9,10 Modelos que empregam isquemia focal têm repetidamente demonstrado resultados que não se traduzem em ambiente clínico, e modelos maiores animais que permitem a toda a falta de acesso corpo hipoperfusão para o conjunto de ferramentas completo de manipulação genética possível no mouse. 11,12 No entanto, nos últimos anos um modelo do rato de parada cardíaca e reanimação cardiopulmonar surgiu o que pode ser adaptado para o modelo de LRA. 13 Este modelo reproduz de forma confiável fisiológicas, os resultados funcionais, anatômicos e histológicos observados em clínica AKI , é rapidamente repetitivo, e oferece todas as vantagens de um modelo murino cirúrgico, incluindo o acesso a técnicas de manipulação genética, relativo baixo custo para grandes animais, e facilidade de uso. Nosso grupo tem desenvolvido uma vasta experiência com o uso deste modelo para avaliar uma série de órgãos específicos resultados em AKI 14,15.

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Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Um modelo poderoso para perioperatório e crítica lesão renal aguda relacionada com o cuidado é apresentado. Usando hipoperfusão corpo inteiro induzida por parada cardíaca é possível a quase replicar as alterações histológicas e funcionais do AKI clínico.

Cardiac Arrest normotérmica e Ressuscitação Cardiopulmonar: um modelo do rato de isquemia-reperfusão

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

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