Este trabalho foi financiado pelo Wellcome Trust um projeto de subsídio concedido à DP e GL (089236/Z/09/Z). SG foi apoiado por uma Biotecnologia e PhD Ciências Biológicas Research Council studentship. Agradecemos Matthieu Stahl para o presente tipo de vetor shRNA e Jennifer Shieh para conselhos valiosos sobre neuroblasto nucleofection.

Este procedimento está de acordo com os Regulamentos do Reino Unido O Home Office (Lei procedimentos científicos animal, 1986). Os cientistas devem seguir as diretrizes estabelecidas e aprovadas pelos organismos reguladores animais institucionais e nacionais. 1. Dissecção e dissociação de Rato RMS Neuroblastos <ol><li> Preparar as soluções necessárias para a RMS e dissecção de dissociação: </li></ol> Meio de dissecção (100 ml) Equilibrado solução de Hank Sal (HBSS) - 98,5 ml 5 M de HEPES pH 7,4-0,5 ml Penicilina-estreptomicina (10.000 unidades / ml e 10.000 ug / ml) - 1 ml De meio de dissociação (2 mL) HBSS - 1.760 ml 10x de tripsina (2,5%) - 200 ul DNAse1 (1 mg / ml) - 40 ul Dulbecco meio de Eagle modificado (DMEM) + 10% de Soro Fetal de Vitela (FCS) (40 ml) DMEM -36 ml FCS - 4 ml O meio completo (12 ml) Médias Neurobasal - 11,46 ml B27 Suplemento - 250 mL L-Glutamina (200 mm) - 125 mL Glucose (45%) - 165 ul 2. Filtrar-esterilizar a% de FCS + DMEM a 10 e meio completo e preequilibrate los num 37 ° C / 5% de CO2. <ol><li> Dissecação <ol><li> Sacrifique uma ninhada de ratos P6-P7 (cerca de 12 filhotes) por deslocamento cervical e decapitar com uma tesoura. </li><li> Faça uma incisão ântero-posterior na pele ao longo da sutura médio-sagital do nariz para o cerebelo com uma lâmina de bisturi. Descasque a pele fora e repetir a mesma incisão ao longo do crânio. </li><li> Remova cuidadosamente as abas cranianos com uma pinça e retire cuidadosamente o cérebro com uma espátula, tendo o cuidado de incluir os bulbos olfatórios. </li><li> Corte o terceiro mais caudal do cérebro e descartá-lo. </li><li> Pique ªe tecido cerebral em 1,4 milímetros de espessura, utilizando cortes coronais um helicóptero tecido. </li><li> Coloque as fatias em pratos contendo meio de dissecção fria e cuidadosamente separá-los usando uma agulha. </li><li> O RMS aparece como um triangular, a área translúcida no centro de seções OB e como uma pequena área circular em mais fatias cerebrais caudais. Corte as RMS fora de cada fatia com uma faca de microcirurgia, tomando cuidado para evitar a inclusão de tecido circundante. Em P7 filhotes de rato, geralmente as ~ 8 fatias mais rostral (incluindo OB) contêm os RMS. </li><li> Colete os fragmentos RMS com uma pipeta Pasteur de plástico e coloque-os em um pequeno prato contendo meio de dissecção fria no gelo. </li><li> Quando o esvaziamento está completo, os fragmentos de RMS transferir para um tubo de 15 ml com uma pipeta de plástico. Deixar fragmentos para assentar no fundo do tubo. </li></ol></li><li> Dissociação <ol><li> Substituir o meio de dissecção com 2 ml de meio de dissociação. </li><li> Triturar os fragmentos RMS delicadamente pipetting a suspensão fragmento cima e para baixo cerca de 10x com uma pipeta P1000. </li><li> Deixar o tubo com os fragmentos de tecido em um banho de água a 37 C ° durante 2 min. </li><li> Pipetar a solução novamente 10x e assegurar que os fragmentos têm dissociado (a suspensão deve tornar-se turva). </li><li> Inactivar a tripsina adicionando 5 ml de pré-aquecido DMEM + 10% FCS. </li><li> Centrifugar a suspensão de células a 433 xg por 5 min. </li><li> Na alíquota entretanto a quantidade necessária de siRNA / ADN em tubos de Eppendorf (habitualmente 3-5 ug de ADN / shRNA ou siRNA 5-9 oligo ug por nucleofection, no entanto, a quantidade de ADN / siRNA podem requerer optimização). </li><li> Remover o excesso de meio e ressuspender o sedimento de células por pipetagem suave em 5 mL de pré-aquecido DMEM + 10% FCS. </li><li> Realizar uma contagem de células. Esperar ~ 1 x 10 6 células por rato filhote cérebro. Um mínimo de 2,5 x 10 6 células são necessárias para cada nucleofection, enquantoos melhores resultados são obtidos usando 3-4 x 10 6 células por nucleofection. </li><li> Centrifugar a suspensão de células a 433 xg por 5 min. Certifique-se de remover o máximo médio possível. </li></ol></li></ol> 2. Nucleofection <ol><li> Imediatamente ressuspender o pellet celular em ratos (ou o mouse se estiver usando células de camundongo) solução nucleofection neurônio previamente incubada à temperatura ambiente. Use 100 ml por nucleofection Nota:. Normalmente uma ninhada de ratos de 12 filhotes é suficiente para realizar 4 nucleofections e uma ninhada de rato (12 filhotes) é suficiente para realizar 2 nucleofections. </li><li> Transferir 100 ul da suspensão de células a cada tubo de Eppendorf contendo siRNA / ADN e misturar delicadamente 2-3x por pipetagem com pipeta P200. </li><li> Adicionar a amostra (suspensão cell-DNA/siRNA) para a parte inferior do nucleofectioncuvette, tendo cuidado para evitar bolhas de ar. </li><li> Nucleofect usando o programa de G-013 (para células de rato) ou O-005 (paracélulas de camundongo). Uma nucleofection leva cerca de 5 segundos. </li><li> Rapidamente adicionar 1 ml de pré-aquecida de DMEM + FCS a 10% para a amostra nucleofected. </li><li> Repita os passos 2.4 e 2.5 para todas as outras amostras. Nota: para melhores resultados, o procedimento nucleofection todo não deve durar mais do que 5 min. </li><li> Transferir cada amostra para um tubo de 15 ml contendo 5 ml de pré-aquecido DMEM + 10% de FCS utilizando a pipeta de plástico fornecidos pelo estojo nucleofection. Evitar a transferência de quaisquer restos celulares para o tubo. </li><li> Centrifugar as amostras a 433 x g durante 5 min. </li><li> Retire com cuidado todas médio excesso e ressuspender o sedimento em 25-30 mL de pré-aquecido DMEM + 10% FCS, utilizando uma pipeta P20. Não use mais de 30 mL de meio. </li><li> Pipetar a suspensão como uma queda para o lado interior de uma tampa de p35 prato. </li><li> Inverter a tampa sobre o prato de p35 contendo 2 ml de meio completo (ver também a Figura 1). </li><li> Deixar na incubadora (37 ° C / 5% de CO 2) durante pelomenos 5 horas e até 7 horas. Maior tempo de incubação permite melhor reaggregation de grupos de células. </li><li> Transfira as gotas de suspensão da tampa para o meio completo no prato com uma pipeta P1000 com uma ponta de corte. </li><li> Incubar a 37 ° C / 5% de CO2 por 24 horas para nucleofections de DNA e 48 horas para nucleofections siRNA / shRNA. </li></ol> 3. Incorporação <ol><li> Preparar meio completo (25 ml) e preequilibrate que a 37 ° C / 5% de CO 2 durante algumas horas. </li><li> Retire as alíquotas congeladas da matriz da membrana basal de -80 ° C freezer e descongele no gelo no quarto frio. </li><li> Para cada nucleofection preparar um prato 6 centímetros contendo até oito 13 milímetros coverlips estéreis. </li><li> Coloque os pratos em uma caixa de gelo coberto com filme plástico. É importante manter as lamelas fresco para evitar a solidificação da matriz, durante o processo de incorporação. </li><li> Para manter a umidade, coloque uma tira de tecido úmido dentro de uma 15 centímetros prato que wdoente ser usado para armazenar até três pratos seis centímetros contendo os neuroblastos incorporados. </li><li> Adicionar meio completo para a matriz descongelada numa proporção de 1:3. Por exemplo, misturar 40 mL de meio completo com 120 mL de matriz por pipetagem. Esta quantidade de matriz é suficiente para a incorporação de agregados em oito 12 milímetros lamínulas. </li><li> Transferir os cachos de células avaliação reagregada para um tubo de 15 ml e centrifugar a 433 xg durante 5 min. </li><li> Remover o excesso de meio e ressuspender o sedimento em 10 mL de meio completo. </li><li> Coloque 2 mL de suspensão agregado de células em cada lamela estéril e adicionar 18 mL de matriz / mistura meio completo. Use a ponta da pipeta para espalhar a matriz ao longo de toda a lamela. </li><li> Colocar imediatamente o prato 6 centímetros contendo as lamelas em 15 cm de disco e deixar na incubadora (37 ° C / 5% de CO 2) durante 15-20 min. Quando a matriz tem solidificado, adicione delicadamente 5 ml de meio completo a cada seis centímetros tomada prato cuidado para empurrarpara baixo qualquer lamela flutuante com uma ponteira. </li><li> Incubar durante 24 horas a 37 ° C / 5% de CO2 para permitir que os neuroblastos migrar para fora dos agregados celulares. </li></ol> 4. 3D Migração Assay <ol><li> Preparar as soluções necessárias para a imunocoloração. <ol><li> Preparar a solução de bloco: Solução bloco Goat (50 ml) Tampão fosfato (PBS) - 5 ml Soro de cabra - 7,5 ml 10% de Triton X-100 - 1,5 ml BSA - 50 mg H2O - 36 ml </li><li> Filtrar e armazenar a 4 ° C. </li><li> Prepare a solução de fixação: Solução de fixação (100 ml) Paraformaldeído (PFA) - 4 g ATENÇÃO: sempre lidar com PFA sob um capuz Sacarose - 20 g (opcional) PBS até 100 ml </li><li> Sobre uma placa quente e sob agitação constante, dissolve-se o PFA em 80 ml de PBS mantida a 65 ° C. </li><li> Uma vez que a AFP se dissolveu, adiciona-se 20 g de sacarose. </li><li> Ajustar o pH a7,4 (normalmente através da adição de ~ 60 mL de NaOH a 1 M por 100 mL de solução). </li><li> Levar até um volume total de 100 ml com PBS. </li></ol></li><li> Imunocoloração <ol><li> Coloque lamelas numa placa de 24 poços. </li><li> Lavar lamínulas com PBS 2x. </li><li> Corrigir os agregados neuroblastos RMS com solução fixadora por 45 minutos em temperatura ambiente. </li><li> Lavar lamínulas com PBS 3x (5 min / lavagem - em uma plataforma de balanço). </li><li> Bloco para 30-60 min com solução bloco cabra. </li><li> Dilui-se os anticorpos primários em solução de bloqueio de cabra e incubar durante a noite a 4 ° C. (Se desejar, faloidina fluorescente (1:400) e corante Hoechst (1:10.000) pode também ser adicionado à solução do anticorpo primário para visualizar actina filamentosa e núcleos). </li><li> Lavar lamínulas com PBS 3x (5 min / lavagem). </li><li> Dilui-se anticorpos secundários, em solução de bloqueio de cabra e incubar durante 2 horas à temperatura ambiente. </li><li> Enxágüe coverslips com PBS 3x (5 min / lavagem) </li><li> Monte lamelas com meio de montagem fluorescente e deixar secar durante a noite à temperatura ambiente. </li></ol></li><li> Análise migração <ol><li> Capturar imagens de agregados neuroblastos fixos RMS com um microscópio fluorescente usando uma objetiva de 10X. Incluir uma barra de escala de uma imagem de amostra. </li><li> Para configurar a escala para quantificação, medir a barra de escala na imagem selecionando a ferramenta &quot;Reta&quot; na barra de ferramentas ImageJ. </li><li> Escolha a opção &quot;Analisar&quot; e clique em &quot;definir a escala &#39;. </li><li> Na janela de escala definir a &#39;distância conhecida &quot;e marque a caixa&#39; global &#39;para manter as mesmas configurações para todas as medições. </li><li> Use a ferramenta &quot;linha segmentada&quot; na barra de ferramentas ImageJ para medir a distância a partir da borda do agregado para o mais neuroblasto migraram em seis setores diferentes em torno de todo o agregado (Figura 3B). Considere apenas isolado agagregações perenes para análise. </li><li> Calcule uma distância média de migração dos seis valores obtidos para cada agregado. </li><li> Medir 10-20 agregados para cada condição em cada experimento e piscina independentes resultados de um mínimo de três experimentos independentes. Sempre inclua um controle nucleofection (eg. GFP ou um sh controle / siRNA). </li></ol></li></ol>

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A., Bordey, A., lique, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neonatal+Subventricular+Zone+Electroporation.">Neonatal Subventricular Zone Electroporation.</a> J. Vis. Exp. , e50197 (2013).</li></ol>

Os autores não têm nada a revelar.

A migração de neuroblastos ao longo das RMS para o local final no OB é um passo fundamental na neurogênese pós-natal. No entanto, os mecanismos moleculares que controlam este processo complexo estão longe de ser totalmente compreendido. O procedimento experimental descrito aqui permite o estudo de migração neuroblastos in vitro. Nós adaptamos um protocolo publicado anteriormente para isolar RMS neuroblastos de rato pós-natal precoce ou rato 25. Para obter melhores resultados, é importante dominar o passo de dissecção, uma vez que é crucial para manter o intervalo de tempo entre a dissecção e nucleofection a um mínimo. Após nucleofection, neuroblastos podem ser avaliação reagregada, embebido numa matriz tridimensional e da esquerda para a migrar ao longo de um período de 24 horas. Alternativamente, para outros fins que a migração (por exemplo, imunofluorescência ou western blot) fins, as células podem ser plaqueadas imediatamente após nucleofection em polyornithine/laminin-lamelas revestidas, onde sobrevivem até 4-5 dias. O rato eo rato neuroblastos migram em Matrigel a um nível semelhante, porém células de camundongo parecem ter uma tendência mais forte para migrar em cadeias do que as células de ratos. Dependendo do objetivo do estudo, neuroblastos pode ser nucleofected com diferentes plasmídeos que codificam proteínas fluorescentes ou proteínas do tipo / mutante selvagens de interesse. Para óptimas plasmídeos de expressão de proteínas com um promotor CAG (promotor β-actina com intensificador de CMV e-globina β cauda poli-A) 26, são altamente recomendadas. Além disso, oligos de siRNA ou shRNA podem ser nucleofected a knockdown alvos de interesse. Depleção eficaz de proteína pode ser visualizada por imunofluorescência ou por Western blot (geralmente lise agregados embutidos de 1 cria de rato com 50 ul de tampão de lise padrão). Nucleofection é um método relativamente simples para transf neuroblastos primários, oferece uma alternativa mais fácil e rápido a viral transfecção mediada por vetor, e pode alcançar alta (~ 70-80%) a eficiência de transfecção. É crítico para trabalhar rapidamente durante o processo de nucleofection, desde que deixou neuroblastos na solução nucleofection durante um tempo prolongado reduz drasticamente a viabilidade celular. O rendimento celular médio RMS de dissecção é relativamente baixa para os ratinhos P7 (~ 5 x 10 5 células / cérebro) em comparação com ratos P7 (~ 1 x 10 6 células / cérebro) e são necessários pelo menos 3 x 10 6 culas por nucleofection para atingir a transfecção com ~ 50% de eficiência. Além disso, os neuroblastos de rato parece resistir melhor Nucleofection comparação com os neuroblastos de rato. Portanto, os filhotes pós-natal precoce (P6-P7) de ratos pode representar uma fonte neuroblasto conveniente, considerando também que a organização do RMS de ratos e camundongos são muito similar 27 e que a extensão do rato e rato neuroblasto migração in vitro também é comparável. É aconselhável não manter os cachos avaliação reagregada de neuroblastos nucleofected em suspensão por mais de 48 horas para evitar efeitos anormais na morfologia celular e migração (nossas observações não publicadas). O ensaio 3D descrito aqui pode ser utilizado para quantificar a migração de neuroblastos em um ponto de tempo fixo após a incorporação em matriz (por exemplo, 24. Hr). Agregados de tamanhos diferentes podem ser utilizadas na análise, uma vez que não existe uma correlação significativa entre a dimensão dos agregados e a distância de migração (nossas observações não publicadas). Para visualizar e ainda investigar a dinâmica da migração neuroblastos, imagens de lapso de tempo pode ser usado. Recomenda-se para realizar a análise de migração dentro de um intervalo de 24 horas após a incorporação, uma vez que a velocidade de neuroblastos parece diminuir drasticamente a pontos de tempo mais longos (nossas observações não publicadas). &lt;/ P&gt; Existem algumas limitações para este protocolo. Em primeiro lugar, pode nucleofection até agora ser usado para início neuroblastos roedores pós-natal, enquanto que a infecção com vetores virais continua a ser o método de transfecção mais eficiente para neuroblastos adultos 28. Em segundo lugar, o ensaio de migração in vitro não reproduzem integralmente a complexa arquitetura dos RMS observados in vivo. Com efeito, embora neuroblastos manter a capacidade de migrar de uma forma semelhante aos seus congéneres in vivo, na configuração experimental descrito aqui eles não têm interações com outros componentes do RMS, como astrócitos e vasos sanguíneos, que também contribuem para regular a motilidade 9,29, 30. Esse problema pode ser abordado no futuro através da optimização de sistemas modelo de co-cultura tridimensionais. Em conclusão, combinando nucleofection com um ensaio de migração 3D representa uma ferramenta valiosa para compreender melhor os mecanismos moleculares subjacentesmigração neuroblastos. Este procedimento experimental fornece um método inicial, rápido e relativamente simples para avaliar o papel dos reguladores candidatos da migração neuroblastos, que pode ainda ser validadas por outras abordagens, como in vivo eletroporação pós-natal e lapso de tempo de imagem do cérebro culturas fatia 28,31,32 .

No pós-natal dos mamíferos cérebro, geração de novos neurônios (neurogênese) ocorre ao longo da vida e é restrita a dois nichos neurogênicos: a zona subventricular (SVZ) dos ventrículos laterais ea zona subgranular do giro denteado do hipocampo 1. Vários estudos recentes têm demonstrado o importante papel da neurogênese adulta no sentido de facilitar as tarefas de aprendizagem e memória 2,3. Além disso, a evidência da proliferação e recrutamento de células progenitoras neurais após lesão cerebral 4-7 levanta a possibilidade de ativação farmacológica da neurogênese no reparo neural. Neurogênese pós-natal é estritamente regulada em todas as suas fases, que incluem a proliferação neural progenitor, migração, diferenciação, sobrevivência e integração sináptica final neurônios recém-nascidos 8. Progenitores neurais (neuroblastos) derivadas de células-tronco no ZSV migrar a uma grande distância através da migratório rostralcorrente (RMS) para o bulbo olfatório (OB) onde amadurecem em neurônios funcionais 9. Neuroblastos migratórios são predominantemente unipolar, com um corpo de célula alongada que se estende de um único processo de liderança. Estas células se movem em cadeias de uma forma coletiva, deslizando umas sobre as outras 10. A migração é um passo crucial para a maturação posterior dos progenitores ZSV derivados em neurônios funcionais 11 e é controlado por múltiplos fatores e moléculas de orientação incluindo: molécula de adesão da célula neural polissialilados (PSA-NCAM) 12, Efrinas 13, 14 integrinas, Slits 15, fatores de crescimento de 16 e 17 de neurotransmissores, no entanto os mecanismos moleculares subjacentes a este processo não são completamente compreendidos. A investigação das vias de sinalização intracelular que regulam a migração de neuroblastos não só fornecer uma melhor compreensão da neurogénese adulto, mas também contribuir para o desenvolvimento da nova terapêuticaabordagens para promover a reparação do cérebro. Este manuscrito descreve um protocolo detalhado para estudar o papel de reguladores de candidatos de migração neuroblastos in vitro utilizando nucleofection e um ensaio de migração 3D. Nucleofection é uma técnica de transfecção de células com base em um método melhorado de electroporação. Corrente elétrica de tipo específico de célula e solução nucleofection permitir a transferência de macromoléculas polianiónicos como o DNA e shRNA vetores e oligonucleotídeos siRNA diretamente no núcleo da célula e permitir a transfecção de dividir lentamente ou mitose de células inativas como embrionárias e mamíferos neurônios 18. Este método é rápido, relativamente fácil de realizar e resulta em transfecção altamente reprodutível de uma ampla gama de tipos de células, incluindo os neuroblastos primários e neurónios 19-21. A dissociação de tecido RMS permite o isolamento de neuroblastos migradoras, que podem ser nucleofected com êxito com DNA / SHRVetores de NA ou oligos siRNA alvo genes de interesse. Após nucleofection, neuroblastos estão em avaliação reagregada pendurado gotas e, posteriormente, incorporado em uma matriz de Matrigel tridimensional. Estas condições permitem neuroblastos a migrar para fora dos agregados de células sintetizando o modo de migração observada in vivo, proporcionando assim um sistema modelo excelente para investigar as vias de sinalização envolvidos na migração de neuroblastos e para avaliar a influência dos tratamentos farmacológicos na mobilidade destas células.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1639">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Hank&#8217;s Balanced Salt Solution (HBSS)</td>
			<td style="width:339px;">Invitrogen Life Technologies</td>
			<td style="width:255px;">14175129</td>
			<td style="width:359px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">HEPES</td>
			<td style="width:339px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td>H3375-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Penicillin-Streptomycin</td>
			<td style="width:339px;">Invitrogen Life Technologies</td>
			<td>15140-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">2.5% Trypsin-EDTA (10x)</td>
			<td style="width:339px;">Gibco</td>
			<td>15090-046</td>
			<td>store 200 &#181;l aliquots at -20 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">DNAse I Vial (D2)</td>
			<td style="width:339px;">Worthington</td>
			<td style="width:255px;">LK003170</td>
			<td>&#8805;1,000 units per vial; store 50 &#181;l aliquots at -20 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Dulbecco Modified Eagle&#39;s Medium (DMEM)</td>
			<td style="width:339px;">Gibco</td>
			<td style="width:255px;">11960-044</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Fetal Calf Serum (FCS)</td>
			<td style="width:339px;">Hyclone</td>
			<td style="width:255px;">SH3007902</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Neurobasal medium</td>
			<td style="width:339px;">Gibco</td>
			<td style="width:255px;">21103-049</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">B27 supplement</td>
			<td style="width:339px;">Invitrogen Life Technologies</td>
			<td>17504044</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">L-Glutamine (200 mM)</td>
			<td>Invitrogen Life Technologies</td>
			<td>25030-081</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">D-(+)-Glucose solution (45%)</td>
			<td style="width:339px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:255px;">G8769</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Matrigel Basement Membrane Matrix, Growth Factor Reduced (GFR), Phenol Red-free, 10 ml, LDEV-Free</td>
			<td style="width:339px;">BD Biosciences</td>
			<td>356231</td>
			<td>prepare 120 &#181;l aliquots at 4 &#176;C, then store at -80 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">PFA</td>
			<td style="width:339px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:255px;">441242</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Sucrose</td>
			<td style="width:339px;">BDH</td>
			<td style="width:255px;">102745C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Goat serum</td>
			<td style="width:339px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:255px;">69023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Triton X-100</td>
			<td style="width:339px;">VWR International Ltd.</td>
			<td style="width:255px;">306324N</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">BSA</td>
			<td style="width:339px;">Fisher Chemical</td>
			<td style="width:255px;">BPE9701-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Dako fluorescence mounting medium</td>
			<td style="width:339px;">Dako</td>
			<td style="width:255px;">S3023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Rat neuron nucleofection kit</td>
			<td style="width:339px;">Lonza</td>
			<td style="width:255px;">VPG-1003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Mouse neuron nucleofection kit</td>
			<td style="width:339px;">Lonza</td>
			<td style="width:255px;">VPG-1001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Microsurgical knife</td>
			<td style="width:339px;">Angiotech</td>
			<td style="width:255px;">7516</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">McIlwain tissue chopper</td>
			<td style="width:339px;">The Mickle Laboratory Engineering Company</td>
			<td style="width:255px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:688px;">Nucleofector II</td>
			<td style="width:339px;">Lonza</td>
			<td style="width:255px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

nucleofection of rodent neuroblasts to study neuroblast migration in vitro

A zona subventricular (SVZ), localizada na parede lateral dos ventrículos laterais desempenha um papel fundamental na neurogénese adulto. Nesta área restrita do cérebro, as células estaminais neurais proliferar e gerar constantemente neuroblastos que migram tangencialmente em correntes ao longo do fluxo migratório rostral (RMS) para atingir o bolbo olfactivo (OB). Uma vez no OB, neuroblastos mudar para migração radial e depois se diferenciar em neurônios maduros, capazes de incorporar a rede neuronal preexistente. Migração adequada neuroblasto é um passo fundamental para a neurogênese, garantindo a correta maturação funcional dos neurônios recém-nascidos. Dada a possibilidade de neuroblastos ZSV derivados para atingir áreas lesionadas do cérebro, investigando os mecanismos intracelulares subjacentes à sua mobilidade não só irá melhorar a compreensão da neurogênese, mas também pode promover o desenvolvimento de estratégias neuroregenerative. Este manuscrito descreve um detalhadoProtocolo para a transfecção de roedor primárias RMS neuroblastos pós-natal e a análise da sua motilidade usando um ensaio de migração 3D vitro recapitula o seu modo de migração observada in vivo. Ambos os neuroblastos de rato e de ratinho podem ser rapidamente e eficientemente transfectadas através nucleofection quer com ADN de plasmídeo, pequeno gancho (sh) ou ARN de interferência curto (si) oligos RNA alvo os genes de interesse. Para analisar a migração, as células são nucleofected avaliação reagregada em &quot;gotas de suspensão&quot; e, posteriormente, incorporado em uma matriz tridimensional. Nucleofection per se não prejudicar significativamente a migração de neuroblastos. O tratamento farmacológico de neuroblastos nucleofected e avaliação reagregada também pode ser realizada para estudar o papel das vias de sinalização envolvidos na migração de neuroblastos.

Os neuroblastos podem ser isolados com sucesso a partir de tecido dissecado de RMS (Figura 1A) e incorporado numa matriz tridimensional. As células isoladas de um ou outro rato ou RMS pós-natal do rato são imunopositivas para marcadores neuroblastos migratórios, como doublecortin (DCX), βIII tubulina ou PSA-NCAM (Figuras 1B-C). Neuroblastos dissociadas podem ser eficientemente nucleofected com o ADN (p. ex. De um plasmídeo que codifica a GFP, Figura 2) ou shRNA (Figura 4) para atingir o esgotamento da proteína, que pode ser avaliada por meio de análise Western blot (Figura 4B) ou imunofluorescência (não mostrado) . Células nucleofected com plasmídeos que codificam para GFP migrar radialmente para fora agregados neuroblastos avaliação reagregada (Figura 3A). Quantificação de relativa distância migrada 24 horas pós incorporação (Figura 3B) não mostra nenhuma diferença na migração entre GFP-posit<html> ive e células, células nonnucleofected GFP-negativas (Figura 3C), indicando que nucleofection por si só não perturbar a migração. Também não há diferença significativa na extensão da migração entre neuroblastos nucleofected e neuroblastos migram directamente para fora de explantes de RMS (dados não mostrados). <img alt="Figura 1" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/50989/50989fig1.jpg" width="500px" /> Figura 1. Dissecção da neuroblastos RMS. (A) Representação esquemática da RMS neuroblasto dissecação. Para uma descrição detalhada, consulte o texto. (B) células RMS isolado de rato são imunopositivas para os fabricantes de neuroblastos migratórios DCX e tubulina βlll. Bar, 20 mM. (C) As células que migram de rato RMS explantes expressar a neuroblasto migratório marcadores DCX e PSA-NCAM. Bar, de 20 um.0989/50989fig1highres.jpg &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; Clique aqui para ver imagem ampliada. <img alt="Figura 2" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/50989/50989fig2.jpg" width="500px" /> Figura 2. Rato neuroblasto nucleofection. Dissociated rato RMS neuroblastos foram nucleofected com Pmax-GFP, avaliação reagregada, embebido numa matriz tridimensional e deixadas migrar durante 6 h. Neuroblastos migram de um grupo de células avaliação reagregada (superior, as imagens de contraste de fase) mostram alta eficiência de transfecção (de fundo, canal GFP fotos). Os painéis coluna da direita mostrar imagens de ampliação superiores correspondentes às inserções destacadas nos painéis coluna da esquerda. Bares, 20 mM. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50989/50989fig2highres.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver a imagem ampliada</a> . <img alt="Figura 3" fo:c<html> -width = ONTEÚDO src &quot;6in&quot; = &quot;/ files/ftp_upload/50989/50989fig3.jpg&quot; width = &quot;500px&quot; /&gt; Figura 3. Ensaio de migração 3D. (A) Rat neuroblastos foram nucleofected com Pmax-GFP (GFP) ou pCAG-IRES-EGFP 22 (EV), avaliação reagregada, encaixado na matriz e deixou para migrar para 24 horas. As células foram então fixadas e imunocoradas para a GFP (verde) e βIII tubulina (vermelho). Bar, a 50 mM. (B) de medição de distância de migração usando ImageJ. O aglomerado de células avaliação reagregada é dividida em 6 setores iguais. A distância entre a borda do cluster (linha a tracejado) e a mais distante das células migraram é medido para cada sector. (C) Quantificação da distância migrada em relação por células, as células nucleofected nonnucleofected (GFP-positiva) e de controlo (GFP-negativo) . <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50989/50989fig3highres.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver a imagem ampliada</a> . <img alt="&lt;/ Html">&quot;Figura 4&quot; fo: content-width = &quot;6 pol&quot; src = &quot;/ files/ftp_upload/50989/50989fig4.jpg&quot; width = &quot;500px&quot; /&gt; Figura 4. Monitoramento de migração neuroblastos após shRNA nucleofection. (A) Rat neuroblastos foram nucleofected com um vector de controlo shRNA (pCA-b-EGFPm5 silenciador 3, que também expressa a EGFP 23) ou o mesmo vector contendo um shRNA alvo fascina, uma proteína de agregação da actina 24. As células foram avaliação reagregada mais de 48 horas, embutido na matriz e deixou para migrar para 24 horas. Agregados foram então fixadas e histoquímica para GFP (verde) e βIII tubulina (vermelho). Bar, a 50 mM. (B) fascina eficaz depleção pode ser detectada 50 horas após shRNA nucleofection por análise de Western blot. A actina é mostrado aqui como um controlo de carga (C) A análise quantitativa da distância de migração relativa mostrando que a depleção fascina prejudica significativamente a migração dos neuroblastos. (Média ± SEM; ** p &lt;0,01, n = 3 experiências independentes). <ahref = &quot;https://www.jove.com/files/ftp_upload/50989/50989fig4highres.jpg&quot; target = &quot;_blank&quot;&gt; Clique aqui para ver imagem ampliada.

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Nucleofection of Rodent Neuroblasts to Study Neuroblast Migration In vitro

Migração neuroblastos é um passo crucial na neurogênese pós-natal. O protocolo aqui descrito pode ser utilizado para investigar o papel dos reguladores de candidatos de migração neuroblastos empregando DNA / RNA pequeno hairpin (shRNA) nucleofection e um ensaio de migração 3D com neuroblastos isolados do roedor pós-natal fluxo migratório rostral.

Nucleofection de roedores Neuroblastos para estudar neuroblasto Migração<em&gt; In vitro</em

The subventricular zone (SVZ) located in the lateral wall of the lateral ventricles plays a fundamental role in adult neurogenesis. In this restricted ...

nucleofection-rodent-neuroblasts-to-study-neuroblast-migration

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Nucleofection of Rodent Neuroblasts to Study Neuroblast Migration In vitro

11.3K visualizações.  King's College London.  Migração neuroblastos é um passo crucial na neurogênese pós-natal. O protocolo aqui descrito pode ser utilizado para investigar o papel dos reguladores de candidatos de migração neuroblastos empregando DNA / RNA pequeno hairpin (shRNA) nucleofection e um ensaio de migração 3D com neuroblastos isolados do roedor pós-natal fluxo migratório rostral. 

Vídeo: Nucleofection of Rodent Neuroblasts to Study Neuroblast Migration In vitro

Nucleofection and Primary Culture of Embryonic Mouse Hippocampal and Cortical Neurons

Hippocampal and cortical neurons have been used extensively to study central nervous system (CNS) neuronal polarization, axon/dendrite outgrowth, and synapse formation and function. An advantage of culturing these neurons is that they readily polarize, forming distinctive axons and dendrites, on a two dimensional substrate at very low densities. This property has made them extremely useful for determining many aspects of neuronal development. Furthermore, by providing glial conditioning for these neurons they will continue to develop, forming functional synaptic connections and surviving for several months in culture. In this protocol we outline a technique to dissect, culture and transfect embryonic mouse hippocampal and cortical neurons. Transfection is accomplished by electroporating DNA into the neurons before plating via nucleofection. This protocol has the advantage of expressing fluorescently-tagged fusion proteins early in development (~4-8hrs after plating) to study the dynamics and function of proteins during polarization, axon outgrowth and branching. We have also discovered that this single transfection before plating maintains fluorescently-tagged fusion protein expression at levels appropriate for imaging throughout the lifetime of the neuron (&gt; 2 months in culture). Thus, this methodology is useful for studying protein localization and function throughout CNS development with little or no disruption of neuronal function.

This protocol outlines the steps required to dissect, transfect via electroporation and culture mouse hippocampal and cortical neurons. Short-term cultures may be used for studies of axon outgrowth and guidance, while long-term cultures can be used for studies of synaptogenesis and dendritic spine analysis.

Nucleofection e Cultura Primária de Neurônios do hipocampo do rato embrionárias e Cortical

Hippocampal and cortical neurons have been used extensively to study central nervous system (CNS) neuronal polarization, axon/dendrite outgrowth, and ...

Neurociência

Vibrodissociation of Neurons from Rodent Brain Slices to Study Synaptic Transmission and Image Presynaptic Terminals

Mechanical dissociation of neurons from the central nervous system has the advantage that presynaptic boutons remain attached to the isolated neuron of interest. This allows for examination of synaptic transmission under conditions where the extracellular and postsynaptic intracellular environments can be well controlled. A vibration-based technique without the use of proteases, known as vibrodissociation, is the most popular technique for mechanical isolation. A micropipette, with the tip fire-polished to the shape of a small ball, is placed into a brain slice made from a P1-P21 rodent. The micropipette is vibrated parallel to the slice surface and lowered through the slice thickness resulting in the liberation of isolated neurons. The isolated neurons are ready for study within a few minutes of vibrodissociation. This technique has advantages over the use of primary neuronal cultures, brain slices and enzymatically isolated neurons including: rapid production of viable, relatively mature neurons suitable for electrophysiological and imaging studies; superior control of the extracellular environment free from the influence of neighboring cells; suitability for well-controlled pharmacological experiments using rapid drug application and total cell superfusion; and improved space-clamp in whole-cell recordings relative to neurons in slice or cell culture preparations. This preparation can be used to examine synaptic physiology, pharmacology, modulation and plasticity. Real-time imaging of both pre- and postsynaptic elements in the living cells and boutons is also possible using vibrodissociated neurons. Characterization of the molecular constituents of pre- and postsynaptic elements can also be achieved with immunological and imaging-based approaches.

This report demonstrates a technique for mechanical isolation of individual viable neurons retaining attached presynaptic boutons. Vibrodissociated neurons have the advantages of rapid production, excellent pharmacological control and improved space-clamp without influence from neighboring cells. This method can be used for imaging of synaptic elements and patch-clamp recording.

Vibrodissociation de neurônios de fatias do cérebro de roedores para estudar a transmissão sináptica e Imagem Terminais pré-sináptica

Mechanical dissociation of neurons from the central nervous system has the advantage that presynaptic boutons remain attached to the isolated neuron of ...

Organotypic Slice Cultures of Embryonic Ventral Midbrain: A System to Study Dopaminergic Neuronal Development in vitro

The mouse is an excellent model organism to study mammalian brain development due to the abundance of molecular and genetic data. However, the developing mouse brain is not suitable for easy manipulation and imaging in vivo since the mouse embryo is inaccessible and opaque. Organotypic slice cultures of embryonic brains are therefore widely used to study murine brain development in vitro. Ex-vivo manipulation or the use of transgenic mice allows the modification of gene expression so that subpopulations of neuronal or glial cells can be labeled with fluorescent proteins. The behavior of labeled cells can then be observed using time-lapse imaging. Time-lapse imaging has been particularly successful for studying cell behaviors that underlie the development of the cerebral cortex at late embryonic stages 1-2. Embryonic organotypic slice culture systems in brain regions outside of the forebrain are less well established. Therefore, the wealth of time-lapse imaging data describing neuronal cell migration is restricted to the forebrain 3,4. It is still not known, whether the principles discovered for the dorsal brain hold true for ventral brain areas. In the ventral brain, neurons are organized in neuronal clusters rather than layers and they often have to undergo complicated migratory trajectories to reach their final position. The ventral midbrain is not only a good model system for ventral brain development, but also contains neuronal populations such as dopaminergic neurons that are relevant in disease processes. While the function and degeneration of dopaminergic neurons has been investigated in great detail in the adult and ageing brain, little is known about the behavior of these neurons during their differentiation and migration phase 5. We describe here the generation of slice cultures from the embryonic day (E) 12.5 mouse ventral midbrain. These slice cultures are potentially suitable for monitoring dopaminergic neuron development over several days in vitro. We highlight the critical steps in generating brain slices at these early stages of embryonic development and discuss the conditions necessary for maintaining normal development of dopaminergic neurons in vitro. We also present results from time lapse imaging experiments. In these experiments, ventral midbrain precursors (including dopaminergic precursors) and their descendants were labeled in a mosaic manner using a Cre/loxP based inducible fate mapping system 6.

Organotypic Slice Cultures of Embryonic Ventral Midbrain: A System to Study Dopaminergic Neuronal Development in vitro

A method to generate organotypic slices from the E12.5 murine embryonic midbrain is described. The organotypic slice cultures can be used to observe the behavior of dopaminergic neurons or other ventral midbrain neurons.

Organotípicas culturas de mesencéfalo ventral Slice Embrionárias: Um Sistema para o Estudo de Desenvolvimento Neuronal dopaminérgicos In vitro</em

The  mouse is an excellent model organism to study mammalian brain development due  to the abundance of molecular and genetic data. However, the ...

Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Acute Slices of the Adult Mouse Forebrain

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells in restricted areas of the adult mammalian brain. Newborn neuroblasts from the subventricular zone (SVZ) migrate along the rostral migratory stream (RMS) to their final destination in the olfactory bulb (OB)1. In the RMS, neuroblasts migrate tangentially in chains ensheathed by astrocytic processes2,3 using blood vessels as a structural support and a source of molecular factors required for migration4,5. In the OB, neuroblasts detach from the chains and migrate radially into the different bulbar layers where they differentiate into interneurons and integrate into the existing network1, 6.
In this manuscript we describe the procedure for monitoring cell migration in acute slices of the rodent brain. The use of acute slices allows the assessment of cell migration in the microenvironment that closely resembling to in vivo conditions and in brain regions that are difficult to access for in vivo imaging. In addition, it avoids long culturing condition as in the case of organotypic and cell cultures that may eventually alter the migration properties of the cells. Neuronal precursors in acute slices can be visualized using DIC optics or fluorescent proteins. Viral labeling of neuronal precursors in the SVZ, grafting neuroblasts from reporter mice into the SVZ of wild-type mice, and using transgenic mice that express fluorescent protein in neuroblasts are all suitable methods for visualizing neuroblasts and following their migration. The later method, however, does not allow individual cells to be tracked for long periods of time because of the high density of labeled cells. We used a wide-field fluorescent upright microscope equipped with a CCD camera to achieve a relatively rapid acquisition interval (one image every 15 or 30 sec) to reliably identify the stationary and migratory phases. A precise identification of the duration of the stationary and migratory phases is crucial for the unambiguous interpretation of results. We also performed multiple z-step acquisitions to monitor neuroblasts migration in 3D. Wide-field fluorescent imaging has been used extensively to visualize neuronal migration7-10. Here, we describe detailed protocol for labeling neuroblasts, performing real-time video-imaging of neuroblast migration in acute slices of the adult mouse forebrain, and analyzing cell migration. While the described protocol exemplified the migration of neuroblasts in the adult RMS, it can also be used to follow cell migration in embryonic and early postnatal brains.

We describe a protocol for real-time videoimaging of neuronal migration in the mouse forebrain. The migration of virally-labeled or grafted neuronal precursors was recorded in acute live slices using wide-field fluorescent imaging with a relatively rapid acquisition interval to study the different phases of cell migration, including the durations of the stationary and migration phases and the speed of migration.

Lapso de tempo de imagem de migração neuroblastos em fatias agudas do cérebro anterior Rato Adulto

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells ...

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

Entrega intraventricular direta de medicamentos para o Sistema Nervoso Central Rodent

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

In vivo Postnatal Electroporation and Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Mouse Acute Brain Slices

The subventricular zone (SVZ) is one of the main neurogenic niches in the postnatal brain. Here, neural progenitors proliferate and give rise to neuroblasts able to move along the rostral migratory stream (RMS) towards the olfactory bulb (OB). This long-distance migration is required for the subsequent maturation of newborn neurons in the OB, but the molecular mechanisms regulating this process are still unclear. Investigating the signaling pathways controlling neuroblast motility may not only help understand a fundamental step in neurogenesis, but also have therapeutic regenerative potential, given the ability of these neuroblasts to target brain sites affected by injury, stroke, or degeneration.
In this manuscript we describe a detailed protocol for in vivo postnatal electroporation and subsequent time-lapse imaging of neuroblast migration in the mouse RMS. Postnatal electroporation can efficiently transfect SVZ progenitor cells, which in turn generate neuroblasts migrating along the RMS. Using confocal spinning disk time-lapse microscopy on acute brain slice cultures, neuroblast migration can be monitored in an environment closely resembling the in vivo condition. Moreover, neuroblast motility can be tracked and quantitatively analyzed. As an example, we describe how to use in vivo postnatal electroporation of a GFP-expressing plasmid to label and visualize neuroblasts migrating along the RMS. Electroporation of shRNA or CRE recombinase-expressing plasmids in conditional knockout mice employing the LoxP system can also be used to target genes of interest. Pharmacological manipulation of acute brain slice cultures can be performed to investigate the role of different signaling molecules in neuroblast migration. By coupling in vivo electroporation with time-lapse imaging, we hope to understand the molecular mechanisms controlling neuroblast motility and contribute to the development of novel approaches to promote brain repair.

In vivo Postnatal Electroporation and Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Mouse Acute Brain Slices

Neuroblast migration is a fundamental event in postnatal neurogenesis. We describe a protocol for efficient labeling of neuroblasts by in vivo postnatal electroporation and subsequent visualization of their migration using time-lapse imaging of acute brain slices. We include a description for the quantitative analysis of neuroblast dynamics by video tracking.

In vivo Eletroporação pós-natal e tempo-lapso de neuroblasto Migração na aguda fatias do cérebro do rato

The subventricular zone (SVZ) is one of the main neurogenic niches in the postnatal brain. Here, neural progenitors proliferate and give rise to ...

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow for an in-depth characterization to identify pathways involved in these events. Cerebellar granule neurons (CGNs) that are derived from the developing cerebellum are an ideal model system that allows for morphological analyses. Here, we describe a method of how to genetically manipulate CGNs and how to study axono- and dendritogenesis of individual neurons. With this method the effects of RNA interference, overexpression or small molecules can be compared to control neurons. In addition, the rodent cerebellar cortex is an easily accessible in vivo system owing to its predominant postnatal development. We also present an in vivo electroporation technique to genetically manipulate the developing cerebella and describe subsequent cerebellar analyses to assess neuronal morphology and migration.

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Neuronal morphogenesis and migration are crucial events underlying proper brain development. Here, we describe methods to genetically manipulate cultured cerebellar granule neurons and the developing cerebellum for the assessment of morphology and migratory characteristics of neurons.

Manipulação genética de Cerebelar Granule Neurônios<em&gt; In Vitro</em&gt; E<em&gt; In Vivo</em&gt; Estudar Neuronal Morfologia e Migração

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow ...

Visualizing Neuroblast Cytokinesis During C. elegans Embryogenesis

This protocol describes the use of fluorescence microscopy to image dividing cells within developing Caenorhabditis elegans embryos. In particular, this protocol focuses on how to image dividing neuroblasts, which are found underneath the epidermal cells and may be important for epidermal morphogenesis. Tissue formation is crucial for metazoan development&#160;and relies on external cues from neighboring tissues. C. elegans is an excellent model organism to study tissue morphogenesis in vivo due to its transparency and simple organization, making its tissues easy to study via microscopy. Ventral enclosure is the process where the ventral surface of the embryo is covered by a single layer of epithelial cells. This event is thought to be facilitated by the underlying neuroblasts, which provide chemical guidance cues to mediate migration of the overlying epithelial cells. However, the neuroblasts are highly proliferative and also may act as a mechanical substrate for the ventral epidermal cells. Studies using this experimental protocol could uncover the importance of intercellular communication during tissue formation, and could be used to reveal the roles of genes involved in cell division within developing tissues.

Visualizing Neuroblast Cytokinesis During C. elegans Embryogenesis

This protocol describes how to image dividing cells within a tissue in Caenorhabditis elegans embryos. While several protocols describe how to image cell division in the early embryo, this protocol describes how to image cell division within a developing tissue during mid late embryogenesis.

Visualizando neuroblasto Cytokinesis Durante<em&gt; C. elegans</em&gt; Embriogênese

This protocol describes the use of fluorescence microscopy to image dividing cells within developing Caenorhabditis elegans embryos. In particular, this ...

Mouse Hindbrain Ex Vivo Culture to Study Facial Branchiomotor Neuron Migration

Embryonic neurons are born in the ventricular zone of the brain, but subsequently migrate to new destinations to reach appropriate targets. Deciphering the molecular signals that cooperatively guide neuronal migration in the embryonic brain is therefore important to understand how the complex neural networks form which later support postnatal life. Facial branchiomotor (FBM) neurons in the mouse embryo hindbrain migrate from rhombomere (r) 4 caudally to form the paired facial nuclei in the r6-derived region of the hindbrain. Here we provide a detailed protocol for wholemount ex vivo culture of mouse embryo hindbrains suitable to investigate the signaling pathways that regulate FBM migration. In this method, hindbrains of E11.5 mouse embryos are dissected and cultured in an open book preparation on cell culture inserts for 24 hr. During this time, FBM neurons migrate caudally towards r6 and can be exposed to function-blocking antibodies and small molecules in the culture media or heparin beads loaded with recombinant proteins to examine roles for signaling pathways implicated in guiding neuronal migration.

Mouse Hindbrain Ex Vivo Culture to Study Facial Branchiomotor Neuron Migration

Embryonic neurons are born in the ventricular zone of the neural tube, but migrate to reach appropriate targets. Facial branchiomotor (FBM) neurons are a useful model to study neuronal migration. This protocol describes the wholemount ex vivo culture of mouse embryo hindbrains to investigate mechanisms that regulate FBM migration.

Rato rombencéfalo<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Cultura para estudar Facial Migração Branchiomotor Neuron

Embryonic neurons are born in the ventricular zone of the brain, but subsequently migrate to new destinations to reach appropriate targets. Deciphering ...

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given their relevance to development and disease, understanding the mechanisms that govern asymmetric stem cell division has been a robust area of study. Because they are genetically tractable and undergo successive rounds of cell division about once every hour, the stem cells of the Drosophila central nervous system, or neuroblasts, are indispensable models for the study of stem cell division. About 100 neural stem cells are located near the surface of each of the two larval brain lobes, making this model system particularly useful for live imaging microscopy studies. In this work, we review several approaches widely used to visualize stem cell divisions, and we address the relative advantages and disadvantages of those techniques that employ dissociated versus intact brain tissues. We also detail our simplified protocol used to explant whole brains from third instar larvae for live cell imaging and fixed analysis applications.

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

This protocol details a streamlined method used to conduct live cell imaging in the context of an intact larval brain. Live cell imaging approaches are invaluable for the study of asymmetric neural stem cell divisions as well as other neurogenic and developmental processes, consistently uncovering mechanisms that were previously overlooked.

Imagens ao vivo de<em&gt; Drosophila</em&gt; larval Neuroblastos

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given ...