Gostaríamos de agradecer a Patrick C. Wilson para monoclonal CR9114 anticorpo. Agradecemos também a Jennifer Debeauchamp e Richard Webby para os plasmídeos originais A/Anhui/1/13. Suporte parcial para este trabalho foi fornecido pelo Instituto Nacional de Alergia e Doenças Infecciosas financiado Projeto Programa Bolsa AI097092-01A1 e CEIRS (Centros de Excelência para Pesquisa e Influenza Surveillance, HHSN26620070010C). FK foi apoiado por uma bolsa de Erwin Schrödinger (3232 J) do Fundo de Ciência Austríaco (FWF).

1. Geração de Baculovirus Recombinante <ol><li> A clonagem em baculovírus transferência plasmídeos <ol><li> Clone H7 HA e NA N9 ectodomínio (ou qualquer outro gene de HA ou NA), em plasmídeos de transferência pFastBac modificados (ver introdução). Vectores de HA contendo um domínio de trimerização C-terminal e uma etiqueta de hexa-histidina, assim como para NA contendo um domínio N-terminal de tetramerização e tag hexa-histidina, foram descritos 1,10,11,22 (Figura 1) e pode ser pedido a partir de os autores. Nota explicativa: ectodomínios HA expressas sem um domínio de trimerização vai ser dobrado de forma incorrecta, levando à perda de epítopos de neutralização conformacionais, em especial no domínio do talo. Da mesma forma, a função enzimática NA invoca tetramerização adequada. </li><li> Geração de bacmids Transformação de transferência plasmídeos de baculovírus contendo genes HA e NA nas bactérias DH10Bac acordo com uma expressão de baculovírussistema de acordo com as instruções do fabricante. Isolar e purificar bacmids usando um kit Midiprep de acordo com as instruções do fabricante (Figura 2). </li></ol></li><li> Resgate de baculovírus recombinante e verificação da expressão de proteínas Nota explicativa: Os seguintes passos têm de ser realizados assepticamente numa câmara de fluxo laminar. Execute este procedimento de forma independente para HA e NA (ou qualquer outro gene de interesse). As células de insecto são normalmente cultivadas a 28 ° C, sem CO2. Células Sf9 para este protocolo são cultivadas em meios completos de células de insecto TNM-FH suplementado com 10% FBS, 1% de Pen-Strep * e solução Pluronic F68 a 0,1%, se não for indicado de outra forma, e passadas a 1:04 duas vezes por semana. High Five de células são cultivadas em meio de soro livre SFX 1:15 e passadas duas vezes por semana. * A adição de antibióticos deve ser considerada opcional ao longo do protocolo e ajustado de acordo com as práticas utilizadas em cada laboratório. <ol><li> Placa de células de insecto Sf9 em placas de 6 poços a uma densidade de 2 x 10 5 células / cm 2 e deixar repousar durante 20 minutos, num incubador de 28 ° C (sem CO2). </li><li> Misture 2 mg (concentração de 0,5-2 mg / ul) de bacmídeo recombinante com 100 l de meio TNM-FH (sem soro, 1% Pen-Strep). Misture 6 l de agente de transfecção com 100 l de meio TNM-FH (soro livre, Pen-Strep). Combine os dois volumes, misture delicadamente e deixe descansar por 20 minutos em temperatura ambiente (mistura de transfecção). Incluir um pseudo-transfecção como controlo (Figura 3). </li><li> Remover o sobrenadante a partir de células Sf9 embutidas (células irá agora ficar com a placa) e substitua com 2 ml de meio isento de soro TNM-FH contendo Pen-Strep (1%). Adicionar o volume total da mistura de transfecção (a partir do passo 1.2.2) e agitar a placa de 6 poços cuidadosamente durante 5 segundos. Incubar numa incubadora de 28 ° C, sem CO 2 durante 6 horas (Figura 3). </li><li> Substitua wi mídiacompletas mídia TNM-FH fresco th (contendo 10% de FBS, 1% de Pen-Strep e 0,1% de Pluronic F68). Incubar numa incubadora de 28 ° C, sem CO 2 durante 6 dias. Verifique ocasionalmente células sob um microscópio. As células infectadas aparecem geralmente maior, mais redondo, ampliaram núcleos, e começar a separar (Figura 4). </li><li> Colheita das células e a confirmação da expressão da proteína <ol><li> Colheita de células 6 dias após a transfecção por centrifugação a 2000 xg durante 5 min à temperatura ambiente. O sobrenadante contém o baculovirus recombinante - o que irá ser utilizado para gerar stocks de trabalho imediatamente, ou pode ser armazenado a 4 ° C durante anos. </li><li> Para verificar a expressão da proteína coletar pelotas e ressuspender em 500 mL de PBS. Misturar 50 ml da suspensão com 50 mL de tampão de carga de SDS-PAGE (contendo um agente de redução). Executar SDS-PAGE e efectuar uma análise de Western blot com um anticorpo anti-hexa-histidina para confirmar a expressão do gene. Incluir células do simuladotransfecção como controlos negativos (Figura 3). </li></ol></li><li> Elaboração de ações de trabalho <ol><li> Placa 5 x 10 5 células Sf9 / cm 2 em um frasco T175 cm 2 e deixe descansar por 20 min permitir que eles atribuem ao prato. Substitua completo mídia TNM-FH com a mídia TNM-FH contendo 3% FBS (e 1% Pen-Strep, 0,1% Pluronic F68). </li><li> Infectar as células com 100 ul do sobrenadante de resgate. Incubar numa incubadora de 28 ° C, sem CO 2, durante 6 dias e, ocasionalmente, se vá obter células infectadas (tal como descrito no passo 1.2.5.). </li><li> Gire a 2.000 xg à temperatura ambiente durante 5 minutos e recolher o sobrenadante. Este é agora o seu estoque P2. Este material pode ser armazenado indefinidamente a 4 ° C. Repita o procedimento de infecção usando 100 mL do estoque P2 para infectar as células. O material resultante é denominada P3 ou estoque de trabalho, que pode ser armazenado a 4 ° C ou utilizado directamente para a expressão da proteína. O estoque P3 geralmente contém 10 &lt;sup&gt; 7 a 10 9 unidades formadoras de placas / ml. </li></ol></li></ol></li></ol> 2. Protein Expression and Purification Nota explicativa: células Sf9 suportar o crescimento de baculovirus muito bem. No entanto, a sua capacidade para segregar grandes quantidades de proteína recombinante é limitada. Assim, utilizamos uma outra linha de células de insectos, células de High Five, para a expressão de proteínas recombinantes segregadas. Estas células não suportam a replicação de baculovírus para muito altos títulos 13, mas têm alta capacidade secretora. <ol><li> Crescendo High Five células Crescer High Five células em meio de cultura celular SFX inseto em T175 cm 2 frascos. Passagem a cada dois dias 01:03. Para uma cultura de 200 ml expressão que você vai precisar para crescer 5 frascos confluentes. </li><li> Colheita e infectar células High Five <ol><li> Retire High Five células de 5 cm 2 frascos T175 tocando os frascos com a mão. Recolher o suspe celularnsion e transferir para tubos de 50 ml de centrifugação. </li><li> Gire a 1.200 xg por 7 min à temperatura ambiente. Remover o sobrenadante por decantação e unir as pelotas por ressuspensão em 15 ml de estoque P3. </li><li> Deixar repousar durante 15 minutos na câmara de fluxo (Figura 5). </li><li> Transferir 200 ml de Hyclone SFX meio de cultura em um, estéril 1000 ml frasco agitador limpo (sem Buffles, selado com folha de alumínio antes da autoclavagem, não deveria ter sido usado para culturas bacterianas antes). </li><li> Transferir a suspensão P3/cell para o balão agitador. Seal com folha de alumínio estéril e frasco de transferência num shaker. Agitar a 70 rpm a 28 ° C durante 72-96 horas. </li></ol></li><li> Colhendo proteína recombinante a partir de cinco altos sobrenadantes expressão celular <ol><li> 72-96 hr de transferência de sobrenadante de cultura de infecção pós em 500 ml baldes centrifugação. Gire a 5.500 xg por 20 min a 4 ° C. Entretanto lave os frascos shaker 3x com água bidestilada(DdH2O). </li><li> Transferência de 3 ml de resina Ni-lama para um tubo de 50 ml com 45 ml de PBS (uma necessária por 200 ml de cultura). Agitar bem e girar a 3000 xg à temperatura ambiente durante 10 min. Decantar o PBS e manter o sedimento. Mistura-se o sobrenadante de células de insecto com o sedimento de Ni-resina e transferir para os frascos de agitação já lavadas. Incubar a 4 ° C durante 2-4 horas, enquanto se agita (Figura 6). </li><li> Monte 10 ml coluna de polipropileno em um grampo em um suporte de apoio. Remova as duas tampas e coloque um copo abaixo da coluna para coletar o fluxo através (resíduos). Tomar o agitador rotativo para fora do agitador e começar a transferir a mistura do sobrenadante / pasta na coluna, que irá reter o Ni-resina e apenas o sobrenadante irá fluir. Passar todo o volume ao longo da coluna (Figura 7). </li><li> Lavar as resinas com 4x 15 ml de tampão de lavagem (50 mM de Na 2 HCO 3, NaCl 300 mM, imidazol 20 mM, pH 8). Vamos todos a fuga tampão de lavagema partir da coluna e fechá-lo com a tampa (lado inferior). </li><li> Adicionar 2 ml de tampão de eluição (50 mM de Na 2 HCO 3, NaCl 300 mM, 300 mM de imidazol, pH 8) e deixar repousar durante 5 min. Abra coluna e recolher o eluído. Repetir este procedimento mais três vezes (com um total de 8 ml de tampão de eluição). O eluato que contém elevadas concentrações de proteína apresenta tipicamente espuma quando agitadas (Figura 7). Mantenha eluato no gelo molhado sempre que possível. </li></ol></li><li> Troca e concentração do tampão <ol><li> Prespin 15 ml unidades de centrifugação (de ultrafiltração de 30 kDa de corte para HA / NA, mas pode variar dependendo do tamanho da proteína purificada) com PBS (pH 7,4-7,6) a 3000 xg, a 4 ° C durante 20 min. Descartar fluir através de e carga eluído na coluna rodada. Encha-se com 5 ml de estéril, gelada PBS e centrifugação por 60 minutos a 3.000 xg, a 4 ° C. </li><li> Fluxo de descarga através de novo, encha com 15 ml de PBS gelado e rotação por 60 minutos a 3.000 xg, a 4 ° C. Repita este procedimentoDure mais uma vez. </li><li> Tome a coluna girar fora da centrífuga e recolher o tampão trocado concentrado (tipicamente 200 mL). Isto é altamente concentrada de proteína recombinante. Lavar a coluna de spin com 400 l de estéril gelada PBS e adicione ao concentrado. Manter o concentrado em gelo em todos os momentos. </li></ol></li></ol> 3. Caracterização e Controle de Qualidade <ol><li> Medição de concentração de proteínas Tome uma alíquota do concentrado e medi-la usando o método de quantificação de proteínas de escolha. Definir a concentração de proteína a 1 mg / ml por adição de PBS e congelar pequenas alíquotas a -80 ° C. Ciclos de descongelamento Congelar prejudicar a estrutura da proteína e pode levar à agregação. </li><li> SDS-PAGE e coloração com Coomassie Executar 500 ng de sua proteína numa SDS-PAGE e efectuar uma coloração com Coomassie. Para a coloração rápida e conveniente utilizar o reagente de Coomassie, em combinação com um protocolo de micro-ondas. Proteínas HA normalmente aparecem em 64kDa enquanto que as proteínas de NA devem funcionar com um tamanho de cerca de 56 kDa (Figuras 8A e B). Usando o protocolo descrito você não deve ver qualquer produto de degradação. Se ocorrer a degradação é geralmente um sinal de contaminação por fungos / fúngico durante a expressão. Neste caso, repita o procedimento e certifique-se de manter tudo estéril. </li><li> Western blot / ELISA A fim de verificar a identidade da proteína recomendamos fazer para um Western blot ou ensaio ELISA com um anticorpo específico. Idealmente, ensaios de ELISA são efectuadas com um anticorpo que se liga aos epítopos conformacionais (por exemplo, anticorpos anti-HA haste 1). Usando um tal anticorpo o enrolamento correcto da proteína pode ser confirmada (Figura 8C). </li><li> Medindo NA atividade Enrolamento correcto da NA virai também podem ser determinados medindo a actividade de NA. Sugerimos realizar este teste usando o ensaio NA * STAR comercialmente disponível (apenas seguir as orientações do usuário). </li></ol>

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Os autores não têm nada a revelar.

Embora a expressão de proteínas do vírus da influenza, HA e NA em células de insecto utilizando o sistema de expressão de baculovírus é geralmente para a frente, existem diversos pontos importantes a considerar. É importante, como apontado na introdução, que ectodomínios da HA e NA são expressos em fusão com trimerização ou tetramerização domínios, respectivamente. Estes domínios de assegurar a correcta dobragem das moléculas normalmente assistida por o domínio transmembranar, o que não está prese...

Como uma primeira resposta ao recente surgimento do romance H7N9 estirpe do vírus da gripe na China, adquirimos plasmídeos que transportam as seqüências genômicas para a hemaglutinina (HA) e neuraminidase (NA) genes dos dois primeiros isolados. Usando estes plasmídeos fomos capazes de construir rapidamente os vectores de expressão de baculovírus recombinante para a produção de HA e NA em células de insetos. Este sistema de expressão é bem estabelecida em nosso laboratório e provou crucial para muitos dos nossos projectos de investigação em curso 1-8. Células de insetos são capazes de dobrar corretamente e após a tradução modificar proteínas complexas. Essas modificações incluem a glicosilação N-ligada, o que é importante para muitas glicoproteínas virais. Como tal, não é surpreendente que o sistema de baculovirus é bem estabelecida para a expressão de antigénios de superfície de vírus da gripe. De facto, muitas das estruturas cristalinas de HA e de NA foram resolvidos utilizando células de insecto expressaram proteínas 9-11. Outra vantagem dosistema encontra-se em seus rendimentos de alta proteína confiáveis ​​de até 30 mg de HA / L de cultura de células (com base na nossa experiência com mais de 50 proteínas diferentes de HA) - uma conseqüência da infecção pelo vírus da expressão expulsos do forte promotor da poliedrina. A remoção do domínio transmembranar e endodomínio de proteínas HA e NA permite a expressão de versões secretável, solúveis das proteínas e, assim, facilita muito o processo de purificação. Além disso, estes ectodomínios hexahistidina são marcados e podem, portanto, ser purificado usando a cromatografia de afinidade usando Ni 2 +-resina. Os domínios transmembranares de proteínas HA e NA contribuir para homotrímero e formação homotetrâmero, respectivamente. A fim de preservar estes oligomerizations, que adiciona um domínio de trimerização C-terminal para a HA-, e um domínio N-terminal de tetramerização à AN construções (Figura 1). Temos mostrado de forma conclusiva que um tal domínio de trimerização estabiliza funcional, conserved epítopos conformacionais na haste do domínio de HA 1. O tetramerização correta do NA também pode contribuir para corrigir dobrável e função NA 10. Seqüências e vetores de transferência de baculovírus abrigando trimerização ou tetramerização domínios podem ser solicitadas aos autores ou de outros laboratórios no campo, 9,10,12. Um outro problema importante para a expressão de proteínas secretadas em células de insectos é a escolha da linha de células para a direita. Enquanto Spodoptera frugiperda derivadas de células Sf9 suporte à replicação de baculovírus muito bem e são geralmente utilizados para resgate e propagação de vírus, eles têm a capacidade de secretar grandes quantidades de proteína limitado. Trichoplusia ni derivado BTI-TN-5B1-4 células (vulgarmente conhecido como High Five) têm uma capacidade maior secreção e são a linha de células de escolha para a expressão neste protocolo 13,14. Além disso, é útil para reduzir ou até mesmo eliminar soro fetal bovino (FBS) a partir de culturas de expressão. Nós, portanto, usar a mídia com reduzida (3%) conteúdo FBS para o cultivo das ações de trabalho do vírus, e realizar a expressão da proteína em meio livre de soro. Proteínas HA e NA recombinantes que são usados ​​para muitas técnicas imunológicas. Talvez o mais comum é em ensaios de ELISA para medir a soroconversão após a vacinação em humanos ou animais 4,6,7,15. HAs e AEs são também utilizados em ensaios ELISPOT de ambas as moléculas estimuladoras e reagentes de detecção de células secretoras de anticorpos 16. A sua utilização como iscas moleculares permite classificar especificamente para plasmablasts ou outros tipos de células-B, que podem então ser utilizados para isolar os anticorpos monoclonais (terapêutico) (mAbs). Moléculas de HA e NA recombinantes que são posteriormente usados ​​para a caracterização destes mAbs 8. Outros exemplos incluem o estudo da estabilidade do pH ou especificidade do receptor de expressou por diferentes isolados de vírus, ou quantitativamente avaliar enzimática NA específicaactividade ou resistência a inibidores. Por outro lado, recombinante, purificada de HA pode ser utilizada para padronizar o conteúdo de HA de vacinas inactivadas do vírus da gripe. Importante, rHA (e até certo ponto NA) candidatos a vacinas estão sendo testadas em modelos animais e ensaios clínicos em humanos com um candidato a vacina que está sendo licenciada pelo FDA em 2013 2,17-19. A vantagem destes novos vacinas é de que, devido à natureza recombinante destas proteínas, o processo de trabalho intensivo de geração de vírus de crescimento elevadas reassortant poderia ser evitado. Talvez ainda mais relevante é o fato de que seu rendimento HA é alto e reproduzível de estirpe para estirpe. Além disso, uma vez que essas vacinas são produzidas em um sistema de livre-ovo, eles não contêm contaminantes de proteínas que são problemáticos para indivíduos com alergias ao ovo. Aqui nós escolhemos para expressar as proteínas HA e NA de dois isolados do romance chinês do vírus da gripe H7N9, A / Anhui/1/13 e A/Shanghai/1/13 20,21. Estes são exemplos oportunos, mas o protocolo descrito pode ser usado para a expressão de qualquer vírus influenza A e B proteínas HA ou NA e pode ser adaptado para expressar quaisquer outras proteínas virais ou celulares segregados. Proteínas transmembranares triméricos ou tetraméricos pode ser clonado em cassetes de expressão utilizados para HA e NA, respectivamente. No entanto, as proteínas celulares secretados mais solúveis, como interferons, por exemplo, não precisa de um domínio adicional para a estabilização e pode ser expresso apenas com uma marca de hexa-histidina C-terminal.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Material/ Equipment</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bac-to-Bac Baculovirus expression system</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>10359-016</td>
			<td>Follow manufacturer&#39;s instructions</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TNM-FH insect medium</td>
			<td>Gemini Bioproducts</td>
			<td>600-311</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HyClone SFX-Insect</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>SH30278.02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cellfectin II Reagent</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>P/N58760</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pluronic F68</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>1000702664</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SimplyBlue SafeStain</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>LC6060</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ni-NTA Agarose</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>1018240</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amicon Ultra Centrigual filters Ultracel 30K</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>UFC902024</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pen Strep</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15140-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polypropylene Columns (5 ml)</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>34964</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Max efficiency DH10Bac bacteria</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>10361-012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PureLink HiPure Plasmid Filter Midiprep Kit</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>K210015</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imidazole</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>I2399-100G</td>
			<td>for elution and wash buffers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sf9 cells</td>
			<td>ATCC</td>
			<td><a href="http://www.atcc.org/Products/All/CRL-1711.aspx" target="_blank">CRL-1711</a></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High Five cells</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>B85502</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

expression of functional recombinant hemagglutinin and neuraminidase proteins from the novel h7n9 influenza virus using the baculovirus expression system

O sistema de expressão de baculovírus é uma ferramenta poderosa para a expressão de proteínas recombinantes. Aqui vamos usá-lo para produzir versões dobradas corretamente e glicosiladas da vírus influenza A glicoproteínas da superfície - a hemaglutinina (HA) e neuraminidase (NA). Como um exemplo, nós escolhemos as proteínas HA e NA expressas pelo novo vírus H7N9, que surgiu recentemente na China. No entanto, o protocolo pode ser facilmente adaptado para proteínas HA e NA expressas por qualquer outro vírus influenza A e estirpes de vírus B. Proteínas recombinantes HA (rHA) e NA (ARN) são reagentes importantes para ensaios imunológicos, tais como ELISPOT e ELISA, e também são largamente utilizados para a padronização da vacina, a descoberta de anticorpos, o isolamento e caracterização. Além disso, as moléculas de NA recombinante pode ser usada para o rastreio de inibidores de moléculas pequenas e que são úteis para a caracterização da actividade enzimática do NA, bem como a sua sensibilidade para os antivirais. Proteínas HA recombinantes também são being testado como vacinas experimentais em modelos animais, e de uma vacina baseada na HA recombinante foi recentemente licenciada pela FDA para utilização em seres humanos. O método que descrevemos aqui para produzir essas moléculas é direto e pode facilitar a pesquisa nos laboratórios da gripe, uma vez que permite a produção de grandes quantidades de proteínas rápidas e de baixo custo. Embora aqui se concentrar em glicoproteínas da superfície do vírus da gripe, este método também pode ser usado para produzir outras proteínas de superfície virais e celulares.

Moléculas de HA e de A/Shanghai/1/13 A/Anhui/1/13 expressa bem com rendimentos de cerca de 20 mg / L de cultura. Moléculas de NA de ambas as estirpes apresentaram níveis moderados de expressão variam entre 0,2 mg / L de cultura para A/Shanghai/1/13 a 0,7 mg / L para A/Anhui/1/13. Todas as quatro preparações de proteína teve muito pouco ou nenhum impurezas (Figuras 8A e B) com vem sendo de pureza mais elevada do que o AN, que pode ser explicado por o nível de expressão. A/Shangh...

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Expression of Functional Recombinant Hemagglutinin and Neuraminidase Proteins from the Novel H7N9 Influenza Virus Using the Baculovirus Expression System

Aqui nós descrevemos uma forma de expressar antígenos de superfície do vírus da influenza corretamente dobradas e funcionais decorrentes do novo vírus H7N9 chinês em células de insetos. A técnica pode ser adaptado para expressar ectodomínios de quaisquer proteínas de superfície virais ou celulares.

Expressão da Funcionais recombinante hemaglutinina ea neuraminidase Proteínas do vírus Influenza H7N9 Novel usando a expressão Sistema de Baculovirus

The baculovirus expression system is a powerful tool for expression of  recombinant proteins. Here we use it to produce correctly folded and  glycosylated ...

expression-functional-recombinant-hemagglutinin-neuraminidase

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

23.8K visualizações.  Icahn School of Medicine at Mount Sinai.  Aqui nós descrevemos uma forma de expressar antígenos de superfície do vírus da influenza corretamente dobradas e funcionais decorrentes do novo vírus H7N9 chinês em células de insetos. A técnica pode ser adaptado para expressar ectodomínios de quaisquer proteínas de superfície virais ou celulares. 

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Generation of Recombinant Influenza Virus from Plasmid DNA

Efforts by a number of influenza research groups have been pivotal in the development and improvement of influenza A virus reverse genetics. Originally established in 1999 1,2 plasmid-based reverse genetic techniques to generate recombinant viruses have revolutionized the influenza research field because specific questions have been answered by genetically engineered, infectious, recombinant influenza viruses. Such studies include virus replication, function of viral proteins, the contribution of specific mutations in viral proteins in viral replication and/or pathogenesis and, also, viral vectors using recombinant influenza viruses expressing foreign proteins 3.

Rescue of influenza A viruses from plasmid DNA is a basic and essential experimental technique that allows influenza researchers to generate recombinant viruses to study multiple aspects in the biology of influenza virus, and to be used as potential vectors or vaccines.

Geração de recombinante do vírus Influenza de DNA plasmidial

Efforts by a number of influenza research groups have been pivotal in the development and improvement of influenza A virus reverse genetics. Originally ...

Imunologia e Infecção

Using Bioluminescent Imaging to Investigate Synergism Between Streptococcus pneumoniae and Influenza A Virus in Infant Mice

During the 1918 influenza virus pandemic, which killed approximately 50 million people worldwide, the majority of fatalities were not the result of infection with influenza virus alone. Instead, most individuals are thought to have succumbed to a secondary bacterial infection, predominately caused by the bacterium Streptococcus pneumoniae (the pneumococcus). The synergistic relationship between infections caused by influenza virus and the pneumococcus has subsequently been observed during the 1957 Asian influenza virus pandemic, as well as during seasonal outbreaks of the virus (reviewed in 1, 2). Here, we describe a protocol used to investigate the mechanism(s) that may be involved in increased morbidity as a result of concurrent influenza A virus and S. pneumoniae infection. We have developed an infant murine model to reliably and reproducibly demonstrate the effects of influenza virus infection of mice colonised with S. pneumoniae. Using this protocol, we have provided the first insight into the kinetics of pneumococcal transmission between co-housed, neonatal mice using in vivo imaging 3.

Using Bioluminescent Imaging to Investigate Synergism Between Streptococcus pneumoniae and Influenza A Virus in Infant Mice

A concurrent infection with influenza A virus is one of the factors implicated in the induction of invasive pneumococcal disease during asymptomatic Streptococcus pneumoniae carriage. Here we describe a mixed infection method using infant mice to investigate the synergism between these two respiratory pathogens.

Usando imagens Bioluminescent para Investigar sinergismo entre Streptococcus pneumoniae E Vírus da Influenza A em Ratos infantil

During the 1918 influenza virus pandemic, which killed approximately 50 million people worldwide, the majority of fatalities were not the result of ...

Packaging HIV- or FIV-based Lentivector Expression Constructs &amp; Transduction of VSV-G Pseudotyped Viral Particles

As with standard plasmid vectors, it is possible to transfect lentivectors in plasmid form into cells with low-to-medium efficiency to obtain transient expression of effectors. Packaging lentiviral expression constructs into pseudoviral particles, however, enables up to 100% transduction, even with difficult-to-transfect cells, such as primary, stem, and differentiated cells. Moreover, the lentiviral delivery does not produce the specific cellular responses typically associated with chemical transfections, such as cell death resulting from toxicity of the transfection reagent 1, 2. When transduced into target cells, the lentiviral construct integrates into genomic DNA and provides stable expression of the small hairpin RNA (shRNA), cDNA, microRNA or reporter gene 3, 4. Target cells stably expressing the effector molecule can be isolated using a selectable marker contained in the expression vector construct such as puromycin or GFP. After pseudoviral particles infect target cells, they cannot replicate within target cells because the viral structural genes are absent and the long terminal repeats (LTRs) are designed to be self-inactivating upon transduction 5, 6.
There are three main components necessary for efficient lentiviral packaging 1, 5, 6, 7. 
1. The lentiviral expression vector that contains some of the genetic elements required for packaging, stable integration of the viral expression construct into genomic DNA, and expression of the effector or reporter. 
2. The lentiviral packaging plasmids that provide the proteins essential for transcription and packaging of an RNA copy of the expression construct into recombinant pseudoviral particles. This protocol uses the pPACK plasmids (SBI) that encode for gag, pol, and rev from the HIV or FIV genome and Vesicular Stomatitis Virus g protein (VSV-G) for the viral coat protein. 
3. 293TN producer cells (derived from HEK293 cells) that express the SV40 large T antigen, which is required for high-titer lentiviral production and a neomycin resistance gene, useful for reselecting the cells for maintenance.
An overview of the viral production protocol can be seen in Figure 1. Viral production starts by co-transfecting 293TN producer cells with the lentiviral expression vector and the packaging plasmids. Viral particles are secreted into the media. After 48-72 hours the cell culture media is harvested. Cellular debris is removed from the cell culture media, and the viral particles are precipitated by centrifugation with PEG-it for concentration. Produced lentiviral particles are then titered and can be used to transduce target cells. Details of viral titering are not included in this protocol, but can be found at:
<a href="http://www.systembio.com/downloads/global_titer_kit_web_090710.pdf" target="_blank">http://www.systembio.com/downloads/global_titer_kit_web_090710.pdf</a> 8.
This protocol has been optimized using the specific products indicated. Other reagents may be substituted, but the same results cannot be guaranteed.

Lentiviral expression vectors are the most effective vehicles for stably expressing different effector molecules or reporter constructs in dividing and non-dividing mammalian cells and whole organisms. Here we provide a protocol on how to package lentivector expression constructs in pseudoviral particles and to transduce target cells using the pseudoviral particles.

Embalagem HIV-FIV ou à base de construções de expressão e Lentivector Transdução de Partículas Pseudotyped VSV-G virais

As with standard plasmid vectors, it is possible to transfect lentivectors in plasmid form into cells with low-to-medium efficiency to obtain transient ...

Affinity Purification of Influenza Virus Ribonucleoprotein Complexes from the Chromatin of Infected Cells

Like all negative-strand RNA viruses, the genome of influenza viruses is packaged in the form of viral ribonucleoprotein complexes (vRNP), in which the single-stranded genome is encapsidated by the nucleoprotein (NP), and associated with the trimeric polymerase complex consisting of the PA, PB1, and PB2 subunits. However, in contrast to most RNA viruses, influenza viruses perform viral RNA synthesis in the nuclei of infected cells. Interestingly, viral mRNA synthesis uses cellular pre-mRNAs as primers, and it has been proposed that this process takes place on chromatin1. Interactions between the viral polymerase and the host RNA polymerase II, as well as between NP and host nucleosomes have also been characterized1,2.
Recently, the generation of recombinant influenza viruses encoding a One-Strep-Tag genetically fused to the C-terminus of the PB2 subunit of the viral polymerase (rWSN-PB2-Strep3) has been described. These recombinant viruses allow the purification of PB2-containing complexes, including vRNPs, from infected cells. To obtain purified vRNPs, cell cultures are infected, and vRNPs are affinity purified from lysates derived from these cells. However, the lysis procedures used to date have been based on one-step detergent lysis, which, despite the presence of a general nuclease, often extract chromatin-bound material only inefficiently. 
Our preliminary work suggested that a large portion of nuclear vRNPs were not extracted during traditional cell lysis, and therefore could not be affinity purified. To increase this extraction efficiency, and to separate chromatin-bound from non-chromatin-bound nuclear vRNPs, we adapted a step-wise subcellular extraction protocol to influenza virus-infected cells. Briefly, this procedure first separates the nuclei from the cell and then extracts soluble nuclear proteins (here termed the "nucleoplasmic" fraction). The remaining insoluble nuclear material is then digested with Benzonase, an unspecific DNA/RNA nuclease, followed by two salt extraction steps: first using 150 mM NaCl (termed "ch150"), then 500 mM NaCl ("ch500") (Fig. 1). These salt extraction steps were chosen based on our observation that 500 mM NaCl was sufficient to solubilize over 85% of nuclear vRNPs yet still allow binding of tagged vRNPs to the affinity matrix.
After subcellular fractionation of infected cells, it is possible to affinity purify PB2-tagged vRNPs from each individual fraction and analyze their protein and RNA components using Western Blot and primer extension, respectively. Recently, we utilized this method to discover that vRNP export complexes form during late points after infection on the chromatin fraction extracted with 500 mM NaCl (ch500)3.

Influenza viruses replicate their RNA genome in association with host-cell chromatin. Here, we present a method to purify intact viral ribonucleoprotein complexes from the chromatin of infected cells. Purified viral complexes can be analyzed by both Western blot and primer extension of protein and RNA content, respectively.

Purificação por afinidade de Complexos de Influenza Virus ribonucleoproteína da cromatina de células infectadas

Like all negative-strand RNA viruses, the genome of influenza viruses is packaged in the form of viral ribonucleoprotein complexes (vRNP), in which the ...

Differentiating Functional Roles of Gene Expression from Immune and Non-immune Cells in Mouse Colitis by Bone Marrow Transplantation

To understand the role of a gene in the development of colitis, we compared the responses of wild-type mice and gene-of-interest deficient knockout mice to colitis. If the gene-of-interest is expressed in both bone marrow derived cells and non-bone marrow derived cells of the host; however, it is possible to differentiate the role of a gene of interest in bone marrow derived cells and non- bone marrow derived cells by bone marrow transplantation technique. To change the bone marrow derived cell genotype of mice, the original bone marrow of recipient mice were destroyed by irradiation and then replaced by new donor bone marrow of different genotype. When wild-type mice donor bone marrow was transplanted to knockout mice, we could generate knockout mice with wild-type gene expression in bone marrow derived cells. Alternatively, when knockout mice donor bone marrow was transplanted to wild-type recipient mice, wild-type mice without gene-of-interest expressing from bone marrow derived cells were produced. However, bone marrow transplantation may not be 100% complete. Therefore, we utilized cluster of differentiation (CD) molecules (CD45.1 and CD45.2) as markers of donor and recipient cells to track the proportion of donor bone marrow derived cells in recipient mice and success of bone marrow transplantation. Wild-type mice with CD45.1 genotype and knockout mice with CD45.2 genotype were used. After irradiation of recipient mice, the donor bone marrow cells of different genotypes were infused into the recipient mice. When the new bone marrow regenerated to take over its immunity, the mice were challenged by chemical agent (dextran sodium sulfate, DSS 5%) to induce colitis. Here we also showed the method to induce colitis in mice and evaluate the role of the gene of interest expressed from bone-marrow derived cells. If the gene-of-interest from the bone derived cells plays an important role in the development of the disease (such as colitis), the phenotype of the recipient mice with bone marrow transplantation can be significantly altered. At the end of colitis experiments, the bone marrow derived cells in blood and bone marrow were labeled with antibodies against CD45.1 and CD45.2 and their quantitative ratio of existence could be used to evaluate the success of bone marrow transplantation by flow cytometry. Successful bone marrow transplantation should show a vast majority of donor genotype (in term of CD molecule marker) over recipient genotype in both the bone marrow and blood of recipient mice.

Bone marrow transplantation provides a way to change the genotype of the bone marrow derived cells. If the gene of interest is expressed in both bone marrow derived cells and non-bone marrow derived cells, bone marrow transplantation can change the bone marrow derived cells to a different genotype without changing the non-bone marrow derived cell genotype.

Diferenciando papéis funcionais da expressão do gene de células imunes e não-imunes na colite Rato por Transplante de Medula Óssea

To understand the role of a gene in the development of colitis, we compared the responses of wild-type mice and gene-of-interest deficient knockout mice ...

Rescue of Recombinant Newcastle Disease Virus from cDNA

Newcastle disease virus (NDV), the prototype member of the Avulavirus genus of the family Paramyxoviridae1, is a non-segmented, negative-sense, single-stranded, enveloped RNA virus (Figure 1) with potential applications as a vector for vaccination and treatment of human diseases. In-depth exploration of these applications has only become possible after the establishment of reverse genetics techniques to rescue recombinant viruses from plasmids encoding their complete genomes as cDNA2-5. Viral cDNA can be conveniently modified in vitro by using standard cloning procedures to alter the genotype of the virus and/or to include new transcriptional units. Rescue of such genetically modified viruses provides a valuable tool to understand factors affecting multiple stages of infection, as well as allows for the development and improvement of vectors for the expression and delivery of antigens for vaccination and therapy. Here we describe a protocol for the rescue of recombinant NDVs.

Newcastle disease virus (NDV) has been extensively studied in the last few years in order to develop new vectors for vaccination and therapy, among others. These studies have been possible due to techniques to rescue recombinant virus from cDNA, such as those we describe here.

Resgate de Vírus da Doença de Newcastle recombinante de cDNA

Newcastle disease virus (NDV), the prototype member of  the Avulavirus genus of the family Paramyxoviridae1, is a non-segmented,  negative-sense, ...

Co-immunoprecipitation of the Mouse Mx1 Protein with the Influenza A Virus Nucleoprotein

Studying the interaction between proteins is key in understanding their function(s). A very powerful method that is frequently used to study interactions of proteins with other macromolecules in a complex sample is called co-immunoprecipitation. The described co-immunoprecipitation protocol allows to demonstrate and further investigate the interaction between the antiviral myxovirus resistance protein 1 (Mx1) and one of its viral targets, the influenza A virus nucleoprotein (NP). The protocol starts with transfected mammalian cells, but it is also possible to use influenza A virus infected cells as starting material. After cell lysis, the viral NP protein is pulled-down with a specific antibody and the resulting immune-complexes are precipitated with protein G beads. The successful pull-down of NP and the co-immunoprecipitation of the antiviral Mx1 protein are subsequently revealed by western blotting. A prerequisite for successful co-immunoprecipitation of Mx1 with NP is the presence of N-ethylmaleimide (NEM) in the cell lysis buffer. NEM alkylates free thiol groups. Presumably this reaction stabilizes the weak and/or transient NP&#8211;Mx1 interaction by preserving a specific conformation of Mx1, its viral target or an unknown third component. An important limitation of co-immunoprecipitation experiments is the inadvertent pull-down of contaminating proteins, caused by nonspecific binding of proteins to the protein G beads or antibodies. Therefore, it is very important to include control settings to exclude false positive results. The described co-immunoprecipitation protocol can be used to study the interaction of Mx proteins from different vertebrate species with viral proteins, any pair of proteins, or of a protein with other macromolecules. The beneficial role of NEM to stabilize weak and/or transient interactions needs to be tested for each interaction pair individually.

This co-immunoprecipitation protocol allows to study the interaction between the influenza A virus nucleoprotein and the antiviral Mx1 protein in human cells. The protocol emphasizes the importance of N-ethylmaleimide for successful co-immunoprecipitation of Mx1 and influenza A virus nucleoprotein.

Co-imunoprecipitação da proteína do rato Mx1 com a nucleoproteína do vírus da gripe A

Studying the interaction between proteins is key in understanding their function(s). A very powerful method that is frequently used to study interactions ...

Nasal Wipes for Influenza A Virus Detection and Isolation from Swine

Surveillance for influenza A viruses in swine is critical to human and animal health because influenza A virus rapidly evolves in swine populations and new strains are continually emerging. Swine are able to be infected by diverse lineages of influenza A virus making them important hosts for the emergence and maintenance of novel influenza A virus strains. Sampling pigs in diverse settings such as commercial swine farms, agricultural fairs, and live animal markets is important to provide a comprehensive view of currently circulating IAV strains. The current gold-standard ante-mortem sampling technique (i.e. collection of nasal swabs) is labor intensive because it requires physical restraint of the pigs. Nasal wipes involve rubbing a piece of fabric across the snout of the pig with minimal to no restraint of the animal. The nasal wipe procedure is simple to perform and does not require personnel with professional veterinary or animal handling training. While slightly less sensitive than nasal swabs, virus detection and isolation rates are adequate to make nasal wipes a viable alternative for sampling individual pigs when low stress sampling methods are required. The proceeding protocol outlines the steps needed to collect a viable nasal wipe from an individual pig.

The authors present a protocol to collect swine nasal wipes to detect and isolate influenza A viruses.

Nasal Wipes para Influenza A detecção de vírus e Isolamento de suínos

Surveillance for influenza A viruses in swine is critical to human and animal health because influenza A virus rapidly evolves in swine populations and ...

A Miniaturized Glycan Microarray Assay for Assessing Avidity and Specificity of Influenza A Virus Hemagglutinins

Influenza A virus (IAV) hemagglutinins recognize sialic acids on the cell surface as functional receptors to gain entry into cells. Wild waterfowl are the natural reservoir for IAV, but IAV can cross the species barrier to poultry, swine, horses and humans. Avian viruses recognize sialic acid attached to a penultimate galactose by a &#945;2-3 linkage (avian-type receptors) whereas human viruses preferentially recognize sialic acid with a &#945;2-6 linkage (human-type receptors). To monitor if avian viruses are adapting to human type receptors, several methods can be used. Glycan microarrays with diverse libraries of synthetic sialosides are increasingly used to evaluate receptor specificity. However, this technique is not used for measuring avidities. Measurement of avidity is typically achieved by evaluating the binding of serially diluted hemagglutinin or virus to glycans adsorbed to conventional polypropylene 96-well plates. In this assay, glycans with &#945;2-3 or &#945;2-6 sialic acids are coupled to biotin and adsorbed to streptavidin plates, or are coupled to polyacrylamide (PAA) which directly adsorb to the plastic. We have significantly miniaturized this assay by directly printing PAA-linked sialosides and their non PAA-linked counterparts on micro-well glass slides. This set-up, with 48 arrays on a single slide, enables simultaneous assays of 6 glycan binding proteins at 8 dilutions, interrogating 6 different glycans, including two non-sialylated controls. This is equivalent to 18x 96-well plates in the traditional plate assay. The glycan array format decreases consumption of compounds and biologicals and thus greatly enhances efficiency.

Using a printed glycan microarray strategy, a conventional 96-well plate assay was miniaturized for analysis of influenza A virus hemagglutinin avidity and specificity for sialic acid containing receptors.

A Miniaturized Glycan Microarray Ensaio para a Avaliação de avidez e especificidade do Hemaglutininas vírus da gripe A

Influenza A virus (IAV) hemagglutinins recognize sialic acids on the cell surface as functional receptors to gain entry into cells. Wild waterfowl are the ...

Fluorescence-based Neuraminidase Inhibition Assay to Assess the Susceptibility of Influenza Viruses to The Neuraminidase Inhibitor Class of Antivirals

The neuraminidase (NA) inhibitors are the only class of antivirals approved for the treatment and prophylaxis of influenza that are effective against currently circulating strains. In addition to their use in treating seasonal influenza, the NA inhibitors have been stockpiled by a number of countries for use in the event of a pandemic. It is therefore important to monitor the susceptibility of circulating influenza viruses to this class of antivirals. There are different types of assays that can be used to assess the susceptibility of influenza viruses to the NA inhibitors, but the enzyme inhibition assays using either a fluorescent substrate or a chemiluminescent substrate are the most widely used and recommended. This protocol describes the use of a fluorescence-based assay to assess influenza virus susceptibility to NA inhibitors. The assay is based on the NA enzyme cleaving the 2&#8242;-(4-Methylumbelliferyl)-&#945;-D-N-acetylneuraminic acid (MUNANA) substrate to release the fluorescent product 4-methylumbelliferone (4-MU). Therefore, the inhibitory effect of an NA inhibitor on the influenza virus NA is determined based on the concentration of the NA inhibitor that is required to reduce 50% of the NA activity, given as an IC50 value.

We describe the use of a phenotypic fluorescence-based neuraminidase inhibition assay to assess the susceptibility of influenza A and B viruses to the neuraminidase inhibitor class of antivirals.

-Fluorescência baseado Neuraminidase Ensaio de Inibição Para avaliar a susceptibilidade do vírus influenza A de neuraminidase Inibidor de Classe Antivirais

The neuraminidase (NA) inhibitors are the only class of antivirals approved for the treatment and prophylaxis of influenza that are effective against ...