Este trabalho foi financiado em parte pela concessão R00AG031911 do Instituto Nacional do Envelhecimento dos Institutos Nacionais de Saúde para PHM O conteúdo deste artigo não refletem necessariamente opiniões oficiais do National Institutes of Health.

1 Preparação de Mídia e Soluções <ol><li> Cultivar células utilizando extrato de levedura-peptona-glucose (YPD) meio rico para o protocolo padrão. Prepara-se uma de bacto-peptona 2%, 1% de extracto de levedura, 2% de solução de glucose para meio YPD e adicionar 2% de bacto-agar para meio sólido 19. Autoclave para esterilizar. Utilizar um meio alternativo, se necessário, para testar uma condição particular de crescimento ou estirpe mutante de levedura. </li><li> Faça médio completo sintético sólido falta arginina com 60 mg / L canavanina (SC-arg + canavanina) para selecionar para mutantes resistentes canavanina. Prepara-se uma solução que é 0,67% de bacto-levedura base de azoto sem aminoácidos, 2% de glucose, 0,2% de mistura de suplemento completo sem arginina (mistura deleção), e 2% de bacto-agar 19. Autoclave e arrefecer antes de se adicionar canavanina de uma solução de estoque de 20 mg / ml (filtro-esterilizado, armazenada a 4 ° C) 19. <ol><li> Adicione meio completo sintético sólido contendo ácido 5-fluoroorï¿½ico (5-FOA). Prepare 500ml de uma solução que é 1,34% de bacto-levedura base de azoto sem aminoácidos, 4% de glucose, 0,4% de suplemento de mistura completa, e 0,2% de 5-FOA e esterilizar-filtro 19. Autoclave a 500 ml de uma solução de bacto-agar de 4%, brevemente fresco e, em seguida misturar com a solução nutritiva esterilizada por filtração de 500 ml. Use a mídia alternativa apropriada para outros ensaios de mutação. </li></ol></li><li> Para a marcação de biotina, fazer 500 ml de 1x solução salina tamponada com fosfato (PBS) contendo 137 mM de cloreto de sódio, cloreto de potássio 2,7 mM, 10,14 mM de fosfato de sódio dibásico, e 1,77 mM de fosfato dibásico de potássio, pH 8 Armazenar a 4 ° C e em manter gelo durante o uso. </li><li> Faça um novo estoque biotina 5 mM em estéril, água ultrapura. </li><li> Para saciar a rotulagem biotina, fazer 500 ml de 1x PBS, 100 mM de glicina. Armazenar a 4 ° C e manter em gelo durante o uso. </li><li> Dependendo do número de células utilizadas e a duração da experiência, fazer 1-2 L de tampão de rotulagem talão contendo 1x PBS, EDTA 2 mM, 0,5% bovialbumina sérica ne. Filtro de esterilizar e tampão de-gás. Armazenar a 4 ° C e manter em gelo durante o uso. </li><li> Prepara-se uma solução de 0,4% de azul de tripano em 1x PBS, filtro de esterilizar, e armazenamento à temperatura ambiente para utilização na medição da viabilidade celular. </li><li> Alíquotas pequenas volumes (~ 100 ul) de uma aglutinina de gérmen de trigo (WGA) conjugado fluorescente para armazenar a -20 ° C em folha enrolado (ou opacas) tubos de microcentrífuga para utilização na determinação da idade das células. </li></ol> 2 Determinação da taxa de mutação e Freqüência <ol><li> Estabelecer uma taxa de mutação de base por geração de células por meio de testes de flutuação para as células cultivadas em condições de cultura padrão. Grow sete a onze replicar 1 ml de uma cultura inicial de densidade 1,000-5,000 células / ml de fase estacionária precoce (~ 10 8 células / ml). <ol><li> Para cada cultura replicar, diluir as células 1: 2000 e espalhou 1-4 uL em meio não selectivo (YPD) determinar--unidades formadoras de colónias / ml. Pellet restantes células em ~ 2.400 xg durante 1 min numa microcentrífuga e ressuspender em 100 mL de água para se espalhar para o meio selectivo para identificar mutantes. Incubar as placas durante três dias a 30 ° C antes da contagem de colónias (ajustar o tempo de incubação conforme necessário com base na taxa de crescimento de células). </li><li> Determinar o número de mutações independentes (m) que ocorreram no estudo com base no número de colónias mutantes (r) obtidos em meio selectivo. Use o estimador mediana Lea-Coulson para encontrar m substituindo o número médio de colónias mutantes para r na fórmula abaixo de 9. Em seguida, substitui os valores para m até que o lado esquerdo da equação é virtualmente zero. <img alt="Equação 1" fo:content-width="1in" src="/files/ftp_upload/51850/51850eq1.jpg" /></li><li> Para determinar a taxa de mutação, em primeiro lugar calcular a média do número de células viáveis, distribuídos para o meio selectivo por multiplicação da média--unidades formadoras de colónias / ml das culturas réplica e o volumeda cultura na propagação ml para o meio selectivo. Dividir o valor m do passo 2.1.2 por este número médio de células viáveis ​​para se obter a taxa de mutação, por geração celular. </li></ol></li><li> Individualmente calcular o número de células viáveis, distribuídos para o meio selectivo para cada cultura de replicação de um ensaio tal como descrito no passo 2.1.3. Dividir o número de colónias mutantes (r) obtidos por cultura de um ao número de células viáveis, distribuídos para o meio selectivo para obter a frequência de mutação. Use a média ou a mediana das frequências de mutação individuais das culturas réplica na etapa 2.1 como uma freqüência de mutações de base. </li><li> Faça medições de frequência antes e depois de células de rotulagem biotina (passos 3.2 e 3.4) para determinar se os resultados da etapa de rotulagem em qualquer alteração na frequência de mutações que precisam ser considerados ao testar para mudanças específicas por idade no acúmulo de mutação. </li></ol> 3. Biotina Labeling <ol><li> Streak S. cerevisiae a partir de um stock de glicerol a -80 ° C em meio YPD e incubar a 30 ° C durante 1-3 dias. </li><li> Usando uma pipeta estéril, as células de transferência da placa raia de 1 ml (ou mais) de manutenção de água em mente que 1-1,5 cm de uma parte densamente cultivadas da raia vai dar aproximadamente 10 8 células. Determinar a densidade celular exacta usando um hemocitómetro. </li><li> Rotular 10 8 células por estirpe (ou condição de tratamento) por ponto de coleta em que a freqüência de mutações será determinada ou um tamanho de população suficiente para obter pelo menos 5-10 colónias mutantes por amostragem em meio seletivo (com base na freqüência de mutação do passo 2.2). Incluir um adicional de 10 8 células para quantificações por tensão / condição. </li><li> Marcador de biotina de acordo com o procedimento padrão a partir do fabricante, excepto o uso de um reagente de biotina estoque 5 mM e agitar suavemente durante a incubação. Rotação por 5 min a 4 ° C a 3000 xg durante todos os passos de centrifugação, sesde girando a temperaturas superiores a 4 ° C pode levar ao aumento da perda de células. Após a lavagem final, suspender as células a uma concentração de 10 8 marcadas células / ml em água. </li><li> Verificar a viabilidade das células utilizando uma coloração com azul de tripano. Dilui-se 10 ul de células com 23 ul de água e 67 ul de 0,4% de azul de tripano em PBS 1x. Incubar durante pelo menos 40 minutos à temperatura ambiente antes de marcar células vivas (não coradas) e mortos (manchadas) utilizando um hemocitômetro. </li><li> Meça os valores de base para a instabilidade do genoma, idade celular, e outras características relevantes (ver secções 5, 6 e 7). </li><li> Transferir as células marcadas com biotina para 20 ml de meio YPD 10 por 8 células em um balão de Erlenmeyer (cerca de 5 x 10 6 células / ml). Crescer a cultura (s) de 16-18 horas a 20 ° C para uma densidade aproximada de 10 células / ml 8 (4-5 gerações de células), mas não permitem que as células para alcançar a fase estacionária. Usar um tempo de incubação mais curto para o crescimento a 30 ° C. Mantenha marcada com biotina cells, a 4 ° C durante várias horas antes da adição ao meio, se necessário, para optimizar o tempo do período de crescimento e colheita. </li></ol> 4 Bead Rotulagem e classificação Magnetic <ol><li> Após a fase de crescimento, dilui-se uma alíquota de cultura para determinar a densidade de células utilizando um hemocitómetro. Células por centrifugação durante 5 min a 4 ° C a 3.000 x g. Decantar o sobrenadante. </li><li> Lave as células em vortex para suspender o pellet em 30 ml de tampão de rotulagem talão, em seguida, centrifugar e decantar o sobrenadante como na seção 4.1. Repita lavagem. </li><li> Totalmente células ressuspender em tampão rotulagem talão 50 ul por 10 8 células totais em vórtice. Adicionar 2 mL esferas magnéticas por 10 8 total de células e do vortex brevemente para misturar. Incubar em gelo por 10 min, invertendo periodicamente para misturar (modificado a partir de um protocolo on-line em <a href="http://www.sysbio.org/dataresources/usermanual031113.pdf">http://www.sysbio.org/dataresources/usermanual031113.pdf &lt;</a>/ A&gt;). </li><li> Lave as células três vezes com 30 ml de tampão de rotulagem talão. </li><li> Adicionar 0,5 ml de tampão de rotulagem talão por 10 8 células totais e brevemente vortex pellet em configuração média apenas até que as células são suspensas. Derrame através de um filtro de células 40 um para um tubo de 50 mL para remover quaisquer aglomerados de células restantes. Se necessário, deixar as células em gelo durante 1-2 horas antes do carregamento na coluna. </li><li> Siga o protocolo recomendado pelo fabricante para as colunas magnéticas para ligar, lavar, e eluir as células mãe com rótulo de contas magnéticas. Para aumentar a recuperação de células marcadas, utilizar, pelo menos, uma coluna por 2 x 10 9 células totais. <ol><li> Remova todas as bolhas que ocorrem durante o carregamento de colunas, como eles vão bloquear o fluxo. Remover e substituir a coluna no separador entre lavagens para evitar que as células fiquem presos entre as esferas (modificado a partir de um protocolo on-line em <a href="http://www.sysbio.org/dataresources/usermanual031113.pdf">http://www.sysbio.org/dataresources/user</a>manual031113.pdf). </li><li> Salvo fluir através de ligação e de lavagem passos para analisar células jovens produzidos pelas células-mãe, se desejado. Concentra-se as células tal como descrito no passo 4.7. </li><li> Utilize separadores várias colunas para o processamento de várias amostras ao mesmo tempo. Eluir várias colunas da mesma amostra no mesmo tubo de recolha para reduzir o tempo de manipulação e reduzir a perda de células. </li></ol></li><li> Concentra-se as células mãe eluídas por centrifugação a 3000 xg durante 5 min a 4 ° C. Aspirar todo mas 1 ml de tampão por 10 8 células marcadas com biotina originais. Vortex brevemente a suspender as células em tampão restante. </li><li> Dilui-se uma alíquota de células e corar com azul de tripano para determinar a densidade das células e a viabilidade das células utilizando um hemocitómetro (ver passo 3.5). Calcula-se o número total de células recuperado. <ol><li> Se o número de células é substancialmente maior do que o esperado, fazer passar a amostra de eluição através de uma outra coluna para tentar remover a contaminação de células jovens.Se o número de células é substancialmente menor do que o esperado, passar o fluxo salvos, mediante a amostra através de outra coluna para tentar melhorar o rendimento das células-mãe. </li></ol></li><li> Use células para análises posteriores, conforme descrito nas seções 5 e 6 Alternativamente, as células crescem em caldo YPD de novo para aumentar sua idade replicativo (passo 3.7) e siga pela rotulagem talão e triagem (passos 4.1-4.8.1), sem a necessário repetir a rotulagem biotina. </li></ol> 5 Determinação da Idade replicativa <ol><li> Gire as células durante 2 min a 5000 xg à temperatura ambiente para todas as etapas nesta seção. Colocar 25 mL de células recuperadas (8 ~ 10 células / ml) para um tubo de centrífuga de 1,5 ml e lava-se duas vezes com 1 ml de PBS 1x. Aspirar o sobrenadante. <ol><li> Descongelar uma alíquota de WGA-conjugado, vortex para misturar, e girar rapidamente para eliminar os agregados de proteína. Suspender as células em 180 ul de 1x PBS e 20 ul de WGA conjugados com uma molécula fluorescente para rotular bud cicatrizes na superfície de thcélulas e. Cobrir o tubo de centrífuga de 1,5 ml, com tiras e incubar com agitação suave a 30 ° C durante 30 min. </li><li> Lavar três vezes com 1 ml de PBS 1X. </li></ol></li><li> Para a microscopia de fluorescência, as lâminas de rótulo e montar o protocolo habitual utilizando um agente anti-desbotamento. Totalmente curar lâminas no escuro (até poucos dias) antes de lamela de vedação para evitar o movimento celular durante o exame. Contagem de cicatrizes broto em pelo menos 50 células por amostra para obter uma medida representativa da idade da célula. Armazenar os slides para até um mês para ver broto cicatrizes, se necessário. <ol><li> Alternativamente, a determinação da intensidade do sinal fluorescente a partir do conjugado de WGA-efectuando citometria de fluxo em células em suspensão em 1 ml de 1x PBS após o passo 5.1.2. Use um laser de excitação 405 nm e 530/30 nm filtro de emissão com um filtro de passe longo de 505 nm para WGA-Alexa 488 Incluir um controle sem mácula para cada ponto de coleta. </li></ol></li><li> Gráfico bud cicatrizes em células jovens e células envelhecidas contados por microscopia noeixo Y contra a média geométrica normalizada (média geométrica corados / não corados média geométrica) da fluorescência WGA-conjugado do as mesmas populações de células no eixo-x. Obter a equação de uma linha de tendência linear para este relacionamento. Para as experiências ulteriores, substituir o meio geométrico normalizado de WGA-conjugado de intensidade de fluorescência de uma população de células por x na equação para resolver e y para determinar a idade média de células de uma amostra. </li></ol> 6. Mutação Frequency <ol><li> Espalhe classificados células mãe ressuspensas em tampão do passo 4.7 em meio YPD e meio selectivo, como descrito no passo 2.1.1. Use de 1 ml de células mãe para as células ressuspensas médias e rotação selectiva em 5.000 xg durante 1 min. NOTA: Espalhe volumes maiores de células diluídas em meio de YPD como células aumentam de idade para compensar o aumento do número de células não viáveis ​​e senescentes em populações idosas. <ol><li> Incubar meio YPD e placas de meio selectivoo passo 6.1, a 30 ° C durante 3 a 4 dias, respectivamente. Aumentar tempo de incubação até uma semana para as células muito antigas ou estirpes de crescimento lento. Calcular a frequência de mutação, tal como descrito na etapa 2.2. </li></ol></li></ol> 7 Cálculo Prevista Mutação de frequência para um replicativa Idade Dado <ol><li> Calcula-se o aumento médio na idade replicativa das células marcadas com biotina ao longo do experimento, subtraindo a média de idade da população inicial de células a partir da idade média das células-mãe ordenados para o tipo relevante. Use as idades de células calculadas no passo 5.2 ou o passo 5.2.2. </li><li> Multiplicar a taxa de mutação obtido no passo 2.1.3 pelo aumento da idade média das células calculadas no passo 7.1. Adicionar este valor para a frequência de mutação de linha de base para a população inicial calculada no passo 2.2 para determinar a frequência de mutação previstas para as células da idade replicativo relevante. </li></ol>

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Os autores não têm nada a revelar.

Este protocolo combina vários métodos para activar os recursos e as abordagens disponíveis em Saccharomyces cerevisiae sistema modelo para ser eficientemente aplicada ao estudo de instabilidade do genoma durante o envelhecimento celular mitótico. Uma grande variedade de ensaios para quantificar as diferentes formas de instabilidade do genoma com a seleção fenotípica poderia ser combinada com a classificação magnética para estudar possíveis mudanças específicas por idade na acumulação de formas particulares de mutações ou rearranjos cromossômicos. Enquanto as abordagens todo o genoma de seqüenciamento poderia fornecer mais informações sobre os tipos gerais das mudanças que ocorrem em um genoma com a idade, a capacidade de usar os sistemas de seleção fenotípica para obter medições da taxa de mutação e isolar preferencialmente tipos específicos de mudanças genéticas são vantagens importantes para o estudo mecanicista aspectos relacionados com a instabilidade do genoma do envelhecimento. Racionalizar a fixação da idade da célula eo potencial para fazer medições paralelas de physiologimudanças cal por fluxo de citometria fornecer meios eficientes para correlacionar a instabilidade do genoma com outras alterações celulares durante a faixas etárias específicas. Determinação das alterações, dependentes da idade potenciais nas taxas de mutações que se acumulam requer: 1) determinação das taxas de cuidado em populações de células jovens, 2) a determinação precisa da idade da célula, e 3) a capacidade para enriquecer suficientemente confiavelmente grandes populações de células mãe para medir de forma reprodutível instabilidade do genoma na velhice. Esta abordagem permite que o sistema modelo de levedura de contribuir para a definição de mecanismos subjacentes responsáveis ​​pelas alterações dependentes da idade das taxas e / ou frequências de instabilidade do genoma nas células por mitose ativos. Além disso, fatores genéticos e ambientais podem ser rapidamente avaliado por contribuições para o genoma instabilidade dependente da idade. Em última instância, essas caracterizações pode levar ao desenvolvimento de modelos que representam a maneira pela qual as mutações se acumulam durante o envelhecimento replicativo. Este método depende da capacidade para detectar mutações ou outros tipos de instabilidade do genoma através do aparecimento de fenótipos seleccionáveis ​​para medir as taxas de tais acontecimentos. No entanto, a criatividade no design de ensaio pode permitir que muitos aspectos da instabilidade do genoma a ser investigado. Por exemplo, o gene URA3 e CAN1 genes podem ser colocados em diferentes locais genómicos para testar quaisquer influências sobre a localização genómica nos resultados. Reversão de alelos específicos de genes não-funcionais para alelos de genes funcionais poderia testar determinados processos de mutação. Além disso, a introdução de vários alelos inactivos do gene de um ou flanqueando um gene com as sequências de repetição podem ser utilizados para examinar através de eventos de recombinação restauração ou perda da função do gene, respectivamente. Testes de flutuação são o método padrão para a determinação das taxas desses vários eventos de instabilidade do genoma 9. O protocolo é feito com a Lea-Coulson estimador mediana bem aceito e relativamente simples para determinar mutataxa ção para torná-lo mais acessível a diversos pesquisadores, embora o método de MSS-estimador de máxima verossimilhança é considerada a melhor abordagem para determinar as taxas de mutação 9. O estimador MSS-máxima probabilidade foi anteriormente analisado em detalhe 9, e pode ser utilizado como um método alternativo, mas requer cálculos mais sofisticados. Alternativamente, software livre para calcular as taxas de mutação com este método foi disponibilizado 22. A obtenção de medidas reprodutíveis de taxas de mutação requer atenção para alguns aspectos do design experimental, incluindo o uso de culturas réplica suficientes, inoculando culturas em densidades celulares iniciais bastante baixas que o tamanho da população aumenta em volumes de cultura apropriados 10.000 vezes ou mais, e escolher para que o todo população de células pode ser transmitida para o meio selectivo. Para o último ponto, uma fórmula anteriormente descrita pode ser utilizada para ajustar a taxa de mutação com base na fracção de cultura tested 9. Variação na taxa de crescimento das culturas pode complicar a determinação de uma taxa de mutação reprodutível, e um estimador baseado em mediana modificado que pode produzir resultados mais reprodutíveis em tais situações, tem sido recentemente descritos 23. A capacidade de medir com precisão a idade celular é outro fator que é importante para estabelecer se as frequências de instabilidade do genoma em células velhas são diferentes dos valores esperados, devido à taxa de eventos em células jovens. Foram encontradas manchas WGA ser preferível calcoflúor coloração branca, tanto em termos de flexibilidade e de fundo, uma vez que está disponível WGA conjugado com diferentes moléculas fluorescentes. Essa flexibilidade pode oferecer mais oportunidades para medições simultâneas de outras características celulares com reagentes fluorescentes. O trabalho inicial para estabelecer uma relação entre a intensidade do sinal para a coloração de WGA e o número correspondente de broto cicatrizes nas células podem, então, levar a uma maiora determinação rápida da idade da célula através de citometria de fluxo. Esta abordagem também permite a utilização de tamanhos da população maior do que seria normalmente examinadas por microscopia para melhorar a reprodutibilidade das medições. Enquanto todas as determinações de idade poderá ser feita através de exame microscópico das células, nós sentimos que a citometria de fluxo abordagem facilita a rápida triagem de fatores que influenciam genoma instabilidade dependente da idade. Além de medir a idade das células de forma fiável, a consideração deve ser dada para o número de divisões celulares de células-mãe são permitidos para sofrer com cada ronda de crescimento sucessivo e triagem de células. Use de um tamanho de populao inicial menor ou um maior volume de cultura pode permitir que as células se submeter a mais divisões celulares antes de atingir a densidade de células desejada. Por exemplo, outros pesquisadores usaram apenas duas rodadas de classificação para a obtenção de células de levedura muito antigos 16, que tem a vantagem óbvia de obtenção de células velhas com menos experimeetapas ntal. Ao estudar a possibilidade de aumentar o volume de cultura para permitir que as células para completar mais divisões celulares antes da ordenação, tenha em mente o limite do número total de células que podem ser processados ​​em uma única coluna. O uso de um volume de cultura maior pode exigir a utilização de várias colunas para ordenar uma população de células. Além disso, se as células sofrem menos ciclos de divisão celular entre os pontos tipos / colecção, então há mais oportunidades para observar desvios de freqüências de mutação esperados em momentos distintos durante a vida útil. Por exemplo, a amostragem apenas no início e final dos pontos de tempo durante a vida útil pode produzir dados que indicam um aumento constante na freqüência de mutação, mas amostragem em tempos intermédios adicionais durante a vida útil pode mostrar que a freqüência de mutação aumenta rapidamente e planaltos. No entanto, uma vez que este protocolo isola células-mãe antigas, há uma oportunidade para obter uma medida mais direta das mudanças nas taxas de mutação com a idade. Testes de flutuação poderia be realizado utilizando células-mãe de idades diferentes para determinar se a taxa de mutação serão diferentes dos obtidos utilizando a taxa de células jovens. Enquanto as culturas para estes testes de flutuação será uma mistura de células jovens e velhos à medida que crescem, quaisquer desvios taxas obtidas a partir de células jovens pode ser atribuído à utilização de uma população mais velha de partida. A capacidade de se obter de forma reprodutível uma grande população suficiente de células-mãe com idade para medir com precisão a instabilidade do genoma é essencial para o sucesso desta abordagem. Embora o protocolo descreve o uso de um sistema de triagem magnética especial para este fim, outros grupos foram classificados células mãe de levedura com sistemas alternativos 14,18 (ver Tabela de Materiais). Tais sistemas alternativos também deve trabalhar com este método, embora alguns otimização de protocolos dos fabricantes pode ser necessária. Independentemente de o sistema específico utilizado, o tamanho da população requeremdifere D em função da frequência do tipo de mutação ou rearranjo do genoma escolhidas para estudo. No mínimo, deve haver células mãe suficiente para se obter pelo menos um mutante de colónias por população para calcular uma frequência de mutação. Na prática, os resultados podem ser bastante variável, se apenas de zero a cinco colónias mutantes são esperados a partir do tamanho da população, e mesmo um pequeno aumento na dimensão da população, de modo que 5-10 colónias mutantes são esperados, pode melhorar significativamente a reprodutibilidade. Quando a identificação de uma população de biotina de partida, a eficiência de recuperação para cada tipo tem de ser tida em conta para ajudar a identificar o tamanho da população adequado necessário para medir a frequência de mutação em células-mãe de idade. Com a recuperação de 90% das células-mãe depois de cada espécie, apenas 59% da população original seria recuperado após cinco rodadas de crescimento e ordenação. Esta cai para ~ recuperação de 33% da população original, depois de cinco rodadas de crescimento e classificação se apenas 80% das células-mãe são rotulados recuperared durante cada espécie. Medir e maximizar a recuperação é crucial ao medir eventos de baixa freqüência, uma vez que duas a três vezes diminuição no tamanho da população poderia facilmente levar a números não confiáveis ​​de colónias mutantes por população. Existem inúmeras opções para expandir ou modificar este protocolo para obter uma compreensão mais ampla de instabilidade do genoma durante o envelhecimento celular mitótico. Exemplos simples incluem analisar como alterações nas funções dos genes, mudanças de mídia ou outras mudanças de condição ambiental alterar o acúmulo de mutações com a idade. As taxas de mutação de células jovens com a função do gene alterado, ou na condição apropriada seria medido e utilizado para determinar se as mutações se acumulam de forma diferente do que o previsto pelos valores da taxa e de forma diferente do que nas populações de células de controlo. Populações de células em diferentes pontos durante o envelhecimento replicativo poderá estar exposto a estressores específicos, tais como as espécies reativas de oxigênio ou de DNA agentes prejudiciais. Aexposição transitória e leve ao estresse oxidativo não alterou substancialmente a capacidade de realizar a triagem de células (Figura 3), mas as tensões severas podem dificultar a recuperação das células. Seria necessário experiências preliminares para verificar que as células-mãe podem ainda ser recuperados eficientemente depois de tensões específicas. Além disso, as características celulares de células mãe isoladas podem ser analisados ​​em detalhe, incluindo os níveis de espécies reativas de oxigênio, morfologia mitocondrial e vacuolar e outras características fisiológicas que estão associadas com o envelhecimento 3. Além disso, as células-mãe pode ser uma população de partida para um novo tratamento, ou manipulação. Como as células mãe e filha estão fisicamente separados durante o procedimento, as células filhas também ainda estão disponíveis para análise. Por exemplo, alterações nas características fisiológicas das células filhas ou a herança assimétrica de macromoléculas danificadas entre mãe e filha células de levedura <saté&gt; 24 pode ser comparado com o tempo de quaisquer mudanças interessantes em mutação frequências / taxas. Frequências de mutação de populações de células filha também pode ser obtida a fim de tentar modelar se existe herança assimétrica de mutações durante o envelhecimento replicativo. Em resumo, a combinação de enriquecimento de células-mãe por meio de triagem de células magnético com testes de flutuação permite que as vantagens da S. sistema modelo cerevisiae para ser eficientemente aplicada para investigar os mecanismos responsáveis ​​pelo acúmulo de alterações genéticas durante o envelhecimento celular mitótico.

Os microrganismos, tais como a levedura Saccharomyces cerevisiae, são excelentes modelos para investigar as taxas de mutação, mas esses modelos não foram totalmente utilizados para investigar a acumulação de mutações durante o envelhecimento das células mitóticas. Acúmulo de mutação no genoma nuclear foi levantada a hipótese de contribuir para o envelhecimento por resultando em perda progressiva da (ou variação) das funções dos genes 1. A habilidade de usar um sistema microbiano para estudar os mecanismos e consequências da acumulação de mutações durante o envelhecimento pode acelerar consideravelmente a identificação de fatores genéticos e ambientais que influenciam este processo, por causa de sistemas genéticos fáceis ea facilidade de quantificar alterações fenotípicas raras em microorganismos. Fatores de reparo de DNA e proteínas de resposta de danos ao DNA estão bem conservados em diversas espécies 2 e semelhanças fundamentais no envelhecimento do organismo foram identificadas para organismos tão diversos como S. cerevisiae umd mamíferos 3, o que torna provável que os resultados obtidos a partir de estudos em levedura serão relevantes para o envelhecimento em muitos organismos. Estudos de envelhecimento em S. cerevisiae fazer uso de dois modelos de envelhecimento que medem envelhecimento cronológico ou envelhecimento replicativo de células. Envelhecimento cronológico é caracterizada pela perda progressiva de viabilidade em populações de células de levedura, que estão num estado (fase estacionária) que não se dividem, devido ao esgotamento de nutrientes 3. O modelo de envelhecimento cronológico tem sido utilizado para demonstrar que acumulam mutações com o aumento da idade de 4 anos, uma vez que as populações de células grandes são facilmente obtidos neste modelo para executar selecções fenotípicos para células mutantes. Neste caso, a acumulação de mutação parece ser influenciada por vias de sinalização de crescimento e de stress oxidativo 5, e cada um destes factores é relevante para a compreensão do envelhecimento em eucariotas multicelulares 3. O modelo de envelhecimento replicativo explora o divisi assimétricaem entre S. mãe e filha células cerevisiae para a investigação de envelhecimento que ocorre com as sucessivas gerações de células 3. Levedura envelhecimento replicativo tem sido muitas vezes medido por meio de micromanipulação de pequenas populações de células mãe e filha, ou, mais recentemente, por meio de microscopia de vídeo de pequenas populações de células de levedura em dispositivos microfluídicos 6,7. Tamanhos populacionais limitados fazer essas abordagens pouco adequada para investigar o acúmulo de mutação durante o envelhecimento mitótico, a menos que a informação todo o genoma é obtido a partir de células individuais ou mudanças genéticas muito alta freqüência são medidos 8. Whole-seqüenciamento do genoma de células individuais fornece conjuntos de dados substanciais para a investigação de acúmulo de mutação, mas os sistemas de seleção fenotípica tem a importante vantagem de fornecer um meio de medir as taxas de mutação para estudar mecanismos de acumulação mutação subjacente. Estudos para analisar freqüências de mutação e taxas através de seleções fenotípicas em haploid cepas de leveduras durante o envelhecimento replicativo ainda não foram relatados. As taxas de mutação são comumente medido por meio de testes de flutuação 9. Os valores de frequência de mutação reflecte o número total de células contendo uma mutação na sequência de um gene de uma população. Isto inclui as células nas quais ocorrem as mutações independentes e toda a descendência destas células que simplesmente herdam as mutações pré-existentes. Em contraste, as taxas de mutação medidos por meio de testes de flutuação representam o número de mutações independentes que recentemente surgem a cada geração celular. Esses testes envolvem tipicamente a inoculação de culturas em replicado em muitos densidades celulares baixas para reduzir a probabilidade da adição de células com mutações pré-existentes em uma sequência alvo, crescendo as culturas a próxima da saturação, e a identificação de células mutantes por crescimento em meio selectivo. Os números de células mutantes identificados nas populações replicados são então utilizados em um dos diversos modelos matemáticos para estimar o número de imutações ndependent que surgiram durante crescimento de 9. Comparando o número de mutações independentes para o tamanho médio da população dá uma medida da taxa de mutação. Em S. cerevisiae, freqüências de mutação e as taxas são freqüentemente medidos utilizando os genes URA3 e CAN 1, já que a perda de função mutações nestes genes produzem fenótipos selecionáveis. A perda da função URA3 torna as células resistentes a 5-fluoroorï¿½ico ácido (5-FOA), uma vez que a proteína codificada pelo gene URA3 converte 5-FOA em uma molécula tóxica 10. A perda da função de CAN1 permite que as células se tornam resistentes à canavanina, um análogo da arginina tóxico, uma vez que a proteína codificada pelo CAN1 transporta arginina e canavanina em células 11. Ambas as estratégias de ordenação genéticos e físicos têm sido empregados com sucesso para obter maiores populações de S. células-mãe cerevisiae para facilitar as investigações do envelhecimento replicativo. Estratégias genéticas incluem abordagens inteligentes que selecionam contra a sobrevivência da célula filha em uma população. O programa de enriquecimento de mãe (MEP) envolve a indução de beta-estradiol de Cre recombinase expressão apenas em células-filhas, levando à interrupção específica e filha de dois genes essenciais que foram projetados para conter sítios loxP 12. Estirpes MEP podem ser cultivadas normalmente na ausência do indutor, mas apenas as células mãe continuarão a dividir após a indução, enquanto que as células filhas vai prender no M-fase, tipicamente, durante a sua primeira progressão através do ciclo celular 12. Embora este sistema não tem sido amplamente utilizada para estudar a acumulação de mutação durante o envelhecimento, ele tem sido utilizado para estudar a perda de heterozigosidade, uma forma relativamente frequente de instabilidade do genoma em estirpes de levedura diplóide, bem como as alterações bioquímicas nas células mãe envelhecimento 13,14. Da mesma forma, o sistema de pára-raios-filha envolve a expressão específica de filha de S. cerevigene SIAE URA3 15. Cepas Filha-de pára-raios crescem normalmente até 5-FOA é adicionado ao meio, no qual as células ponto filha expressando URA3 vai morrer, enquanto as células-mãe continuam a crescer 15. São sistemas úteis para enriquecer de células-mãe, mas eles dependem de manutenção das funções dos genes que constituem o sistema de seleção. Mutações aleatórias em um ou mais componentes do sistema de seleção pode resultar em células-filhas que escapam a seleção e proliferam de forma exponencial. Durante o desenvolvimento das cepas MEP, os tamanhos das populações adequadas estavam determinados a evitar o aparecimento de células filhas mutantes que poderia escapar a seleção de 12. No entanto, este limite no tamanho da população compromete a detecção de formas raras de instabilidade do genoma durante o envelhecimento replicativo. Esta restrição no tamanho da população pode ser parcialmente superado usando cepas de leveduras diplóides com duas cópias de cada gene contribui para o sistema de seleção, já que a maioriamutações provavelmente seria recessivo 12. No entanto, o uso de estirpes diplóides constrange os tipos de eventos mutacionais que pode ser facilmente detectado em comparação com aquelas que podem ser facilmente detectado em células de levedura haplóides. Estratégias de ordenação físicos incluem o isolamento de células-mãe com uma superfície de células marcadas a partir de células-filhas não marcados para enriquecer para grandes populações de células-mãe. A observação de que as proteínas da superfície da célula (proteínas da parede celular) de S. cerevisiae são células filhas recém-sintetizada durante a floração foi explorada para marcar as células mãe sem marcação das células filhas que produzem 16. Por exemplo, uma população inicial de células de levedura marcadas na sua superfície com biotina podem ser cultivadas e, em seguida, isolados das suas células filhas utilizando microesferas anti-biotina e de triagem magnética 16, porque as células filhas gerados pela população inicial não contêm biotina sobre a sua superfície . Crescimento de série eordenação possibilita populações progressivamente mais antigas de células-mãe a serem obtidos e analisados. Este procedimento tem sido utilizado com sucesso para examinar as mudanças na fisiologia celular e expressão gênica durante o envelhecimento replicativo de fermento 13,14,17,18. O actual método se adapta esta rotulagem biotina e técnica de triagem magnética para enriquecer células-mãe com a finalidade de medir o acúmulo de mutações potencialmente raros ou outras formas de instabilidade do genoma ensaiadas pelas seleções fenotípicas. Crescimento de série e rearranjo físico permitir a análise da acumulação de mutações em células mãe progressivamente mais velhos, bem como em suas populações de células-filhas. Determinação das taxas de mutação por geração permite uma freqüência de mutação previsto para ser calculado para células-mãe que tenham sido submetidos a um determinado número de divisões celulares. Como os valores de frequência previstos são baseados no aumento esperado devido a rodadas adicionais de divisão celular, desvios substanciais nos Mutati observadosem frequências em comparação com os valores previstos fornecem evidências de mudanças específicas por idade na taxa de mutações que se acumulam. Usando este protocolo, coloração fluorescente de cicatrizes broto que correspondem a locais de divisões celulares em células-mãe, juntamente com a análise por citometria de fluxo pode ser usado para determinar rapidamente a distribuição etária da população ordenados e não ordenados. Os reagentes fluorescentes adicionais, tais como os utilizados para a detecção de espécies reactivas de oxigénio, podem também ser utilizados durante este protocolo. No geral, este protocolo permite a análise eficiente de alterações dependentes da idade em instabilidade do genoma com o potencial de correlação para celulares alterações fisiológicas relacionadas à idade em um organismo modelo bem adequado para estudar os fatores genéticos e ambientais que influenciam a instabilidade do genoma relacionadas com o envelhecimento.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="802">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:108px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:359px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">EZ-Link Sulfo-NHS-LC-Biotin</td>
			<td style="width:108px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">21335</td>
			<td style="width:359px;">100mg</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Anti-Biotin Microbeads</td>
			<td style="width:108px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-090-485</td>
			<td style="width:359px;">2ml MicroBeads conjugated to monoclonal mouse anti-biotin antibodies (isotype: mouse IgG1)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">MACS LS columns</td>
			<td style="width:108px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-042-401</td>
			<td style="width:359px;">25 columns suitable for QuadroMACS separator</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">QuadroMACS separator</td>
			<td style="width:108px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-090-976</td>
			<td style="width:359px;">Separator Only</td>
		</tr>
		<tr height="126">
			<td height="126" style="height:126px;width:216px;">QuadroMACS Starting Kit</td>
			<td style="width:108px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:119px;">130-091-051</td>
			<td style="width:359px;">Includes:&#160; QuadroMACS Separator (130-090-976), MACS MultiStand (130-042-303), LS Columns (130-042-401), MACS 15ml Tube Rack (130-091-052), One 2ml unit of MACS MicroBeads. Note: Alternative systems include Dynabeads Biotin Binder and MagnaBind Magnetic Beads</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">BD Falcon Cell Strainer, 40 &#181;m</td>
			<td style="width:108px;">BD Biosciences</td>
			<td style="width:119px;">352340</td>
			<td style="width:359px;">40 &#181;m for use with BD Falcon 50 ml Conical Tubes.&#160; 50 per pack</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Trypan Blue</td>
			<td style="width:108px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">T6146</td>
			<td style="width:359px;">Powder, filtering after dissolving important to remove particulates</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Wheat germ agglutinin Alexa Fluor488</td>
			<td style="width:108px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">W11261</td>
			<td style="width:359px;">Conjugates with different excitation/emission spectra could also be used</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">ProLong Gold antifade reagent</td>
			<td style="width:108px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">P36930</td>
			<td>10 ml, other antifade reagents could also be used</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

combining magnetic sorting of mother cells and fluctuation tests to analyze genome instability during mitotic cell aging in saccharomyces cerevisiae

Saccharomyces cerevisiae tem sido um excelente sistema modelo para estudar mecanismos e consequências da instabilidade do genoma. As informações obtidas a partir deste modelo de levedura é relevante para muitos organismos, incluindo os seres humanos, uma vez que fatores de reparo de DNA e resposta a danos do DNA são bem conservada entre espécies diversas. No entanto, S. cerevisiae ainda não foi usado para resolver completamente se a taxa de acumulação de mutações alterações com o aumento da replicação (mitose) idade devido a limitações técnicas. Por exemplo, as medidas de levedura vida replicativo através de micromanipulação envolvem populações muito pequenas de células, que proíbem a detecção de mutações raras. Métodos genéticos para enriquecer de células-mãe em populações de induzir a morte de células-filhas têm sido desenvolvidos, mas os tamanhos das populações ainda são limitados pela frequência com que mutações aleatórias que comprometem os sistemas de seleção ocorrer. O protocolo atual aproveita sorti magnéticang de células mãe de levedura rotulada de superfície para obter grandes populações suficientes de envelhecimento de células-mãe para quantificar mutações raras através de seleções fenotípicas. As taxas de mutação, medidos por meio de testes de flutuação e frequências de mutação são, primeiro, para as células jovens e usado para prever a freqüência de mutações em células-mãe de várias idades replicadoras. Frequências de mutação são então determinados para células mãe ordenadas, e a idade das células-mãe é determinada por citometria de fluxo por coloração com um reagente fluorescente que detecta cicatrizes gemas formadas nas suas superfícies celulares durante a divisão celular. Comparação das frequências de mutação previstos com base no número de divisões celulares para as freqüências observados experimentalmente para células-mãe de uma determinada idade replicativo pode identificar se há mudanças relacionadas à idade na taxa de mutações que se acumulam. Variações deste protocolo básico de fornecer os meios para investigar a influência das alterações nas funções de genes específicos oucondições ambientais específicas sobre o acúmulo de mutação para abordar os mecanismos de instabilidade do genoma subjacente durante o envelhecimento replicativo.

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Combining Magnetic Sorting of Mother Cells and Fluctuation Tests to Analyze Genome Instability During Mitotic Cell Aging in Saccharomyces cerevisiae

As taxas de mutação em células de Saccharomyces cerevisiae jovens medidos por meio de testes de flutuação são usados ​​para prever frequências de mutação para células-mãe de diferentes idades replicadoras. Separação magnética e citometria de fluxo são usados ​​para medir freqüências de mutação reais e idade das células-mãe para identificar eventuais desvios de freqüências de mutação previstos.

Combinando Sorting magnética de células mãe e testes de flutuação para Analisar Genoma Instabilidade Durante Mitotic envelhecimento celular em<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em

Saccharomyces cerevisiae has been an excellent model system for examining mechanisms and consequences of genome instability. Information gained from this ...

combining-magnetic-sorting-mother-cells-fluctuation-tests-to-analyze

Research

JoVE Journal

Biology

Combining Magnetic Sorting of Mother Cells and Fluctuation Tests to Analyze Genome Instability During Mitotic Cell Aging in Saccharomyces cerevisiae

12.4K visualizações.  Rensselaer Polytechnic Institute.  As taxas de mutação em células de Saccharomyces cerevisiae jovens medidos por meio de testes de flutuação são usados ​​para prever frequências de mutação para células-mãe de diferentes idades replicadoras. Separação magnética e citometria de fluxo são usados ​​para medir freqüências de mutação reais e idade das células-mãe para identificar eventuais desvios de freqüências de mutação previstos. 

Vídeo: Combining Magnetic Sorting of Mother Cells and Fluctuation Tests to Analyze Genome Instability During Mitotic Cell Aging in Saccharomyces cerevisiae

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae exists in either a haploid or diploid state. The ability to combine alleles from two haploids and the ability to introduce modifications to the genome requires the production and dissection of asci. Asci production from haploid cells begins with the mating of two yeast haploid strains with compatible mating types to produce a diploid strain. This can be accomplished in a number of ways either on solid medium or in liquid. It is advantageous to select for the diploids in medium that selectively promotes their growth compared to either of the haploid strains. The diploids are then allowed to sporulate on nutrient-poor medium to form asci, a bundle of four haploid daughter cells resulting from meiotic reproduction of the diploid. A mixture of vegetative cells and asci is then treated with the enzyme zymolyase to digest away the membrane sac surrounding the ascospores of the asci. Using micromanipulation with a microneedle under a dissection microscope one can pick up individual asci and separate and relocate the four ascopores. Dissected asci are grown for several days and tested for the markers or alleles of interest by replica plating onto appropriate selective media.

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Micromanipulation of yeast cells is needed for meiotic genetic analysis or to select diploid zygotes. These micromanipulations are carried out using the microneedle of a dissection microscope. The microneedle is used to relocate cells and is controlled by a micromanipulator which are available with various degrees of automation.

Dissecção da Saccharomyces cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae ...

Biologia

Quantitative Phosphoproteomics in Fatty Acid Stimulated Saccharomyces cerevisiae

This protocol describes the growth and stimulation, with the fatty acid oleate, of isotopically heavy and light S. cerevisiae cells. Cells are ground using a cryolysis procedure in a ball mill grinder and the resulting grindate brought into solution by urea solubilization. This procedure allows for the lysis of the cells in a metabolically inactive state, preserving phosphorylation and preventing reorientation of the phosphoproteome during cell lysis.  Following reduction, alkylation, trypsin digestion of the proteins, the samples are desalted on C18 columns and the sample complexity reduced by fractionation using hydrophilic interaction chromatography (HILIC). HILIC columns preferentially retain hydrophilic molecules which is well suited for phosphoproteomics.  Phosphorylated peptides tend to elute later in the chromatographic profile than the non phosphorylated counterparts. After fractionation, phosphopeptides are enriched using immobilized metal chromatography, which relies on charge-based affinities for phosphopeptide enrichment. At the end of this procedure the samples are ready to be quantitatively analyzed by mass spectrometry.

Quantitative Phosphoproteomics in Fatty Acid Stimulated Saccharomyces cerevisiae

Description of a quantitative phosphorylation procedure using cryolysis, urea solubilziation, HILIC fractionation and IMAC enrichment of phosphorylated peptides.

Phosphoproteomics quantitativa em ácidos graxos estimulada Saccharomyces cerevisiae</em

This protocol describes the growth and stimulation, with the fatty acid oleate, of isotopically heavy and light S. cerevisiae cells. Cells are ground ...

Microarray Analysis for Saccharomyces cerevisiae

In this protocol, gene expression in yeast (Saccharomyces cerevisiae) is changed after exposure to oxidative stress induced by the addition of hydrogen peroxide (H2O2), an oxidizing agent. In the experiment, yeast is grown for 48 hours in 1/2X YPD broth containing 3X glucose. The culture is split into a control and treated group. The experiment culture is treated with 0.5 mM H2O2 in Hanks Buffered Saline (HBSS) for 1 hour. The control culture is treated with HBSS only. Total RNA is extracted from both cultures and is converted to a biotin-labeled cRNA product through a multistep process. The final synthesis product is taken back to the UVM Microarray Core Facility and hybridized to the Affymetrix yeast GeneChips. The resulting gene expression data are uploaded into bioinformatics data analysis software.

Microarray Analysis for Saccharomyces cerevisiae

In this protocol, gene expression in yeast (Saccharomyces cerevisiae) is changed after exposure to oxidative stress induced by the addition of hydrogen peroxide (H2O2), an oxidizing agent.

Microarray Analysis for Saccharomyces cerevisiae</em

In this protocol, gene expression in yeast (Saccharomyces cerevisiae) is changed after exposure to oxidative stress induced by the addition of hydrogen ...

Lipid Vesicle-mediated Affinity Chromatography using Magnetic Activated Cell Sorting (LIMACS): a Novel Method to Analyze Protein-lipid Interaction

The analysis of lipid protein interaction is difficult because lipids are embedded in cell membranes and therefore, inaccessible to most purification procedures. As an alternative, lipids can be coated on flat surfaces as used for lipid ELISA and Plasmon resonance spectroscopy. However, surface coating lipids do not form microdomain structures, which may be important for the lipid binding properties. Further, these methods do not allow for the purification of larger amounts of proteins binding to their target lipids.
 To overcome these limitations of testing lipid protein interaction and to purify lipid binding proteins we developed a novel method termed lipid vesicle-mediated affinity chromatography using magnetic-activated cell sorting (LIMACS). In this method, lipid vesicles are prepared with the target lipid and phosphatidylserine as the anchor lipid for Annexin V MACS. Phosphatidylserine is a ubiquitous cell membrane phospholipid that shows high affinity to the protein Annexin V. Using magnetic beads conjugated to Annexin V the phosphatidylserine-containing lipid vesicles will bind to the magnetic beads. When the lipid vesicles are incubated with a cell lysate the protein binding to the target lipid will also be bound to the beads and can be co-purified using MACS. This method can also be used to test if recombinant proteins reconstitute a protein complex binding to the target lipid. 
 We have used this method to show the interaction of atypical PKC (aPKC) with the sphingolipid ceramide and to co-purify prostate apoptosis response 4 (PAR-4), a protein binding to ceramide-associated aPKC. We have also used this method for the reconstitution of a ceramide-associated complex of recombinant aPKC with the cell polarity-related proteins Par6 and Cdc42. Since lipid vesicles can be prepared with a variety of sphingo- or phospholipids, LIMACS offers a versatile test for lipid-protein interaction in a lipid environment that resembles closely that of the cell membrane. Additional lipid protein complexes can be identified using proteomics analysis of lipid binding protein co-purified with the lipid vesicles.

Lipid Vesicle-mediated Affinity Chromatography using Magnetic Activated Cell Sorting LIMACS: a Novel Method to Analyze Protein-lipid Interaction

To test the interaction of a protein with its target lipid we used MACS and Annexin V-conjugated magnetic beads and lipid vesicles synthesized from the target lipid and Annexin V-binding phosphatidylserine. Proteins bound to the target lipid are co-purified and analyzed after elution from the beads.

Cromatografia de afinidade lipídica mediada por vesículas com separação de células Magnetic Ativado (LIMACS): um novo método para analisar proteínas lipídios Interação

The analysis of lipid protein interaction is difficult because lipids are embedded in cell membranes and therefore, inaccessible to most purification ...

Studying Age-dependent Genomic Instability using the S. cerevisiae Chronological Lifespan Model

Studies using the Saccharomyces cerevisiae aging model have uncovered life span regulatory pathways that are partially conserved in higher eukaryotes1-2. The simplicity and power of the yeast aging model can also be explored to study DNA damage and genome maintenance as well as their contributions to diseases during aging. Here, we describe a system to study age-dependent DNA mutations, including base substitutions, frame-shift mutations, gross chromosomal rearrangements, and homologous/homeologous recombination, as well as nuclear DNA repair activity by combining the yeast chronological life span with simple DNA damage and mutation assays. The methods described here should facilitate the identification of genes/pathways that regulate genomic instability and the mechanisms that underlie age-dependent DNA mutations and cancer in mammals.

Studying Age-dependent Genomic Instability using the S. cerevisiae Chronological Lifespan Model

Here we describe a set of DNA mutation assays that can be combined with the yeast chronological life span model to study the genes/pathways that regulate or contribute to genomic DNA instability during aging.

Estudando Idade-dependente Instabilidade Genômica usando o S. cerevisiae Modelo Lifespan cronológica

Studies using the Saccharomyces cerevisiae aging model have uncovered life span regulatory pathways that are partially conserved in higher eukaryotes1-2. ...

Visualization and Analysis of mRNA Molecules Using Fluorescence In Situ Hybridization in Saccharomyces cerevisiae

The Fluorescence in situ Hybridization (FISH) method allows one to detect nucleic acids in the native cellular environment. Here we provide a protocol for using FISH to quantify the number of mRNAs in single yeast cells. Cells can be grown in any condition of interest and then fixed and made permeable. Subsequently, multiple single-stranded deoxyoligonucleotides conjugated to fluorescent dyes are used to label and visualize mRNAs. Diffraction-limited fluorescence from single mRNA molecules is quantified using a spot-detection algorithm to identify and count the number of mRNAs per cell. While the more standard quantification methods of northern blots, RT-PCR and gene expression microarrays provide information on average mRNAs in the bulk population, FISH facilitates both the counting and localization of these mRNAs in single cells at single-molecule resolution.

Visualization and Analysis of mRNA Molecules Using Fluorescence In Situ Hybridization in Saccharomyces cerevisiae

This protocol describes an experimental procedure for performing Fluorescence in situ Hybridization (FISH) for counting mRNAs in single cells at single-molecule resolution.

Visualização e análise de moléculas de mRNA Usando Fluorescência<em&gt; In Situ</em&gt; A hibridação em<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em

The Fluorescence in situ Hybridization (FISH) method allows one to detect nucleic acids in the native cellular environment. Here we provide a protocol for ...

Coupled Assays for Monitoring Protein Refolding in Saccharomyces cerevisiae

Proteostasis, defined as the combined processes of protein folding/biogenesis, refolding/repair, and degradation, is a delicate cellular balance that must be maintained to avoid deleterious consequences 1. External or internal factors that disrupt this balance can lead to protein aggregation, toxicity and cell death. In humans this is a major contributing factor to the symptoms associated with neurodegenerative disorders such as Huntington's, Parkinson's, and Alzheimer's diseases 10. It is therefore essential that the proteins involved in maintenance of proteostasis be identified in order to develop treatments for these debilitating diseases. This article describes techniques for monitoring in vivo protein folding at near-real time resolution using the model protein firefly luciferase fused to green fluorescent protein (FFL-GFP). FFL-GFP is a unique model chimeric protein as the FFL moiety is extremely sensitive to stress-induced misfolding and aggregation, which inactivates the enzyme 12. Luciferase activity is monitored using an enzymatic assay, and the GFP moiety provides a method of visualizing soluble or aggregated FFL using automated microscopy. These coupled methods incorporate two parallel and technically independent approaches to analyze both refolding and functional reactivation of an enzyme after stress. Activity recovery can be directly correlated with kinetics of disaggregation and re-solubilization to better understand how protein quality control factors such as protein chaperones collaborate to perform these functions. In addition, gene deletions or mutations can be used to test contributions of specific proteins or protein subunits to this process. In this article we examine the contributions of the protein disaggregase Hsp104 13, known to partner with the Hsp40/70/nucleotide exchange factor (NEF) refolding system 5, to protein refolding to validate this approach.

Coupled Assays for Monitoring Protein Refolding in Saccharomyces cerevisiae

This article describes the use of a firefly luciferase-GFP fusion protein to investigate in vivo protein folding in Saccharomyces cerevisiae. Using this reagent, refolding of a model heat-denatured protein can be monitored simultaneously by fluorescence microscopy and an enzymatic assay to probe the roles of proteostasis network components in protein quality control.

Ensaios para Monitoramento juntamente redobramento de proteínas em<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em

Proteostasis, defined as the combined processes of protein folding/biogenesis, refolding/repair, and degradation, is a delicate cellular balance that must ...

Rapid Identification of Chemical Genetic Interactions in Saccharomyces cerevisiae

Determining the mode of action of bioactive chemicals is of interest to a broad range of academic, pharmaceutical, and industrial scientists. Saccharomyces cerevisiae, or budding yeast, is a model eukaryote for which a complete collection of ~6,000 gene deletion mutants and hypomorphic essential gene mutants are commercially available. These collections of mutants can be used to systematically detect chemical-gene interactions, i.e. genes necessary to tolerate a chemical. This information, in turn, reports on the likely mode of action of the compound. Here we describe a protocol for the rapid identification of chemical-genetic interactions in budding yeast. We demonstrate the method using the chemotherapeutic agent 5-fluorouracil (5-FU), which has a well-defined mechanism of action. Our results show that the nuclear TRAMP RNA exosome and DNA repair enzymes are needed for proliferation in the presence of 5-FU, which is consistent with previous microarray based bar-coding chemical genetic approaches and the knowledge that 5-FU adversely affects both RNA and DNA metabolism. The required validation protocols of these high-throughput screens are also described.

Rapid Identification of Chemical Genetic Interactions in Saccharomyces cerevisiae

Here we present a cost-effective method for defining chemical-genetic interactions in budding yeast. The approach is built on fundamental techniques in yeast molecular biology and is well suited for the mechanistic interrogation of small to medium collections of chemicals and other media environments.

Identificação rápida de químicos Genéticos Interações em<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em

Determining the mode of action of bioactive chemicals is of interest to a broad range of academic, pharmaceutical, and industrial scientists. ...

Directed Evolution Method in Saccharomyces cerevisiae: Mutant Library Creation and Screening

Directed evolution in Saccharomyces cerevisiae offers many attractive advantages when designing enzymes for biotechnological applications, a process that involves the construction, cloning and expression of mutant libraries, coupled to high frequency homologous DNA recombination in vivo. Here, we present a protocol to create and screen mutant libraries in yeast based on the example of a fungal aryl-alcohol oxidase (AAO) to enhance its total activity. Two protein segments were subjected to focused-directed evolution by random mutagenesis and in vivo DNA recombination. Overhangs of ~50 bp flanking each segment allowed the correct reassembly of the AAO-fusion gene in a linearized vector giving rise to a full autonomously replicating plasmid. Mutant libraries enriched with functional AAO variants were screened in S. cerevisiae supernatants with a sensitive high-throughput assay based on the Fenton reaction. The general process of library construction in S. cerevisiae described here can be readily applied to evolve many other eukaryotic genes, avoiding extra PCR reactions, in vitro DNA recombination and ligation steps.

Directed Evolution Method in Saccharomyces cerevisiae: Mutant Library Creation and Screening

We present a detailed protocol to construct and screen mutant libraries for directed evolution campaigns in Saccharomyces cerevisiae.

Dirigido Método Evolução<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em&gt;: Mutant Biblioteca Criação e Triagem

Directed evolution in Saccharomyces cerevisiae offers many attractive advantages when designing enzymes for biotechnological applications, a process that ...

Cycloheximide Chase Analysis of Protein Degradation in Saccharomyces cerevisiae

Regulation of protein abundance is crucial to virtually every cellular process. Protein abundance reflects the integration of the rates of protein synthesis and protein degradation. Many assays reporting on protein abundance (e.g., single-time point western blotting, flow cytometry, fluorescence microscopy, or growth-based reporter assays) do not allow discrimination of the relative effects of translation and proteolysis on protein levels. This article describes the use of cycloheximide chase followed by western blotting to specifically analyze protein degradation in the model unicellular eukaryote, Saccharomyces cerevisiae (budding yeast). In this procedure, yeast cells are incubated in the presence of the translational inhibitor cycloheximide. Aliquots of cells are collected immediately after and at specific time points following addition of cycloheximide. Cells are lysed, and the lysates are separated by polyacrylamide gel electrophoresis for western blot analysis of protein abundance at each time point. The cycloheximide chase procedure permits visualization of the degradation kinetics of the steady state population of a variety of cellular proteins. The procedure may be used to investigate the genetic requirements for and environmental influences on protein degradation.

Cycloheximide Chase Analysis of Protein Degradation in Saccharomyces cerevisiae

Protein abundance reflects the rates of both protein synthesis and protein degradation. This article describes the use of cycloheximide chase followed by western blotting to analyze protein degradation in the model unicellular eukaryote, Saccharomyces cerevisiae (budding yeast).